Artykuł metodologiczny

Standardowa procedura operacyjna nadzoru populacji nietoperzy na Tajwanie pod kątem wirusa Lyssa

DOI:

10.3791/59421

⸱

27 sierpnia 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Animal Health Research Institute, Council of Agriculture, Executive Yuan, 2Institute of Ecology and Evolutionary Biology, National Taiwan University, 3Bat Conservation Society of Taipei

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół wprowadza standardową procedurę laboratoryjną do testowania diagnostycznego antygenów wirusa lyssa u nietoperzy na Tajwanie.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wirusy z rodzaju Lyssavirus są patogenami odzwierzęcymi, a co najmniej siedem gatunków lyssawirusów jest związanych z ludzkimi przypadkami. Ponieważ nietoperze są naturalnymi rezerwuarami większości lyssawirusów, od 2008 roku na Tajwanie prowadzony jest program nadzoru nad nietoperzami lyssawirusem, aby zrozumieć ekologię tych wirusów u nietoperzy. W ramach tego programu pozarządowe organizacje zajmujące się ochroną nietoperzy i lokalne centra kontroli chorób zwierzęcych współpracowały w celu zbierania martwych nietoperzy lub nietoperzy umierających z osłabienia lub choroby. Tkanki mózgowe nietoperzy uzyskano w procesie sekcji zwłok i poddano bezpośredniemu testowi fluorescencyjnemu na przeciwciała (FAT) oraz reakcji łańcuchowej polimerazy z odwrotną transkrypcją (RT-PCR) w celu wykrycia antygenów wirusa lizy i kwasów nukleinowych. W przypadku FAT zaleca się co najmniej dwa różne koniugaty rozpoznające wściekliznę. W przypadku RT-PCR stosuje się dwa zestawy starterów (JW12/N165-146, N113F/N304R) w celu amplifikacji częściowej sekwencji genu nukleoproteiny wirusa lyssa. Ten program nadzoru monitoruje lyssawirusy i inne czynniki odzwierzęce u nietoperzy. Tajwański lyssawirus nietoperzy został znaleziony w dwóch przypadkach pipistrellus abramus (Pipistrellus abramus) w latach 2016–2017. Odkrycia te powinny informować społeczeństwo, pracowników służby zdrowia i naukowców o potencjalnych zagrożeniach związanych z kontaktem z nietoperzami i innymi dzikimi zwierzętami.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wirusy z rodzaju Lyssavirus są patogenami odzwierzęcymi. Istnieje co najmniej siedem gatunków lyssawirusów związanych z przypadkami u ludzi1. Oprócz 16 gatunków z tego rodzaju1,2,3, tajwański wirus lyssa nietoperzy (TWBLV)4 i Kotalahti bat lyssavirus5 zostały niedawno zidentyfikowane u nietoperzy, ale ich statusy taksonomiczne nie zostały jeszcze określone.

Nietoperze są naturalnymi gospodarzami większości lyssawirusów, z wyjątkiem Mokola lyssavirus i Ikoma lyssavirus, które nie zostały jeszcze zidentyfikowane w żadnym z bats1,2,3,6. Informacje na temat lyssawirusów u nietoperzy azjatyckich są nadal ograniczone. Zgłoszono dwa niescharakteryzowane lyssawirusy u nietoperzy azjatyckich (jeden w Indiach, a drugi w Tajlandii)7,8. Jeden przypadek wścieklizny u ludzi związany z ugryzieniem nietoperza w Chinach został zgłoszony w 2002 roku, ale diagnozę postawiono tylko na podstawie obserwacji klinicznej9. W Azji Środkowej wirus Aravan lyssavirus został zidentyfikowany u małego nietoperza usznego (Myotis blythi) w Kirgistanie w 1991 roku, a wirus Khujand lyssavirus został zidentyfikowany u nocka wąsatego (Myotis mystacinus) w Tadżykistanie w 2001 roku10. W Azji Południowej lyssawirus nietoperzy Gannoruwa został zidentyfikowany u lisa indyjskiego latającego (Pteropus medius) na Sri Lance w 2015 roku3. W Azji Południowo-Wschodniej kilka badań serologicznych na nietoperzach na Filipinach, w Tajlandii, Bangladeszu, Kambodży i Wietnamie wykazało zmienną seroprewalencję11,12,13,14,15. Chociaż lyssawirus Irkut został zidentyfikowany u nocka grubonosego (Murina leucogaster) w prowincji Jilin w Chinach w 2012 roku16, dokładne gatunki i lokalizacje lyssawirusów w populacjach nietoperzy Azji Wschodniej pozostają nieznane.

Aby ocenić obecność wirusa lyssa w populacjach tajwańskich nietoperzy, zainicjowano program nadzoru wykorzystujący zarówno bezpośredni FAT, jak i RT-PCR. Tajwański lyssawirus nietoperzy został zidentyfikowany w dwóch przypadkach pipistrellus abramus (Pipistrellus abramus)4 w latach 2016–2017. W niniejszym artykule przedstawiono standardową laboratoryjną procedurę operacyjną do nadzoru populacji nietoperzy na Tajwanie za pomocą wirusa lyssa. Schemat blokowy diagnostyki lyssawirusa nietoperzy w naszym laboratorium jest przedstawiony na Rysunek 1.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Środki ostrożności podczas obchodzenia się z lyssawirusami

  1. Upewnij się, że wszyscy pracownicy laboratoriów zajmujący się próbkami nietoperzy otrzymują profilaktykę przedekspozycyjną przeciwko wściekliźnie17. Monitoruj wcześniej poziom przeciwciał przeciwko wściekliźnie u pracowników i badaj je ponownie co 6 miesięcy17. Kolejne szczepienie przeciwko wściekliźnie jest wymagane u osób, u których poziom przeciwciał jest niższy niż 0,5 IU/ml17.
  2. W zależności od przepisów dotyczących bezpieczeństwa biologicznego w kraju, w którym znajduje się laboratorium, upewnij się, że następujące procedury są wykonywane w odpowiednich laboratoriach poziomu bezpieczeństwa biologicznego (np. Laboratoria BSL-2 na Tajwanie i laboratoria BSL-3 w Australii) oraz że pracownicy są obecnie wykwalifikowani i noszą odpowiednie środki ochrony osobistej18.
    UWAGA: Szczepienie przeciwko wściekliźnie zapewnia niewielką lub żadną ochronę przed lyssawirusami należącymi do filogrup II i III18. Pracownicy muszą być poinformowani, że u nietoperzy zidentyfikowano kilka odzwierzęcych czynników chorobotwórczych19 i powinni obchodzić się z próbkami w warunkach laboratoryjnych o odpowiednim poziomie bezpieczeństwa biologicznego, przy użyciu odpowiedniego sprzętu ochrony osobistej.

2. Pobieranie próbek

  1. Użyj znalezionych słabych lub chorych nietoperzy lub tusz.
    UWAGA: Słabe lub chore nietoperze są dostarczane do Towarzystwa Ochrony Nietoperzy w Tajpej w celu opieki weterynaryjnej lub badań, podczas gdy tusze są przekazywane bezpośrednio do Instytutu Badawczego Zdrowia Zwierząt. Żadne zdrowe nietoperze nie zostały poddane eutanazji w ramach tego programu nadzoru.
  2. Poproś ekologa nietoperzy o zidentyfikowanie gatunków nietoperzy na podstawie cech morfologicznych20.
  3. Wykonaj barkodowanie DNA gatunku nietoperza w przypadku zdiagnozowania dodatniego wyniku lizsywirusa, korzystając z wcześniej opublikowanych procedur21.
  4. Należy przedłożyć kartę informacyjną dotyczącą każdej tuszy nietoperza (miejsce pozyskania, gatunek, objawy kliniczne itp.).

3. Sekcja zwłok nietoperzy

  1. Przygotuj materiały.
    1. Przygotuj czystą deskę do sekcji i umieść sterylny wkład chłonny do sekcji zwłok.
    2. Przygotuj probówki do pobierania narządów nietoperzy.
    3. Przygotuj jednorazowe pęsety i skalpele do sekcji zwłok. Zmieniaj narzędzia między sekcjami zwłok każdego nietoperza. Przygotuj waciki zwilżone 70% etanolem do czyszczenia pęsety i skalpela podczas pobierania próbek.
    4. Przygotuj dwa szkiełka mikroskopowe do FAT. Pobrać świeże próbki i umieścić je w roztworze formaliny do badania histopatologicznego.
  2. Zbadaj wszystkie zewnętrzne otwory przed sekcją zwłok. Sfotografuj zewnętrzne cechy nietoperza, zwłaszcza głowę, uszy i skrzydła, aby zróżnicować gatunki.
  3. Pobrać próbkę wymazu z jamy ustnej. Umieść nietoperza w pozycji leżącej brzusznej na desce i przymocuj głowę nietoperza pęsetą. Przetnij skórę wzdłuż linii środkowej kalwarii skalpelem i pociągnij skórę na boczne strony. Przetnij czaszkę wzdłuż linii środkowej kalwarii skalpelem i otwórz ją pęsetą, aby odsłonić tkankę mózgową.
  4. Usuń tkankę mózgową z czaszki i umieść ją na sterylnym depresorze języka, a następnie wykonaj wyciski z tkanki mózgowej (patrz krok 4.2). Zbierz mały kawałek świeżej tkanki mózgowej i utrwal go w formalinie do badania histopatologicznego. Zatrzymaj pozostałą tkankę mózgową w probówce do ekstrakcji kwasów nukleinowych.
  5. Wyczyść pęsetę i skalpel wacikami zwilżonymi 70% etanolem, aby usunąć zatrzymane tkanki między pobraniem próbki.
  6. Umieść nietoperza na desce w pozycji grzbietowej i przymocuj go do deski za pomocą igieł po obu stronach pachy i pięty ogona.
  7. Naciąć skórę wzdłuż linii środkowej ciała od żuchwy do odbytu. Podnieś i oddziel skórę i leżące pod nią tkanki mięśniowe za pomocą pęsety. Zbierz gruczoły ślinowe, które znajdują się w pobliżu kości żuchwy.
  8. Lekko unieś mostek pęsetą i przetnij mostek i ścianę brzucha wzdłuż linii środkowej skalpelem. Przetnij obojczyki skalpelem. Przymocuj lewą i prawą klatkę piersiową do deski za pomocą igieł, aby otworzyć klatkę piersiową.
  9. Zapisać poważne zmiany chorobowe i stopień zmian pośmiertnych.
  10. Usunąć tkanki trzewne (tj. serce, płuca, wątrobę, nerki, jelita) z tuszy za pomocą pęsety i skalpela. Zbierz próbki trzewne zgodnie z potrzebami do przyszłych badań.
    UWAGA: Zaleca się pobranie zduplikowanych próbek. Jeden z nich powinien zostać pobrany do diagnostyki molekularnej, a drugi powinien zostać zamrożony w temperaturze -80 °C z pożywką transportową lub bez pożywki do hodowli wirusów22.

4. Test przeciwciał fluorescencyjnych (FAT)

  1. Wykonaj wyciski tkanki mózgowej pod kątem FAT. Wykonaj FAT zgodnie z wcześniejszym opisem18,23 z następującymi modyfikacjami.
  2. Delikatnie oddziel tkankę mózgową od połączonej tkanki nerwowej za pomocą pęsety i przenieś tkankę mózgową do sterylnego depresora języka. Przetnij przekrój poprzeczny mózgu, w tym pień mózgu i móżdżek18,23. Wykonaj wycisk tkanki mózgowej, lekko dotykając przeciętej powierzchni tkanki mózgowej i naciśnij szkiełko na tkance soczewki, aby usunąć nadmiar tkanki.
  3. Utrwalić szkiełka acetonem w temperaturze -20 °C przez 30 minut. Wysuszyć badane szkiełka oraz kontrole dodatnie i ujemne przed barwieniem koniugatem.
  4. Zaleca się stosowanie każdego z dwóch dostępnych na rynku sprzężonych z FITC przeciwciał przeciw wściekliźnie do barwienia antygenu wirusa lyssa23. Określić stężenie robocze koniugatu handlowego przed pierwszym barwieniem. Rozcieńczone koniugaty przepuścić przez filtr strzykawkowy 0,45 μM na szkiełka podstawowe i inkubować szkiełka w temperaturze 37 °C przez 30 minut w mokrej komorze.
  5. Nadmiar koniugatu odcedzić ze szkiełek i po inkubacji przemyć szkiełka solą fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS).
  6. Upuść niewielką ilość 10% glicerolu na szkiełka i przykryj szkiełkami nakrywkowymi.
  7. Zbadaj szkiełka za pomocą mikroskopu fluorescencyjnego.

5. Ekstrakcja kwasów nukleinowych

  1. Dodać odpowiednią objętość MEM-10 (minimum niezbędnej pożywki uzupełnionej 10% płodową surowicą bydlęcą) do tkanki mózgowej (10% w/v).
  2. Homogenizować tkankę mózgową za pomocą stalowego koralika o średnicy 5 mm w homogenizatorze i wirować przy 825 x g przez 10 minut.
  3. Ekstrahować kwas nukleinowy, którego końcowa objętość wynosi 50 μl, w obrębie 200 μl supernatantu, używając dostępnego w handlu zestawu do ekstrakcji całkowitego kwasu nukleinowego z przyrządem.

6. RT-PCR i analiza filogenetyczna

UWAGA: Opublikowano kilka zestawów starterów do wykrywania wszystkich znanych lyssawirusów lub specyficznych lyssawirusów. Opisany tutaj protokół jest przykładem wykorzystywanym przez nasze laboratorium i może nie spełniać wszystkich potrzeb eksperymentalnych. Wybierz odpowiednie podkłady zgodnie z potrzebami laboratorium.

  1. Przygotować jednoetapowy odczynnik RT-PCR w następujący sposób: dodać 5 μL wyekstrahowanego kwasu nukleinowego do mieszaniny reakcyjnej zawierającej 2,5 μL 10x buforu reakcyjnego, 0,5 μL starterów do przodu i do tyłu (po 10 μM każdy), 4 μL 1,25 mM dNTP, 0,3 μL inhibitora RNazy (40 U/μL), 0,3 μl odwrotnej transkryptazy (10 U/μL), 0,4 μl polimerazy DNA (5 U/μL) i 11,5 μl wody uzdatnionej DEPC.
    UWAGA: Zestaw starterów używany w tym protokole to JW12 (5'-ATGTAACACCYCTACAATG-3') i N165-146 (5'-GCAGGGTAYTTRTACTCATA-3')24. Zmodyfikuj przygotowanie odczynników i warunki cyklu zgodnie z używanymi zestawami starterów.
  2. Cykl należy wykonać w następujących warunkach: inkubacja w temperaturze 42 °C przez 40 minut; wstępna denaturacja w temperaturze 94 °C przez 10 minut; 35 cykli w temperaturze 94 °C przez 30 s, 55 °C przez 30 s i 72 °C przez 30 s; i na koniec dalsze przedłużenie w temperaturze 72 °C przez 10 minut.
  3. Użyj innego lub więcej zestawów starterów, aby zwiększyć czułość diagnostyczną.
    1. Użyj N113F (5'-GTAGGATGCTATATGGG-3') i N304R (5'-TTGACGAAGATCTTGCTCAT-3')25,26, aby przygotować jednoetapowy odczynnik RT-PCR w następujący sposób: dodać 5 μL wyekstrahowanego kwasu nukleinowego do mieszaniny reakcyjnej zawierającej 5 μL buforu 10x, 5 μL starterów do przodu i do tyłu (po 4 μM każdy), 5 μL 1,25 mM dNTP, 0,5 μl inhibitora RNazy (40 U/μL), 0,2 μl odwrotnej transkryptazy (10 U/μL), 1 μL polimerazy DNA (5 U/μL) i 23,3 μl wody uzdatnionej DEPC.
    2. Cykl należy przeprowadzić w następujących warunkach: inkubacja w temperaturze 42 °C przez 40 minut; wstępna denaturacja w temperaturze 95 °C przez 5 minut; 35 cykli w temperaturze 95 °C przez 1 min, 55 °C przez 1 minutę i 20 s oraz 72 °C przez 1 minutę; i na koniec dalsze przedłużenie w temperaturze 72 °C przez 10 minut
      UWAGA: W zależności od potrzeb laboratoryjnych należy wybrać odpowiednie podkłady do diagnostyki. N113F został pierwotnie zaprojektowany do amplifikacji wirusa wścieklizny, ale może nie działać dobrze w przypadku innych lyssawirusów. Zestaw N113F i N304R działa dobrze na wirusa wścieklizny (wariant borsuka fretki tajwańskiej) i lyssawirusa nietoperzy tajwańskich. Łatwiej będzie uzyskać całe sekwencje nukleoproteinowe przy użyciu zestawu starterów JW12 i N304R, jeśli lyssawirus zostanie amplifikowany przez oba powyższe zestawy starterów.
  4. Przeanalizuj produkt PCR na 2% elektroforezie w żelu agarozowym i zwizualizuj za pomocą oświetlenia światłem UV.
  5. Sekwencjonuj produkt PCR za pomocą komercyjnej usługi sekwencjonowania.
  6. Wprowadź lub prześlij sekwencję na stronę internetową narzędzia Nucleotide Basic Local Alignment Search Tool (BLAST). Zaznacz opcję "inne (nr itp.)" i wprowadzić się do organizmu jako Lyssavirus. Wybierz algorytm MegaBlast i uruchom BLAST.

7. Izolacja wirusa

UWAGA: Przeprowadź izolację wirusa, gdy 1) FAT lub 2) RT-PCR wskazują na pozytywność.

  1. Homogenizuj próbkę mózgu w 10% (w/v) zawiesinie w MEM-10. Wirować przy 825 x g przez 10 min.
  2. Zaszczepić 200 μl supernatantu zawiesiną 3 x 10 komórek6 MNA (nerwiak zarodkowy myszy) w 1 ml MEM-10 przez 1 godzinę w temperaturze 37 °C z 1% CO2 . Przenieść zawiesinę komórek homogenatu mózgu do kolby o średnicy 25cm2 i dodać 6 ml MEM-10.
  3. W tym samym czasie hodować 1 ml zawiesiny komórek homogenatu mózgu w 4-dołkowym szkiełku podstawowym pokrytym teflonem o średnicy 6 mm.
  4. Po 3–4 dniach inkubacji w temperaturze 37 °C z 1% CO2 należy utrwalić komórki na szkiełku 4-dołkowym 100% acetonem (v/v).
  5. Wybarwić szkiełka dwoma sprzężonymi z FITC przeciwciałami przeciwko wściekliźnie, wykonując kroki 4.4–4.7. Komórki są zakażone, gdy badane są inkluzje wewnątrzcytoplazmatyczne. Zapisz procent zainfekowanych komórek.
  6. Przeprowadzić trypsynizację i subkulturę zaszczepionej kultury komórkowej, gdy szkiełka są zabarwione jako ujemne:
    1. Usunąć pożywkę i przepłukać kolbę 5 ml PBS.
    2. Dodać 1 ml trypsyny do kolby i mocno uderzyć w dno kolby.
    3. Dodać 6 ml MEM-10 i ponownie zawiesić komórki.
    4. Umieścić zawiesinę komórkową w nowej kolbie tkankowej (6 ml) i na szkiełku podstawowym z 4 dołkami (1 ml).
  7. Powtarzaj kroki 7.4–7.6, aż do osiągnięcia 100% zakaźności.
  8. Zebrać supernatant po 24 godzinach inkubacji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Od 2014 do maja 2017 roku zebrano 332 tusze nietoperzy z 13 gatunków do nadzoru. Dwa z nich dały wynik pozytywny. W pierwszym przypadku nietoperzy wycisk mózgu dał wynik ujemny przy użyciu FAT z jednym z komercyjnych przeciwciał przeciw wściekliźnie sprzężonych z FITC (Figura 2), podczas gdy RT-PCR wykorzystujące każdy z dwóch zestawów starterów (JW12 / N165-146, N113F / N304R) dały pozytywne wyniki ( 3). Uzyskano sekwencję amplikonu o długości 428 pz (amplifikowaną przez N113F/N30...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta laboratoryjna standardowa procedura operacyjna (SOP) zapewnia seryjny proces testowania próbek nietoperzy na obecność antygenów wirusa lyssa na Tajwanie. Kluczowe kroki obejmują zastosowanie FAT i RT-PCR. Ważny jest również dobór odpowiednich próbek i skuteczna izolacja wirusa. Ponadto podczas monitorowania lyssawirusów nietoperzy przeprowadzono pewne rozwiązywanie problemów. Główną różnicą były zwierzęta docelowe. Początkowo (2008–2009) zwierzętami docelowymi obserwacji pod kątem wirusa lyssa nietoperzy były żywe nie...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nie zgłasza się konfliktu interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękujemy Tien-Cheng Li, Yi-Tang Lin, Chia-Jung Tsai i Ya-Lan Li za pomoc podczas tego badania. Badanie to było wspierane przez grant nr 107AS-8.7.1-BQ-B2 (1) z Biura Inspekcji i Kwarantanny Zdrowia Zwierząt i Roślin, Rady Rolnictwa, Executive Yuan, Tajwan.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
2,5% Trypsyna (10x)Gibco15090046Trypsyna
25 cm2kolba Greiner bio-one690160
AcetonHoneywell32201-1L
Agaroza IVWR Life Science97062-250
Alkoholowyodczynnik NIHON SHIYAKUNS-32294
Odwrotna transkryptaza AMVPromegaM5101
Antybiotyk-Antybiotyk (100X) Gibco15240-062MEM-10
OstrzeBraunBA215
Wirówkaeppendorf5424R
System chemiluminescencjiTOP BIO CO.MGIS-21-C2-1M
Rurka zbiorczaQiagen990381
Probówka zbiorczaSSI2341-SO
Prowadnica pokrywyMuto Pure chemical Co., LTD.24505
Analizator DNAApplied Biosystems3700XL
Surowica bydlęcapłodu Gibco10437028MEM-10
FITC Przeciw wściekliźnie Monoklonalna globulinaFujirebio Diagnostic Inc.800-092Przeciwciała przeciw wściekliźnie sprzężone z FITC: odczynnik B
Czterodołkowe szkiełko szklane pokryte teflonemThermo Fisher Scientific30-86H-WHITE
System do elektroforezy żelowejMajor ScienceMJ-105-R
HBSS (1x)trypsynyGibco14175095
ASTECSCA-165DS
OlympusIX71
L-Glutamina 200 mM (100x)GibcoA2916801MEM-10
DIAGNOSTYKA ŚWIATŁA Odczynnik przeciwko wściekliźnie Odczynnik przeciwko wściekliźnieEMD Millipore Corporation5100Przeciwciała przeciw wściekliźnie sprzężone z FITC: odczynnik A
MagNA Pure Compact InstrumentRoche03731146001
Zestaw izolacyjny MagNA Pure Compact NA 1Roche03730964001
MEM (10x)Gibco11430030MEM-10
MEM NEAA (100x)Gibco11140050MEM-10
MEM roztwór witaminowyGibco11120052MEM-10
NaHCO3Merck1.06329.0500MEM-10
IgłaTerumoNN*2332R9
PBSMedicago09-8912-100
Synteza starterówMission Biotech
RNasin inhibitor rybonukleazyPromegaN2111
Usługa sekwencjonowaniaMission Biotech
SlideThermo ScientificAA00008032E00MNT10
Pirogronian sodu (100 mM)Gibco11360070MEM-10
Koraliki ze stali nierdzewnejQIAGEN69989
Sterylna wkładka chłonna3M1604T-2
Filtr strzykawkowyNalgene171-0045
Polimeraza TaqJMR HoldingsJMR-801
TermocyklerApplied Biosystems2720
TissueLyser IIQIAGEN85300
Depresor językaHONJER CO., LTD.
PęsetaTennyson Instrument medyczny rozwijający CO., LTD.A0601
Winian tylozynySigmaT6271-10GMEM-10
Inkubator Mikroskop odwrócony 122246

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Kuzmin, I. V. Basic facts about lyssavirus. Current laboratory techniques in rabies diagnosis, research, and prevention, volume 1. Rupprecht, C. E., Nagarajan, T. , Elsevier. California. 3-21 (2014).
  2. Aréchiga Ceballos, N., et al. Novel lyssavirus in bat, Spain. Emerging Infectious Diseases. 19 (5), 793-795 (2013).
  3. Gunawardena, P. S., et al. Lyssavirus in Indian Flying Foxes, Sri Lanka. Emerging Infectious Diseases. 22 (8), 1456-1459 (2016).
  4. Hu, S. C., et al. Lyssavirus in Japanese Pipistrelle, Taiwan. Emerging Infectious Diseases. 24 (4), 782-785 (2018).
  5. Nokireki, T., Tammiranta, N., Kokkonen, U. -M., Kantala, T., Gadd, T. Tentative novel lyssavirus in a bat in Finland. Transboundary Emerging Diseases. 65 (3), 593-596 (2018).
  6. Banyard, A. C., Evans, J. S., Luo, T. R., Fooks, A. R. Lyssaviruses and bats: emergence and zoonotic threat. Viruses. 6 (8), 2974-2990 (2014).
  7. Pal, S. R., et al. Rabies virus infection of a flying fox bat, Pteropus policephalus in Chandigarh, Northern India. Tropical and Geographical Medicine. 32 (3), 265-267 (1980).
  8. Smith, P. C., Lawhaswasdi, K., Vick, W. E., Stanton, J. S. Isolation of rabies virus from fruit bats in Thailand. Nature. 216 (5113), 384(1967).
  9. Tang, X. Pivotal role of dogs in rabies transmission, China. Emerging Infectious Diseases. 11 (12), 1970-1972 (2005).
  10. Kuzmin, I. V., et al. Bat lyssaviruses (Aravan and Khujand) from Central Asia: phylogenetic relationships according to N, P and G gene sequences. Virus Research. 97 (2), 65-79 (2003).
  11. Arguin, P. M., et al. Serologic evidence of Lyssavirus infections among bats, the Philippines. Emerging Infectious Diseases. 8 (3), 258-262 (2002).
  12. Lumlertdacha, B., et al. Survey for bat lyssaviruses, Thailand. Emerging Infectious Diseases. 11 (2), 232-236 (2005).
  13. Kuzmin, I. V., et al. Lyssavirus surveillance in bats, Bangladesh. Emerging Infectious Diseases. 12 (3), 486-488 (2006).
  14. Reynes, J. -M., et al. Serologic evidence of lyssavirus infection in bats, Cambodia. Emerging Infectious Diseases. 10 (12), 2231-2234 (2004).
  15. Nguyen, A. T., et al. Bat lyssaviruses, northern Vietnam. Emerging Infectious Diseases. 20 (1), 161-163 (2014).
  16. Liu, Y., Zhang, S., Zhao, J., Zhang, F., Hu, R. Isolation of Irkut virus from a Murina leucogaster bat in China. PLoS Neglected Tropical Diseases. 7 (3), 2097(2013).
  17. Kaplan, M. M. Safety precautions in handling rabies virus. Laboratory Techniques in Rabies, 4th Ed. Meslin, F. X., Kaplan, M. M., Kiprowski, H. , World Health Organization. Geneva. 3-8 (1996).
  18. World Organization for Animal Health (OIE). Rabies (infection with rabies and other lyssavirus. , Available from: http://www.oie.int/fileadmin/Home/eng/Health_standards/tahm/3.01.17_RABIES.pdf (2019).
  19. Smith, I., Wang, L. F. Bats and their virome: an important source of emerging viruses capable of infecting humans. Current Opinion in Virology. 3 (1), 84-91 (2013).
  20. Corbet, G. B., Hill, J. E. The mammals of the Indomalayan region: a systematic review. , Oxford University Press. Oxford, New York. (1992).
  21. Mayer, F., von Helversen, O. Cryptic diversity in European bats. Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences. 268 (1478), 1825-1832 (2001).
  22. Epstein, J. H., Field, H. E. Anthropogenic epidemics: the ecology of bat-borne viruses and our role in their emergence. Bats and viruses: a new frontier of emerging infectious diseases. Wang, L. F., Cowled, C. , John Wiley & Sons, Inc. Hoboken, New Jersey. 249-280 (2016).
  23. Centers for Disease Control and Prevention. Protocol for postmortem diagnosis of rabies in animals by direct fluorescent antibody testing. , Available from: https://www.cdc.gov/rabies/pdf/rabiesdfaspv2.pdf (2019).
  24. Hayman, D. T. S., et al. A universal real-time assay for the detection of Lyssaviruses. Journal of Virological Methods. 177 (1), 87-93 (2011).
  25. Franka, R., et al. A new phylogenetic lineage of rabies virus associated with western pipistrelle bats (Pipistrellus hesperus). Journal of General Virology. 87 (8), 2309-2321 (2006).
  26. Trimarchi, C. V., Smith, J. S. Diagnostic evaluation. Rabies, 1st ed. Press, A., Jackson, A. C., Wunner, W. H. , Academic Press. San Diego, CA. 307-349 (2002).
  27. Moldal, T., et al. First detection of European bat lyssavirus type 2 (EBLV-2) in Norway. BMC Veterinary Research. 13, 216(2017).
  28. Robardet, E., et al. Comparative assay of fluorescent antibody test results among twelve European National Reference Laboratories using various anti-rabies conjugates. Journal of Virological Methods. 191 (1), 88-94 (2013).
  29. Hanlon, C. A., Nadin-Davis, S. A. Laboratory diagnosis of rabies. Rabies, 3rd ed. Jackson, A. C. , Academic Press. San Diego, CA. 409-459 (2013).
  30. Fischer, M., et al. A step forward in molecular diagnostics of lyssaviruses--results of a ring trial among European laboratories. PLoS ONE. 8 (3), 58372(2013).
  31. David, D., et al. Rabies virus detection by RT-PCR in decomposed naturally infected brains. Veterinary Microbiology. 87 (2), 111-118 (2002).
  32. Robardet, E., Picard-Meyer, E., Andrieu, S., Servat, A., Cliquet, F. International interlaboratory trials on rabies diagnosis: an overview of results and variation in reference diagnosis techniques (fluorescent antibody test, rabies tissue culture infection test, mouse inoculation test) and molecular biology techniques. Journal of Virological Methods. 177 (1), 15-25 (2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Bezpo redni test przeciwcia fluorescencyjnychanaliza RT PCRsekcja zw ok tkanki m zgowejmikroskopia fluorescencyjnakom rki neuroblastoma myszyzestawy starter w JW12 N165 146tajwa skie gatunki nietoperzywykrywanie patogen w odzwierz cych

Powiązane artykuły