Artykuł metodologiczny

Zapis elektroretinogramu u larw danio pręgowanego przy użyciu nowatorskiej elektrody gąbczastej w kształcie stożka

DOI:

10.3791/59487

⸱

27 marca 2019

 ,  ,  , 
1School of Biosciences, University of Melbourne, 2Melbourne School of Psychological Sciences, University of Melbourne, 3Department of Optometry and Vision Sciences, University of Melbourne

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj prezentujemy protokół, który upraszcza pomiar odpowiedzi elektroretinogramu wywołanego światłem od larw danio pręgowanego. Nowatorska elektroda w kształcie stożka z końcówką gąbki może pomóc w łatwiejszym do osiągnięcia badaniu rozwoju wzrokowego u larw danio pręgowanego za pomocą elektroretinogramu ERG, zapewniając wiarygodne wyniki i obniżając koszty.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Danio rerio (Danio rerio) jest powszechnie używany jako model kręgowców w badaniach rozwojowych i jest szczególnie odpowiedni do neuronauki wizualnej. Elektroretinografia (ERG) jest idealną nieinwazyjną metodą do pomiarów funkcjonalnych sprawności wzrokowej, która ma ugruntowaną pozycję u wyższych gatunków kręgowców. Podejście to jest coraz częściej stosowane do badania funkcji wzrokowych u danio pręgowanego, w tym we wczesnych stadiach rozwojowych larwalnych. Jednak do tej pory najczęściej stosowaną elektrodą rejestrującą dla larw danio pręgowanego jest szklana elektroda do mikropipet, która wymaga specjalistycznego sprzętu do jej produkcji, co stanowi wyzwanie dla laboratoriów o ograniczonych zasobach. W tym miejscu przedstawiamy protokół ERG larw danio pręgowanego przy użyciu elektrody z gąbką w kształcie stożka. Nowatorska elektroda jest łatwiejsza w produkcji i obsłudze, bardziej ekonomiczna i mniej podatna na uszkodzenie oka larwalnego niż szklana mikropipeta. Podobnie jak wcześniej opublikowane metody ERG, obecny protokół może oceniać funkcję zewnętrznej siatkówki poprzez odpowiedzi fotoreceptorów i komórek dwubiegunowych, odpowiednio załamek A i B. Protokół może wyraźnie zilustrować udoskonalenie funkcji wzrokowych we wczesnym okresie rozwoju larw danio pręgowanego, wspierając użyteczność, czułość i niezawodność nowej elektrody. Uproszczona elektroda jest szczególnie przydatna przy tworzeniu nowego systemu ERG lub modyfikowaniu istniejącego aparatu ERG dla małych zwierząt do pomiaru danio pręgowanego, pomagając naukowcom zajmującym się neuronaukami wizualnymi w korzystaniu z organizmu modelowego danio pręgowanego.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Danio rerio danio pręgowany (Danio rerio) stał się szeroko stosowanym genetycznym modelem kręgowców, włączając w to badania neuronauk wizualnych. Rosnąca popularność tego gatunku może być przypisana zaletom, takim jak łatwość manipulacji genetycznej, wysoce zachowany układ wzrokowy kręgowców (typy neuronów, anatomiczna morfologia i organizacja oraz podstawowa genetyka), wysoka płodność i niższe koszty hodowli w porównaniu z modelami ssaków1. Nieinwazyjny elektroretinogram (ERG) jest od dawna stosowany klinicznie do oceny funkcji wzrokowych człowieka, a w warunkach laboratoryjnych do ilościowego określania widzenia u wielu dużych i małych gatunków, w tym gryzoni i larw danio pręgowanego2,3,4,5. Najczęściej analizowanymi składowymi ERG są załamki a i b, pochodzące odpowiednio z fotoreceptorów wyczuwających światło i interneuronów dwubiegunowych. U larw danio pręgowanego wyraźne warstwy siatkówki powstają po 3 dniach od zapłodnienia (dpf), a morfologia synaps końcowych stożków fotoreceptorów dojrzewa przed 4 dpf6,7. Zewnętrzna funkcja siatkówki larw danio pręgowanego jest zatem ustalana przed 4 dpf, co oznacza, że ERG można zmierzyć od tak wczesnego wieku. Ze względu na krótki cykl eksperymentalny i wysokoprzepustowość modelu, ERG został zastosowany do larw danio pręgowanego do oceny funkcjonalnej modeli chorobowych, analizy widzenia kolorów i rozwoju siatkówki, badania wizualnych rytmów okołodobowych i testowania leków8,9,10,11,12.

Jednak obecne podejścia do larw danio pręgowanego ERG mają pewne zawiłości, które mogą utrudnić jego adaptację. Opublikowane protokoły ERG larw danio pręgowanego powszechnie używają szklanej mikropipety wypełnionej cieczą przewodzącą jako elektrody rejestrującej3,4,5,13, co wymaga wysokiej jakości końcówki do mikropipety3. Do ich produkcji wymagany jest specjalistyczny sprzęt, taki jak ściągacz do mikropipet, a w niektórych przypadkach mikrokuźnia. Może to stanowić wyzwanie dla laboratoriów o ograniczonych zasobach i prowadzić do dodatkowych kosztów, nawet w przypadku dostosowania dostępnych systemów ERG dla małych zwierząt do pomiaru funkcji wzrokowych larw danio pręgowanego. Ostra końcówka mikropipety może nawet po wygładzeniu uszkodzić powierzchnię oka larwy. Dodatkowo, dostępne na rynku uchwyty do mikropipet do elektrofizjologii są zbudowane ze stałego srebrnego drutu. Te stałe przewody ulegają pasywacji po wielokrotnym użytkowaniu, co wymaga zakupu nowych uchwytów, co prowadzi do zwiększenia kosztów konserwacji.

Tutaj opisujemy metodę ERG wykorzystującą elektrodę rejestrującą w kształcie stożka z gąbką, która jest szczególnie przydatna do adaptacji ustalonych ustawień ERG dla małych zwierząt do pomiarów ERG larw danio pręgowanego. Elektrodę można łatwo wykonać przy użyciu zwykłej gąbki z polioctanu winylu (PVA) i cienkiego drutu srebrnego bez żadnego innego specjalistycznego sprzętu. Nasze dane pokazują, że ta nowatorska elektroda jest wystarczająco czuła i niezawodna, aby zademonstrować funkcjonalny rozwój obwodów nerwowych siatkówki u larw danio pręgowanego w zakresie od 4 do 7 dpf. Ta ekonomiczna i praktyczna elektroda z gąbkową końcówką może być przydatna dla naukowców tworzących nowe systemy ERG lub modyfikujących istniejące systemy dla małych zwierząt do badań nad danio pręgowanymi.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury elektroretinogramu (ERG) zostały wykonane zgodnie z postanowieniami kodeksu postępowania Australijskiej Narodowej Rady Zdrowia i Badań Medycznych w zakresie opieki i użytkowania zwierząt i zostały zatwierdzone przez instytucjonalną komisję etyki zwierząt na Uniwersytecie w Melbourne.

1. Przygotowanie bufora

  1. Przygotuj 10x bufor Ringera złotej rybki (1,25 M NaCl, 26 mM KCl, 25 mm CaCl2, 10 mM MgCl2, 100 mM glukozy, 100 mM HEPES) za pomocą wody z odwróconej osmozy (RO). Dostosuj bufor do pH 7,8 i wysterylizuj bufor za pomocą filtra 0,22 μm. Przechowywać bufor 10x w temperaturze 4 °C jako roztwór stock3.
    nuta: Bufor 10x Ringera powinien być zużyty w ciągu 3 miesięcy.
  2. W dniu eksperymentu przygotuj 1x bufor Ringera złotej rybki, rozcieńczając 10x bufor złotej rybki Ringera za pomocą wody z odwróconej osmozy.
    nuta: 1x bufor Ringera złotej rybki służy do nasycania gąbki PVA, w tym gąbki używanej do umieszczania larw danio pręgowanego oraz gąbki na końcówce elektrody rejestrującej.

2. Przygotowanie elektrody

  1. Przygotuj elektrodę rejestrującą w kształcie stożka z gąbki.
    1. Odetnij męski koniec z przedłużenia elektrody platynowej i usuń z końca 10 mm zewnętrznej powłoki izolacyjnej z politetrafluoroetylenu za pomocą ostrza skalpela. Uważaj, aby nie uszkodzić wewnętrznego przewodu elektrody.
    2. Wytnij srebrny drut o długości 40 mm (średnica 0.3 mm) i bezpiecznie przymocuj go do przewodu elektrody, splatając srebrny drut z odsłoniętym drutem wewnętrznym. Owiń złącze taśmą izolacyjną, pozostawiając odsłonięty drut srebrny o długości ~15 mm (Rysunek 1A).
    3. Odsłonięty srebrny drut należy pogalwanizować chlorkiem za pomocą źródła 9 V DC przez 60 s, aby poprawić przewodzenie sygnału. Zanurz odsłoniętą srebrną końcówkę w zwykłej soli fizjologicznej i podłącz drugi koniec do dodatniego bieguna akumulatora. Podłącz kolejny przewód do ujemnego zacisku akumulatora i zanurz drugi koniec przewodu w soli fizjologicznej2.
      nuta: Alternatywnie, chloruj srebrny drut, mocząc go przez 1 godzinę w roztworze wybielacza (substancja czynna 42 g/l podchlorynu sodu).
    4. Wytnij kwadrat gąbki PVA o wymiarach ~20 mm x 20 mm za pomocą nożyczek, aby uzyskać stożek (Rysunek 1A). Nasącz gąbkę za pomocą 1x bufora Ringera. Pod mikroskopem ze skalą na okularze użyj ostrza skalpela, aby ukształtować wierzchołek stożka do średnicy ~40 μm. Wysuszyć na powietrzu gąbkę w kształcie stożka na chłonnej chusteczce papierowej, aż stanie się twarda.
      nuta: Gąbka PVA znacznie się rozszerza po nasyceniu, dlatego ważne jest, aby gąbka została najpierw nasycona solą fizjologiczną przed ukształtowaniem wierzchołka stożka.
    5. Po chlorowaniu wysuszyć drut srebrny na powietrzu na chusteczce chłonnej przez 5 minut. Włóż srebrny drut do wysuszonej, solidnej gąbki PVA w kształcie stożka przez podstawę stożka. Zaizoluj nadmiar odsłoniętego metalu za pomocą taśmy maskującej, aby zmniejszyć artefakty fotowoltaiczne (Rysunek 1B-C).
      nuta: Po każdej sesji eksperymentalnej wyjmij gąbkę ze srebrnego drutu. Umyj gąbkę wodą z odwróconej osmozy i wysusz na powietrzu do ponownego użycia. Aby zapewnić optymalne zbieranie sygnału, zaleca się jednorazowe użycie srebrnego drutu. Gąbek PVA nie należy używać ponownie więcej niż 5 razy.
    6. W dniu eksperymentu zanurz gąbkową końcówkę elektrody nagrywającej w buforze 1x Ringera na co najmniej 15 minut, aby w pełni nasycić gąbkę.
  2. Przygotuj elektrody referencyjne zgodnie z powyższym opisem, ale bez zakładania końcówki gąbki.
  3. Elektrodę uziemiającą należy zaopatrzyć się komercyjnie.

3. Przygotowanie danio pręgowanego

  1. Larwy danio pręgowanego w ciemności przystosowują się przez noc (>8 godzin) przed nagraniami, umieszczając danio pręgowanego w probówce o pojemności 15 ml (<20 larw na probówkę) owiniętej folią aluminiową w ciemnym inkubatorze. Zdejmij pokrywę, aby zapewnić odpowiedni dopływ tlenu.
  2. W dniu nagrania dokręć pokrywkę do owiniętej folią probówki sokoła zawierającej larwy i upewnij się, że probówka jest światłoszczelna. Transport larw do laboratorium ERG.
  3. Wlej rybę na szalki Petriego w ciemności przy pomocy słabego czerwonego oświetlenia z diody elektroluminescencyjnej (LED; 17,4 cd.m-2,λ max 600 nm). Przykryj szalki Petriego ręcznikami odpornymi na światło, aby zminimalizować ekspozycję na światło.

4. Przygotowanie platformy gąbczastej

  1. Wytnij prostokąt suchej gąbki PVA, aby dokładnie pasował do szalki Petriego o średnicy 35 mm. Upewnij się, że grubość gąbki powinna być mniej więcej równa głębokości szalki Petriego.
  2. Wykonaj małe nacięcie pionowo przez jeden koniec gąbki, aby pomieścić srebrny drut elektrody referencyjnej.
  3. Namocz gąbkę PVA w 1x buforze złotej rybki Ringera, aż będzie nasycona. Następnie umieść gąbkę na czystej szalce Petriego o średnicy 35 mm. Użyj ręcznika papierowego, aby wchłonąć dodatkowy płyn, aż roztwór nie będzie wyciekał z gąbki w odpowiedzi na lekkie naciśnięcie palca.

5. Pozycjonowanie zwierząt i elektrod

  1. Znieczulić larwy za pomocą 0,02% trikainy rozcieńczonej w 1x buforze Ringera złotej rybki.
  2. Za pomocą pipety Pasteura o pojemności 3 ml przenieś znieczuloną larwę na kwadrat ręcznika papierowego (~3 cm2).
  3. Umieść ręcznik papierowy zawierający larwę na wilgotnej platformie z gąbki za pomocą kleszczy. Użyj cienkiej szczoteczki nasączonej buforem Ringera, aby dostosować pozycję larwy. Upewnij się, że jedno oko jest skierowane do góry, odizolowane od wszelkich pobliskich płynów na kwadracie ręcznika papierowego pod larwą.
  4. Ciało larwy, z wyłączeniem głowy, należy polać nawilżającym żelem pod oczy, aby larwa była wilgotna przez cały czas trwania zapisu ERG.
  5. Umieść szalkę Petriego z platformą z gąbką na małej platformie podgrzewanej wodą przed bodźcem świetlnym miski Ganzfelda umieszczonym wewnątrz klatki Faradaya (Rysunek 1D).
    nuta: Utrzymanie temperatury gąbki i ciała larwy zapewnia stabilne sygnały ERG.
  6. Włóż elektrodę referencyjną do nacięcia wykonanego w gąbce platformy (Rysunek 1D).
  7. Podłącz uzyskaną w handlu elektrodę uziemiającą do klatki Faradaya.
  8. Przymocuj elektrodę rejestrującą do uchwytu elektrody i przymocuj uchwyt do ramienia stereotaktycznego mikromanipulatora (Rysunek 1D). Użyj pipety Pasteura o pojemności 3 ml, aby wlać jedną kroplę 1x roztworu Ringera na gąbczastą końcówkę elektrody w celu ponownego nasycenia.
  9. Umieść mikroskop w klatce Faradaya nad platformą ERG w celu umieszczenia elektrody.
    nuta: Oświetlenie powinno być zapewnione przez przyciemnioną czerwoną diodę LED (17,4 cd.m-2,λ max 600 nm), aby umożliwić obserwację larwy i umiejscowienie elektrody aktywnej, przy zachowaniu adaptacji do ciemności.
  10. Dostosuj położenie platformy gąbki, aby umożliwić obserwację larwy pod mikroskopem. Następnie za pomocą chusteczki chłonnej usuń nadmiar płynu z końcówki gąbki elektrody.
  11. Ustaw aktywną elektrodę tak, aby delikatnie dotykała środkowej powierzchni rogówki oka larwy danio pręgowanego (Rysunek 1E).
  12. Przesuń miskę Ganzfelda w kierunku platformy z gąbką i upewnij się, że larwa jest przykryta miską.
  13. Zamknij klatkę Faradaya, aby zredukować zewnętrzny szum elektromagnetyczny.

6. Zapis elektroretinogramu

  1. Użyj oprogramowania komputerowego danego systemu ERG (szczegółowe informacje można znaleźć w Tabeli materiałów), aby wyzwolić bodziec i uzyskać dane w oparciu o ustawienia zalecane poniżej2.
    1. Ustaw częstotliwość próbkowania systemu na 4 kHz w oknie nagrywania 650 ms (2 560 punktów) w oprogramowaniu do akwizycji.
    2. Ustaw wzmocnienie systemu na 1,000×.
    3. Ustaw filtrowanie pasmowo-przepustowe systemu na 1–300 Hz.
    4. Użyj filtra wycinającego, aby zredukować szumy 60 Hz (lub 50 Hz, w zależności od lokalnej częstotliwości użytkowej).
      nuta: Idealny poziom hałasu nie powinien przekraczać ±10 μV.
  2. Rozpocznij zbieranie danych, postępując zgodnie z procedurą opisaną poniżej.
    1. Użyj pojedynczego błysku testowego (0,06 log cd.s/m2), aby zmierzyć odpowiedź testową oka w celu oceny położenia elektrod.
      nuta: Taka intensywność badanego błysku powinna skutkować amplitudą fali b większą niż 25 μV u larw 4 dpf. Jeśli nie można zmierzyć solidnej odpowiedzi, zmień położenie elektrod i wykonaj kolejny błysk testowy, aby potwierdzić, że elektrody są dobrze ustawione.
    2. Po błysku testowym pozwól zwierzęciu przystosować się do ciemności przez 3 minuty w całkowitej ciemności przed nagraniami.
    3. Obecne błyski od ciemniejszego do jaśniejszego natężenia światła.
    4. Średnia liczba sygnałów w powtórzeniach zgodnie z poziomem sygnału do szumu.
      nuta: Ogólnie rzecz biorąc, uśredniaj więcej sygnałów przy ciemniejszych poziomach światła (nie mniej niż 3 powtórzenia) i mniej przy jaśniejszych poziomach światła (zwykle 1 powtórzenie). Stopniowo wydłużaj interwał między bodźcami od 10 do 60 s od najciemniejszego do najjaśniejszego poziomu światła. Przykładowy protokół przedstawiono w tabeli 1.
    5. Po nagraniach humanitarnie zabić larwy za pomocą 0,1% tricainy.

7. Analiza

  1. Zmierz amplitudę fali a od linii podstawowej do ujemnego dołka fali a oraz amplitudę fali b od ujemnej doliny fali a do dodatniego szczytu fali b.
  2. Zmierz niejawne czasy fali a i b od początku bodźca do dołka fali a i szczytu fali b, odpowiednio.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta sekcja dostarcza reprezentatywnych wyników dla pomiarów ERG wykonywanych codziennie od 4 do 7 dpf. Od 4 dpf odpowiedzi ERG wykazują silne składowe załamków a i b, które powstają odpowiednio z fotoreceptorów i komórek dwubiegunowych. W każdym badanym wieku amplituda fali b wzrastała wraz z natężeniem światła (Rysunek 2; Rysunek 3). Warto zauważyć, że wrażliwość siatkówki larwy danio pręgowanego na ciemniejsze błyski wzrastała wraz z wiekiem. Fala a i...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Odczyty funkcjonalne, takie jak ERG, stają się coraz ważniejsze w zestawie narzędzi wykorzystywanych do badania larw danio pręgowanego 8,9,12,14. Ze względu na niewielki rozmiar oka larwy danio pręgowanego, szklane mikropipety zostały przystosowane jako elektrody rejestrujące w większości opublikowanych protokołów 3,4,5,8,9,12,13,14.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie posiadają żadnych ujawnień związanych z tą pracą.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Finansowanie tego projektu zostało zapewnione przez grant z Melbourne Neuroscience Institute (dla PTG, PRJ & BVB).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,22 &mikro; m filtrMillex GPSLGP033RSFiltruje 10&razy; bufor dzwonka złotej rybki do sterylizacji
Strzykawka 1 mlTerumoDVR-5175Z 30G × ½ " do dodawania kropli soli fizjologicznej do końcówki gąbki elektrody, aby zapobiec wysuszeniu i zwiększonemu szumowi w sygnałach ERG.
30 G & razy; ½ " igłaTerumoNN*3013RDo dodawania soli fizjologicznej do elektrody z końcówką soli fizjologicznej.
Instrumenty biowzmacniaczaML135Do wzmacniania sygnałów ERG.
Roztwór wybielacza King White9333441000973Alternatywna metoda chlorowania elektrod srebrnych. Substancja czynna: 42 g/l podchlorynu sodu.
Kąpiel wodnacyrkulacyjna Lauda-Ko?nigshoffenMGW LaudaSłuży do wykonania podgrzewanej wodą platformy.
Grass TelefactorF-E2-30Platinum do łączenia elektrod z drutem srebrnym do wzmacniacza.
FaradayaCage'a Do utrzymania adaptacji do ciemności i zamknięcia konfiguracji Ganzfeld w celu poprawy stosunku sygnału do szumu.
Ganzfeld BowlInternational Specjalnie zaprojektowany stymulator światła: średnica 36 mm, rozmiar apertury 13 cm.
Luksusowe diody LEDPhillips Light Co.Do stymulacji światłem dwadzieścia diod LED o mocy 5 W i jedna o mocy 1 W.
MikromanipulatorAparat HarvardBS4 50-2625Trzyma elektrodę rejestrującą podczas eksperymentów.
Microsoft Office ExcelMicrosoftwersja 2010Arkusz kalkulacyjny do analizy danych.
Nawilżający żel pod oczyGenTeal Gel9319099315560Służy do pokrywania larw danio pręgowanego podczas nagrań, aby uniknąć odwodnienia. Składnik aktywny: 0,3 % hypromeloza i 0,22 % karbomer 980.
Pipeta PasteuraCopan200CSłuży do ostrożnego przenoszenia larw danio pręgowanego.
System akwizycji danych PowerlabADInstrumentsML785Steruje diodami LED w celu generowania bodźców.
Gąbka PVAMeiCheLeR-1675Do umieszczania larw danio pręgowanego i wytwarzania elektrody w kształcie stożka ti
Roztwór solifizjologicznej Aaxis Pacific13317002Do galwanizacji elektrody srebrnej.
Scope SoftwareADInstrumentswersja 3.7.6Jednocześnie wyzwala bodziec przez system Powerlab i zbiera dane
Srebro (cienki drut okrągły)A& E metal0,3 mmSłuży do wykonywania elektrod rejestrujących i referencyjnych ERG.
Mikroskop stereoskopowy LeicaM80Służy do kształtowania i mierzenia wierzchołka gąbki w kształcie stożka (z paskiem skali na okularze). Umieszczony w klatce Faradaya w celu umieszczenia elektrody.
Trikaina Sigma-aldrichE10521-50GDo znieczulania larw danio pręgowanego.
Podgrzewana wodą platformawykonana naDo utrzymywania temperatury platformy gąbki i ciała larwalnego podczas zapisów ERG
Międzynarodowe rozwiązanie fotometryczne Rozwiązanie fotometryczne zamówienie

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Roper, C., Tanguay, R. L. Handbook of Developmental Neurotoxicology (Second Edition). Slikker, W., Paule, M. G., Wang, C. , Academic Press. 143-151 (2018).
  2. Nguyen, C. T., et al. Simultaneous Recording of Electroretinography and Visual Evoked Potentials in Anesthetized Rats. Journal of visualized experiments: JoVE. , e54158(2016).
  3. Chrispell, J. D., Rebrik, T. I., Weiss, E. R. Electroretinogram analysis of the visual response in zebrafish larvae. Journal of visualized expriment: JoVE. (97), (2015).
  4. Seeliger, M. W., Rilk, A., Neuhauss, S. C. Ganzfeld ERG in zebrafish larvae. Documenta Ophthalmologica. 104 (1), 57-68 (2002).
  5. Fleisch, V. C., Jametti, T., Neuhauss, S. C. Electroretinogram (ERG) Measurements in Larval Zebrafish. Cold Spring Harbor Protocols. 2008, pdb prot4973 (2008).
  6. Biehlmaier, O., Neuhauss, S. C., Kohler, K. Synaptic plasticity and functionality at the cone terminal of the developing zebrafish retina. Developmental Neurobiololgy. 56 (3), 222-236 (2003).
  7. Gestri, G., Link, B. A., Neuhauss, S. C. The visual system of zebrafish and its use to model human ocular diseases. Developmental Neurobiololgy. 72 (3), 302-327 (2012).
  8. Saszik, S., Bilotta, J., Givin, C. M. ERG assessment of zebrafish retinal development. Visual Neuroscience. 16 (5), 881-888 (1999).
  9. Niklaus, S., et al. Cocaine accumulation in zebrafish eyes leads to augmented amplitudes in the electroretinogram. Matters. 3 (6), e201703000003(2017).
  10. Tanvir, Z., Nelson, R. F., DeCicco-Skinner, K., Connaughton, V. P. One month of hyperglycemia alters spectral responses of the zebrafish photopic ERG. Disease models & mechanisms. , dmm. 035220 (2018).
  11. Kakiuchi, D., et al. Oscillatory potentials in electroretinogram as an early marker of visual abnormalities in vitamin A deficiency. Molecular medicine reports. 11 (2), 995-1003 (2015).
  12. Emran, F., Rihel, J., Adolph, A. R., Dowling, J. E. Zebrafish larvae lose vision at night. Proceedings of the National Academy of Sciences. , (2010).
  13. Makhankov, Y. V., Rinner, O., Neuhauss, S. C. An inexpensive device for non-invasive electroretinography in small aquatic vertebrates. Journal of Neuroscience Methods. 135 (1-2), 205-210 (2004).
  14. Bilotta, J., Saszik, S., Sutherland, S. E. Rod contributions to the electroretinogram of the dark-adapted developing zebrafish. Developmental Dynamics. 222 (4), 564-570 (2001).
  15. Cameron, M. A., Barnard, A. R., Lucas, R. J. The electroretinogram as a method for studying circadian rhythms in the mammalian retina. Journal of genetics. 87 (5), 459-466 (2008).
  16. Bui, B. V., Armitage, J. A., Vingrys, A. J. Extraction and modelling of oscillatory potentials. Documenta Ophthalmologica. 104 (1), 17-36 (2002).
  17. Bui, B. V., Fortune, B. Ganglion cell contributions to the rat full-field electroretinogram. The Journal of Physiology. 555 (1), 153-173 (2004).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Ocena funkcji wzrokowychrozw j siatk wkistymulacja mis Ganzfeldakonfiguracja klatki Faradayaprotok adaptacji do ciemno cinasycenie buforem Ringerapozycjonowanie mikromanipulatora

Powiązane artykuły