Artykuł metodologiczny

Wykorzystanie akceleratora liniowego do przeprowadzania eksperymentów radiobiologicznych in vitro

DOI:

10.3791/59514

⸱

26 maja 2019

 ,  ,  , 
1Department of Cancer Biology, Cleveland Clinic, 2Department of Radiation Oncology, Cleveland Clinic

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kliniczne akceleratory liniowe mogą być używane do określania efektów biologicznych szerokiego zakresu dawek na komórki rakowe. Omówiliśmy, jak skonfigurować akcelerator liniowy do testów komórkowych i testów dla nowotworowych komórek macierzystych hodowanych jako guzy w zawiesinie i linii komórkowych hodowanych jako kultury adherentne.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Radioterapia pozostaje jednym z fundamentów leczenia raka. W przypadku większości nowotworów jest to najskuteczniejsza, niechirurgiczna terapia mająca na celu zmniejszenie masy guzów. W tym miejscu opisujemy metodę napromieniania komórek nowotworowych za pomocą akceleratora liniowego. Postęp w technologii akceleratorów liniowych poprawił precyzję i skuteczność radioterapii. Skutki biologiczne szerokiego zakresu dawek promieniowania i dawek są nadal intensywnym obszarem badań. Zastosowanie akceleratorów liniowych może ułatwić te badania z wykorzystaniem klinicznie istotnych dawek i szybkości dawkowania.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Radioterapia jest skuteczną metodą leczenia wielu rodzajów raka1,2,3,4. Napromienianie o bardzo wysokiej dawce jest stosunkowo nowe w radioterapii i jest możliwe dzięki najnowszym postępom technologicznym w akceleratorach liniowych5. Kliniczne zalety napromieniania o bardzo wysokiej dawce w porównaniu ze standardową szybkością napromieniania obejmują skrócony czas leczenia i lepsze doświadczenia pacjenta. Akceleratory liniowe stanowią również warunki kliniczne dla badań biologii radiacyjnej opartych na hodowlach komórkowych. Biologiczne i terapeutyczne implikacje dawki promieniowania i jej dawek są przedmiotem zainteresowania onkologów i biologów zajmujących się radioterapią od dziesięcioleci6,7,8. Jednak radiobiologia napromieniowania o bardzo wysokiej dawce i napromieniowania błyskawicznego - ekstremalnie wysokiej dawki promieniowania - nie została jeszcze dokładnie zbadana.

Promieniowanie gamma jest szeroko stosowane w biologii radiacyjnej opartej na hodowlach komórkowych9,10,11. Promieniowanie jest osiągane przez promieniowanie gamma emitowane przez rozpadające się źródła radioaktywnych izotopów, zwykle cezu-137. Wykorzystanie źródeł promieniotwórczych jest ściśle regulowane i często ograniczane. W przypadku napromieniania opartego na źródle trudno jest testować szeroki zakres dawek, co ogranicza jego użyteczność w analizie skutków biologicznych klinicznie osiągalnych dawek12.

Przeprowadzono kilka badań, które ilustrują zarówno efekty dawki, jak i dawki dawki12,13,14,15,16,17. W badaniach tych wykorzystano zarówno promieniowanie gamma generowane przez izotopy promieniotwórcze, jak i promieniowanie rentgenowskie generowane przez akceleratory liniowe. Wykorzystano różne linie komórkowe reprezentujące raka płuc, raka szyjki macicy, glejaka i czerniaka. Wpływ promieniowania na przeżycie komórek, zatrzymanie cyklu komórkowego, apoptozę i uszkodzenia DNA oceniono jako odczyty12,13,14,15,16,17. W tym miejscu opisujemy metodę definiowania biologicznych skutków klinicznie istotnych dawek promieniowania i dawek poprzez dostarczanie promieniowania rentgenowskiego za pomocą akceleratora liniowego. Badania te powinny być prowadzone przy ścisłej współpracy między biologiem, onkologiem radioterapeutą i fizykiem medycznym.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Przygotowanie komórek do hodowli komórek zawiesinowych

  1. Hodowla komórek macierzystych podobnych do glejaka w pożywkach do hodowli komórek macierzystych na płytkach około 5 x 10 6 komórek/10 cm w inkubatorze do hodowli komórkowych przy wilgotności względnej 5%CO2, 95% w temperaturze 37 °C.
    UWAGA: Stan hodowli komórkowej jest taki sam we wszystkich procedurach. Nośniki używane w protokole są nośnikami kompletnymi.
  2. Dwa dni przed planowanym napromienianiem należy pobrać komórki macierzyste glejaka z płytki hodowlanej za pomocą sterylnej pipety o pojemności 5 ml do probówki wirówkowej o pojemności 15 ml w kapturze hodowlanym.
  3. Odwirować zebrane komórki przy 200 x g przez 3 minuty w wirówce nablatowej.
  4. Odrzucić supernatant i trawić osad komórkowy (około 1 x 107 komórek) z 1 ml trypsyny-EDTA w temperaturze pokojowej przez 5 minut, aby uzyskać zawiesinę pojedynczej komórki w trypsyno-EDTA. Delikatnie potrząsaj dnem probówki wirówkowej co 2 minuty podczas trawienia, aby upewnić się, że komórki są dokładnie strawione.
  5. Dodać 3 ml pożywki do hodowli komórek macierzystych (patrz tabela materiałów) w celu ugaszenia trypsyny. Odwirować zebrane komórki przy 200 x g przez 3 minuty w wirówce nablatowej. Odrzucić supernatant i zachować osad komórkowy.
  6. Ponownie zawiesić komórki za pomocą 5 ml pożywki do hodowli komórkowych i policzyć komórki za pomocą hemocytometru.
  7. Płytka 5 x 106 komórek na dwóch 10-centymetrowych płytkach zawierających 10 ml pożywki do hodowli komórkowych.
  8. Tuż przed planowanym napromienianiem zebrać komórki i odrzucić supernatant po odwirowaniu, jak opisano w kroku 1.3. Ponownie zawiesić osad komórkowy za pomocą 5 ml pożywki do hodowli komórkowych. Przenieść 1 ml zawiesiny komórkowej na płytkę o średnicy 35 mm zawierającą 2 ml pożywki do hodowli komórkowych.
    UWAGA: Całkowita objętość podłoża wynosi 3 ml w płytce 35 mm, aby płyn miał 1 cm wysokości w płytce.
  9. Przenieś platerowane komórki do pojemnika wtórnego, takiego jak pudełko z tworzywa sztucznego lub pianki, aby zmniejszyć ryzyko zanieczyszczenia i przewieźć komórki w pojemniku do zakładu napromieniania na wózku narzędziowym.
  10. Napromienić komórki zgodnie z opisem w kroku 4.

2. Przygotowanie komórek do hodowli komórek dołączonych

  1. Na dzień przed napromienianiem, w kapturze do hodowli komórkowych, usuń pożywkę DMEM z płytki hodowli komórkowej dołączonej linii komórkowej, takiej jak komórki HEK-293. Pożywkę można odsysać za pomocą pipety Pasteura podłączonej do próżni.
  2. Przemyć komórki 5 ml sterylnego PBS do naczynia hodowlanego, aby spłukać pozostałości pożywki.
  3. Odpipetuj 1 ml trypsyny-EDTA do naczynia hodowlanego i delikatnie przechyl płytkę hodowlaną, aby upewnić się, że całe naczynie jest pokryte trypsyną-EDTA.
  4. Trypsynizować komórki w temperaturze pokojowej przez 5 minut. Wygasić reakcję trypsyna-EDTA za pomocą 3 ml pożywki DMEM i zebrać komórki za pomocą pipety 5 ml do probówki wirówkowej o pojemności 15 ml w okapie hodowlanym.
  5. Odwirować zebrane komórki przy 200 x g przez 3 minuty w wirówce nablatowej. Odrzucić supernatant i zachować osad komórkowy.
  6. Ponownie zawiesić komórki za pomocą 5 ml pożywki DMEM i policzyć komórki za pomocą hemocytometru.
  7. Płytka 2 x 105 komórek na płytce 35 mm przy użyciu 3 ml pożywki do hodowli komórkowych na wysokość 1 cm pożywki.
  8. Po 24 godzinach hodowli komórkowej w inkubatorze w temperaturze 37 °C, posiane komórki przenieść do wtórnego pojemnika (tj. izolowanego pudełka piankowego) do urządzenia do napromieniania na wózku użytkowym.
  9. Naświetlić komórki zgodnie z opisem w kroku 4.

3. Przygotowanie komórek do barwienia immunologicznego po napromieniowaniu

  1. Rozmrozić komercyjną zewnątrzkomórkową matrycę białkową na lodzie w temperaturze 4 °C przez noc. Wstępne schłodzenie końcówek do pipet o pojemności 200 μl i probówek wirówkowych o pojemności 1,5 ml w temperaturze 4 °C przez noc.
  2. Podwielokrotność zewnątrzkomórkowej matrycy białkowej ze wstępnie schłodzonymi końcówkami pipet i probówkami wirówkowymi o pojemności 1,5 ml po 200 μl na probówkę.
  3. Rozcieńczyć 200 μl zewnątrzkomórkowej macierzy białkowej we wstępnie schłodzonych 20 ml pożywki do hodowli komórkowych, aby uzyskać 1% zewnątrzkomórkową pożywkę białkową.
  4. Umieść wysterylizowane szkiełko nakrywkowe (22 mm x 22 mm) na płytce o średnicy 35 mm. Umieść 400 μl 1% zewnątrzkomórkowego podłoża białkowego na szkiełku nakrywkowym.
  5. Umieścić płytkę o średnicy 35 mm w inkubatorze do hodowli komórkowych w temperaturze 37 °C na 1 godzinę, aby umożliwić polimeryzację zewnątrzkomórkowej matrycy białkowej na szkiełku nakrywkowym.
  6. W przypadku stosowania hodowli komórek zawiesinowych należy wykonać zawiesinę pojedynczej komórki zgodnie z opisem w krokach od 1.1 do 1.5.
  7. Płytka 5 x 104 komórki na zewnątrzkomórkowym szkiełku nakrywkowym pokrytym macierzą białkową umieszczoną w płytce o średnicy 35 mm. Umieść posiane komórki z powrotem w inkubatorze hodowli komórkowych na noc, aby upewnić się, że komórki są wspierane przez matrycę białkową. Całkowita objętość pożywki na płytce powinna wynosić 3 ml, aby wysokość pożywki osiągnęła 1 cm w naczyniu hodowlanym.
  8. Obserwuj komórki pod mikroskopem jasnego pola z soczewką obiektywową o 10-krotnym powiększeniu. Komórki powinny rozkładać się na szkiełku nakrywkowym, a nie unosić się na wodzie. Przenieść naczynie hodowlane z posianymi komórkami do pojemnika wtórnego, takiego jak pudełko piankowe, do urządzenia do napromieniania na wózku użytkowym i napromienić komórki zgodnie z opisem w kroku 4.
  9. W przypadku korzystania z przyłączonych kultur komórkowych (na przykład komórek HEK-293) trawić komórki zgodnie z opisem w krokach od 2.1 do 2.6. Umieścić 5 x 104 komórki na sterylnym szkiełku nakrywkowym na płytce o średnicy 35 mm na dzień przed napromienianiem, aby upewnić się, że komórki są całkowicie przymocowane do powierzchni szkiełka nakrywkowego, obserwując je pod mikroskopem, jak w kroku 3.9. Użyj 3 ml pożywki DMEM, aby uzyskać płyn o wysokości 1 cm w płytce.
  10. Po wyhodowaniu komórek na szkiełkach nakrywkowych przez noc lub w ciągu jednego dnia, należy przenieść szalkę hodowlaną z posianymi komórkami w pojemniku wtórnym do zakładu napromieniania. Aby zmniejszyć ryzyko rozlania, można użyć wózka narzędziowego. Naświetlić komórki zgodnie z opisem w kroku 4.

4. Napromienianie za pomocą akceleratora liniowego (LINAC)

  1. Korzystając z oprogramowania konsoli LINAC, ustaw suwnicę akceleratora i kolimator na 0°, otwórz szczęki X i Y do symetrycznego rozmiaru pola 20 x 20 cm2 i wsuń kolimatory wielolistkowe (MLC), jeśli są obecne.
    UWAGA: Akumulatory LINAC mogą być wyposażone w tryb bez filtra spłaszczającego (FFF), co pozwala na bardzo wysokie dawki. Jak sama nazwa wskazuje, promieniowanie to nie jest jednorodne (płaskie), a wysoka dawka jest osiągana tylko w środku wiązki. W tym przypadku używane jest pole o wymiarach 7 x 7cm2.
  2. Umieść co najmniej 5 cm materiału równoważnego wodzie na leżance zabiegowej. Umieścić naczynie z komórkami, które mają być napromieniane z prędkością 400 mln mu/min (standardowa dawka) na materiał równoważny wodzie i wyśrodkować je na krzyżu nitkowym LINAC.
  3. Umieścić komórki, które mają być napromieniowane, na głębokości maksymalnej dawki w wiązce promieniowania rentgenowskiego o mocy 6 MV, około 1,5 cm. Umieścić dodatkowy 1 cm materiału równoważnego wodzie na wierzchu naczynia. W połączeniu z 1 cm podłoża, w którym zawieszone są komórki, umieszcza to komórki na średniej głębokości 1,5 cm.
  4. Przymocuj przednią wskazówkę do głowicy LINAC. Wysuń przedni wskaźnik, aż zetknie się z powierzchnią nagromadzonego materiału i zanotuj odległość. Dostosuj wysokość stołu, aż odległość od źródła do powierzchni narostu wyniesie 100 cm.
    UWAGA: Odległość można potwierdzić za pomocą optycznego wskaźnika odległości. Alternatywnie zamiast przedniego wskaźnika można użyć optycznego wskaźnika odległości, aby ustawić źródło na powierzchnię narastania na 100 cm.
  5. Oblicz odpowiednią liczbę jednostek monitorujących (MU), aby dostarczyć żądaną dawkę promieniowania do komórek i zaprogramuj akcelerator tak, aby dostarczał z prędkością 400 MU/min.
    UWAGA: W przypadku konfiguracji odległości między źródłem a powierzchnią (SSD) w urządzeniu LINAC skalibrowanym do dostarczania 1 cGy/MU na głębokości maksymalnej dawki, wymaganą liczbę jednostek monitora oblicza się przy użyciu MU = Dose(cGy) / (1 cGy/MU) / OF(20x20), gdzie OF oznacza współczynnik wyjściowy. Obliczenia te będą musiały zostać zmienione w przypadku urządzeń LINAC przy użyciu alternatywnych ustawień kalibracji.
  6. Opuść sejf na leczenie i sprawdź, czy wszystkie inne osoby opuściły go. Upewnij się, że w pomieszczeniu nie ma innych komórek, w przeciwnym razie otrzymają one niskie dawki promieniowania. Zamknij drzwi skarbca.
  7. Potwierdź rozmiar pola, MU i MU/min w konsoli, a następnie włącz wiązkę.
  8. Powtórzyć kroki 4.3-4.8 dla komórek, które mają być napromieniane dawkami wyższymi lub niższymi.
    1. Aby osiągnąć wyższe dawki (np. 2100 MU/min lub więcej) za pomocą akceleratora, zmniejsz dysk SSD, aby zwiększyć efektywną szybkość dawki do komórek zgodnie z prawem odwrotności kwadratu: DoseRateEffective = Doserate * (100 cm / SSD_New)2.
    2. W przypadku niskich dawek (np. 20 mln j./min) należy zwiększyć odległość między źródłem a powierzchnią (SSD_New), aby zmniejszyć dawkę dawki. Na przykład naczynie do hodowli komórkowych można umieścić na podłodze w gabinecie zabiegowym.
    3. Przelicz ponownie ustawienie jednostki monitora na akceleratorze, jeśli ta konfiguracja jest konieczna, używając MU = Dose(cGy) / (1 cGy/MU) / OF(20x20)/ (100 cm / SSD_New)2. Aby uzyskać dodatkowe informacje na temat obliczeń MU, zapoznaj się z odnośnikiem McDermott i Orton18.
  9. Określ szybkość dawki w Gy/minutę za pomocą DoseRate(Gy/Min) = Dose(Gy)*(MU/min)/MU. np. 4 Gy dostarczone przy 400 MU/min wymaga 380 MU, więc 4*400/380 = 4,2 Gy/min. Patrz tabela 1.

figure-protocol-1
Rysunek 1: Ustawienie naczynia do hodowli komórkowej na akceleratorze liniowym. (A) Pokazano kliniczny akcelerator liniowy. (B) 5 cm materiału równoważnego wodzie umieszcza się na leżance zabiegowej. (C) Na powierzchni materiału umieszcza się naczynie do hodowli komórkowych. (D) Czasza jest wyśrodkowana za pomocą krzyża celowniczego akcelera w polu zabiegowym pokazanym przez kwadratowe pole świetlne. (E) 1 cm materiału równoważnego wodzie umieszcza się na naczyniu do hodowli komórkowej. Odległość między źródłem a powierzchnią (SSD) jest sprawdzana za pomocą optycznego wskaźnika odległości (F, G) lub wskaźnika przedniego (H, I). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

5. Testy biologiczne po napromieniowaniu

  1. Po napromienieniu należy umieścić komórki z powrotem w inkubatorze do hodowli komórkowych w taki sam sposób, jak opisano powyżej (kroki 1.9, 2.8 i 3.10).
  2. W razie potrzeby dostosuj różne testy biologiczne, aby pasowały do projektu badawczego.
    UWAGA: Tutaj pokazujemy reprezentatywną analizę cyklu komórkowego16 jako przykład testu biologicznego po napromieniowaniu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aby zbadać wpływ standardowej dawki i bardzo wysokiej dawki napromieniania przez akcelerator liniowy na cykl komórkowy, trzy próbki komórek macierzystych glejaka zostały przygotowane przy użyciu tego protokołu i zebrane 24 godziny po napromieniowaniu17: jedna próbka kontrolna, która nie została napromieniowana (Rysunek 2A), jedna próbka napromieniowana 400 MU/min (jednostka monitorująca, 4,2 Gy/min standardowa dawka dawki, Rysunek 2...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Radioterapia jest integralną częścią leczenia raka. Nieustanne wysiłki mają na celu poprawę skuteczności i efektywności radioterapii. Postęp w technologii akceleratorów liniowych umożliwił leczenie pacjentów z niespotykaną dotąd dokładnością i bezpieczeństwem. Ponieważ większość pacjentów jest leczona wysokoenergetycznym promieniowaniem rentgenowskim z akceleratorów liniowych, badania badające skutki biologiczne szerokiego zakresu dawek wykonywanych na akceleratorach liniowych mogą być łatwo stosowane u pacjentów. Pojawi...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękujemy Klinice w Cleveland za korzystanie z akceleratorów liniowych. Dziękujemy dr Jeremy'emu Richowi za jego hojny dar w postaci komórek macierzystych glejaka. Badania te były wspierane przez Cleveland Clinic.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Materiał
glejak komórka macierzysta 387prezent od dr Jeremy'ego Richa
293 komórkiATCCCRL-1573
pożywka do hodowli neuronów komórek macierzystychThermo Fisher Scientific21103049NeurobasalTM
DMEMThermo Fisher Scientific10569044
Płodowa surowica bydlęcaThermo Fisher Scientific16000044
Penicylina/StreptomycynaThermo Fisher Scientific15140-122
Rekombinowane ludzkie białko EGFR& D Systems236-EG-01M
Rekombinowany ludzki FGF podstawowyR& D Systems4114-TC-01M
B-27&handel; SuplementThermo Fisher Scientific17504044
Pirogronian SoduThermo Fisher Scientific11360070
L-GlutaminaThermo Fisher Scientific25030164
Tripsin-EDTAThermo Fisher25200056
zewnątrzkomórkowa matryca protenowaCorning354277MatrigelTM
EtanolFisher chemicznyA4094
Sprzęt
10 cm naczynie do hodowli komórkowychDenvilleT1110
3,5 cm naczynie do hodowli komórkowychUSA Scientific Inc.CC7682-3340
22x22mm szklane szkiełko nakrywkowemikroskopia elektronowa sciences72210-10
15 ml probówka wirówkowaThomas Scientific1159M36
50 ml probówka wirówkowaThomas Scientific1158R10
5 ml PipetaFisher Scientific14-955-233
pomoc do pipetowaniaFisher Scientific13-681-06
Mieszalnik wirowyFisher Scientific02-215-414
WirówkaEppendorf5810R
Akcelerator liniowyVarianbrak materiału
równoważnego wodzieSun Nuclear corporation557Woda stałaTM
Przygotowanie odczynnika
DMEM pożywka10% płodowa surowica bydlęca (FBS), 2 mM L-glutamina, 100 jednostek/ml penicyliny G, 100 i mikro; g/ml streptomycyny w 500 ml pożywki DMEM pożywki
do hodowli komórek macierzystych10 ml suplementu B27, 20 i mikro; g hFGF, 20 i mikro; g hEGF, 2 mM L-glutamina, 100 jednostek/ml penicylina G, 100 &mikro; g/ml streptomycyny w 500 ml pożywki
neuropodstawowej

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Stupp, R., et al. Radiotherapy plus concomitant and adjuvant temozolomide for glioblastoma. The New England Journal of Medicine. 352 (10), 987-996 (2005).
  2. Stupp, R., et al. Effects of radiotherapy with concomitant and adjuvant temozolomide versus radiotherapy alone on survival in glioblastoma in a randomised phase III study: 5-year analysis of the EORTC-NCIC trial. The Lancet Oncology. 10 (5), 459-466 (2009).
  3. Tao, R., et al. Hypoxia imaging in upper gastrointestinal tumors and application to radiation therapy. Journal of Gastrointestinal Oncology. 9 (6), 1044-1053 (2018).
  4. Gajiwala, S., Torgeson, A., Garrido-Laguna, I., Kinsey, C., Lloyd, S. Combination immunotherapy and radiation therapy strategies for pancreatic cancer-targeting multiple steps in the cancer immunity cycle. Journal of Gastrointestinal Oncology. 9 (6), 1014-1026 (2018).
  5. Liney, G. P., Whelan, B., Oborn, B., Barton, M., Keall, P. MRI-Linear accelerator raiotherapy systems. Clinical Oncology Journal | The Royal College of Radiologists. 30 (11), 686-691 (2018).
  6. Hall, E. J. Radiation dose-rate: a factor of importance in radiobiology and radiotherapy. The British Journal of Radiology. 45 (530), 81-97 (1972).
  7. Steel, G. G., et al. The dose-rate effect in human tumour cells. Radiotherapy & Oncology. 9 (4), 299-310 (1987).
  8. Ling, C. C., Gerweck, L. E., Zaider, M., Yorke, E. Dose-rate effects in external beam radiotherapy redux. Radiotherapy & Oncology. 95 (3), 261-268 (2010).
  9. Castro, G., et al. Amotosalen/UVA treatment inactivates T cells more effectively than the recommended gammadose for prevention of transfusion-associated graft-versus-host disease. Transfusion. 58 (6), 1506-1515 (2018).
  10. Gaddini, L., et al. Exposing primary rat retina cell cultures to γ-rays: An in vitro model for evaluating radiation responses. Experimental Eye Research. 166, 21-28 (2018).
  11. Simara, P., et al. DNA double-strand breaks in human induced pluripotent stem cell reprogramming and long-term in vitro culturing. Stem Cell Research & Therapy. 8 (1), 73(2017).
  12. Wang, Z., et al. A comparison of the biological effects of 125I seeds continuous low-dose-rate radiation and 60Co high-dose-rate gamma radiation on non-small cell lung cancer cells. PLoS One. 10 (8), 0133728(2015).
  13. Lasio, G., Guerrero, M., Goetz, W., Lima, F., Baulch, J. E. Effect of varying dose-per-pulse and average dose rate in X-ray beam irradiation on cultured cell survival. Radiation and Environmental Biophysics. 53 (4), 671-676 (2014).
  14. Karan, T., et al. Radiobiological effects of altering dose rate in filter-free photon beams. Physics in Medicine and Biology. 58 (4), 1075-1082 (2013).
  15. Sarojini, S., et al. A combination of high dose rate (10X FFF/2400 MU/min/10 MV X-rays) and total low dose (0.5 Gy) induces a higher rate of apoptosis in melanoma cells in vitro and superior preservation of normal melanocytes. Melanoma Research. 25 (5), 376-389 (2015).
  16. Hao, J., et al. The effects of extra high on glioma stem-like cells. PLoS One. 13 (8), 0202533(2018).
  17. Liu, J., et al. Radiation-induced G2/M arrest rarely occurred in glioblastoma stem-like cells. International Journal of Radiation Biology. 94 (4), 394-402 (2018).
  18. Mcdermott, P., et al. The Physics and Technology of Radiation Therapy. , Medical Physics Pub Corp. Madison WI. (2010).
  19. Lohse, I., et al. Effect of high dose per pulse flattening filter-free beams on cancer cell survival. Radiotherapy & Oncology. 101 (1), 226-232 (2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

radioterapianapromienianie kom rekanaliza mocy dawkiprzygotowanie hodowli kom rkowychmacierzyste kom rki glejakaanaliza cyklu kom rkowegoobliczenia dozymetrycznekonfiguracja bunkra terapeutycznegomateria o r wnowa no ci wodnej

Powiązane artykuły