Artykuł metodologiczny

Techniki sekcji zwłok wścieklizny u dużych i małych zwierząt

DOI:

10.3791/59574

⸱

30 lipca 2019

 ,  ,  ,  , 
1Rabies Laboratory, Wadsworth Center, New York State Department of Health

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Celem tego protokołu jest zademonstrowanie bezpiecznych technik sekcji zwłok na małych i dużych zwierzętach, aby uzyskać zadowalające próbki tkanek do badania wścieklizny.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Laboratorium Laboratorium Wścieklizny Departamentu Zdrowia Stanu Nowy Jork (NYSDOH) otrzymuje rocznie od 6 000 do 9 000 próbek i przeprowadza testy na wściekliznę dla całego stanu, z wyjątkiem Nowego Jorku. Laboratorium wścieklizny przeprowadza sekcję zwłok różnych zwierząt, od nietoperzy po byki. Większość z tych okazów to zwierzęta wykazujące objawy neurologiczne, jednak mniej niż 10% faktycznie ma pozytywny wynik testu na wściekliznę; sugerując uraz, zmiany chorobowe lub inne czynniki zakaźne jako przyczynę tych objawów. Ze względu na ryzyko aerozolowania niezdiagnozowanych czynników zakaźnych, Pracownia Wścieklizny nie używa elektronarzędzi ani pił. Zaprezentowane zostaną trzy techniki sekcji zwłok zwierząt, których czaszki są nieprzeniknione nożyczkami. Laboratorium wdrożyło te techniki w celu zmniejszenia potencjalnego narażenia na czynniki zakaźne, wyeliminowania niepotrzebnej manipulacji próbką i skrócenia czasu przetwarzania. Korzyści płynące z preferowanej techniki w przeciwieństwie do innej są uzależnione od przeszkolenia indywidualnego przetwarzania próbki.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Praca na podłodze sekcji zwłok w laboratorium zajmującym się wścieklizną jest z natury niebezpieczna. Czasami okazy przybywają z osadzonymi kolcami jeżozwierza, ciałami obcymi, w tym strzałami/kulami/śrutami lub odsłoniętymi odłamkami kości, które mogą przebić ochronną folię transportową. Niewłaściwe opakowanie może spowodować wyciek, zagrażając osobom, które rozpakowują próbki. Oprócz obrażeń fizycznych, technicy przeprowadzający sekcję zwłok ryzykują narażenie na nieznane odzwierzęce czynniki zakaźne z OUN i płynów ustrojowych próbek. Ponadto ektopasożyty przenoszone przez próbkę mogą przenosić inne choroby odzwierzęce, ponieważ pchły i kleszcze są powszechnie obserwowane u przekazanych zwierząt. W zależności od położenia geograficznego i gatunku, na które narażone są choroby, różnią się. Arbowirusy, takie jak wirus wschodniego końskiego zapalenia mózgu (EEEV) lub wirus Zachodniego Nilu (WNV), choroby przenoszone przez kleszcze, w tym borelioza lub tularemia, bakterie wywołujące gorączkę Q lub gruźlicę oraz zakaźne priony wymieniają niewielką liczbę możliwych zagrożeń1,2,3.

Celem tych metod jest zademonstrowanie bezpiecznych i skutecznych technik sekcji zwłok przy użyciu narzędzi, które minimalizują ryzyko aerozolu, w przeciwieństwie do elektronarzędzi czy pił4,5. Zazwyczaj sekcja zwłok małych zwierząt w laboratorium wścieklizny wymaga wycięcia mięśni czaszki i użycia młotka i dłuta do otwarcia ogonowej grzbietowej części calvarium6. Usunięcie tego obszaru kalwarii odsłania tylną część mózgu, w tym cały móżdżek i pień mózgu czaszki. Zmodyfikowane techniki sekcji zwłok mogą być wykonywane na brzusznej części czaszki, unikając dużych mięśni czaszki i grubszych obszarów czaszki. Jednak te zmodyfikowane techniki sekcji zwłok są możliwe tylko wtedy, gdy próbka nie ma kręgów szyjnych.

Podobnie, tkanka mózgowa u dużych zwierząt może być usunięta poprzez oddzielenie mięśni czaszki i otwarcie ogonowej części grzbietowej czaszki7. Odsłonięcie móżdżku i pnia mózgu wymaga znacznego wysiłku, ponieważ czaszki większych zwierząt są na ogół grubsze. Aby uniknąć penetracji czaszki, głowa dużego zwierzęcia jest ustawiona tak, aby brzuszno-ogonowa część czaszki była skierowana w stronę technika. Za pomocą zmodyfikowanych narzędzi móżdżek i pień mózgu są usuwane przez otwór wielki. Jest to metoda zbliżona do metody pobierania próbek zalecanej przez Laboratorium Referencyjne Unii Europejskiej ds. Badań Pasażowalnej Encefalopatii Gąbczastej (TSE) w sprawie TSE8. Kręgi czaszki należy wcześniej usunąć, aby zapewnić dostęp do otworu wielkiego.

Zastosowanie tych technik jest korzystne dla odpowiednio wyszkolonych techników w laboratoriach zajmujących się wścieklizną. Ponieważ laboratorium wścieklizny otrzymuje próbki o różnych rozmiarach, od młodych nietoperzy po dorosłe konie pociągowe9, technik ma do wyboru kilka metod w zależności od indywidualnych okoliczności. Metoda zademonstrowana w przypadku dużego zwierzęcia jest również odpowiednia dla lekarzy weterynarii, którzy przeprowadzają sekcje zwłok w terenie, ponieważ wysyłka całej głowy dużego zwierzęcia do badania na wściekliznę jest kłopotliwa i kosztowna. Wdrożenie którejkolwiek z tych technik poprawi bezpieczeństwo poprzez zmniejszenie potencjału produkcji aerozoli, ograniczy obchodzenie się z próbką i zaoszczędzi czas przetwarzania. Ponieważ jednak dziedzina ta nie ma takich samych zalet jak laboratorium przeznaczone do testowania wścieklizny, ważne jest, aby wszelkie modyfikacje wprowadzane do tych procedur koncentrowały się na bezpieczeństwie, zwłaszcza na stosowaniu środków ochrony osobistej (PPE).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie opisane metody zostały zatwierdzone przez Wadsworth Center Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC).

1. Przygotowanie

  1. Załóż środki ochrony osobistej, minimalną ochronę oczu (okulary lub osłona twarzy), maskę chirurgiczną lub maskę N-95 oraz rękawice nielateksowe.
  2. Przygotuj miejsce pracy, najlepiej szafę bezpieczeństwa biologicznego (BSC), z jednorazowym pokryciem powierzchni roboczej (np. papierem pakowym lub podkładkami chłonnymi) i czystymi narzędziami do sekcji zwłok (Rysunek 1).
  3. Umieść próbkę na powierzchni roboczej i użyj narzędzi do manipulowania nią, aby ocenić stan próbki, w tym dowody rozkładu, uszkodzenie czaszki, potencjalne zagrożenia (np. pióra jeżozwierza, ostrza skalpela) oraz jakość dekapitacji.

2. Metoda brzuszna

UWAGA: Gdy próbka zostanie prawidłowo ścięta na linii szczęki, otwór wielki i kłykieć potyliczny zostaną odsłonięte. Metoda brzuszna jest mniej skomplikowana w przypadku odzyskania móżdżku i pnia mózgu.

  1. Umieść próbkę brzuszną stroną do góry i nosem skierowanym dystalnie w kierunku tylnej części BSC.
  2. W prawej ręce (jeśli jest praworęczny) trzymaj młotek ortopedyczny, a w lewej dłuto radnego.
  3. Ustawić dłuto pod kątem 45° tak, aby punkt narożny dłuta był skierowany między prawą stronę kości skroniowej a kości potylicznej, tworząc otwór w kształcie litery "V".
  4. Uderzaj młotkiem w górną część dłuta, aż dwie kości się rozdzielą. Wykonaj cięcie w pobliżu kości podstawowo-fenoidalnej.
  5. Powtórz po lewej stronie kości skroniowej/potylicznej (Rysunek 2A).
  6. Zegnij obszar czaszki w kształcie litery "V" w dół za pomocą dłuta. Odsłoń cały obszar rombencefalonu mózgu (móżdżek i pień mózgu) (Rysunek 2B).
  7. Zgarnij pień mózgu i móżdżek nożyczkami i kleszczami. Usuń wszelkie pozostałe części czaszki, jeśli pień mózgu i móżdżek nie wyszły w jednym kawałku.

3. Metoda grzbietowa

UWAGA: Jeśli próbka ma słabą dekapitację (otwór wielki niewidoczny) i szyja nie może być łatwo usunięta podczas sekcji zwłok lub jeśli podejrzewa się uszkodzenie móżdżku, należy zastosować metodę grzbietową.

  1. Umieść próbkę grzbietowo z nosem skierowanym dystalnie w kierunku tylnej części BSC.
  2. Za pomocą tenakuli guza chwyć lewy mięsień skroniowy zębami tenacula i zablokuj, ściskając uchwyt.
  3. Przetnij mięsień skroniowy do kości ostrym nożem do rzeźbienia.
  4. Obróć próbkę o 180° za pomocą tenaculi i noża (nie ręką) i powtórz proces na przeciwległym mięśniu skroniowym. Odsłoń czaszkę.
  5. Ustawić dłuto pod kątem 45° tak, aby punkt narożny dłuta znajdował się na środku czaszki na styku kości ciemieniowej i śródciemieniowej.
  6. Uderzaj młotkiem w górną część dłuta, aż w górnej połowie czaszki przy kości ciemieniowej zostanie wykonany poziomy otwór
    7. .
  7. Obróć próbkę o 180° i powtórz proces po przeciwnej stronie.
  8. Włóż czubek dłuta na koniec cięcia 1 (Rysunek 3A) i pod kątem 90° poziomego otworu. Uderzaj młotkiem, aż otwór dotrze do kości potylicznej (około 10 cm w zależności od wielkości próbki).
  9. Zwiń próbkę i powtórz po przeciwnej stronie na końcu cięcia 2,
    UWAGA: Z okazem na grzbiecie i nosie umieszczonym w kierunku tyłu BSC, otwory w czaszce przypominają odwróconą literę "U".
  10. Włóż zęby tenaculi do czaszki na dole litery "U" i podważ do siebie. Odsłoń ogonowy koniec mózgu i móżdżek (Ryc. 3B).
  11. Użyj nożyczek jako szufelki i podważ cały móżdżek z wnętrza jamy.
  12. Użyj kleszczyków tkankowych, aby usunąć pień mózgu z otworu.

4. Metoda dużych zwierząt

  1. Ustawić próbkę tak, aby grzbietowa część czaszki stykała się z powierzchnią sekcji zwłok, a część ogonowa czaszki i otwór wielki są skierowane w stronę technika.
  2. Włóż zmodyfikowany nóż szpilkowy do otworu wielkiego między rdzeniem kręgowym a oponami mózgowo-rdzeniowymi tak daleko, jak to możliwe.
  3. Naciąć wokół rdzenia kręgowego, aby oddzielić móżdżek i pień mózgu od opon mózgowo-rdzeniowych. Po włożeniu noża przez otwór wielki, delikatnie ustaw nóż pod kątem, aby podążać wzdłuż czaszki tak bardzo, jak to możliwe.
  4. Włóż szpatułkę chemiczną lub cienką łyżkę z długą rączką w przestrzeń między tkanką nerwową a oponami rdzeniowymi.
  5. Sonduj wokół rdzenia kręgowego i móżdżku, aby upewnić się, że połączenie z oponami rdzeniowymi zostało przerwane.
  6. Przytrzymaj pień mózgu kleszczami. Drugą ręką przesuń łyżkę w kierunku obrotowym, a następnie grzbietowo, aby nabrać móżdżek. Jednocześnie pociągnij kleszczemi za pień mózgu i zgarnij móżdżek za pomocą łyżki.
    UWAGA: Może to wymagać więcej niż jednej próby, aby odzyskać odpowiednią ilość móżdżku do badania na wściekliznę.

5. Sekcja zwłok po sekcji

zwłok
  1. Wszystkie materiały jednorazowego użytku (rękawice, podkładki, pokrycia miejsca pracy) i nieużywane chusteczki należy wyrzucić do odpadów niebezpiecznych biologicznie.
  2. Wyczyść i zdezynfekuj wszystkie narzędzia dostępną metodą (np. zmywarka przemysłowa, autoklaw, chemiczny środek dezynfekujący, gotowanie).
  3. Wyczyść i zdezynfekuj wszystkie powierzchnie robocze za pomocą 20% wybielacza i/lub 70% etanolu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie próbki naziemne przesłane z czaszkami między 31 stycznia 2019 a 28 lutego 2019 zawierały informacje dotyczące obecności szyi i metody pobranej sekcji zwłok. W tym czasie przeprowadzono sekcję zwłok 170 głów, w których reprezentowanych było 18 gatunków. 52% (89/170) zostało prawidłowo pozbawionych głów. Pozostałe miały przyczepiony co najmniej jeden kręg, w tym trzy próbki całego ciała. Metodę brzuszną stosowano w 75% (128/170) przypadków, z czego szyje występowały w 49 przypadka...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Próbki przekazywane do sekcji zwłok wścieklizny często mają historię objawów klinicznych zgodnych z chorobą neurologiczną. Obecność choroby klinicznej może być związana z różnymi zaburzeniami, w tym chorobami odzwierzęcymi, zwiększającymi ryzyko zakażenia nabytego w laboratorium u personelu. Aby zmniejszyć to ryzyko, wdrożono techniki, które ograniczają obchodzenie się z próbkami i manipulowanie nimi.

Zademonstrowane metody reprezentują sekcję zwłok mającą na celu usunięcie pożądanych tkanek t...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Jesteśmy wdzięczni Departamentowi Zdrowia Stanu Nowy Jork Wadsworth Center za wsparcie tego projektu. Chcielibyśmy również podziękować za wsparcie ze strony Amy Willsey i Franka Blaisdella z Departamentu Zdrowia Wadsworth Center i LL Ranch, Altamont, NY.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Łyżka chemicznaDowolne
zakrzywione, ostro-nożyczki majonezoweSklar14-2055Nożyczki operacyjne Sklar 5-1/2 cala Premium OR Grade Uchwyt pierścieniowy ze stali nierdzewnej Zakrzywiony ostry/
Duży ostry nóż do rzeźbienia o jakości restauracyjnejDexterP948488-calowy ząbkowany nóż uniwersalny, biała rękojeść
Blokujący guz-tenaculaDiamond Scientific i SurgicalsN/ACzerny Tenaculum Forcep
Zmodyfikowany nóż szpilkowy (nóż do rzeźbienia o długości 6,5 cala szlifowany do 0,5 cala szerokości)DexterP94848Zmodyfikowany 8-calowy nóż uniwersalny z ząbkiem, biała rękojeść
Ortopedyczny młotek młotkowyMortechN/AMłotek pośmiertny z hakiem
Ostre dłuto ortopedyczne do kości radnegoShandon60-5Ostrze dłuta radnego: 2 cale x 2,25 cala w standardzie 7 cali
Zaostrzona łyżka stołowa lub inna łyżka z długim uchwytemDowolna
Kleszcze do opatrunków tkankowych z gładką końcówką bez zębówShandon63-03Shandon Broad Point Dressing Szczypce do kciuków
Bezpudrowe rękawiczki nielateksoweDowolna
Okulary ochronne, gogle lub osłona twarzyDowolna
Chirurgia lub maska N-95Dowolny
papier pakowy, papier rzeźniczy, podkładka chłonna itpDowolna

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Centers for Disease Control and Prevention (CDC). West Nile virus activity - United States, 2009. MMWR Morbidity and Mortality Weekly Report. 59 (25), 769-772 (2010).
  2. McDaniel, C. J., Cardwell, D. M., Moeller, R. B. Jr, Gray, G. C. Humans and cattle: A review of bovine zoonoses. Vector Borne and Zoonotic Diseases. 14 (1), 1-19 (2014).
  3. Spickler, A. R. Zoonotic diseases. Merck Veterinary Manual. , Available from: https://www.merckvetmanual.com/public-health/zoonoses/zoonotic-diseases (2019).
  4. Wenner, L., Pauli, U., Summermatter, K., Gantenbein, H., Vidondo, B., Posthaus, H. Aerosol generation during bone-sawing procedures in veterinary autopsies. Veterinary Pathology. 54 (3), 425-436 (2017).
  5. Green, F. H. Y., Yoshida, K. Characteristics of aerosols generated during autopsy procedures and their potential role as carriers of infectious agents. Applied Occupational and Environmental Hygiene. 5 (12), 853-858 (1990).
  6. Barrat, J. Simple technique for the collection and shipment of brain specimens for rabies diagnosis. Laboratory techniques in Rabies 4th Edition. Meslin, F. X., Kaplan, M. M., Koprowski, H. , World Health Organization. 425-427 (1996).
  7. Ness, S. L., Bain, F. T. How to perform an equine field necropsy. American Association of Equine Practitioners. 55, 313-316 (2009).
  8. Animal & Plant Health Agency. Sample requirements for TSE testing and confirmation – EURL guidance. , Available from: https://protect2.fireeye.com/url?k=09f00f8d-55d40ec4-09f2f6b8-0cc47aa8d394-3f805f032cc98df8&u=https://science.vla.gov.uk/tse-lab-net/documents/tse-oie-rl-samp.pdf (2019).
  9. New York State Department of Health, Wadsworth Center. Rabies reports. , Available from: https://www.wadsworth.org/programs/id/rabies/reports (2019).
  10. CDC. Protocol for postmortem diagnosis of rabies in animals by direct fluorescent antibody testing: A minimum standard for rabies diagnosis in the United States. , Available from: https://www.cdc.gov/rabies/pdf/rabiesdfaspv2.pdf (2019).
  11. Miller, L. D., Davis, A. J., Jenny, A. L., Fekadu, M., Whitfield, S. G. Surveillance for lesions of bovine spongiform encephalopathy in U.S. cattle. Developments in Biological Standardizations. 80, 119-121 (1993).
  12. Andrews, C., Gerdin, J., Patterson, J., Buckles, E. L., Fitzgerald, S. D. Eastern equine encephalitis in puppies in Michigan and New York states. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation. 30 (4), 633-636 (2018).
  13. Appler, K., Brunt, S., Jarvis, J. A., Davis, A. D. Clarifying indeterminate results on the rabies direct fluorescent antibody test using real-time reverse transcriptase polymerase chain reaction. Public Health Reports. 134 (1), 57-62 (2019).
  14. Chapter 7. Brain removal. Laboratory techniques in Rabies 5th Edition. Rupprecht, C. E., Fooks, A. R., Abela-Ridder, B. , World Health Organization. 67-72 (2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Pobieranie pnia m zguwyj cie m d kumetoda brzusznametoda grzbietowaprotok dla du ych zwierz tm otek ortopedycznyd uto Councilmanachwytaki do guz wzmodyfikowany n typu stiletto

Powiązane artykuły