Tutaj opisano użycie kilku domowych narzędzi do przenoszenia, schładzania i zabijania dorosłych Drosophila, a także do czyszczenia szklanych fiolek z kulturami i zbierania jaj. Narzędzia te są łatwe do wykonania i są dość skuteczne w radzeniu sobie z Drosophila.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Proste domowe narzędzia do radzenia sobie z muszkami owocowymi - Drosophila melanogaster
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Muszka owocowa, Drosophila melanogaster, jest szeroko stosowana zarówno w badaniach biologicznych, jak i w edukacji biologicznej. Obchodzenie się z dorosłymi muchami jest powszechne, ale w praktyce trudne, ponieważ dorosłe muchy latają. Pokazano tutaj, jak stworzyć kilka prostych i opłacalnych narzędzi do rozwiązywania trudnych problemów związanych z obchodzeniem się z Drosophila. Wykonuje się otwory w korkach piankowych, a do otworów wkłada się końcówki do pipet lub lejki. Muchy przemieszczają się wtedy tylko w jednym kierunku do zespołu końcówka/lejek pipety, co pozwala na skuteczną kontrolę przenoszenia dorosłego osobnika Drosophila do lub z fiolki. Istniejące protokoły zostały zmodyfikowane dla much znieczulających na zimno poprzez schładzanie w kruszonym lodzie i przenoszenie ich na zimną, twardą powierzchnię lodu. Okład lodowy jest pokryty kawałkiem gazy medycznej, która utrzymuje unieruchomione muchy przed skondensowaną wodą podczas badania pod mikroskopem stereoskopowym. Muchy są ostatecznie poddawane eutanazji w celu liczenia i sortowania lub wyrzucane w kuchence mikrofalowej. Opracowano również klatkę w kształcie butelki do zbierania jaj, a także urządzenie oszczędzające pracę i towarzyszący protokół czyszczenia szklanych fiolek z kulturami bakterii.
Wprowadzenie
Muszka owocowa, Drosophila melanogaster, jest organizmem modelowym szeroko wykorzystywanym w badaniach biologicznych i edukacji biologicznej do studiowania szerokiego zakresu tematów1,2. Podstawowe problemy związane z obchodzeniem się z Drosophila to przenoszenie dorosłych osobników z fiolki do fiolki i unieruchomienie much, aby były łatwiejsze w obsłudze, ponieważ wszystkie dorosłe osobniki (z wyjątkiem niektórych mutantów3,4) potrafią latać.
Konwencjonalnie, badacz przenosi muchy z jednej fiolki do drugiej, trzymając dwie fiolki usta-usta, stukając muchami w dół lub pozwalając muchom przelecieć do innej fiolki, a następnie rozdzielając i ponownie podłączając obie fiolki4. Oczywiście wymaga to otwarcia dwóch fiolek o tej samej średnicy i trudno jest kontrolować ilość przenoszonych much. Tymczasem wymaga to szybkich rąk do wykonania zadania, a ucieczka przed zabłąkanymi muchami może spowodować problemy w laboratorium lub klasie. Dodawanie much ekstra dziewiczych lub samców much do już przygotowanej krzyżówki to kolejne rutynowe zadanie w eksperymentach z Drosophila. Tradycyjnie muchy muszą być unieruchomione w fiolce krzyżowej przed dodaniem dodatkowych much.
Dorosłe Drosophila są rutynowo znieczulane eterem, CO2 lub chillingiem5. W porównaniu z narażeniem na eter i CO2 schładzanie jest najbardziej opłacalnym środkiem do unieruchamiania dorosłych Drosophila i najmniej szkodliwym zarówno dla much, jak i badaczy (zwłaszcza młodych studentów)6,7. Jednak woda, która w sposób ciągły skrapla się na zimnej powierzchni lub komorze, zwilża muchy. Trudno jest określić fenotypy mokrych much i mogą one łatwo ulec uszkodzeniu podczas manipulacji8,9. Dzięki temu metoda schładzania nie stała się szerzej akceptowana.
Narzędzia do przenoszenia much i metoda chłodzenia muchy zostały wcześniej opisane10. W niniejszym artykule opisano zmodyfikowaną technikę znieczulenia chłodzącego, która jest bezpieczna, niezawodna i wykonalna w eksperymentach z Drosophila. W artykule opisano również: 1) metody zabijania dorosłych osobników w celu ich liczenia, sortowania lub odrzucania, 2) urządzenia oszczędzające pracę i protokoły czyszczenia szklanych fiolek z kulturami oraz 3) prostą klatkę do zbierania jaj. Opisane tutaj łatwe w projektowaniu i ekonomiczne narzędzia mogą być wykorzystywane do rozwiązywania trudnych problemów związanych z obsługą much, a metody te zostały przetestowane i udowodniono, że są solidne, niezawodne i łatwe w obsłudze dla doświadczonych i początkujących badaczy.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
1. Przygotowanie narzędzi i akcesoriów
- Korki do końcówek/lejków
- Zaopatrzyć się w dwie zatyczki gąbkowe (średnica zatyczek musi być nieco większa niż średnica wewnętrzna fiolek używanych do przenoszenia much). Wykonaj otwór w środku zatyczek gąbkowych za pomocą rozgrzanej lutownicy elektrycznej.
- Weź dwie końcówki do pipet o pojemności 1 ml, przetnij jedną na pół poprzecznie ostrym nożem i wyrzuć spiczasty koniec. Następnie odetnij 1,5 cm spiczastego końca od drugiej końcówki pipety. Sklej resztki dwóch końcówek pipet za pomocą uniwersalnego kleju, aby uzyskać wydłużoną końcówkę pipety (Rysunek 1A).
- Włóż lejek i wydłużoną końcówkę pipety do zatyczek z gąbką, aby utworzyć korek końcówki i lejka (zwane dalej korkami T i F) i zakryj końcówkę pipety probówką do mikrowirówek o pojemności 100 μl (Rysunek 1A).
nuta: Długość trzpienia lejka musi być większa niż wysokość korka. Jeśli jest krótszy lub równy wysokości wtyczki, muchy uciekną z otworu trzpienia. Koniec trzonka lejka powinien znajdować się co najmniej 2 cm nad powierzchnią pożywki hodowlanej lub dnem pustej fiolki. Preferowane są małe lejki (np. o średnicy tarczy <60 mm) z małymi wewnętrznymi średnicami otworu trzpienia (<5 mm). Do wykonania F-stoppera można użyć szklanego lub plastikowego lejka. Jednak plastikowe lejki są preferowane na lekcjach biologii, ponieważ pękają mniej łatwo niż lejki szklane.
- Igły do mikropreparacji
- Zaopatrz się w ołówki automatyczne, które dobrze leżą w dłoni i szpilki przeciw owadom, które pasują do średnic (np. 0,5 mm, 0,7 mm) ich ołowianych wkładów.
- Odetnij szerokie końce szpilek do owadów szczypcami i spiłuj cięcie na płasko. Zastąp przewód kołkami (Rysunek 1B). Naciśnij przycisk kliknięcia i wysuń 0,5–1 cm szpilki, aby przeprowadzić preparację. Wyczyść szpilkę i wepchnij ją całkowicie z powrotem do trzonka ołówka po sekcji sekcji, aby była bezpieczna dla każdej osoby.
nuta: Igły do mikropreparowania są przydatne nie tylko w sekcjach narządów, takich jak larwy, gruczoły ślinowe, ale także w liczeniu i sortowaniu martwych dorosłych much.
- Twarde okłady z lodu
- Zdobądź kilka twardych okładów z lodu do ponownego zamrożenia (preferowane są duże okłady z lodu). Rysunek 1C pokazuje dobrze działający worek lodowy, który ma wymiary 26,5 cm x 14,5 cm x 2,5 cm i ma górne i dolne strony, które są całkowicie płaskie.
- Pokrój gazę medyczną (niesterylną) na kawałki, które są nieco mniejsze niż zimne powierzchnie okładów z lodu, które pokrywają. Na przykład, kawałek gazy medycznej nieco mniejszy niż 26,5 cm x 14,5 cm jest lepszy do przykrycia okładu z lodu pokazanego w Rysunek 1C.
nuta: Do niezbędnych akcesoriów do tych narzędzi schładzających należą: pojemnik na lód (użyliśmy pudełka piankowego o wymiarach 25 cm x 15 cm x 15 cm dla jednej osoby i pudełka o wymiarach 37 cm x 28 cm x 20 cm dla więcej niż jednej osoby), który służy do przechowywania kruszonego lodu; para cienkich pęset, które służą do chwytania schłodzonych much za skrzydła i przenoszenia ich do fiolki; para ochronnych rękawic roboczych, które służą do wyjmowania schłodzonych okładów z lodu z zamrażarki o temperaturze -20 °C; i folia z tworzywa sztucznego, która służy do pokrycia stolika mikroskopu stereoskopowego.
- Klatka do zbierania jaj Drosophila
nuta: Gotowe klatki do zbierania jaj Drosophila są dostępne w wielu firmach biotechnologicznych11. Opisana tutaj jest mała akrylowa klatka w kształcie butelki na szalki Petriego o średnicy 60 mm (Rysunek 1D po lewej; projekt klatki jest pokazany w środku). Można go dostosować do innych rozmiarów szalek Petriego (np. 100 mm, 35 mm). Pozwala to na łatwe przenoszenie much do lub z klatki. Prostą klatkę można przygotować w następujący sposób.- Za pomocą obcinaka zatrzaskowego pokrój miękką plastikową butelkę na napoje (500 ml, średnica wewnętrzna ok. 65 mm) w przybliżeniu w stosunku 2:1 (spiczasty koniec do końca) i wyrzuć koniec.
- Owiń pasek papieru kartonowego wokół talerza z sokiem jabłkowym (średnica wewnętrzna 60 mm) za pomocą taśmy klejącej [talerz na sok jabłkowy służy do zbierania jajek (Rysunek 1E, po prawej)].
- Akumulatorowa sterownik do szczotek do rur
- Zaopatrz się w wiertarko-wkrętarkę akumulatorową (maksymalna prędkość = 500 obr./min).
- Zaopatrz się w szczotkę do rurek, która ma włosie po bokach, a także z przodu. Idealnie, średnica szczoteczki powinna być nieco większa niż średnica fiolek z kulturami, które należy wyczyścić. Odetnij koniec rękojeści, aby można go było włożyć do uchwytu wiertarskiego (Rysunek 1D).
nuta: Niezbędne akcesoria do tych narzędzi czyszczących to gąbki ze stali nierdzewnej i gumowe rękawice z długim mankietem.
2. Przenoszenie dorosłych much z fiolki A do fiolki B
UWAGA: Przenoszenie dorosłych muszek z jednej fiolki do drugiej jest najczęstszą praktyką przeprowadzaną w eksperymentach z Drosophila [np. przenoszenie muszek ze starej kultury (A) na świeżą kulturę (B) lub z fiolki krzyżowej (A) do pustej fiolki (B)] w celu znieczulenia. Opisany tutaj protokół może być stosowany do wszelkich czynności związanych z przenoszeniem dorosłych much. O ile nie zaznaczono inaczej, protokół ten jest używany do przenoszenia much z fiolki A do fiolki B w tym artykule.
- Sprawdź dokładnie trzpień lejka zatyczki F i końcówkę pipety zatyczki T, a następnie usuń wszelkie muchy, które pozostały w korkach, za pomocą gumowej dmuchawy powietrza. Ten krok ma ogromne znaczenie, zwłaszcza gdy jeden zestaw stoperów T i F jest używany do ciągłego przenoszenia różnych linii Drosophila.
- Stuknąć muchy w fiolce A i zastąpić jej korek korkiem w kształcie litery T, a następnie zatkać fiolkę B korkiem F.
- Odwrócić fiolkę A na fiolkę B, włożyć końcówkę końcówki pipety w kształcie litery T do otworu lejka w korku F, uderzyć w krawędź odwróconej fiolki A, aby muchy mogły wysunąć się z końcówki pipety i przejść przez trzpień lejka, a następnie wrzucić do fiolki B. Jeśli jakikolwiek stary pokarm w fiolce A stanie się mniej zwarty, może spaść, gdy fiolka A zostanie odwrócona i stuknięta. W takiej sytuacji należy odwrócić fiolkę B nad fiolką A i pozwolić muchom wpełznąć do fiolki B.
- Oddzielić ogranicznik T od ogranicznika F. Zakryć końcówkę pipety korka w kształcie litery T probówką do mikrowirówek o pojemności 200 μl, jeżeli pozostałe muchy w fiolce A muszą zostać natychmiast przeniesione do innych fiolek; w przeciwnym razie wyjąć korek T i ponownie zatkać fiolkę A. Wyjąć korek F i ponownie zatkać fiolkę B.
3. Unieruchamianie much przez chłodzenie
- Twarde, nadające się do ponownego zamrożenia okłady z lodu należy przechowywać w zamrażarce w temperaturze -20 °C przez co najmniej 24 godziny przed użyciem.
- Umieść schłodzony, twardy okład z lodu w temperaturze pokojowej (RT) na 20 minut. Lekko zwilż kawałek nieaseptycznej gazy medycznej pod bieżącą wodą i pozwól mu ściśle przylegać do powierzchni okładu z lodu. Gaza medyczna może być ponownie użyta w następnym schładzaniu much. W tym samym czasie schłodzić pustą fiolkę w kruszonym lodzie.
- Dorosłe muchy, które muszą zostać unieruchomione, należy przenieść do schłodzonej pustej fiolki (CEV). Po rozdzieleniu dwóch fiolek do przenoszenia, przykryj CEV szalką Petriego lub zatyczką i uderz CEV o pokruszony lód, aby spuścić na dno wszystkie muchy w CEV. Powtórz ten proces kilka razy, aż wszystkie muchy zostaną unieruchomione. Muchy zostaną unieruchomione w ciągu 30 sekund. Następnie umieść CEV w lodzie na 1 minutę. Nie zaleca się przenoszenia zbyt wielu much jednocześnie w celu znieczulenia.
- Wylej schłodzone muchy na gazę medyczną, która przykrywa okład z lodu. Rozłóż nakładające się na siebie muchy za pomocą pędzla i upewnij się, że każda mucha może zostać schłodzona przez zimną powierzchnię okładu lodowego. Jeśli schłodzony, twardy okład lodowy lekko pęcznieje, połóż go na ręczniku i pracuj na płaskiej stronie.
- Usuń klipsy sceniczne z mikroskopu stereoskopowego, przykryj stolik kawałkiem plastikowej folii i połóż okład z lodu na stoliku. Włącz górne światło (pożądane jest zimne źródło światła), ustaw ostroskop na stereomikroskopie i przesuwaj okład z lodu, aż schłodzone muchy będą wyraźnie widoczne.
4. Zabijanie dorosłych much w celu ich liczenia, sortowania lub odrzucania
- Przenieść dorosłe muchy do pustej fiolki i przykryć ją szalką Petriego.
- Odwróć fiolkę, podgrzewaj ją przez 1 min + 20 s w kuchence mikrofalowej i pozwól, aby martwe muchy wpadły na szalkę Petriego.
- Założyć ochronne rękawice robocze i wyjąć fiolkę z kuchenki mikrofalowej. Wylej martwe muchy na białą papierową kartę, policz lub zbadaj muchy za pomocą igły do mikropreparacji pod mikroskopem stereoskopowym, a po obserwacji wyrzuć ciała much do kosza na śmieci.
- Aby zabić niechciane muchy, podgrzej je przez 2–3 minuty w kuchence mikrofalowej, a następnie wrzuć tusze do kosza na śmieci.
nuta: Nie zaleca się zabijania niektórych szczepów zmutowanych skrzydeł (np. mutantów długości skrzydeł) w celu badania, ponieważ trudno jest ocenić na podstawie tusz, czy skrzydła wystają poza czubek odwłoka, co jest widoczne u much dzikich typów.
5. Przenoszenie much do/z klatki do zbierania jaj w kształcie butelki
UWAGA: Jak wspomniano powyżej, T- i F-stoppery są używane do przenoszenia much do i z klatki do pobierania jaj. Muchy nie muszą być znieczulone podczas całego tego procesu. Inne szczegóły, takie jak przygotowanie podłoża z soku jabłkowego, zbieranie jaj i dechorionizacja, można znaleźć w literaturze12.
- Włóż klatkę na jajka do talerza na sok jabłkowy lub zamontuj talerz na sok jabłkowy do klatki wykonanej z butelki po napoju bezalkoholowym. Uszczelnij złącze wokół dwóch elementów paskiem folii parafinowej.
- Umieść jak najwięcej much w klatce i ponownie zatkaj klatkę piankowym korkiem po przeniesieniu much.
- Aby zmienić pokarm dla much w klatce, przenieś muchy w klatce do pustej fiolki.
- Załóż talerz na sok jabłkowy i ponownie go zamknij, a następnie przenieś muchy z fiolki z powrotem do klatki.
- Po zakończeniu zbierania jaj przenieś muchy do pustej fiolki i przenieś je do fiolek hodowlanych.
6. Czyszczenie szklanych fiolek z kulturami
UWAGA: Generalnie, stara fiolka z kulturą zawiera żywe muchy. W opisanym tutaj protokole, muchy te NIE muszą być zabijane przed czyszczeniem, chyba że są to muchy transgeniczne.
- Usuń tusz markera permanentnego ze szklanych fiolek z kulturami za pomocą mokrych gąbek ze stali nierdzewnej.
- Namocz fiolki z kulturami bakterii pod bieżącą wodą.
- Napełnij zlew laboratoryjny wodą, dodaj płynne mydło do mycia naczyń do wody i wymieszaj.
- Zanurzyć fiolki z kulturami w wodzie, a następnie wyjąć korek, pozwalając wodzie spłynąć do fiolki. Płyn do mycia naczyń w wodzie sprawi, że pozostałe dorosłe muchy opadną na dno i utopią się w wodzie.
- Namocz stare fiolki z kulturami w wodzie przez co najmniej 30 minut.
- Poluzuj uchwyt wiertarki, włóż szczotkę do probówki i ponownie dokręć uchwyt. Sprawdź kierunek obrotu selektora i upewnij się, że wiertło obraca się zgodnie z ruchem wskazówek zegara. Wyreguluj spust prędkości i upewnij się, że maksymalna prędkość jest mniejsza niż 500 obr./min.
- Wyczyść fiolki z kulturami.
- Dokładnie oczyścić fiolki z kulturami bakterii.
- Założyć długą gumową rękawicę z mankietem na rękę niedominującą i trzymać fiolkę w wodzie.
- Przytrzymaj bezprzewodowy sterownik szczotkowy do rur gołą dominującą ręką, wciśnij szczoteczkę do fiolki z kulturami i naciśnij spust.
nuta: Nie zanurzaj baterii w wodzie. Obrotowa szczotka rozdrobni stare jedzenie, poczwarki itp. i usunie ponad 95% odpadów. - Wyrzuć odpady do osobnego kosza na śmieci. Powtarzać ten proces, aż większość odpadów w każdej fiolce zostanie oczyszczona.
- Dokładnie wyczyść fiolki z kulturami.
- Wyczyść szczotkę do rur, opróżnij i wyczyść zlew, a następnie napełnij go czystą wodą.
- Usunąć pozostałe odpady z każdej fiolki z kulturą bakterii zgodnie z opisem w sekcji 6.4.1.
- Dokładnie oczyścić fiolki z kulturami bakterii.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Zatkorki typu T i F zostały opracowane jako zestaw prostych narzędzi, które można dostosować i wykorzystać w dowolnych działaniach związanych z przenoszeniem much. Przenoszenie much ze starej hodowli do kilku świeżych hodowli polega na usunięciu korków z nowych probówek, zastąpieniu ich zatkorkami F, a następnie opukaniu much w starej probówce, szybkim usunięciu jej korka i zastąpieniu go zatkorkiem T. Jeśli stara pożywka jest zwarta, należy odwrócić starą probówkę i włożyć końcówkę zatko...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
W artykule opisano niektóre domowe narzędzia do wykonywania podstawowych czynności związanych z hodowlą i eksperymentowaniem z Drosophila . Te narzędzia są proste, ale dość skuteczne. Praktycznie każde laboratorium może z łatwością wykonać te narzędzia, a laboratorium badawcze lub dydaktyczne nie musi szukać gotowej alternatywy, która być może nie jest dostępna lokalnie.
Przenoszenie much jest najczęstszą praktyką i trudnym zadaniem w eksperymentach z Drosophila. Niestety do ...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autor nie ma nic do ujawnienia.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Para szczypiec | |||
| Wiertarko-wkrętarka | maksymalna prędkość: 500 obr./min | ||
| Lutownica | |||
| Pilnik | |||
| Średnica | lejka dysku< 60mm | ||
| na lód | |||
| Szpilki | |||
| Termometr | HCIYET HT-830 | ||
| Rękawice | |||
| Ołówki | |||
| Gaza medyczna | |||
| Rurka | 100 ul | ||
| Kuchenka | |||
| Naczynie | |||
| Parafilm | |||
| Końcówki | 1 ml | ||
| Folia | |||
| Naczynie z tworzywa sztucznego Peri | Φ 36 mm służy do przykrycia pustej fiolki | ||
| Pęseta punktowa | |||
| Ochronne rękawice | |||
| Ponownie mrożone twarde okłady | 26,5 i razy; 14,5 razy; 2,5 cm lub większa | ||
| Gumowa dmuchawa | |||
| Obcinak | |||
| Butelka | 500 ml, średnica wewnętrzna ok. 65 mm | ||
| Korek | |||
| Gąbki ze stali nierdzewnej Szczotka | |||
| do tubek | |||
| Fiolka | & Phi; 34 mm i razy; 90 mm |
Bibliografia
- Jennings, B. H. Drosophila – a versatile model in biology & medicine. Materials Today. 14 (5), 190-195 (2011).
- JoVE Science Education Database. Biology I: yeast, Drosophila and C. elegans. An Introduction to Drosophila melanogaster. , JoVE. Cambridge, MA. (2018).
- Ashburner, M., Roote, J. Laboratory Culture of Drosophila. Drosophila Protocols. Sullivan, W., Ashburner, M., Hawley, R. S. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. Ch. 585-599 (2000).
- Greenspan, R. J. Fly pushing: The theory and practice of Drosophila genetics. Cold Spring Harbor Laboratory Press. , (2004).
- Ashburner, M., Thompson, J. The laboratory culture of Drosophila. The genetics and biology of Drosophila. Ashburner, M., Wright, T. R. F. 2a, Academic Press. 1-109 (1978).
- Ratterman, D. M. Eliminating ether by using ice for Drosophila labs. Tested Studies For Laboratory Teaching. O'Donnell, M. A. , 259-265 (2003).
- Culturing techniques for Drosophila . , Available from: https://www.ptbeach.com/cms/lib/NJ01000839/Centricity/Domain/113/ap%20biology%20Labs/Culturing%20techniques%20for%20Drosophila.pdf (2019).
- Markow, T. A., O'Grady, P. M. Drosophila: A Guide to Species Identification and Use. , Academic Press. (2006).
- Artiss, T., Hughes, B. Taking the Headaches Out of Anesthetizing Drosophila: A Cheap & Easy Method of Constructing Carbon Dioxide Staging. The American Biology Teacher. 69 (8), e77-e80 (2007).
- Qu, W. -H., Zhu, T. -B., Yang, D. -X. A Modified Cooling Method and its Application in Drosophila Experiments. Journal Of Biological Education. 49 (3), 302-308 (2015).
- Egg-laying cages for drosophila. , Available from: https://www.kisker-biotech.com/frontoffice/product?produitId=0H-19-17 (2018).
- Roberts, D. B. Drosophila: a practical approach. , 2nd edn, Oxford University Press. (1998).
- Tang, M., Peng, Q. -F., Yang, D. Two devices for Drosophila experiments (in Chinese). Bulletin of Biology. 45 (11), 49-50 (2010).
- Zhou, T. -y, Gan, J., Yang, D. Preparation of sponge plug and sponge plug based fly transferring device for Drosophila experiments (in Chinese). Bulletin of Biology. 46 (6), 49-50 (2011).
- Yang, D. Genetics laboratory investigation. , 3rd edn, Science Press. (2016).
- Yang, D. Carnivory in the larvae of Drosophila melanogaster and other Drosophila species. Scientific Reports. 8, (2018).
- Stocker, H., Gallant, P. Getting Started: An Overview on Raising and Handling Drosophila. Drosophila: Methods and Protocols. Dahmann, C. , Humana Press. (2008).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
