Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Mysi model unaczynionego heterotopowego przeszczepu śledziony do badania biologii komórek śledziony i odporności po przeszczepie

16.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/59616

⸱

11 czerwca 2019

 ,  ,  ,  ,  , 
1Comprehensive Transplant Center, Northwestern University, 2Department of surgery, Feinberg School of Medicine, Northwestern University, 3Weinberg art and science college, Northwestern University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół szczegółowo opisuje kroki chirurgiczne mysiego modelu unaczynionego heterotopowego przeszczepu śledziony, technicznie wymagającego modelu, który może służyć jako potężne narzędzie do badania losu i długowieczności komórek śledziony, mechanizmów różnych populacji komórek śledziony w progresji choroby oraz odporności po przeszczepie.

Streszczenie

Śledziona to unikalny narząd limfatyczny, który odgrywa kluczową rolę w homeostazie układu odpornościowego i krwiotwórczego. Pacjenci, którzy przeszli splenektomię, niezależnie od przyczyn przyspieszających, są podatni na rozwój przytłaczającej infekcji po splenektomii i doświadczają zwiększonego ryzyka zakrzepicy żył głębokich i nowotworów złośliwych. Ostatnie badania epidemiologiczne wykazały, że splenektomia może być związana z występowaniem chorób sercowo-naczyniowych, co sugeruje, że fizjologiczne funkcje śledziony nie zostały jeszcze w pełni rozpoznane. W tym miejscu przedstawiamy mysi model unaczynionego heterotopowego przeszczepu śledziony, który nie tylko może być wykorzystany do badania funkcji i aktywności behawioralnej podzbiorów komórek odpornościowych śledziony w różnych procesach biologicznych, ale może być również potężnym narzędziem do testowania potencjału terapeutycznego przeszczepu śledziony w niektórych chorobach. Główne etapy chirurgiczne tego modelu obejmują pobranie śledziony od dawcy, usunięcie natywnej śledziony biorcy oraz rewaskularyzację przeszczepu śledziony. Korzystając z kongenicznych szczepów myszy (np. myszy z tłami CD45.1 / CD45.2), zaobserwowaliśmy, że po przeszczepie syngenicznym zarówno limfocyty śledziony pochodzące od dawcy, jak i komórki szpikowe migrowały z przeszczepu już w 1. dniu po operacji, towarzysząc napływowi wielu typów komórek biorcy, generując w ten sposób unikalną chimerę. Pomimo stosunkowo trudnych technik, zabieg ten można wykonać z >90% skutecznością. Model ten umożliwia śledzenie losu, długowieczności i funkcji splenocytów w stanie stacjonarnym i w warunkach chorobowych po przeszczepie śledziony, oferując tym samym doskonałą okazję do odkrycia odrębnej roli komórek odpornościowych pochodzących ze śledziony w różnych procesach chorobowych.

Wprowadzenie

Śledziona jest największym drugorzędnym organem limfatycznym w organizmie i ma kluczowe znaczenie dla układu odpornościowego i krwiotwórczego. Jego funkcje są realizowane głównie przez dwa morfologicznie odrębne przedziały, miazgę czerwoną i białą miazgę 1. Czerwona miazga to trójwymiarowa siatka zatok żylnych i sznurów śledzionowych, która składa się z włókien siatkowatych, komórek siatkowatych i powiązanych makrofagów. Ta unikalna struktura pozwala czerwonej miazgi działać jako skuteczny filtr krwi, który usuwa ciała obce oraz stare lub uszkodzone erytrocyty. Biała miazga obejmuje mieszki włosowe, strefę brzeżną i okołotętnikowe osłonki limfoidalne (PALS) i jest ważnym miejscem wychwytywania i przetwarzania antygenu, naprowadzania limfocytów, transformacji, proliferacji i dojrzewania2. Niemniej jednak śledziona jest powszechnie uważana za narząd zbędny, ponieważ inne narządy limfatyczne, takie jak węzły chłonne, mogą również pełnić niektóre z jego funkcji, a utrata śledziony zwykle nie prowadzi do śmierci. W związku z tym splenektomia jest powszechnie stosowana jako metoda terapeutyczna u pacjentów z uszkodzeniem śledziony lub łagodnymi chorobami hematologicznymi3. Jednak pacjenci ze splenektomią borykają się z szeregiem długotrwałych powikłań. Infekcje bakteryjne są najlepiej rozpoznawalnymi powikłaniami splenektomii4,5. Ostatnio przytłaczająca sepsa po splenektomii została uznana za intensywne powikłanie splenektomii związane z wysoką śmiertelnością6. Co więcej, ostatnie badania epidemiologiczne wskazują, że splenektomia może być związana z występowaniem chorób sercowo-naczyniowych, co sugeruje, że dalsze funkcje fizjologiczne śledziony pozostają do zbadania7,8.

Zarówno autotransplantacja śledziony, jak i allotransplantacja śledziony zostały wykorzystane w klinice. Obecnie autotransplantacja śledziony polegająca na wszczepieniu wycinków tkanki śledziony do worków utworzonych w sieci większej jest uważana za jedyną możliwość zachowania funkcji śledziony po traumatycznej splenektomii9,10. Jednak skuteczność tej operacji jest wątpliwa, ponieważ mogą wystąpić powikłania pooperacyjne, takie jak aseptyczne martwica tkanki śledziony i niedrożność jelita cienkiego z powodu zrostów pooperacyjnych11. Allotransplantacja śledziony jest zaangażowana w przeszczep wielownętrzny12. Dowody kliniczne z przeszczepu wielonarządowego sugerują, że allotransplantacja śledziony może odgrywać ochronną rolę w odrzuceniu alloprzeszczepu jelita cienkiego, nie powodując choroby przeszczep przeciwko gospodarzowi (GVHD)12. Jednak literatura dotycząca korzystnego wpływu allotransplantacji śledziony jako składnika przeszczepu wielotrzewnego jest nadal ograniczona, a mechanizmy leżące u jego podstaw pozostają do zdefiniowania. W 2006 roku Yair Reisner i in. poinformowali, że przeszczepienie myszom embrionalnej tkanki śledziony świni, która nie ma komórek T, może wyleczyć hemofilię A, chorobę genetyczną bez powodowania GVHD13, co potwierdza, że przeszczep śledziony jest obiecujący terapeutycznie w niektórych chorobach. W związku z tym istnieje potrzeba dalszych badań nad potencjałem terapeutycznym przeszczepu śledziony.

Zwierzęce modele przeszczepu śledziony są cenne do zbadania niedocenianej funkcji komórek odpornościowych pochodzących ze śledziony w postępie choroby, a także do przetestowania potencjalnego efektu terapeutycznego przeszczepu śledziony. Eksperymentalne modele przeszczepu całej śledziony są udokumentowane od początku XX wieku, jak to zostało zrecenzowane przez Cohen14. W 1969 roku Coburn, Richard J. i Lee i wsp. szczegółowo opisali technikę przeszczepu śledziony u szczurów15,16. Niedawno Świrski FK i wsp. opisali mysi model transplantacji śledziony17. W porównaniu z modelami szczurzymi, mysie modele przeszczepu śledziony są bardziej atrakcyjne ze względu na kilka nieodłącznych zalet. Na przykład, wykorzystując model myszy, możemy uzyskać dostęp do szerokiej gamy odczynników niedostępnych dla modeli szczurzych. Co więcej, dzięki wykorzystaniu myszy kongenicznych (np. myszy z tłem CD45.1/CD45.2), syngeniczny przeszczep śledziony umożliwia śledzenie losu, długowieczności i funkcji splenocytów18. Opierając się na pracy Swirski FK et al.17, ustaliliśmy ten uproszczony i ulepszony protokół przeszczepu śledziony u myszy. Opisany poniżej protokół łączy w sobie zarówno niezawodność, jak i wykonalność w ustandaryzowany sposób i może być wykorzystany jako narzędzie do badania biologii śledziony i odporności po przeszczepie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury i wykorzystanie zwierząt w tym badaniu zostały przeprowadzone zgodnie z protokołami zatwierdzonymi przez Northwestern University Internal Animal Care and Use Committee (IACUC). W tym badaniu 8 do 10 tygodniowych samców myszy CD45.2 i CD45.1 (obie na tle BALB/c, z laboratorium Jacksona) wykorzystano odpowiednio jako dawców i biorców śledziony do stworzenia syngenicznych modeli przeszczepu śledziony. Wszystkie zwierzęta były trzymane w sterylnym środowisku w obiektach dla zwierząt Northwestern University. Lubrykant do oczu został nałożony na wszystkie myszy po znieczuleniu, aby zapobiec wysuszeniu.

1. Przygotowanie chirurgiczne, znieczulenie i schemat leczenia przeciwbólowego

  1. Umieść sterylną jednorazową serwetę (45,7 cm x 66 cm) na platformie operacyjnej. Delikatnie chwyć mysz, wstrzyknij ketaminę (50 mg/kg) i ksylazynę (10 mg/kg) dootrzewnowo (i.p) w celu znieczulenia i wstrzyknij 0,05 mg/kg buprenorfiny podskórnie w celu znieczulenia.
  2. Upewnij się, że głębokość znieczulenia jest przez uszczypnięcie palca u nogi, ogol włosy w całym obszarze brzucha brzytwą i umieść mysz na sterylnej platformie chirurgicznej pod mikroskopem operacyjnym pod mikroskopem operacyjnym w powiększeniu 6-10x.

2. Żniwo śledziony od dawcy

  1. Wysterylizuj brzuch wacikiem nasączonym alkoholem, zabezpiecz kończyny taśmą chirurgiczną i wykonaj nożyczkami pionowe nacięcie skóry w linii środkowej od łona do wyrostka mieczykowatego.
  2. Cofnij ścianę brzucha za pomocą sterylnych zwijaczy wykonanych ze spinaczy do papieru. Przesuń jelita na prawą stronę brzucha (lewą stronę chirurga) za pomocą sterylnego bawełnianego wacika, aby odsłonić śledzionę. Kauteryzuj krótką żyłę żołądkową przyczepioną do śledziony za pomocą sterylnego kauteryzacji w niskiej temperaturze (Rysunek 1A). Umieść kawałek sterylnej gazy nasączonej solą fizjologiczną o temperaturze 37 °C na śledzionie, aby była wilgotna (Rysunek 1B).
  3. Oddziel i zmobilizuj żyłę wrotną od tkanki trzustki (Ryc. 1C) poprzez podwiązanie gałęzi żyły wrotnej (żyła trzustkowo-dwunastnicza górna i prawa żyła żołądkowa); umieść szew wokół żyły wrotnej dystalnie od żyły śledziony (Ryc. 1D).
  4. Odwróć śledzionę na prawą stronę, aby odsłonić aortę i pień trzewny z tętnicą śledzionową (Rysunek 1E). Wypreparować i zmobilizować tętnicę aortalno-celiakijno-śledzionową poprzez podwiązanie tętnicy wątrobowej i tętnicy żołądkowej; założyć szew wokół aorty proksymalnej do tętnicy trzewnej (Rysunek 1F-G).
  5. Wstrzyknij 100 jednostek międzynarodowych (j.m.) heparyny do żyły głównej dolnej (IVC) w celu heparynizacji całego ciała i odczekaj 3 minuty, aby upewnić się, że heparyna zacznie działać. Podwiązać aortę proksymalnie do tętnicy trzewnej, przeciąć żyłę wrotną, a następnie wykonać perfuzję całego ciała za pomocą 10 ml heparynizowanej zimnej (4 °C) soli fizjologicznej (10 ml / 20 s) z aorty brzusznej dystalnej do trzewnego pnia (Rysunek 1H).
  6. Pobrać przeszczep śledziony en bloc z powiązanym odcinkiem aortalno-celiakalnym i śledzionowym oraz żyłą wrotną wraz z odcinkiem żyły śledziony i niewielką częścią tkanki trzustki. Przed przeszczepem należy zachować przeszczep w 5 ml soli fizjologicznej o temperaturze 4 °C. Poddaj mysz eutanazji przez zwichnięcie szyjki macicy.

3. Splenektomia biorcy i implantacja przeszczepu śledziony

  1. Umieść poduszkę grzewczą na platformie operacyjnej i ustaw temperaturę na 37 °C. Umieść sterylną serwetkę (45.7 cm x 66 cm) na wierzchu poduszki grzewczej, aby stworzyć sterylną platformę chirurgiczną. Powtórz kroki 2.1 i 2.2 w celu przygotowania chirurgicznego i znieczulenia. Wykonaj nacięcie w linii środkowej o długości 3-4 cm i cofnij ścianę brzucha zgodnie z opisem w kroku 2.1 i kroku 2.2.
  2. Ostrożnie przesuń jelito na prawą stronę myszy za pomocą sterylnego wacika, aby odsłonić śledzionę biorcy. Podwiązać żyłę śledziony i tętnicę oraz usunąć śledzionę.
  3. Ostrożnie przesuń jelito na lewą stronę myszy i przykryj jelita mokrą gazą (nasączoną sterylną solą fizjologiczną o temperaturze 37 °C). Wypreparuj i podwiąż gałęzie lędźwiowe aorty podnerkowej i IVC; zacisnąć krzyżowo aortę podnerkową i IVC za pomocą dwóch zacisków mikronaczyniowych 4 mm.
  4. Umieść nylonowy szew 11-0 przez aortę podnerkową (o pełnej grubości) i wycofaj, aby utworzyć aortomię eliptyczną za pomocą jednego cięcia mikronożyczkami (długość powinna odpowiadać średnicy aorty dawczej, Rysunek 2A). Przebić IVC za pomocą igły 30 G, aby wykonać eliptyczną wenotomię i rozszerzyć otwór do długości dopasowanej do żyły wrotnej dawcy za pomocą mikronożyczek (Rycina 2A).
  5. Usunąć krew śródświateł lub skrzep krwi (w aorcie i IVC) za pomocą 500 μl heparynizowanej soli fizjologicznej (10 jednostek/ml).
  6. Umieść przeszczep śledziony w prawym boku brzucha myszy biorcy; dokładnie zidentyfikuj mankiet aortalny dawcy i żyłę wrotną dawcy. Po upewnieniu się, że naczynia nie są skręcone, przykryj przeszczep śledziony gazą nasączoną zimną (4 °C) solą fizjologiczną.
  7. Połącz mankiet aortalny dawcy z proksymalnym i dystalnym wierzchołkiem aortatomii biorcy za pomocą dwóch szwów podtrzymujących (szew nylonowy 11-0, taki sam jak poniżej) (Rysunek 2B, C). Wykonaj zespolenie z 2-3 kęsami ciągłych nylonowych szwów 11-0 między mankietem aortalnym dawcy a aortaotomią biorcy (ściana przednia) (Ryc. 2D). Obrócić przeszczep śledziony na lewą stronę biorcy; wykonać zespolenie między mankietem aortalnym dawcy a aortomią biorcy (ściana tylna) (Ryc. 2E).
  8. Wykonaj zespolenie, aby połączyć żyłę wrotną dawcy z tylną ścianą IVC biorcy, używając 4 do 5 kęsów ciągłych szwów po wewnętrznej stronie IVC, a następnie zamknij szew na zewnątrz IVC (Rysunek 2F,G).
  9. Zwolnij zaciski naczynia i użyj sterylnego bawełnianego wacika, aby tamponadować krwawienie, aż do odzyskania koloru śledziony (Rysunek 2H).
  10. Zamknij brzuch syntetycznym wchłanialnym szwem vicryl 5-0 w sposób ciągły. Zamknij warstwę skóry nylonowym szwem 5-0 w przerywany wzór.
    nuta: W przypadku kroków 4.7-4.8 alternatywnie należy najpierw wykonać zespolenie między żyłą wrotną dawcy a IVC biorcy (krok 4.8); Następnie wykonaj zespolenie między mankietem aorty dawcy a tylną ścianą aortomii biorcy, używając 2 do 3 ciągłych szwów po wewnętrznej stronie aorty i zamknij szew na zewnątrz aorty.

4. Odzyskiwanie zwierząt

  1. Wstrzyknąć 1 ml ciepłej soli fizjologicznej podskórnie przez 4 oddzielne miejsca (0,25 ml / lokalizację) po zamknięciu brzucha.
  2. Trzymaj mysz w inkubatorze o kontrolowanej temperaturze (30 °C) przez pierwsze kilka godzin po operacji, monitoruj mysz do momentu odzyskania wystarczającej świadomości, a następnie przenieś mysz do nowej, czystej klatki ze zwykłym jedzeniem i wodą, z poduszką grzewczą (30 °C) pod klatką. Trzymaj mysz po operacji w osobnej klatce.

5. Leczenie bólu pooperacyjnego

  1. Wstrzyknąć 0,05 mg/kg buprenorfiny podskórnie 24 godziny i 48 godzin po zabiegu w celu utrzymania schematu przeciwbólowego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Cała procedura przeszczepu śledziony u myszy może zostać wykonana w ciągu 90 min przez doświadczonych mikrochirurgów. Nasze laboratorium przeprowadziło ponad 100 przeszczepów śledziony u myszy. Współczynnik sukcesu wynosi ponad 90%, definiowany jako przeżycie zarówno myszy biorcy, jak i przeszczepionej śledziony do 1. dnia pooperacyjnego (POD 1) lub 7. dnia pooperacyjnego (POD 7, który jest punktem końcowym naszego badania). Przeżycie przeszczepu śledziony potwierdzono na podstawie wygląd...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Przekonujące dowody sugerują, że monocyty pochodzące ze śledziony odgrywają ważną rolę w sterylnych procesach zapalnych, takich jak miażdżyca19, ostre niedokrwienie mózgu20 lub uszkodzenie płuc18, a także uszkodzenie mięśnia sercowego i przebudowa 21,22,23. Raporty te podkreślają niedocenianą rolę śledziony w wielu chorobach przewlekłych, z których ważną jes...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy dziękują Northwestern University Comprehensive Transplant Center oraz programowi Feinberg School of Medicine Research Cores za wsparcie w zakresie zasobów i funduszy. W szczególności, usługi cytometrii przepływowej i histologii były świadczone odpowiednio przez Northwestern University Flow Cytometry Core Facility oraz Mouse Histology and Phenotyping Laboratory, które są wspierane przez NCI P30-CA060553 przyznany Robert H Lurie Comprehensive Cancer Center. Dziękujemy Panu Nate'owi Esparzie za korektę tego rękopisu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
KetaminaWyeth206205-01
KsylazynaLloyd Laboratories139-236
Roztwór heparynyAbraxis Produkty farmaceutyczne504031
Sól fizjologiczna do wstrzykiwańHospira, Inc.NDC 0409-4888-20
70% etanoluPharmco Products Inc.
System OIOM dla małych zwierząt Thermocare, Inc.
Kleszcze AdsonInstrumenty chirurgiczne RobozRS-5230
Uchwyt na igły DerfInstrumenty chirurgiczne RobozRS-7822
Bardzo drobne nożyczki do mikropreparacjiNarzędzia chirurgiczne RobozRS-5881
Micro-clipInstrumenty chirurgiczne RobozRS-5420
7-0 jedwabBraintree ScientificSUT-S 103
11-0 nylon na igle 4 mm (3/8)Sharpoint DR4AK-2119
Przeciwciało Ms CD45.2Przeciwciało BD Bioscience553772
Ms CD45.1 PrzeciwciałoBs Bioscience553776
Przeciwciało Ms CD11bPrzeciwciało BD Bioscience557657
Przeciwciało Ms B220BD Bioscience553089
Ms Ly6C przeciwciałoeBioscience48-5932-80
Przeciwciało Ms Ly6GPrzeciwciało BD Bioscience561236
Ms F4/80 PrzeciwciałoBD Bioscience565614
Przeciwciało Ms CD11cPrzeciwciało558079
Ms CD3eBioscience48-0032-82
Przeciwciało Ms CD4BD Bioscience552051
Przeciwciało Ms CD8BD Bioscience563786
LIVE/DEAD™ Zestaw do naprawy fioletowych martwych komórekThermo FisherL34955
111000140

Bibliografia

  1. Cesta, M. F. Normal structure, function, and histology of the spleen. Toxicologic Pathology. 34 (5), 455-465 (2006).
  2. Mebius, R. E., Kraal, G. Structure and function of the spleen. Nature Reviews Immunology. 5 (8), 606-616 (2005).
  3. Misiakos, E. P., Bagias, G., Liakakos, T., Machairas, A. Laparoscopic splenectomy: Current concepts. World Journal of Gastrointestinal Endoscopy. 9 (9), 428-437 (2017).
  4. Kristinsson, S. Y., Gridley, G., Hoover, R. N., Check, D., Landgren, O. Long-term risks after splenectomy among 8,149 cancer-free American veterans: a cohort study with up to 27 years follow-up. Haematologica. 99 (2), 392-398 (2014).
  5. Thai, L. H., et al. Long-term complications of splenectomy in adult immune thrombocytopenia. Medicine (Baltimore). 95 (48), e5098(2016).
  6. Sinwar, P. D. Overwhelming post splenectomy infection syndrome - review study. International Journal of Surgery. 12 (12), 1314-1316 (2014).
  7. Rorholt, M., Ghanima, W., Farkas, D. K., Norgaard, M. Risk of cardiovascular events and pulmonary hypertension following splenectomy - a Danish population-based cohort study from 1996-2012. Haematologica. 102 (8), 1333-1341 (2017).
  8. Crary, S. E., Buchanan, G. R. Vascular complications after splenectomy for hematologic disorders. Blood. 114 (14), 2861-2868 (2009).
  9. Di Carlo, I., Pulvirenti, E., Toro, A. A new technique for spleen autotransplantation. Surgical Innovation. 19 (2), 156-161 (2012).
  10. Holdsworth, R. J. Regeneration of the spleen and splenic autotransplantation. British Journal of Surgery. 78 (3), 270-278 (1991).
  11. Tzoracoleftherakis, E., Alivizatos, V., Kalfarentzos, F., Androulakis, J. Complications of splenic tissue reimplantation. Annals of the Royal College of Surgeons of England. 73 (2), 83-86 (1991).
  12. Kato, T., et al. Transplantation of the spleen: effect of splenic allograft in human multivisceral transplantation. Annals of Surgery. 246 (3), discussion 445-436 436-444 (2007).
  13. Aronovich, A., et al. Correction of hemophilia as a proof of concept for treatment of monogenic diseases by fetal spleen transplantation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103 (50), 19075-19080 (2006).
  14. Cohen, E. A. Splenosis; review and report of subcutaneous splenic implant. Archives of surgery. 69 (6), 777-784 (1954).
  15. Coburn, R. J. Spleen transplantation in the rat. Transplantation. 8 (1), 86-88 (1969).
  16. Lee, S., Orloff, M. J. A technique for splenic transplantation in the rat. Surgery. 65 (3), 436-439 (1969).
  17. Swirski, F. K., et al. Identification of splenic reservoir monocytes and their deployment to inflammatory sites. Science. 325 (5940), 612-616 (2009).
  18. Hsiao, H. M., et al. Spleen-derived classical monocytes mediate lung ischemia-reperfusion injury through IL-1beta. Journal of Clinical Investigation. 128 (7), 2833-2847 (2018).
  19. Robbins, C. S., et al. Extramedullary hematopoiesis generates Ly-6C(high) monocytes that infiltrate atherosclerotic lesions. Circulation. 125 (2), 364-374 (2012).
  20. Kim, E., Yang, J., Beltran, C. D., Cho, S. Role of spleen-derived monocytes/macrophages in acute ischemic brain injury. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 34 (8), 1411-1419 (2014).
  21. Bronte, V., Pittet, M. J. The spleen in local and systemic regulation of immunity. Immunity. 39 (5), 806-818 (2013).
  22. Wang, N. P., et al. Recruitment of macrophages from the spleen contributes to myocardial fibrosis and hypertension induced by angiotensin II. Journal of the Renin-Angiotensin-Aldosterone System. 18 (2), 1470320317706653(2017).
  23. Tian, Y., et al. The spleen contributes importantly to myocardial infarct exacerbation during post-ischemic reperfusion in mice via signaling between cardiac HMGB1 and splenic RAGE. Basic Research in Cardiology. 111 (6), 62(2016).
  24. Jang, Y., et al. Cutting Edge: Check Your Mice-A Point Mutation in the Ncr1 Locus Identified in CD45.1 Congenic Mice with Consequences in Mouse Susceptibility to Infection. Journal of Immunology. 200 (6), 1982-1987 (2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Kongeniczne linie myszyanaliza cytometrycznamigracja kom rek ledziony dawcymigracja limfocyt w ledzionowychmigracja kom rek mieloidalnychnap yw kom rek biorcytechnika anastomozy chirurgicznejperfuzja roztworem soli fizjologicznej z heparyn
Mysi model unaczynionego heterotopowego przeszczepu śledziony do badania biologii komórek śledziony i odporności po przeszczepie
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.