Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Metoda zamrażania i rozmrażania do przygotowania hydrożeli chitozanowo-poli(alkohol winylowy) bez środków sieciujących i badań uwalniania diflunisalnego

18.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/59636

⸱

14 stycznia 2020

 ,  , 
1Department of Polymers and Materials Research, University of Sonora, 2Department of Chemistry, Faculty of Sciences, University of Navarra

W tym artykule

Podsumowanie

Metoda zamrażania i rozmrażania jest stosowana do produkcji hydrożeli chitozanowo-poli(alkohol winylowy) bez środków sieciujących. W przypadku tej metody ważne jest, aby wziąć pod uwagę warunki zamrażania (temperatura, liczba cykli) i stosunek polimeru, które mogą wpływać na właściwości i zastosowania otrzymanych hydrożeli.

Streszczenie

Hydrożele chitozanowo-poli(alkohol winylowy) mogą być wytwarzane metodą zamrażania i rozmrażania bez użycia toksycznych środków sieciujących. Zastosowania tych systemów są ograniczone ze względu na ich charakterystykę (np. porowatość, elastyczność, zdolność pęcznienia, ładowanie i uwalnianie leku), które zależą od warunków zamrażania oraz rodzaju i proporcji polimerów. Protokół ten opisuje, jak przygotować hydrożele z chitozanu i poli(alkoholu winylowego) w stężeniu 50/50% w/w składu polimerowego i zmieniając temperaturę zamarzania (-4 °C, -20 °C, -80 °C) oraz cykle zamrażania i rozmrażania (4, 5, 6 cykli zamrażania). Uzyskano widma FT-IR, dane mikrograficzne SEM i porozymetryczne hydrożeli. Oceniano również zdolność pęcznienia oraz ładowanie i uwalnianie diflunisalu przez lek. Wyniki mikrofotografii SEM i porozymetrii pokazują, że wielkość porów zmniejsza się, podczas gdy porowatość wzrasta w niższych temperaturach. Procent pęcznienia był wyższy przy niewielkiej temperaturze zamarzania. Badano uwalnianie diflunisalu z hydrożeli. Wszystkie sieci utrzymują uwalnianie leku przez 30 godzin i zaobserwowano, że prosty mechanizm dyfuzji reguluje uwalnianie diflunisalne zgodnie z modelami Korsmeyera-Peppasa i Higuchiego.

Wprowadzenie

Ostatnio hydrożele cieszą się dużym zainteresowaniem w branży biomedycznej, ponieważ są to trójwymiarowe sieci o wysokiej zawartości wody, miękkie i elastyczne, dzięki czemu mogą łatwo naśladować naturalne tkanki1. Ponadto nie rozpuszczają się w środowisku wodnym w temperaturze fizjologicznej i pH, ale wykazują duże obrzęki2. Hydrożele mogą działać jako rusztowania inżynierii tkankowej, produkty higieniczne, soczewki kontaktowe i opatrunki na rany; Ponieważ mogą wychwytywać i uwalniać związki czynne i leki, są używane jako systemy dostarczania leków3. W zależności od zastosowania, hydrożele mogą być wykonane z naturalnych lub syntetycznych polimerów, lub z kombinacji obu, w celu uzyskania najlepszych właściwości4.

Właściwości hydrożeli są konsekwencją wielu czynników fizycznych i chemicznych. Na poziomie fizycznym ich struktura i morfologia zależą od ich porowatości, wielkości porów i rozkładu porów5. Na poziomie chemicznym i molekularnym typ polimeru, zawartość grupy hydrofilowej w łańcuchu polimerowym, typ punktu usieciowania i gęstość usieciowania są czynnikami decydującymi o zdolności pęcznienia i właściwościach mechanicznych6,7.

W zależności od rodzaju czynnika sieciującego użytego do utworzenia sieci, hydrożele są klasyfikowane jako hydrożele chemiczne lub hydrożele fizyczne. Hydrożele chemiczne są łączone przez oddziaływania kowalencyjne między ich łańcuchami, które powstają w wyniku napromieniowania UV i gamma lub przy użyciu środka sieciującego7,8. Hydrożele chemiczne są zwykle mocne i odporne, ale generalnie środek sieciujący jest toksyczny dla komórek, a jego usunięcie jest trudne, więc jego zastosowanie jest ograniczone. Z drugiej strony, fizyczne hydrożele powstają w wyniku połączenia łańcuchów polimerowych poprzez oddziaływania niekowalencyjne, unikając stosowania środków sieciujących4,9. Głównymi oddziaływaniami niekowalencyjnymi w sieci są oddziaływania hydrofobowe, siły elektrostatyczne, komplementarność i więzy wodorowe7.

Poli(alkohol winylowy) (PVA, Rysunek 1a) to syntetyczny i rozpuszczalny w wodzie polimer o doskonałych parametrach mechanicznych i biokompatybilności, który może od usieciowania hydrożeli wolnych od środków krzyżowych metodą zamrażania i rozmrażania10,11. Polimer ten ma zdolność do tworzenia skoncentrowanych stref wiązań wodorowych między grupami -OH ich łańcuchów (stref krystalicznych), gdy są one zamrożone12. Te krystaliczne strefy działają jako punkty sieciowania w sieci i są promowane przez dwa zdarzenia: zbliżanie się łańcuchów polimerowych, gdy krystaliczna woda rozszerza się i zmiany konformacyjne PVA z izotaktycznego na syndiotaktyczne PVA podczas zamrażania13. Ze względu na liofilizację kryształy wody są sublimowane, pozostawiając puste przestrzenie, które są porami w hydrożelu14. Aby uzyskać hydrożele o lepszych właściwościach, PVA można łatwo łączyć z innymi polimerami.

W tym sensie, chitozan stanowi opcję, ponieważ jest to jedyny biopolimer z naturalnych źródeł z dodatnimi ładunkami. Otrzymuje się go w wyniku deacetylacji chityny i składa się z losowych kombinacji połączonej z β-1,4 D-glukozaminy (jednostka deacetylowana) i N-acetylo-D-glukozaminy (jednostka acetylowana)15,16 (Rysunek 1b). Chitozan ulega biodegradacji przez ludzkie enzymy i jest biokompatybilny. Ponadto, ze względu na swoją kationową naturę, może wchodzić w interakcje z ujemnym ładunkiem powierzchni komórki, a ta właściwość została związana z jego aktywnością przeciwdrobnoustrojową17. Ten polimer jest łatwy w obróbce; Jednak ich właściwości mechaniczne nie są wystarczające i niektóre materiały zostały dodane, aby utworzyć kompleksy o lepszych właściwościach.

Biorąc pod uwagę specyficzne cechy chitozanu i PVA, udana produkcja hydrożeli została osiągnięta dzięki metodzie zamrażania i rozmrażania2,18, aby uniknąć stosowania toksycznych środków sieciujących. W hydrożelach chitozanowo-PVA powstają również strefy krystaliczne PVA, a łańcuchy chitozanu przenikają się i tworzą proste wiązania wodorowe z grupami -NH2 i grupami -OH w PVA. Końcowy hydrożel chitozanowo-PVA jest stabilny mechanicznie, o wysokim wskaźniku pęcznienia i niskiej toksyczności oraz o działaniu przeciwbakteryjnym18. Jednak w zależności od warunków zamrażania zastosowanych w preparacie (temperatura, czas i liczba cykli) końcowe cechy mogą ulec zmianie. Niektóre badania donoszą, że zwiększenie liczby cykli zamrażania zmniejsza stopień pęcznienia i zwiększa wytrzymałość na rozciąganie19,20. W celu wzmocnienia sieci po zamrożonym przygotowaniu zastosowano dodatkowo inne czynniki, takie jak promieniowanie gamma i UV oraz chemiczne środki sieciujące21,22,23. Hydrożele o wyższej zawartości chitozanu mają bardziej porowatą sieć i wysoką zdolność pęcznienia, ale mniejszą wytrzymałość i stabilność termiczną. W tym kontekście ważne jest, aby wziąć pod uwagę warunki przygotowania, aby uzyskać odpowiednie hydrożele do ich docelowego zastosowania.

Celem tej pracy jest szczegółowe przedstawienie, jak warunki zamrażania (temperatura zamrażania i liczba cykli) wpływają na końcowe cechy hydrożeli CS-PVA. Oceniono widma FT-IR, charakterystykę morfologiczną i porowatość oraz zdolność pęcznienia, a także zdolność ładowania i uwalniania leku. W badaniach uwalniania jako lek modelowy zastosowano diflunisal (Ryc. 1c), ze względu na jego wielkość odpowiednią do struktury hydrożelu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Przygotowanie hydrożeli chitozanowo-PVA

  1. Przygotować 2% (w/w) roztwór chitosanu i 10% (w/w) roztwór PVA. Rozpuścić 0,2 g chitosanu w 10 mL 0,1 M roztworu CH3COOH (wcześniej przefiltrowanego) w temperaturze pokojowej, prowadząc ciągłe mieszanie mechaniczne przez noc. Rozpuścić 1 g PVA w 10 mL wody destylowanej i mieszać w temperaturze 80 °C przez 1 h.
  2. Wymieszać oba roztwory w stosunku 1:1 za pomocą mieszadła magnetycznego do uzyskania homogenicznej mieszaniny w temperaturze pokojowej, a następnie przelać mieszaniny do szalek Petriego. Pozostawić próbki przez 2 h pod ciśnieniem atmosferycznym w celu odgazowania.
  3. Zamrozić hydrożele w temperaturach -4 °C, -20 °C lub -80 °C przez 20 h w ciągu 4 cykli (odpowiednio próbki CP4-4, CP4-20 i CP4-80). Inny hydrożel zamrozić w temperaturze -80 °C przez 20 h, stosując 5 lub 6 cykli zamrażania (próbki CP5-80 i CP6-80). Po trzecim cyklu zamrażania przemyć hydrożele wodą dejonizowaną. Na koniec poddać hydrożele liofilizacji w temperaturze -46 °C przez 48 h i przechowywać do dalszej charakterystyki (metodologia zaadaptowana z2).

2. Charakterystyka FT-IR

  1. Umieść mały fragment (1 mm x 2 mm) hydrożelu w spektrometrze FT-IR w trybie ATR. Wykonaj widma FT-IR w zakresie od 4000 do 600 cm-1 (rozdzielczość 2 cm-1 i średnia z 32 skanów).

3. Testy pęcznienia

  1. Wytnij z hydrożelu dyski (o średnicy 13 mm i wysokości 10 mm) i zważ je. Inkubuj dyski w 50 mL wody dejonizowanej z wytrząsaniem w temperaturze 25 °C. Powtórz procedurę trzykrotnie.
  2. Co 30 min wyjmij próbkę z medium, osusz ją, aby usunąć nadmiar wody, i zważ. Oblicz stopień pęcznienia, korzystając z równania 1, a następnie oblicz stan równowagi pęcznienia, Diagram chromatograficzny z procesem separacji DNA; stacja robocza PCR; analiza dopasowania widmowego., po 24 h, korzystając z równania 2.
    Równanie równowagi statycznej: SD(%) = [(Ws-Wd)/Wd]*100, wzór.)
    Gdzie Równowaga statyczna; ΣFx=0; Diagramy sił, analiza ciała swobodnego; Edukacyjny koncept fizyczny. to masa suchego hydrożelu, a Diagram równowagi statycznej, ΣFx=0; analiza wagi szalkowej i konfiguracja obliczeń wektora siły. to masa mokrego hydrożelu.
    Równanie ilustrujące stosunek zawartości wody w glebie, q=Ws/Wd, w analizie naukowej.

4. Mikroskopia elektronowa

  1. Pokryj niewielki fragment hydrożelu cienką warstwą złota (30 s i 10 mA) za pomocą napylacza.
  2. Umieść próbkę w skaningowym mikroskopie elektronowym (SEM). Przeanalizuj próbki w próżni przy napięciu 20 kV i wykonaj zdjęcia przy powiększeniu 500x oraz 1500x.

5. Porozymetria

  1. Umieść krążki o średnicy 15 mm i masie około 0,26 g w penetrometrze (penetrometr stały o objętości całkowitej 0,3660 mL i objętości trzpienia 5,7831 mL). Przeanalizuj porowatość i wielkość porów za pomocą rtęciowej porozymetrii analitycznej (MIP).
  2. Przeprowadź eksperyment w trybie histerezy (intruzja-ekstruzja). Zmierz całkowitą objętość intruzji (mL/g), całkowitą powierzchnię porów (m2/g), średnicę porów (µm), porowatość (%), przepuszczalność (mDarcy) oraz krętość. Powtórz pomiar dwukrotnie.

6. Ładowanie i uwalnianie leku

  1. Przed obciążaniem przygotować 4 L roztworu diflunisalu o stężeniu 15 mg/L i mieszać przez noc. Potwierdzić stężenie roztworu za pomocą spektroskopii UV-Vis (stężenie początkowe). Następnie napęcznieć 400 mg liofilizowanych próbek hydrożelu w 6 mL wody destylowanej przez 24 h.
  2. W celu obciążania napełnić kolbę 50 mL roztworem diflunisalu i utrzymywać temperaturę 25 °C przy ciągłym mieszaniu. Zanurzyć każdy napęczniały hydrożel w kolbie.
    1. Pobierać alikwoty pozostałego roztworu diflunisalu (2 mL) w różnych odstępach czasu w celu wyznaczenia obszaru plateau krzywej, np.: 3, 6, 24, 27, 30 i 48 h. Po 24 h wymienić roztwór na świeży.
  3. Zmierzyć absorbancję każdej alikwoty przy 252 nm i wyznaczyć stężenie diflunisalu obecnego w roztworze, korzystając z krzywej kalibracyjnej diflunisalu. Obliczyć ilość diflunisalu zatrzymanego w hydrożelu po 24 i 48 h jako różnicę stężeń początkowego i końcowego, uwzględniając objętość całkowitą (56 mL).
    1. Wyznaczyć wydajność enkapsulacji (EE) za pomocą równania 3.
      Równanie wydajności enkapsulacji; EE% = stosunek stężenia w hydrożelu i roztworie; Równ. 3.
    2. Zamrozić obciążone hydrożele w temperaturze -80 °C i liofilizować w -50 °C.
  4. W celu badania uwalniania leku zanurzyć 300 mg liofilizowanych hydrożeli obciążonych diflunisalem w 50 mL buforu fosforanowego (pH 7.4) w temperaturze 25 °C. Utrzymywać ciągłe mieszanie. Pobierać alikwoty 2 mL w różnych odstępach czasu i zastępować je świeżym medium, aby zachować stałą objętość.
    1. Wyznaczyć ilość uwolnionego diflunisalu spektrofotometrycznie przy 252 nm, zgodnie z krzywą kalibracyjną.
  5. Wywnioskować przeważający mechanizm uwalniania leku z hydrożeli, dopasowując dane uwalniania leku odpowiadające pierwszym 60% do modelu Korsmeyera-Peppasa (Równanie 4), aby uzyskać stałą kinetyczną (k) i stałą dyfuzji (n). Wartości n wskazują na mechanizm uwalniania leku24,25. Wartości n bliskie 0,5 wiążą się z dyfuzją Fickowską, natomiast wartości 0,5-1,0 z transportem anomalnym, w którym zaangażowane są dyfuzja i relaksacja łańcuchów, a wartości 1,0 wiążą się z transportem przypadku II.
    Równanie modelu Korsmeyera-Peppasa dla kinetyki uwalniania leku, Mt/M∞ = kKPtn w badaniu naukowym.
    1. Aby potwierdzić wyniki, zastosować modele matematyczne Higuchiego, pierwszego rzędu i zerowego rzędu (Równania 5 do 7) i wybrać najlepiej dopasowany model.
    2. Równanie modelu Higuchiego \(M_t/M_\infty = k_H t^{0.5}\), wzór na kinetykę uwalniania leku.
      Równanie modelu kinetycznego pierwszego rzędu; Mt/M∞=1-e^-k1*t.
      Równanie modelu zerowego rzędu, \( M_t/M_\infty = k_0 t \), wzór do analizy kinetycznej.
      gdzie t oznacza czas uwalniania, Mt ilość leku dostarczonego w danym czasie, a M∞ całkowitą ilość leku dostarczonego na koniec procesu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Przygotowanie hydrożeli
Hydrożele chitosan-PVA otrzymano w temperaturach -4 °C, -20 °C i -80 °C przy 4 cyklach zamrażania oraz w -80 °C przy 5 i 6 cyklach zamrażania, stosując wcześniej opisaną metodę zamrażania i rozmrażania2. Wszystkie hydrożele były jednorodne, półprzezroczyste, elastyczne i odporne na manipulacje.

Charakterystyka FT-IR
Widma FT-IR przedstawion...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Metoda zamrażania i rozmrażania jest odpowiednim procesem do otrzymywania biokompatybilnych hydrożeli skoncentrowanych w zastosowaniach biomedycznych, farmaceutycznych lub kosmetycznych 34,35,36. Najważniejszą zaletą tej metody, w porównaniu z innymi dobrze znanymi metodami wytwarzania hydrożeli, jest to, że unika się stosowania środków sieciujących, które mogłyby wywołać reakcję zapalną lub niepożądane skutki w organizmie człow...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy są wdzięczni C. Luzuriaga za wsparcie w pomiarach porozymetrycznych. Autorzy dziękują również hiszpańskiemu Ministerio de Economía y Competitividad za wsparcie finansowe (Projekt MAT2014-59116-C2-2-R) oraz PIUNA (ref. 2018-15). Autorzy pragną również podziękować dr Amirowi Maldonado z Departamento de Física-UNISON za wsparcie i pomocne komentarze oraz dr SE Burruel-Ibarra z DIPM-UNISON za zdjęcia SEM i Rubio Pharma y Asociados S. A. de C. V. za wsparcie finansowe. ME Martínez-Barbosa pragnie podziękować projektom CONACyT (México) nr 104931 i nr 256753, a także wsparciu finansowemu ze strony Red Temática de Nanociencias y Nanotecnología del programa de Redes Temáticas del CONACyT. A także projekt USO316001081. Dr Figueroa-Pizano pragnie podziękować CONACyT za wsparcie finansowe (stypendium 373321).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
< silny>Materiały: < / mocny>
Chitozan o średniej masie cząsteczkowejSigma-Aldrich448877Mw określony przez wiskozymetrię kapilarną (637 000 Da) i stopień deacetylacji 70%
Diflunisal (2'-4'-difluoro-4-hydroksy-3-bifenylo-karboksylowy)Merck
Lodowaty kwas octowySigma-Aldrich1005706
Poli(alkohol winylowy)Sigma-Aldrich341584Mw 89,000-98,000, 99 +% hydrolizowany
< silny> Sprzęt: < / mocny>
Cressington Sputter Coater 108 autoTED PELLA INC
Cryodos LiofilizatorTelstar
Falcon rurkiThermo Fisher Company
Spektroskopia FT-IRNicolet iS50w trybie
LiofilizatorLABCONCO
Micromeritics Autopore IV 9500Micromeritics
Skaningowy mikroskop elektronowyPemtron SS-300LV
Spektrofotometr UVAgilent 8453
ATR

Bibliografia

  1. Gyles, D. A., Castro, L. D., Silva, J. O. C., Ribeiro-Costa, R. M. A review of the designs and prominent biomedical advances of natural and synthetic hydrogel formulations. European Polymer Journal. 88 (01), 373-392 (2017).
  2. Abdel-Mohsen, aM., Aly, aS., Hrdina, R., Montaser, aS., Hebeish, a Eco-Synthesis of PVA/Chitosan Hydrogels for Biomedical Application. Journal of Polymers and the Environment. 19, 1005-1012 (2011).
  3. Caló, E., Khutoryanskiy, V. V. Biomedical applications of hydrogels: A review of patents and commercial products. European Polymer Journal. 65, 252-267 (2015).
  4. Ahmadi, F., Oveisi, Z., Samani, M., Amoozgar, Z. Chitosan based hydrogels: Characteristics and pharmaceutical applications. Research in Pharmaceutical Sciences. 10 (1), 1-16 (2015).
  5. Siepmann, J., Siegel, R. A., Rathbone, M. J. Fundamentals and applications of controlled release drug delivery. Fundamentals and Applications of Controlled Release Drug Delivery. , (2012).
  6. Gulrez, S. K. H., Al-Assaf, S., Phillips, O. G. Hydrogels: Methods of Preparation, Characterisation and Applications. Progress in Molecular and Environmental Bioengineering - From Analysis and Modeling to Technology Applications. , 117-146 (2011).
  7. Ahmed, E. M. Hydrogel: Preparation, characterization, and applications. Journal of Advanced Research. 6 (2), 105-121 (2015).
  8. Deligkaris, K., Tadele, T. S., Olthuis, W., van den Berg, A. Hydrogel-based devices for biomedical applications. Sensors and Actuators, B: Chemical. 147 (2), 765-774 (2010).
  9. Patel, A., Mequanint, K. Hydrogel Biomaterials. Biomedical Engineering - Frontiers and Challenges. , 275-296 (2012).
  10. Kenawy, E., Kamoun, E. A., El-meligy, M. A., Mohy, M. S. Physically crosslinked poly ( vinyl alcohol ) - hydroxyethyl starch blend hydrogel membranes Synthesis and characterization for biomedical applications. Arabian Journal of Chemistry. 7 (3), 372-380 (2014).
  11. Kamoun, E. A., Kenawy, E. R. S., Chen, X. A review on polymeric hydrogel membranes for wound dressing applications: PVA-based hydrogel dressings. Journal of Advanced Research. 8 (3), 217-233 (2017).
  12. Hassan, C. M., Peppas, N. A. Structure and Morphology of Freeze / Thawed PVA Hydrogels. Macromolecules. 33, 2472-2479 (2000).
  13. Tsou, Y. H., Khoneisser, J., Huang, P. C., Xu, X. Hydrogel as a bioactive material to regulate stem cell fate. Bioactive Materials. 1 (1), 39-55 (2016).
  14. Kumar, A., Mishra, R., Reinwald, Y., Bhat, S. Cryogels: Freezing unveiled by thawing. Materials Today. 13 (11), 42-44 (2010).
  15. Wu, T., Li, Y., Lee, D. S. Chitosan-based composite hydrogels for biomedical applications. Macromolecular Research. 25 (6), 480-488 (2017).
  16. Dutta, P. K., Dutta, J., Tripathi, V. S. Chitin and chitosan: Chemistry, properties and applications. Journal of Scientific and Industrial Research. 63, 20-31 (2004).
  17. Szymańska, E., Winnicka, K. Stability of Chitosan—A Challenge for Pharmaceutical and Biomedical Applications. Marine Drugs. 13, 1819-1846 (2015).
  18. Yang, X., Liu, Q., Chen, X., Yu, F., Zhu, Z. Investigation of PVA/ws-chitosan hydrogels prepared by combined gamma-irradiation and freeze-thawing. Carbohydrate Polymers. 73 (3), 401-408 (2008).
  19. Mathews, D. T., Birbey, Y. A., Cahill, P. A., McGuinness, G. B. Mechanical and Morphological Characteristics of Poly(vinyl alcohol)/Chitosan Hydrogels. Journal of Applied Polymer Science. 109, 1129-1137 (2008).
  20. Hosseini, M. S., Amjadi, I., Haghighipour, N. Preparation of Poly(vinyl alcohol)/Chitosan-Blended Hydrogels: Properties, in Vitro Studies and Kinetic Evaluation. Journal of Biomimetics, Biomaterials, and Tissue Engineering. 15, 63-72 (2012).
  21. Afshari, M. J., Sheikh, N., Afarideh, H. PVA/CM-chitosan/honey hydrogels prepared by using the combined technique of irradiation followed by freeze-thawing. Radiation Physics and Chemistry. 113, 28-35 (2015).
  22. Agnihotri, S., Mukherji, S. S., Mukherji, S. S. Antimicrobial chitosan-PVA hydrogel as a nanoreactor and immobilizing matrix for silver nanoparticles. Applied Nanoscience. 2 (3), 179-188 (2012).
  23. Yang, X., et al. Cytotoxicity and wound healing properties of PVA/ws-chitosan/glycerol hydrogels made by irradiation followed by freeze-thawing. Radiation Physics and Chemistry. 79 (5), 606-611 (2010).
  24. Machín, R., Isasi, J. R., Vélaz, I. Hydrogel matrices containing single and mixed natural cyclodextrins. Mechanisms of drug release. European Polymer Journal. 49 (12), 3912-3920 (2013).
  25. Ritger, P. L., Peppas, N. A. A Simple Equation for Description of Solute Release. Journal of Controlled Release. 5, 37-42 (1987).
  26. Abureesh, M. A., Oladipo, A. A., Gazi, M. Facile synthesis of glucose-sensitive chitosan-poly(vinyl alcohol) hydrogel: Drug release optimization and swelling properties. International Journal of Biological Macromolecules. 90, 75-80 (2016).
  27. Mansur, H. S., Sadahira, C. M., Souza, A. N., Mansur, A. A. P. FTIR spectroscopy characterization of Poly(vinyl alcohol) hydrogel with different hydrolysis degree and chemically crosslinked with glutaraldehyde. Materials Science and Engineering C. 28 (4), 539-548 (2008).
  28. Parida, U. K., Nayak, A. K., Binhani, B. K., Nayak, P. L. Synthesis and Characterization of Chitosan-Polyvinyl Alcohol Blended with Cloisite 30B for Controlled Release of the Anticancer Drug Curcumin. Journal of Biomaterials and Nanobiotechnology. 02 (04), 414-425 (2011).
  29. Zu, Y., et al. Preparation and characterization of chitosan-polyvinyl alcohol blend hydrogels for the controlled release of nano-insulin. International Journal of Biological Macromolecules. 50 (1), 82-87 (2012).
  30. Lejardi, A., Hernández, R., Criado, M., Santos, J. I., Etxeberria, A., Sarasua, J. R. Novel hydrogels of chitosan and poly ( vinyl alcohol ) -g-glycolic acid copolymer with enhanced rheological properties. Carbohydrate Polymers. , 267-273 (2014).
  31. dos Reis, E. F., et al. Synthesis and characterization of Poly(vinyl alcohol) hydrogels and hybrids for rMPB70 protein adsorption. Materials Research. 9 (2), 185-191 (2006).
  32. Thanyacharoen, T., Chuysinuan, P., Techasakul, S., Nooeaid, P., Ummartyotin, S. Development of a gallic acid-loaded chitosan and polyvinyl alcohol hydrogel composite: Release characteristics and antioxidant activity. International Journal of Biological Macromolecules. 107, 363-370 (2018).
  33. Lozinsky, V. I., et al. Polymeric cryogels as promising materials of biotechnological interest. Trends in Biotechnology. 21 (10), 445-451 (2003).
  34. Liu, Y., Vrana, N. E., Cahill, P. A., McGuinness, G. B. Physically crosslinked composite hydrogels of PVA with natural macromolecules: Structure, mechanical properties, and endothelial cell compatibility. Journal of Biomedical Materials Research - Part B Applied Biomaterials. 90 (2), 492-502 (2009).
  35. Yang, W., et al. Polyvinyl alcohol/chitosan hydrogels with enhanced antioxidant and antibacterial properties induced by lignin nanoparticles. Carbohydrate Polymers. 181 (August 2017), 275-284 (2018).
  36. Park, H., Kim, D. Swelling and mechanical properties of glycol chitosan/poly(vinyl alcohol) IPN-type superporous hydrogels. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 78 (4), 662-667 (2006).
  37. Zhang, H., Zhang, F., Wu, J. Physically crosslinked hydrogels from polysaccharides prepared by freeze-thaw technique. Reactive and Functional Polymers. 73 (7), 923-928 (2013).
  38. Hassan, C. M., Peppas, N. A. Structure and Applications of Poly ( vinyl alcohol ) Hydrogels Produced by Conventional Crosslinking or by Freezing / Thawing Methods. Advances in Polymer Science. 153, 37-65 (2000).
  39. Sung, J. H., et al. Gel characterisation and in vivo evaluation of minocycline-loaded wound dressing with enhanced wound healing using polyvinyl alcohol and chitosan. International Journal of Pharmaceutics. 392 (1-2), 232-240 (2010).
  40. Lin, C. C., Metters, A. T. Hydrogels in controlled release formulations: Network design and mathematical modeling. Advanced Drug Delivery Reviews. 58 (12-13), 1379-1408 (2006).
  41. Fan, L., Yang, H., Yang, J., Peng, M., Hu, J. Preparation and characterization of chitosan/gelatin/PVA hydrogel for wound dressings. Carbohydrate Polymers. 146, 427-434 (2016).
  42. Islam, A., et al. Evaluation of selected properties of biocompatible chitosan / poly ( vinyl alcohol) blends. International Journal of Biological Macromolecules. 82, 551-556 (2016).
  43. Physical Montaser, A. S. mechanical and antimicrobial evaluations of physically crosslinked PVA/chitosan hydrogels containing nanoparticles. Journal of Applied Pharmaceutical Science. 6 (5), 1-6 (2016).
  44. Hou, Y., Chen, C., Liu, K., Tu, Y., Zhang, L., Li, Y. Preparation of PVA hydrogel with high-transparence and investigations of its transparent mechanism. RSC Advances. 5 (31), 24023-24030 (2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Hydro ele z chitozanu i PVAbadania uwalniania lekuspektroskopia FT IRzdolno p cznieniaanaliza wielko ci por wobci anie diflunizalemcharakterystyka hydro eliwp yw temperatury zamra aniabez u ycia czynnika sieciuj cego
Metoda zamrażania i rozmrażania do przygotowania hydrożeli chitozanowo-poli(alkohol winylowy) bez środków sieciujących i badań uwalniania diflunisalnego
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.