Artykuł metodologiczny

Humanizowany model ksenoprzeszczepu z ludzkimi komórkami jednojądrzastymi krwi obwodowej (PBMC) do badań immunoonkologicznych translacyjnych (I-O)

DOI:

10.3791/59679

⸱

15 sierpnia 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1BeiGene (Beijing) Co., Ltd.

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisujemy ludzką komórkę jednojądrzastą krwi obwodowej (PBMC) — humanizowany model myszy ksenoprzeszczepu do translacyjnych badań immunoonkologicznych. Protokół ten może służyć jako ogólna wskazówka do ustanawiania i charakteryzowania podobnych modeli oceny terapii I-O.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Odkrycie i rozwój terapii immunoonkologicznej (I-O) w ostatnich latach stanowi kamień milowy w leczeniu raka. Jednak wyzwania związane z leczeniem utrzymują się. Solidne i istotne z punktu widzenia choroby modele zwierzęce są niezbędnymi zasobami dla dalszych badań przedklinicznych i rozwoju w celu rozwiązania szeregu dodatkowych immunologicznych punktów kontrolnych. W tym miejscu opisujemy ludzką komórkę jednojądrzastą krwi obwodowej (PBMC) - model humanizowanego ksenoprzeszczepu. BGB-A317 (Tislelizumab), eksperymentalne humanizowane przeciwciało anty-PD-1 w późnym stadium rozwoju klinicznego, jest używany jako przykład do omówienia konfiguracji platformy, charakterystyki modelu i oceny skuteczności leku. Te humanizowane myszy wspomagają wzrost większości badanych nowotworów ludzkich, umożliwiając w ten sposób ocenę terapii I-O w kontekście zarówno ludzkiej odporności, jak i ludzkich nowotworów. Po ustaleniu nasz model jest stosunkowo efektywny czasowo i kosztowo i zwykle daje wysoce powtarzalne wyniki. Sugerujemy, że protokół opisany w tym artykule może służyć jako ogólna wskazówka do ustanawiania modeli myszy odtworzonych za pomocą ludzkiego PBMC i guzów do badań I-O.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Immunoonkologia (I-O) to szybko rozwijająca się dziedzina leczenia raka. Naukowcy niedawno zaczęli doceniać potencjał terapeutyczny modulowania funkcji układu odpornościowego w celu atakowania nowotworów. Blokady immunologicznych punktów kontrolnych wykazały zachęcające działanie w różnych typach raka, w tym czerniaku, raku nerkowokomórkowego, raku głowy i szyi, płuc, pęcherza moczowego i prostaty1,2. W przeciwieństwie do terapii celowanych, które bezpośrednio zabijają komórki rakowe, terapie I-O wzmacniają układ odpornościowy organizmu do atakowania nowotworów3.

Do tej pory stworzono wiele odpowiednich modeli zwierzęcych I-O. Należą do nich: 1) linie komórek nowotworowych myszy lub homograft guza u myszy syngenicznych; 2) spontaniczne nowotwory pochodzące z genetycznie modyfikowanej myszy (GEM) lub indukcji rakotwórczej; 3) chimeryczne GEM-y z efektem knock-in ludzkiego celu (celów) leku w funkcjonalnym mysim układzie odpornościowym; oraz 4) myszy z odtworzoną odpornością ludzką, którym przeszczepiono ludzkie komórki rakowe lub ksenoprzeszczepy pochodzące od pacjenta (PDX). Każdy z tych modeli ma oczywiste zalety, jak również ograniczenia, które zostały opisane i obszernie zrecenzowane w innym miejscu4.

Rekonstrukcja ludzkiej odporności u myszy z niedoborem odporności jest coraz częściej doceniana jako klinicznie istotne podejście do translacyjnych badań I-O. Zwykle osiąga się to poprzez 1) wszczepienie dorosłych komórek odpornościowych (np. komórek jednojądrzastych krwi obwodowej (PMBC)))5,6, lub 2) wszczepienie krwiotwórczych komórek macierzystych (HSC) z, na przykład, krwi pępowinowej lub wątroby płodu7,8. Te humanizowane myszy mogą wspierać wzrost ludzkich nowotworów, umożliwiając w ten sposób ocenę terapii I-O w kontekście zarówno ludzkiej odporności, jak i ludzkich nowotworów. Pomimo zalet, zastosowania humanizowanych myszy w badaniach I-O były zwykle utrudnione przez kilka problemów, takich jak długi czas opracowywania modelu i znacznie wysokie koszty.

Tutaj opisujemy model oparty na ludzkim PBMC, który może być szeroko stosowany do translacyjnych badań I-O. Model ten jest stosunkowo efektywny czasowo i kosztowo, a jego odtwarzalność w badaniach skuteczności jest wysoka. Był on używany wewnętrznie do oceny kilku środków terapeutycznych I-O, które są obecnie w fazie rozwoju przedklinicznego i klinicznego. BGB-A317 (Tislelizumab), eksperymentalne humanizowane przeciwciało anty-PD-19 , jest używany jako przykład do omówienia rozwoju modelu, charakterystyki i możliwych zastosowań do analiz skuteczności przeciwnowotworowej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury wykonywane w badaniach z udziałem ludzi były zgodne ze standardami etycznymi BeiGene i/lub krajowego komitetu badawczego oraz z Deklaracją Helsińską z 1964 roku i jej późniejszymi poprawkami lub porównywalnymi standardami etycznymi. Świadomą zgodę uzyskano od wszystkich indywidualnych uczestników biorących udział w badaniu. Wszystkie procedury przeprowadzone w badaniach na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Wewnętrzną Komisję Rewizyjną w BeiGene. Protokół ten został specjalnie dostosowany do oceny BGB-A317 (Tislelizumab) u humanizowanych myszy NOD / SCID.

1. Ustanowienie modelu opartego na ludzkim PBMC

  1. Mieloablacja myszy NOD/SCID za pomocą cyklofosfamidu: określenie optymalnych dawek
    1. Kup samice myszy NOD/SCID (6-8 tygodni).
      nuta: Wszystkie myszy biorące udział w tym badaniu były samicami.
    2. Przygotować cyklofosfamid (CP) w różnych dawkach (50, 100 i 150 mg/kg) w roztworze soli fizjologicznej. Przygotować disulfiram (DS) w 0,8% Tween-80 w soli fizjologicznej w stężeniu 125 mg/kg.
      UWAGA: Przygotowano różne stężenia CP, aby umożliwić podawanie równych objętości roztworu leku myszom otrzymującym różne dawki CP.
    3. Traktuj zwierzęta CP (i.p.) i DS (p.o.) raz dziennie przez 2 dni. Podać DS (p.o.) 2 godziny po każdej dawce CP.
      nuta: DS zmniejsza urotoksyczność CP u myszy, a CP w połączeniu z DS sugeruje się dłuższą neutropenię niż zwierzęta leczone samym CP10 Schemat dawkowania CP może wymagać wcześniejszego ustalenia przed faktycznymi badaniami i stwierdzono, że różni się nieznacznie między różnymi szczepami myszy z niedoborem odporności.
    4. Pobrać próbki krwi z zatoki żylnej oczodołu i przenieść do probówek powlekanych EDTA-K na lodzie w dniu 0 (1 h przed pierwszą dawką), w dniu 2 (24 godziny po 2. dawce) i w dniu 4 (72 godziny po 2. dawce).
    5. Zbadaj efekt mieloablacji po leczeniu CP i DS za pomocą FACS. Użyj szczurzego anty-mysiego CD11b (M1/70), szczurzego anty-mysiego Ly6C (HK1.4, ) i szczurzego anty-mysiego Ly6G (1A8) do bramkowania CD11b+ Ly6Gwysoki jako neutrofile, CD11b+Ly6Cwysoki jako monocyty11,12.
    6. Rejestruj masę ciała i stan zdrowia myszy codziennie przez tydzień. Optymalna dawka CP i DS jest określana jako schemat, który powoduje maksymalne zubożenie neutrofili i monocytów bez powodowania ciężkiej toksyczności dla myszy.
  2. Przeszczep ludzkiego PBMC i wszczepienie guza: konfiguracja modelu
    1. Wyizolować ludzkie PBMC od zdrowych dawców przez wirowanie w gradionym przepływie gęstości zgodnie z instrukcjami producenta.
    2. Wstępnie potraktuj myszy CP i DS, jak wskazano w krokach 1.1.2 i 1.1.3, aby zwiększyć skuteczność przeszczepu.
    3. 20 do 24 godzin po drugiej dawce CP i DS wstrzyknąć ludzką linię komórek nowotworowych, taką jak komórki A431 (ATCC, 2,5 x 106) i 5 x 106 izolowanych PBMC (zmieszanych w sumie 200 μl soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS) zawierającej 50% Matrigel) lub fragmenty guza (3 x 3 x 3 mm3, w całkowitej objętości 200 μl PBS zawierających 50% Matrigel) i 200 μL 5 x 106 PBMC (po 100 μl każdy po lewej i prawej stronie wszczepionego fragmentu guza) (s.c.) podskórnie w prawym boku zwierząt.
    4. Mierz objętość guza pierwotnego i zapisuj dwa razy w tygodniu przez 4-6 tygodni.
      nuta: Myszy zostaną poddane eutanazji, gdy ich masa ciała spadnie o ponad 20% lub objętość guza osiągnie 2000 mm3 lub guz jest owrzodzony.
    5. Poddaj myszy eutanazji w komorach gazowych dwutlenkiem węgla. Zbierz całe tkanki nowotworowe u ofiarowanych myszy za pomocą nożyczek okulistycznych i przetwórz je do analizy histologicznej i immunohistochemicznej (IHC). Zbadaj ludzką ekspresję CD8, PD-1 i PD-L1 w tych tkankach. Patrz krok 4 protokołu.

2. Ekran dawcy PBMC

  1. Przebadano panel dawców PBMC ze względu na przewidywane zmiany wynikające z PBMC pobranych od osób fizycznych. Komórki A431 należy wstrzykiwać jednocześnie z PBMC od różnych dawców zgodnie z procedurami wskazanymi w kroku 1.2.
    nuta: W badaniu przebadano ponad 50 zdrowych dawców PBMC w celu uzyskania wystarczającej liczby odpowiednich dawców. Naukowcy, którzy chcieliby przyjąć ten protokół, mogą samodzielnie zdecydować, ilu zdrowych dawców PBMC zostanie poddanych badaniom przesiewowym, w oparciu o projekt planowanych badań.
  2. Monitoruj objętość guza dwa razy w tygodniu, mierząc suwmiarką.
    nuta: Tempo wzrostu guza może się różnić w zależności od PBMC od różnych dawców.
  3. Zebrać tkanki nowotworowe o średniej objętości 200-500 mm3 i przetworzyć je do analizy histologicznej i immunohistochemicznej (IHC). Zbadaj ludzką ekspresję CD8, PD-1 i PD-L1. Zobacz krok 4, aby zapoznać się ze szczegółowym protokołem.
  4. Wybierz dawców PBMC, którzy powodują umiarkowany wzrost guza (objętość guza > 200 mm3 14 dni po inokulacji) i stosunkowo wysokie ekspresje PD-1, PD-L1 i CD8 (średnie wyniki IHC > 2). Zobacz krok 4, aby zapoznać się ze szczegółowym protokołem punktacji IHC.

3. Linia komórkowa ludzkiego raka i ekran PDX

  1. Badanie przesiewowe linii komórkowych i PDX zgodnie z procedurami określonymi w kroku 1.2, w celu oceny tempa wzrostu guza, ludzkiej ekspresji PD-L1 guzów i infiltracji komórek odpornościowych.
    nuta: Autorzy przebadali ponad 30 ludzkich linii komórek nowotworowych i ponad 20 PDX różnych typów raka. Dane z wybranych modeli nowotworów przedstawiono w sekcji wyników.

4. Immunohistochemia (IHC)

  1. Zbierz zgodnie ze wskazaniami w kroku 1.2.5 i napraw tkanki nowotworowe, zanurzając je w formalinie. Odwodnić i zanurzyć utrwalone tkanki w parafinie. Utrwalone tkanki należy przeciąć na głębokość 3 μm i umieścić na szkiełkach pokrytych polilizyną.
  2. Odparafinować ksyleny trzy razy po 7 minut. Uwodnić skrawki za pomocą stopniowanych alkoholi: 100% etanolu dwa razy po 3 minuty, a następnie 90%, 80% i 70% etanolu po kolei przez 3 minuty każdy. Trzykrotnie spłukać dejonizowanymH2Oi usunąć nadmiar płynu z szkiełek.
  3. Pobrać antygen, umieszczając szkiełka w pojemniku i przykryć 10 mM buforem cytrynianu sodu (pH 6,0) lub Tris-EDTA (pH 9,0). Podgrzej pojemnik na szkiełka w kuchence mikrofalowej przez 3 minuty. Gotować w łaźni wodnej w temperaturze 95 °C przez 30 minut, a następnie schłodzić do temperatury pokojowej. Trzykrotnie spłukać dejonizowanymH2Oi odessać nadmiar płynu ze szkiełek.
  4. Zablokować skrawki 3% albuminą surowicy bydlęcej w PBS przez 1 godzinę i 0,3% roztworem H2O2 w PBS przez 10 min. Zabarwienie przeciwciałami przeciwko ludzkim CD8 (EP334), PD-1 (NAT105) i PD-L1 (E1L3N) w temperaturze 4 °C przez noc i HRP sprzężone z 2. przeciwciała w RT przez 1 godzinę. Upuść substrat DAB (3,3'-diaminozydyna) na szkiełka i kontroluj czas reakcji (sekundy do minut), monitorując brąz kolor z mikroskopu.
  5. Przykryj szkiełka neutralnym balsamem po zanurzeniu szkiełek w 0,5% alkoholu solnego i 0,5% wodzie amoniakalnej kolejno na 5 s każde, następnie w 80%, 90% i 100% etanolu kolejno po 3 min, a na koniec w ksylenach stosując trzy zmiany po 5 min każda. Wykryj przeciwciała, obserwując brązowy kolor DAB za pomocą mikroskopu.
    nuta: Ludzką ekspresję CD8 i PD-1 na leukocytach naciekających nowotwór (TIL) oceniano, przypisując wynik ekspresji w 5-punktowej skali (wynik IHC, zakres 0-4) przy dużym powiększeniu obiektywu (20x, 40x). 0, nieobecny; 1, słaba intensywność / mniej niż 20% komórek; 2, słaba lub umiarkowana intensywność / 20% -50% komórek; 3, intensywność od umiarkowanej do silnej / 50% -80% komórek; 4, silna intensywność / ponad 80% komórek. Barwienie ludzkiego PD-L1 w komórkach nowotworowych oceniano przy użyciu dostosowanego systemu punktacji w 5-punktowej skali (wynik IHC, zakres 0-4) ze względu na stosunkowo rozproszony sygnał. 0, nieobecny; 1, słaba intensywność / mniej niż 10% komórek; 2, słaba lub umiarkowana intensywność / 10% -30% komórek; 3, umiarkowane / 30% -50% komórek; 4, silna intensywność / ponad 50% komórek.

5. Badania skuteczności i farmakodynamiki in vivo w humanizowanych modelach ksenoprzeszczepów PBMC-NOD/SCID

  1. Wstępnie potraktuj myszy NOD/SCID zgodnie z krokiem 1.1.3. Krótko mówiąc, podawaj myszom 100 mg/kg CP (i.p.) i 125 mg/kg DS (p.o.) raz dziennie przez 2 dni.
  2. 20 do 24 godzin po drugiej dawce wstrzyknąć podskórnie (s.c.) wskazaną liczbę ludzkich komórek nowotworowych i 2,5-5 x 106 PBMC (łącznie 200 μl mieszaniny komórek w 50% Matrigel) w prawy przedni bok zwierząt.
    nuta: Liczba PBMC użyta dla każdej pojedynczej myszy w jednym badaniu powinna być taka sama. Jednak ze względu na różnice w dostępności całkowitego izolowanego PBMC w czasie każdego badania, autorzy zdecydowali się na użycie 2,5 x 106, 4 x 106 lub 5 x 106 PBMC w różnych badaniach. Choć ta 2-krotna różnica w podawanej ilości PBMC może wpływać na stopień humanizacji, autorzy nie obserwują istotnych różnic w ocenie skuteczności przeciwnowotworowej badanych immunoterapii.
  3. W przypadku wszczepienia PDX należy wstrzyknąć podskórnie fragmenty guza (3 x 3 x 3 mm3) w prawy przedni bok zwierząt. Wstrzyknąć podskórnie 200 μL 5 x 106 PBMC (100 μl z każdej strony) po lewej i prawej stronie wszczepionego fragmentu guza.
    nuta: Tkanki nowotworowe PDX podawano w roztworze Matrigel, tak samo jak opisano dla modeli linii komórkowych.
  4. W dniu inokulacji komórek losowo pogrupuj zwierzęta i potraktuj je zgodnie z planowanym protokołem badania. Oceń aktywność przeciwnowotworową potencjalnych leków, BGB-A317 (QW, i.p.) w tym przypadku, przy wskazanych dawkach w różnych modelach nowotworów.
    nuta: Trzy ludzkie linie komórkowe raka (tj. A431 (rak epidemoidowy), SKOV3 (rak jajnika) i SK-MES-1 (rak płuc)), a także dwa modele PDX (tj. BCLU-054 (rak płuc) i BCCO-028 (rak jelita grubego)), są uważane za dobre modele guza do oceny terapii I-O w tym humanizowanym modelu myszy.
  5. Mierz objętość guza pierwotnego dwa razy w tygodniu za pomocą suwmiarki.
    nuta: W naszych badaniach zaobserwowano utratę masy ciała po około 4-6 tygodniach od wszczepienia PBMC, co pozwala na ocenę skuteczności terapeutycznej w ciągu 1-2 miesięcy.
  6. W celu analizy farmakodynamicznej komórek odpornościowych naciekających nowotwór, należy pociąć tkanki nowotworowe na małe kawałki i trawić je kolagenazą typu I (1 mg/ml) i DNazą I (100 μg/ml) w RPMI1640 plus 5% płodowej surowicy bydlęcej (FBS) przez 30 minut w temperaturze 37 °C. Przepuścić strawione tkanki przez sitka do komórek 40 μm, aby uzyskać zawiesiny pojedynczych komórek.
  7. Umyj komórki i dostosuj liczbę komórek do stężenia 1 x 107 komórek/ml w lodowatym buforze FACS (PBS, 1% FBS) w 96-dołkowych płytkach o okrągłym dnie. Przemyć komórki przez odwirowanie i zablokować je, dodając 20 μg/ml ludzkiej IgG przez 30 minut, a następnie wybarwić przeciwciałami anty-ludzkimi CD3 (HIT3a), CD8 (OKT8) i PD-1 (MIH4) w temperaturze 4 °C przez 30 min. Następnie poddaj barwione próbki cytometrii przepływowej i przeanalizuj za pomocą guavaSoft 3.1.1.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zgodnie z przedstawionymi tutaj procedurami, udało się stworzyć humanizowany model ksenoprzeszczepu oparty na PBMC. Krótko mówiąc, efekty mieloablacji CP u myszy NOD / SCID określono za pomocą analizy cytometrii przepływowej populacji neutrofili i monocytów po leczeniu CP i DS (Ryc. 1). 100 mg/kg CP plus 125 mg/kg docelowo określono jako dawkę optymalną i zastosowano w późniejszych badaniach, ponieważ schemat ten powoduje maksymalne wyczerpanie neutrofili i monocytów bez powodowania ciężkiej toksyczno...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nasza wiedza na temat rozwoju i progresji nowotworów znacznie się rozwinęła w ostatnich latach, koncentrując się na kompleksowym zrozumieniu zarówno komórek nowotworowych, jak i związanego z nimi zrębu. Wykorzystanie mechanizmów immunologicznych gospodarza może wywrzeć większy wpływ na komórki nowotworowe, co stanowi obiecującą strategię leczenia. Modele mysie z nienaruszonym układem odpornościowym myszy, takie jak modele syngeniczne i GEM, są szeroko stosowane do badania odporności zależnej od punktów kontrolnych. Oceny...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszyscy autorzy mają udziały własnościowe w BeiGene. Tong Zhang i Kang Li są wynalazcami patentu obejmującego BGB-A317 opisanego w tym badaniu.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękujemy członkom naszych laboratoriów za pomocne dyskusje. Praca ta była częściowo wspierana przez Program Badań nad Innowacjami i Uprawą w Biomedycynie i Naukach Przyrodniczych Miejskiej Komisji Nauki i Technologii w Pekinie na podstawie umowy o udzielenie dotacji nr. Z151100003915070 (projekt "Badanie przedkliniczne nowego leku przeciwnowotworowego BGB-A317 w gonkologii immunologicznej"), a także był częściowo wspierany przez wewnętrzne finansowanie badań przedklinicznych przez firmę.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
PBMC separacja / hodowla komórkowa
Histopaque-1077Sigma10771Izolacja komórek
DMEMCorning10-013-CVRHodowla komórkowa
DPBSCorning21-031-CVRHodowla
komórkowa FBSCorning35-076-CVHodowla
komórkowaPenicylina-Streptomycyna, płynGibco15140-163Hodowla komórkowa
Trypsyna-EDTA (0,25%), czerwień fenolowaGibco25200-114Hodowla komórkowa
MatrigelCorning356237Inokulacja
CDXFACS
Deoksyrybonukleaza I z trzustki bydlęcejSigmaDN25Próbka Przygotowanie
Kolagenaza typu ISigmaC0130Przygotowanie próbki Przeciwciało
przeciw myszy/ludzkiemu CD11b (M1/70)BioLegend101206FACS
Przeciwciało przeciw myszom Ly-6C (HK1.4)BioLegend128008FACS
Przeciwciało przeciw myszom Ly-6G (1A8)BioLegend127614FACS
Przeciwciało antyludzkie CD8 (OKT8)Sungene BiotechH10082-11HFACS Przeciwciało
anty-ludzkie CD279 (MIH4)eBioscience12-9969-42FACS
Przeciwciało antyludzkie CD3 (HIT3a)4A Biotech--FACS
Guava easyCyte 8HT Laboratoryjny cytometr przepływowyMillipore0500-4008FACS
Guz / PDX implantacja / dawkowanie / pomiar< / silny>
CyklofosfamidJ& KCat#419656, CAS#6055-19-2Skuteczność in vivo
DisulfiramJ& KCat#591123, CAS#97-77-8Skuteczność in vivo
Strzykawkado szczepienia BD300841CDX
Igły podskórne (14 G)Shanghai SA Mediciall & Instrumenty z tworzyw sztucznych Co., Sp. z o.o.0,7 * 32 TW SBPDX inokulacja
noniusza Suwmiarka (MarCal)Mahr16ERPomiar guza
IVC indywidualne klatki wentylowaneLingyunboji Ltd.IVC-128Animal facility
IHC
Leica ASP200 Próżniowy procesor tkanekLeicaASP200IHC
Leica RM2235 Ręczny mikrotom obrotowy do rutynowych sekcjiLeicaRM2235IHC
Leica EG1150 H - podgrzewany moduł do zatapiania parafinyLeicaEG1150 HIHC
Ariol-Kliniczny IHC i skaner FISHLeicaAriolIHC
Przeciwciało anty-ludzkie CD8 (EP334)ZSGB-BioZA-0508IHC
Przeciwciało antyludzkie PD1 [NAT105]Abcamab52587IHC
Przeciwciało antyludzkie PD-L1 (E1L3N)Technologia sygnalizacji komórkowej13684SIHC
Polink-2 plus Polimerowy system wykrywania HRPZSGB-BioPV-9001/9002IHC

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Pardoll, D. M. The blockade of immune checkpoints in cancer immunotherapy. Nature Reviews Cancer. 12 (4), 252-264 (2012).
  2. Postow, M. A., Callahan, M. K., Wolchok, J. D. Immune Checkpoint Blockade in Cancer Therapy. Journal of Clinical Oncology. 33 (17), 1974-1982 (2015).
  3. Li, Z., Kang, Y. Emerging therapeutic targets in metastatic progression: A focus on breast cancer. Pharmacology & Therapeutics. 161, 79-96 (2016).
  4. Li, Q. X., Feuer, G., Ouyang, X., An, X. Experimental animal modeling for immuno-oncology. Pharmacology & Therapeutics. 173, 34-46 (2017).
  5. Fisher, T. S., et al. Targeting of 4-1BB by monoclonal antibody PF-05082566 enhances T-cell function and promotes anti-tumor activity. Cancer Immunology, Immunotherapy. 61 (10), 1721-1733 (2012).
  6. McCormack, E., et al. Bi-specific TCR-anti CD3 redirected T-cell targeting of NY-ESO-1- and LAGE-1-positive tumors. Cancer Immunology, Immunotherapy. 62 (4), 773-785 (2013).
  7. Rongvaux, A., et al. Human hemato-lymphoid system mice: current use and future potential for medicine. Annual Review of Immunology. 31, 635-674 (2013).
  8. Matsumura, T., et al. Functional CD5+ B cells develop predominantly in the spleen of NOD/SCID/gammac(null) (NOG) mice transplanted either with human umbilical cord blood, bone marrow, or mobilized peripheral blood CD34+ cells. Experimental Hematology. 31 (9), 789-797 (2003).
  9. Zhang, T., et al. The binding of an anti-PD-1 antibody to FcgammaRIota has a profound impact on its biological functions. Cancer Immunology, Immunotherapy. 67 (7), 1079-1090 (2018).
  10. Gamelli, R. L., Ershler, W. B., Hacker, M. P., Foster, R. S. The effect of disulfiram on cyclophosphamide-mediated myeloid toxicity. Cancer Chemotherapy and Pharmacology. 16 (2), 153-155 (1986).
  11. Dunay, I. R., Fuchs, A., Sibley, L. D. Inflammatory monocytes but not neutrophils are necessary to control infection with Toxoplasma gondii in mice. Infection and Immunity. 78 (4), 1564-1570 (2010).
  12. Ghasemlou, N., Chiu, I. M., Julien, J. P., Woolf, C. J. CD11b+Ly6G- myeloid cells mediate mechanical inflammatory pain hypersensitivity. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (49), 6808-6817 (2015).
  13. Takao, K., Miyakawa, T. Genomic responses in mouse models greatly mimic human inflammatory diseases. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (4), 1167-1172 (2015).
  14. Payne, K. J., Crooks, G. M. Immune-cell lineage commitment: translation from mice to humans. Immunity. 26 (6), 674-677 (2007).
  15. Mestas, J., Hughes, C. C. Of mice and not men: differences between mouse and human immunology. Journal of Immunology. 172 (5), 2731-2738 (2004).
  16. von Herrath, M. G., Nepom, G. T. Lost in translation: barriers to implementing clinical immunotherapeutics for autoimmunity. Journal of Experimental Medicine. 202 (9), 1159-1162 (2005).
  17. Mahdi, B. M. A glow of HLA typing in organ transplantation. Clinical and Translational Medicine. 2 (1), 6(2013).
  18. Shultz, L. D., Brehm, M. A., Garcia-Martinez, J. V., Greiner, D. L. Humanized mice for immune system investigation: progress, promise and challenges. Nature Reviews Immunolog. 12 (11), 786-798 (2012).
  19. Brehm, M. A., Shultz, L. D., Luban, J., Greiner, D. L. Overcoming current limitations in humanized mouse research. Journal of Infectious Diseases. 208, Suppl 2 125-130 (2013).
  20. Walsh, N. C., et al. Humanized Mouse Models of Clinical Disease. Annual Review of Pathology. 12, 187-215 (2017).
  21. Shultz, L. D., Ishikawa, F., Greiner, D. L. Humanized mice in translational biomedical research. Nature Reviews Immunolog. 7 (2), 118-130 (2007).
  22. Brehm, M. A., et al. NOD-scid IL2rgnull (NSG) mice deficient in murine MHC Class I and Class II expression support engraftment of functional human T cells in the absence of acute xenogeneic GVHD following injection of PBMC. The Journal of Immunology. 200, 1 Supplement 57(2018).
  23. King, M., et al. A new Hu-PBL model for the study of human islet alloreactivity based on NOD-scid mice bearing a targeted mutation in the IL-2 receptor gamma chain gene. Clinical Immunology. 126 (3), 303-314 (2008).
  24. Ito, M., et al. NOD/SCID/gamma(c)(null) mouse: an excellent recipient mouse model for engraftment of human cells. Blood. 100 (9), 3175-3182 (2002).
  25. Shultz, L. D., et al. Human lymphoid and myeloid cell development in NOD/LtSz-scid IL2R gamma null mice engrafted with mobilized human hemopoietic stem cells. Journal of Immunology. 174 (10), 6477-6489 (2005).
  26. Sasaki, E., et al. Development of a preclinical humanized mouse model to evaluate acute toxicity of an influenza vaccine. Oncotarget. 9 (40), 25751-25763 (2018).
  27. Tobin, L. M., Healy, M. E., English, K., Mahon, B. P. Human mesenchymal stem cells suppress donor CD4(+) T cell proliferation and reduce pathology in a humanized mouse model of acute graft-versus-host disease. Clinical and Experimental Immunology. 172 (2), 333-348 (2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Model z przeszczepem ludzkich PBMCbadania w dziedzinie immuno onkologiileczenie cyklofosfamidem i disulfiramempomiar obj to ci guzaanaliza immunohistochemicznaanaliza cytometrycznainfiltracja ludzkich kom rek odporno ciowychleczenie przeciwcia em anty PD 1ksenoprzeszczepy pochodz ce od pacjent w

Powiązane artykuły