Artykuł metodologiczny

Badania elektrofizjologiczne funkcji synaps retinogenikulacyjnych i kortykogenicznych

5.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/59680

⸱

7 sierpnia 2019

 ,  ,  , 
1Institute of Pathophysiology, University Medical Center of the Johannes Gutenberg University Mainz

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy protokoły przygotowania ostrych wycinków mózgu zawierających jądro kolankowate boczne oraz badania elektrofizjologicznego funkcji synaps retinogenikulacyjnych i kortykogenicznych. Protokół ten zapewnia skuteczny sposób badania synaps z wysokim i niskim prawdopodobieństwem uwalniania w tych samych ostrych wycinkach mózgu.

Streszczenie

Jądro kolankowate boczne jest pierwszą stacją przekaźnikową dla informacji wizualnej. Neurony przekaźnikowe tego jądra wzgórza integrują dane wejściowe z komórek zwojowych siatkówki i rzutują je do kory wzrokowej. Ponadto neurony przekaźnikowe otrzymują pobudzenie od góry do dołu z kory mózgowej. Dwa główne wejścia pobudzające do neuronów przekaźnikowych różnią się w kilku aspektach. Każdy neuron przekaźnikowy otrzymuje dane wejściowe tylko z kilku synaps retinogenikulacyjnych, które są dużymi zakończeniami z wieloma miejscami uwalniania. Znajduje to odzwierciedlenie w porównywalnie silnym wzbudzeniu, jakie otrzymują neurony przekaźnikowe z komórek zwojowych siatkówki. Synapsy kortykosteroidalne są natomiast prostsze z niewielką liczbą miejsc uwalniania i słabszą siłą synaptyczną. Obie synapsy różnią się również krótkotrwałą plastycznością synaptyczną. Synapsy retinogenikulacyjne mają wysokie prawdopodobieństwo uwolnienia i w konsekwencji wykazują krótkotrwałą depresję. W przeciwieństwie do tego, synapsy kortykogenne mają niskie prawdopodobieństwo uwolnienia. Włókna kortykosteroidalne przechodzą przez siatkowate jądra wzgórza przed wejściem do bocznego jądra kolankowatego. Różne lokalizacje siatkowatego jądra wzgórzowego (rostralnie od jądra kolankowatego bocznego) i drogi wzrokowej (brzuszno-bocznie od jądra kolankowatego bocznego) pozwalają na stymulację synaps kortykogenicznych lub retinogenikulacyjnych oddzielnie za pomocą zewnątrzkomórkowych elektrod stymulacyjnych. To sprawia, że jądro kolankowate boczne jest idealnym obszarem mózgu, w którym można jednocześnie badać dwie synapsy pobudzające o bardzo różnych właściwościach, uderzające w ten sam typ komórki. W tym miejscu opisujemy metodę badania zapisu z neuronów przekaźnikowych i przeprowadzenia szczegółowej analizy funkcji synaps retinogenikulatu i kortykogeniczności w ostrych wycinkach mózgu. Artykuł zawiera protokół krok po kroku do generowania ostrych wycinków mózgu jądra kolankowatego bocznego oraz kroki rejestrowania aktywności neuronów przekaźnikowych poprzez oddzielną stymulację drogi wzrokowej i włókien kortykopochodnych.

Wprowadzenie

Neurony przekaźnikowe bocznego jądra kolankowatego integrują się i przekazują informacje wizualne do kory wzrokowej. Neurony te otrzymują bodźce pobudzające z komórek zwojowych za pośrednictwem synaps retinogenikulacyjnych, które zapewniają główny napęd pobudzający neurony przekaźnikowe. Ponadto neurony przekaźnikowe otrzymują bodźce pobudzające z neuronów korowych za pośrednictwem synaps kortykopochodnych. Co więcej, neurony przekaźnikowe otrzymują hamujące dane wejściowe z lokalnych interneuronów i neuronów GABA-ergicznych jądra reticularis thalami1. Jądro reticularis thalami jest obecne jak tarcza między wzgórzem a korą, tak że włókna wystające z kory do wzgórza i w przeciwnym kierunku muszą przechodzić przez jądro reticularis thalami2.

Wejścia retinogenikulatu i kortykogenu wykazują różne właściwości synaptyczne3,4,5,6,7,8. Wejścia retinogenikulacyjne tworzą duże terminale z wieloma miejscami wydania9,10. W przeciwieństwie do tego, wejścia kortykogeniczne wyświetlają małe terminale z pojedynczymi miejscami wydania7. Ponadto synapsy retinogenikulacyjne skutecznie napędzają potencjały czynnościowe neuronów przekaźnikowych, mimo że stanowią tylko 5−10% wszystkich synaps na neuronach przekaźnikowych3,8,11. Z drugiej strony synapsy kortykotwórcze służą jako modulator transmisji retinogenikulacyjnych poprzez kontrolowanie potencjału błonowego neuronów przekaźnikowych12,13.

Te dwa główne bodźce pobudzające do przekazywania neuronów są również funkcjonalnie różne. Jedną z istotnych różnic jest krótkotrwała depresja synaps retinogenikulacyjnych i krótkotrwałe ułatwienie synaps kortykogenicznych3,5,8. Plastyczność krótkotrwała odnosi się do zjawiska, w którym siła synaps zmienia się, gdy synapsa jest wielokrotnie aktywna w okresie od kilku milisekund do kilku sekund. Prawdopodobieństwo uwolnienia synaptycznego jest ważnym czynnikiem leżącym u podstaw krótkotrwałej plastyczności. Synapsy, z niskim początkowym prawdopodobieństwem uwolnienia, wykazują krótkotrwałe ułatwienie ze względu na nagromadzenie Ca2+ w presynapsie, w związku z czym obserwuje się wzrost prawdopodobieństwa uwolnienia przy powtarzającej się aktywności. W przeciwieństwie do tego, synapsy o wysokim prawdopodobieństwie uwolnienia zwykle wykazują krótkotrwałą depresję z powodu wyczerpania gotowych do uwolnienia pęcherzyków14. Ponadto odczulanie receptorów postsynaptycznych przyczynia się do krótkotrwałej plastyczności w niektórych synapsach o wysokim prawdopodobieństwie uwolnienia8,15. Wysokie prawdopodobieństwo uwolnienia i odczulenie receptorów kwasu α-amino-3-hydroksy-5-metylo-4-izoksazolopropionowego (AMPA) przyczynia się do znacznego krótkotrwałego osłabienia synaps retinogenikulacyjnych. W przeciwieństwie do tego, niskie prawdopodobieństwo uwolnienia leży u podstaw krótkoterminowego ułatwienia synaps kortykopochodnych.

U myszy przewód wzrokowy wchodzi do grzbietowego bocznego jądra kolankowatego (dLGN) z miejsca ogonowo-bocznego, podczas gdy włókna kortykogeniczne wchodzą do dLGN ostrobrzusznie. Odległość między dwoma wejściami pozwala na badanie indywidualnych właściwości dwóch bardzo różnych wejść pobudzających uderzających w tę samą komórkę. W tym miejscu rozwijamy i ulepszamy wcześniej opisaną metodę preparacji, w której włókna retinogenikulatu i kortykogenulatu są zachowane w ostrych wycinkach mózgu3. Następnie opisujemy badanie elektrofizjologiczne neuronów przekaźnikowych i stymulację włókien retinogenikulacyjnych i kortykogenicznych za pomocą elektrod do stymulacji zewnątrzkomórkowej. Na koniec udostępniamy protokół wypełniania neuronów przekaźnikowych biocytyną i późniejszej analizy anatomicznej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie eksperymenty zostały zatwierdzone przez Rządowy Panel Nadzorczy ds. Doświadczeń na Zwierzętach Nadrenii-Palatynatu.

1. Rozwiązania

  1. Roztwór do rozwarstwiania
    1. W celu zmniejszenia ekscytotoksyczności należy przygotować roztwór na bazie choliny, który będzie stosowany podczas sekcji, jak pokazano tutaj (w mM): 87 NaCl, 2,5 KCl, 37,5 chlorek choliny, 25 NaHCO3, 1,25 NaH2PO4, 0,5 CaCl2, 7 MgCl2 i25 glukozy. Przygotuj roztwór preparacyjny mniej niż 1 tydzień przed eksperymentem.
  2. Rozwiązanie do nagrywania
    1. Przygotować roztwór sztucznego płynu mózgowo-rdzeniowego (ACSF) zawierający (w mM): 125 NaCl, 25 NaHCO3, 1,25 NaH2PO4, 2,5 KCl, 2 CaCl2, 1 MgCl2 i 25 glukozy. Dodać 50 μM D-APV i 10 μM SR 95531 bromowodorku, aby zablokować odpowiednio receptory N-metylo-D-asparaginianu (NMDA) i GABAA.
  3. Roztwór wewnątrzkomórkowy
    1. Przygotować roztwór wewnątrzkomórkowy zawierający (w mM): 35 Cs-glukonian, 100 CsCl, 10 HEPES, 10 EGTA i 0,1 D-600 (chlorowodorek metoksywerapamilu). Dostosuj pH do 7,3 za pomocą CsOH. Przefiltrować, podwielokrotność i przechowywać roztwór podstawowy w temperaturze -20 °C do momentu użycia.

2. Sekcja

  1. Przygotować dwie komory kromakowe, z których jedną wypełnia się 100 ml roztworu preparacyjnego, a drugą 100 ml roztworu rejestrującego. Umieścić dwie zlewki w łaźni wodnej (37 °C) i bąbelkować roztwory karbogenem przez co najmniej 15 minut przed rozbieraniem.
  2. Napełnij plastikową zlewkę 250 ml prawie lodowatego (ale nie zamrożonego) roztworu preparacyjnego. Bąbelkować karbogenem co najmniej 15 minut przed użyciem.
  3. Napełnij plastikową szalkę Petriego (100 mm x 20 mm), w której zostanie przeprowadzona sekcja mózgu, zimnym roztworem preparacyjnym. Umieść kawałek bibuły filtracyjnej w pokrywie szalki Petriego.
  4. Ostudzić komorę rozwarstwiającą wibratomu.
  5. Znieczulić mysz 2,5% izofluranem, np. w klatce dla myszy. Gdy tylko mysz nie zareaguje na uszczypnięcie ogona, odetnij głowę myszy w pobliżu rdzenia szyjnego i zanurz głowę w lodowatym roztworze preparacyjnym u podstawy szalki Petriego.
  6. Przetnij skórę głowy od ogona do nosa i trzymaj ją z boku palcami, aby odsłonić czaszkę. Aby usunąć przodomózgowie, najpierw przetnij czaszkę wraz z tylno-przednią linią środkową, a następnie przetnij jeszcze dwa razy szew koronalny i szew lambdoidalny (Ryc. 1A).
  7. Usuń czaszkę między szwem koronalnym a szwem lambdoidalnym tak, aby mózg był odsłonięty. Odetnij opuszkę węchową i oddziel przodomózgowie od śródmózgowia za pomocą cienkiego ostrza (Ryc. 1B). Usuń mózg z czaszki cienką szpatułką i umieść go na bibule filtracyjnej w pokrywie szalki Petriego.
    UWAGA: Kroki 2.6 i 2.7 należy wykonać tak szybko, jak to możliwe, aby zmniejszyć śmierć komórki.
  8. Aby zachować integralność sensorycznych i korowych wejść do dLGN w wycinku mózgu, oddziel dwie półkule cięciem przystrzałkowym pod kątem 3−5° (Rysunek 1C, D). Osusz przyśrodkowe płaszczyzny boczne obu półkul, umieszczając je na bibule filtracyjnej, a następnie przyklej je do stolika tnącego pod kątem 10−25° od płaszczyzny poziomej (Rysunek 1E).
  9. Umieść stolik na środku metalowej tacki buforowej i delikatnie wlej resztę lodowatego roztworu preparacyjnego do tacki buforowej. Wykonaj ten krok ostrożnie, ponieważ silne nalewanie może usunąć wklejony mózg (Rysunek 1F).
  10. Umieść tackę buforową w tacce wypełnionej lodem, co pomaga utrzymać niską temperaturę podczas sekcji. Pokrój plastry o grubości 250 μm żyletką z prędkością 0,1 mm/s i amplitudą 1 mm.
  11. Przechowywać plastry w komorze przetrzymywania wypełnionej natlenionym roztworem rozbiorowym w temperaturze 34 °C przez około 30 minut, a następnie pozostawić plastry do odzyskania w roztworze rejestrującym w temperaturze 34 °C przez kolejne 30 minut.
  12. Po wyzdrowieniu wyjmij komorę na plastry z łaźni wodnej i przechowuj plastry w temperaturze pokojowej (RT) do czasu wykorzystania w eksperymentach.

3. Elektrofizjologia

  1. Wyciągnij pipety za pomocą kapilar ze szkła borokrzemianowego i ściągacza do filamentu. Utrzymuj rezystancję pipet rejestrujących na poziomie 3−4 MΩ. Wyciągnij pipety stymulujące przy użyciu tego samego protokołu, ale po pociągnięciu lekko złamij końcówkę, aby zwiększyć średnicę. Napełnij pipety rejestrujące roztworem wewnątrzkomórkowym i biocytyną, a pipety stymulujące napełnij roztworem rejestrującym.
  2. Umieść plastry w komorze nagrywającej i ciągle perfunduj plastry natlenionym roztworem nagrywającym w temperaturze pokojowej. Sprawdź wszystkie plastry i wybierz te, które mają nienaruszony przewód wzrokowy.
  3. Wizualizacja wycinka i komórek za pomocą mikroskopu pionowego wyposażonego w mikroskopię wideo z kontrastem różnicowym w podczerwieni (IR-DIC).
    UWAGA: Neurony przekaźnikowe różnią się od interneuronów większym rozmiarem somy i większą liczbą dendrytów pierwotnych (gałęzi wyłaniających się z somy). Interneurony wykazują dwubiegunową morfologię z mniejszą somą.
  4. Umieść pipetę stymulującą na plasterku przed załataniem komórki pipetą rejestrującą. Aby zbadać synapsy retinogenikulacyjne, umieść pipetę stymulującą bezpośrednio na przewodzie wzrokowym, gdzie włókna aksonów z komórek zwojowych siatkówki są połączone (Rysunek 2A). Aby przeanalizować synapsy kortykogeniczne, umieść elektrodę stymulującą na jądrze wzgórza reticularis, które przylega rostrobrzusznie do dLGN (Ryc. 2B).
  5. Po zanurzeniu pipety rejestrującej w roztworze rejestrującym należy zastosować krok napięcia 5 mV, aby monitorować rezystancję pipety. Ustaw potencjał podtrzymania na 0 mV i zanuluj potencjał przesunięcia tak, aby prąd podtrzymania wynosił 0 pA.
  6. Zbliżyć się do celi z pipetą rejestrującą, stosując nadciśnienie. Gdy pipeta znajdzie się w bezpośrednim kontakcie z błoną komórkową, zwolnij nadciśnienie i ustaw potencjał utrzymywania na -70 mV. Zastosuj lekkie podciśnienie, aby błona komórkowa mogła przymocować się do szklanej pipety w taki sposób, aby powstało uszczelnienie gigaomowe (rezystancja >1 GΩ). Skompensuj pojemność pipety i otwórz celę za pomocą impulsów podciśnienia.
  7. Aby zbadać funkcję synaptyczną, należy zastosować impulsy prądu o długości 0,1 ms (ok. 30 μA) za pomocą pipety do stymulacji. Jeśli nie zaobserwuje się żadnych reakcji synaptycznych, może być konieczna wymiana pipet stymulujących. Zachowaj ostrożność podczas umieszczania pipet stymulujących w innej pozycji, aby nie utracić zarejestrowanej komórki.
    UWAGA: W przykładowych nagraniach pokazanych na Rysunek 2, krótkoterminowa plastyczność synaptyczna była badana poprzez dwukrotną stymulację przewodu wzrokowego lub włókien kortykogenicznych w odstępach między bodźcami 30 ms. Stosunek parowanych impulsów (PPR) obliczono, dzieląc amplitudę drugiego wzbudzającego prądu postsynaptycznego (EPSC) przez amplitudę pierwszego EPSC (EPSC2/EPSC1). Każdy protokół stymulacji powtórzono 20 razy. Amplitudę EPSC zmierzono na podstawie średnich prądów z 20 przemiatania. Odstęp czasowy między każdym powtórzeniem wynosił co najmniej 5 s, aby uniknąć krótkotrwałej plastyczności wywołanej powtórzeniami.
  8. Monitoruj rezystancję szeregową w sposób ciągły, stosując krok napięcia 5 mV. Do analizy należy używać wyłącznie ogniw o rezystancji szeregowej mniejszej niż 20 MΩ.

4. Znakowanie biocytyny

  1. Utrzymuj konfigurację całych komórek przez co najmniej 5 minut, aby umożliwić dyfuzję biocytyny do dendrytów dystalnych.
  2. Po nagraniu delikatnie wyjmij pipetę z celi, aby soma nie została zniszczona.
    UWAGA: Jeśli na jednym plasterku nagrano więcej niż jedną komórkę, ich soma powinny być wystarczająco oddalone od sąsiednich komórek. Upewnij się, że dendryty z różnych komórek nie zakłócają się nawzajem podczas obrazowania.
  3. Przygotuj 24-dołkową płytkę do hodowli komórkowej. Napełnij każdą studzienkę 300 μl 4% paraformaldehydu (PFA). Uważaj, aby nie zanieczyścić PFA niczego, co będzie miało kontakt z plastrami, które mają być rejestrowane.
  4. Przenieś plastry z komory zapisu na płytkę zawierającą PFA za pomocą gumowej pipety i utrwal plastry na noc. Upewnij się, że pipeta jest zawsze zabezpieczona przed zanieczyszczeniem PFA.
    UWAGA: Zawsze noś rękawice i używaj kaptura chemicznego podczas manipulowania PFA.
  5. Po utrwaleniu plastrów przez noc w PFA, zastąp PFA solą fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS). Przechowywać plastry w PBS w temperaturze 4 °C do przyszłego przetworzenia (krócej niż 2 tygodnie).
  6. Umyj plastry świeżym PBS 3 razy (10 minut każde pranie).
  7. Zablokować niespecyficzne miejsca wiązania poprzez inkubację plastrów w roztworze blokującym (0,2% niejonowego środka powierzchniowo czynnego i 5% albuminy surowicy bydlęcej w PBS) przez 2 godziny w temperaturze pokojowej na wytrząsarce orbitalnej.
  8. Wyrzuć roztwór blokujący. Inkubować plastry ze streptawidyną-Alexa 568 rozcieńczoną w roztworze blokującym (1:1000) w temperaturze 4 °C przez noc na wytrząsarce orbitalnej.
  9. Wyrzucić roztwór przeciwciała i przemywać plastry 3 razy PBS przez 10 minut w temperaturze pokojowej na wytrząsarce orbitalnej. Przed montażem umyj plastry wodą z kranu.
  10. Połóż plasterki z jednej myszy na jednym szklanym szkiełku. Upewnij się, że poplamione komórki znajdują się na górnej powierzchni plastrów. Wchłoń wodę wokół plastrów chusteczkami, a następnie pozostaw plastry do wyschnięcia na około 15 minut.
  11. Nałóż dwie krople podłoża montażowego na każdy plasterek. Zamontuj szkiełko nakrywkowe na szkiełku bez wytwarzania pęcherzyków powietrza.
  12. Przechowywać oznaczone plastry w temperaturze 4 °C po wizualizacji za pomocą mikroskopu konfokalnego.

5. Obrazowanie i rekonstrukcja komórkowa

  1. Skanuj wycinki za pomocą mikroskopu konfokalnego i używaj odpowiedniego oprogramowania do analizy.
  2. Wzbudzić fluorescencję przy długości fali 561 nm.
  3. Zobrazuj plasterki z aperturą numeryczną 0,7 (NA), obiektywem zanurzeniowym w oleju.
  4. Dostosuj docelową komórkę w środku widoku i zastosuj 2,5-krotne powiększenie.
  5. Renderuj zestawy danych stosu Z, aby zeskanować cały neuron z następującymi parametrami: format = 2,550 x 2,550 pikseli, częstotliwość skanowania = 400 Hz, liczba z = 40.Rozmiar woksela wynosił około 0,1211 x 0,1211 x 1,8463 μm3.
  6. Półautomatycznie śledź neurony za pomocą oprogramowania do rekonstrukcji neuronów (np. NeuronStudio). Przykład neuronu przekaźnikowego śledzonego w 3D jest pokazany na Rysunek 3B.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Przygotowany skrawek dLGN zawierający drogi retinogenikularne i kortykogenikularne przedstawiono przy użyciu obiektywu 4x (Rysunek 2). Aksony komórek zwojowych siatkówki grupują się w obrębie drogi wzrokowej (Rysunek 2). Pipetę stymulującą umieszczono odpowiednio w drodze wzrokowej, aby wywołać prąd pośredniczony przez synapsy retinogenikularne (Rysunek 2A), oraz w jądrze siatkowatym wzgórza, aby wyw...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Opisujemy ulepszony protokół oparty na wcześniej opublikowanej metodzie3, który pozwala na zbadanie wysokiego prawdopodobieństwa uwolnienia synaps retinogenikulacyjnych i niskiego prawdopodobieństwa uwolnienia synaps kortykogennych z tego samego wycinka. Ma to ogromne znaczenie, ponieważ te dwa wejścia oddziałują ze sobą w celu modulowania transmisji sygnału wzrokowego: wejścia retinogenikulacyjne są głównym napędem pobudzającym neuronów przekaźnikowych, podczas gdy wejścia korowo-wzgórzowe działa...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca została sfinansowana przez Niemiecką Fundację Badawczą (DFG) w ramach Collaborative Research Center (SFB) 1134 "Functional Ensembles" (J.v.E. and X.C.) oraz Research Grant EN948/1-2 (J.v.E.).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Wzmacniacz HEKA ElektronikEPC 10 USB Wzmacniacz z podwójnym zaciskiem
BiocytinSigma-AldrichB4261-250MG
CaCl2EMSURE1.02382.1000
chlorek cholinySigma-AldrichC1879-1KG
Konfokalny laserowy mikroskop skaningowyLeica MicrosystemsTCS SP5
CsClEMSURE1.02038.0100
Cs-glukonianPrzygotowanyPonieważ nie było komercyjnego Cs-glukonianu, przygotowaliśmy go sami 
D-600 Sigma-AldrichM5644-50MGchlorowodorek metoksywerapamilu
D-APV Trend biologiczny BN0085-100Antagonista receptora NMDA
Aparat cyfrowy do mikroskopuOlympusXM10
EGTASERVA11290.02
ForeneAbbvie2594.00.00izofluran
GlukozaSigma-Aldrich49159-1KG
HEPESROTH9105.2
Izolator bodźców wysokoprądowychWorld Precision InstrumentsA385
KClEMSURE1.04936.1000
MgCl2EMSURE1.05833.0250
MikromanipulatoryLuigs & NeumannSM7
MiroscopeOlympusBX51
mocowanie średnie ThermoFisher ScientificP36930Prolong Gold Invitrogen
NaClROTH3957.1
NaH2PO4EMSURE1.06346.1000
NaHCO3EMSURE1.06329.1000
PipetaHilgenberg1807502
ŚciągaczSutter Żyletka P-1000
 Personna 60-0138
Półautomatyczny wibratomLeica  Bromowodorek BiosystemsVT1200S
SR 95531 Trend biologiczny AOB5680-10Antagonista receptora GABAA 
krosowym samodzielnie

Bibliografia

  1. Guido, W. Development, form, and function of the mouse visual thalamus. Journal of Neurophysiology. 120, 211-225 (2018).
  2. Guillery, R. W., Feig, S. L., Lozsadi, D. A. Paying attention to the thalamic reticular nucleus. Trends in Neurosciences. 21, 28-32 (1998).
  3. Turner, J. P., Salt, T. E. Characterization of sensory and corticothalamic excitatory inputs to rat thalamocortical neurones in vitro. The Journal of Physiology. 510 (3), 829-843 (1998).
  4. Lindstrom, S., Wrobel, A. Frequency dependent corticofugal excitation of principal cells in the cat's dorsal lateral geniculate nucleus. Experimental Brain Research. 79, 313-318 (1990).
  5. Granseth, B., Ahlstrand, E., Lindstrom, S. Paired pulse facilitation of corticogeniculate EPSCs in the dorsal lateral geniculate nucleus of the rat investigated in vitro. The Journal of Physiology. 544, 477-486 (2002).
  6. Hamos, J. E., Van Horn, S. C., Raczkowski, D., Uhlrich, D. J., Sherman, S. M. Synaptic connectivity of a local circuit neurone in lateral geniculate nucleus of the cat. Nature. 317, 618-621 (1985).
  7. Kielland, A., et al. Activity patterns govern synapse-specific AMPA receptor trafficking between deliverable and synaptic pools. Neuron. 62, 84-101 (2009).
  8. Chen, C., Regehr, W. G. Developmental remodeling of the retinogeniculate synapse. Neuron. 28, 955-966 (2000).
  9. Budisantoso, T., Matsui, K., Kamasawa, N., Fukazawa, Y., Shigemoto, R. Mechanisms underlying signal filtering at a multisynapse contact. The Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society for Neuroscience. 32, 2357-2376 (2012).
  10. Morgan, J. L., Berger, D. R., Wetzel, A. W., Lichtman, J. W. The Fuzzy Logic of Network Connectivity in Mouse Visual Thalamus. Cell. 165, 192-206 (2016).
  11. Usrey, W. M., Reppas, J. B., Reid, R. C. Paired-spike interactions and synaptic efficacy of retinal inputs to the thalamus. Nature. 395, 384-387 (1998).
  12. Steriade, M., Jones, E. G., McCormick, D. A. Thalamus. , (1997).
  13. Wang, W., Jones, H. E., Andolina, I. M., Salt, T. E., Sillito, A. M. Functional alignment of feedback effects from visual cortex to thalamus. Nature Neuroscience. 9, 1330-1336 (2006).
  14. Zucker, R. S., Regehr, W. G. Short-term synaptic plasticity. Annual Review of Physiology. 64, 355-405 (2002).
  15. Chen, C., Blitz, D. M., Regehr, W. G. Contributions of receptor desensitization and saturation to plasticity at the retinogeniculate synapse. Neuron. 33, 779-788 (2002).
  16. Chen, X., Aslam, M., Gollisch, T., Allen, K., von Engelhardt, J. CKAMP44 modulates integration of visual inputs in the lateral geniculate nucleus. Nature Communications. 9, 261(2018).
  17. Krahe, T. E., El-Danaf, R. N., Dilger, E. K., Henderson, S. C., Guido, W. Morphologically distinct classes of relay cells exhibit regional preferences in the dorsal lateral geniculate nucleus of the mouse. The Journal of Neuroscience : The Official Journal of the Society for Neuroscience. 31, 17437-17448 (2011).
  18. von Engelhardt, J., et al. CKAMP44: a brain-specific protein attenuating short-term synaptic plasticity in the dentate gyrus. Science. 327, 1518-1522 (2010).
  19. Khodosevich, K., et al. Coexpressed auxiliary subunits exhibit distinct modulatory profiles on AMPA receptor function. Neuron. 83, 601-615 (2014).
  20. Farrow, P., et al. Auxiliary subunits of the CKAMP family differentially modulate AMPA receptor properties. eLife. 4, e09693(2015).
  21. Rafols, J. A., Valverde, F. The structure of the dorsal lateral geniculate nucleus in the mouse. A Golgi and electron microscopic study. The Journal of Comparative Neurology. 150, 303-332 (1973).
  22. Hauser, J. L., Liu, X., Litvina, E. Y., Chen, C. Prolonged synaptic currents increase relay neuron firing at the developing retinogeniculate synapse. Journal of Neurophysiology. 112, 1714-1728 (2014).
  23. Hooks, B. M., Chen, C. Distinct roles for spontaneous and visual activity in remodeling of the retinogeniculate synapse. Neuron. 52, 281-291 (2006).
  24. Liu, X., Chen, C. Different roles for AMPA and NMDA receptors in transmission at the immature retinogeniculate synapse. Journal of Neurophysiology. 99, 629-643 (2008).
  25. Govindaiah, G., Cox, C. L. Metabotropic glutamate receptors differentially regulate GABAergic inhibition in thalamus. The Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society for Neuroscience. 26, 13443-13453 (2006).
  26. Fogerson, P. M., Huguenard, J. R. Tapping the Brakes: Cellular and Synaptic Mechanisms that Regulate Thalamic Oscillations. Neuron. 92, 687-704 (2016).
  27. Jacobsen, R. B., Ulrich, D., Huguenard, J. R. GABA(B) and NMDA receptors contribute to spindle-like oscillations in rat thalamus in vitro. Journal of Neurophysiology. 86, 1365-1375 (2001).
  28. Kulik, A., et al. Distinct localization of GABA(B) receptors relative to synaptic sites in the rat cerebellum and ventrobasal thalamus. The European Journal of Neuroscience. 15, 291-307 (2002).
  29. Gutierrez, C., Cox, C. L., Rinzel, J., Sherman, S. M. Dynamics of low-threshold spike activation in relay neurons of the cat lateral geniculate nucleus. The Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society for Neuroscience. 21, 1022-1032 (2001).
  30. Armstrong, C. M., Gilly, W. F. Access resistance and space clamp problems associated with whole-cell patch clamping. Methods in Enzymology. 207, 100-122 (1992).
  31. White, J. A., Sekar, N. S., Kay, A. R. Errors in persistent inward currents generated by space-clamp errors: a modeling study. Journal of Neurophysiology. 73, 2369-2377 (1995).
  32. Clay, J. R., Shlesinger, M. F. Analysis of the effects of cesium ions on potassium channel currents in biological membranes. Journal of Theoretical Biology. 107, 189-201 (1984).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

j dro boczne cia a kolankowategosynapsy siatk wkowo kolankowatesynapsy korowo kolankowateostre skrawki m zgurejestracja elektrofizjologicznastymulacja drogi wzrokowejj dro siatkowate wzg rzatechnika patch clampznakowanie biocytynmikroskopia konfokalna

Powiązane artykuły