Artykuł metodologiczny

Zastosowanie interferometrii biowarstwowej (BLI) do badania interakcji białko-białko w transkrypcji

DOI:

10.3791/59687

⸱

26 lipca 2019

 ,  , 
1Department of Pharmacology, Robert Wood Johnson Medical School, Rutgers University, 2Graduate Program in Physiology and Integrative Biology, School of Graduate Studies, Rutgers University, 3Department of Plant Biology, School of Environmental and Biological, Rutgers University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Interakcje czynników transkrypcyjnych (TF) z polimerazą RNA są zwykle badane za pomocą testów pulldown. Stosujemy technologię interferometrii biowarstwowej (BLI) w celu scharakteryzowania oddziaływania GrgA z polimerazą chlamydiowego RNA. W porównaniu z testami pulldown, BLI wykrywa asocjację i dysocjację w czasie rzeczywistym, oferuje wyższą czułość i jest wysoce ilościowy.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Czynnik transkrypcyjny (TF) to białko, które reguluje ekspresję genów poprzez interakcję z polimerazą RNA, innym TF i/lub matrycowym DNA. GrgA jest nowym aktywatorem transkrypcji występującym w szczególności w obligatoryjnym wewnątrzkomórkowym patogenie bakteryjnym Chlamydia. Testy ściągania białek przy użyciu kulek powinowactwa ujawniły, że GrgA wiąże dwa czynniki σ, a mianowicie σ66 i σ28, które rozpoznają różne zestawy promotorów genów, których produkty są różnie wymagane na etapach rozwoju. Użyliśmy BLI w celu potwierdzenia i dalszego scharakteryzowania interakcji. BLI wykazuje kilka zalet w porównaniu z pulldown: 1) ujawnia powiązania i dysocjację w czasie rzeczywistym między partnerami wiążącymi, 2) generuje ilościowe parametry kinetyczne oraz 3) może wykrywać wiązania, których testy pulldown często nie wykrywają. Te cechy pozwoliły nam wydedukować fizjologiczne role GrgA w regulacji ekspresji genów u Chlamydii i możliwe szczegółowe mechanizmy interakcji. Przewidujemy, że ta stosunkowo przystępna cenowo technologia może być niezwykle przydatna do badania transkrypcji i innych procesów biologicznych.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Transkrypcja, która wytwarza cząsteczki RNA przy użyciu DNA jako szablonu, jest pierwszym krokiem ekspresji genów. Synteza bakteryjnego RNA rozpoczyna się po związaniu holoenzymu polimerazy RNA (RNAP) z docelowym promotorem1,2. Holoenzym RNAP (RNAPholo) składa się z wielopodjednostkowego rdzenia katalitycznego (RNAPcore) i czynnika σ, który jest wymagany do rozpoznania sekwencji promotora. Aktywatory i represory transkrypcji, zbiorczo nazywane TF, regulują ekspresję genów poprzez składniki wiążące RNAPcore, czynniki σ i/lub DNA. W zależności od organizmu, znaczna część jego genomu może być poświęcona TF, które regulują transkrypcję w odpowiedzi na potrzeby fizjologiczne i sygnały środowiskowe3.

Chlamydia jest nieodzowną bakterią wewnątrzkomórkową odpowiedzialną za różne choroby u ludzi i zwierząt4,5,6,7,8. Na przykład Chlamydia trachomatis jest prawdopodobnie najczęściej przenoszonym patogenem przenoszonym drogą płciową u ludzi na całym świecie i główną przyczyną ślepoty w niektórych krajach słabo rozwiniętych4,5. Chlamydia ma unikalny cykl rozwojowy charakteryzujący się dwiema naprzemiennymi formami komórkowymi zwanymi ciałem elementarnym (EB) i ciałem siatkowym (RB) 9. Podczas gdy EB są zdolne do przetrwania w środowisku zewnątrzkomórkowym, nie są zdolne do proliferacji. EB dostają się do komórek gospodarza przez endocytozę i różnicują się w większe RB w wakuoli w cytoplazmie gospodarza w ciągu kilku godzin po inokulacji. RB nie są już zakaźne, ale rozprzestrzeniają się poprzez rozszczepienie binarne. Około 20 godzin zaczynają różnicować się z powrotem do EB, które opuszczają komórki gospodarza około 30-70 godzin.

Postęp cyklu rozwojowego chlamydii jest regulowany przez transkrypcję. Podczas gdy zdecydowana większość z prawie 1000 genów chlamydiów ulega ekspresji w połowie cyklu, podczas którego RB aktywnie się replikują, tylko niewielka liczba genów jest transkrybowana natychmiast po wprowadzeniu EB do komórek gospodarza, aby zainicjować konwersję EB do RB, a kolejny mały zestaw genów jest transkrybowany lub coraz częściej transkrybowany, aby umożliwić różnicowanie RB w EBs10, 11.

Genom chlamydii koduje trzy czynniki σ, a mianowicie σ66, σ28 i σ54. σ66, co jest równoznaczne z porządkowaniemσ 70 E. coli i innych bakterii, jest odpowiedzialne za rozpoznawanie promotorów genów wczesnego i średniego cyklu, a także niektórych późnych genów, podczas gdy σ28 i σ54 są wymagane do transkrypcji niektórych późnych genów. Wiadomo, że kilka genów zawiera zarówno promotor zależny od σ66, jak i promotor zależny odσ 2812.

Pomimo skomplikowanego cyklu rozwojowego, tylko niewielka liczba TF została znaleziona u chlamydiae13. GrgA (wcześniej opisywane jako hipotetyczne białko CT504 w C. trachomatis serowar D i CTL0766 w C. trachomatis L2) jest TF specyficznym dla Chlamydii, początkowo rozpoznanym jako aktywator σ genów zależnych od6614. Testy powinowactwa wykazały, że GrgA aktywuje ich transkrypcję poprzez wiązanie zarówno σ66, jak i DNA. Co ciekawe, później odkryto, że GrgA również współprecypituje z σ28 i aktywuje transkrypcję z σ28 zależnych od promotorów in vitro15. Aby zbadać, czy GrgA ma podobne, czy różne powinowactwa do σ66 i σ28, uciekliśmy się do użycia BLI. Testy BLI wykazały, że GrgA oddziałuje z σ66 z 30-krotnie większym powinowactwem niż z σ28, co sugeruje, że GrgA może odgrywać różne role w transkrypcji zależnej odσ 66 i transkrypcji zależnej odσ 2815.

BLI wykrywa wzór interferencyjny białego światła, które odbija się od warstwy unieruchomionego białka na końcówce biosensora i porównuje go z wewnętrznym wzorcem warstwy odniesienia16. Dzięki analizie tych dwóch wzorców interferencji, BLI może dostarczyć cennych informacji w czasie rzeczywistym na temat ilości białka związanego z końcówką bioczujnika. Białko, które jest unieruchomione na końcówce bioczujnika, jest określane jako ligand i jest zwykle unieruchamiane za pomocą wspólnego znacznika przeciwciała lub epitopu (np. znacznika poli-His- lub biotyny), który ma powinowactwo do powiązanej cząstki (takiej jak NTA lub streptawidyna) na końcówce bioczujnika. Wiązanie białka wtórnego, zwanego analitem, z ligandem na końcu biosensora powoduje zmiany w nieprzezroczystości biosensora, a tym samym powoduje zmiany we wzorcach interferencyjnych. Po powtórzeniu dla różnych stężeń analitu, BLI może dostarczyć nie tylko jakościowych, ale także ilościowych informacji o powinowactwie między ligandem a analitem16.

Zgodnie z naszą najlepszą wiedzą, jako pierwsi zastosowaliśmy BLI do scharakteryzowania interakcji białko-białko w transkrypcji15. W tej publikacji pokazujemy, że fragment GrgA, który wcześniej okazał się wymagany do wiązaniaσ 28, rzeczywiście pośredniczy w wiązaniu. Niniejszy manuskrypt koncentruje się na etapach testów BLI oraz generowaniu wykresów BLI i parametrów kinetyki wiązania. Metody produkcji (i oczyszczania) ligandów i analitów nie są tutaj uwzględnione.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Przygotowanie białek

  1. Za pomocą worka dializacyjnego (o odpowiednim rozmiarze odcięcia) należy dializować każde białko, które ma być użyte do testów BLI (w tym zarówno ligand znakowany Hisem, jak i analit) w stosunku do 1000 objętości buforu BLI (25 mM Tris-HCl, 150 mM NaCl, 0,1 mM EDTA, 10 mM MgCl2, 0,1 mM DTT, pH 8,0, wstępnie schłodzone do 4 °C) w temperaturze 4 °C przez 4 godziny
    UWAGA: Testy BLI wymagają, aby ligand był obecny w stężeniach, które nasycają miejsca wiązania na bioczujniku, a analit musi być wysoce oczyszczony, aby znane były stężenia molowe analitu, który reaguje z ligandem. Metodologie ekspresji i oczyszczania białek znakowanych His- i Strep-tagiem nie są tutaj omówione, ale można je znaleźć w poprzednich publikacjach14,15. Chociaż system ten nie wymaga, aby ligand był w postaci wysoce oczyszczonej, konieczne jest dializowanie nawet nieoczyszczonych ligandów do buforu BLI w celu zminimalizowania zmian we wzorcach interferencji światła białego spowodowanych jakimikolwiek zmianami buforu podczas testu.
  2. Zmienić na świeży bufor BLI i kontynuować dializę przez kolejne 4 godziny.

2. Konfiguracja hydratacji i testu biosensora

  1. Około 10 minut przed rozpoczęciem testu należy pobrać pipetę z 200 μl buforu BLI do probówki PCR.
  2. Wyjmij bioczujnik Ni-NTA z oryginalnego opakowania, przytrzymując szeroką część biosensora ręką w rękawiczce.
  3. Umieścić bioczujnik nad probówką do PCR w taki sposób, aby tylko szklana końcówka biosensora była zanurzona w buforze BLI.
  4. Trzymaj końcówkę biosensora zanurzoną przez co najmniej 10 minut, aby zapewnić pełne nawodnienie.
    1. Sprawdź, czy szklana końcówka biosensora Ni-NTA nie dotyka niczego innego niż bufor BLI podczas powyższego kroku.
      UWAGA: Ten protokół wykorzystuje bioczujnik Ni-NTA w połączeniu z ligandem oznaczonym His. W razie potrzeby bioczujnik SA-streptawidyny może być używany w połączeniu z biotynylowanym ligandem, jeśli: (i) zarówno ligand, jak i analit mają znacznik His lub (ii) żaden z nich go nie posiada.
  5. Włącz maszynę BLItz.
  6. Upewnij się, że urządzenie jest podłączone do komputera przez port wyjściowy USB z tyłu urządzenia.
  7. Na komputerze otwórz powiązane oprogramowanie (np. BLItz Pro) i kliknij Advanced Kinetics po lewej stronie ekranu.
  8. W oprogramowaniu wpisz wszystkie odpowiednie informacje o eksperymencie (w tym nazwę eksperymentu, opis, identyfikator próbki i stężenie białka) pod każdym odpowiednim nagłówkiem.
  9. Kliknij Typ bioczujnika i wybierz Ni-NTA z menu rozwijanego.
    1. Pod nagłówkiem Ustawienia uruchamiania sprawdź, czy wytrząsarka jest ustawiona na wartość Włącz.
    2. Pod nagłówkiem Lista typów kroków sprawdź, czy na liście znajduje się 5 elementów: Początkowy plan bazowy, Ładowanie, Plan bazowy, Skojarzenie i Dysocjacja.
      UWAGA: Czas trwania każdego kroku można w razie potrzeby zmienić z domyślnego. Aby uzyskać optymalne wyniki, użyj co najmniej 30 s dla początkowej linii bazowej i linii bazowej; i 120 s dla asocjacji i dysocjacji. Czas trwania etapu ładowania (w zakresie od 120 do 240 s) będzie zależał od stężenia liganda i powinowactwa znacznika epitopu Hisa na ligandzie do biosensora Ni-NTA.
  10. Wyjmij uwodniony bioczujnik Ni-NTA z probówki do PCR i przymocuj go do uchwytu biosensora na maszynie, wsuwając szeroką część biosensora na uchwyt.
    UWAGA: Nie pozwól, aby bioczujnik wyschł podczas eksperymentu.
  11. Umieść czarną probówkę do mikrowirówki o pojemności 0,5 ml w uchwycie probówki urządzenia i odpipetuj do niej 400 μl buforu BLI.
  12. Sprawdź, czy suwak maszyny jest ustawiony w taki sposób, aby uchwyt rurki znajdował się przed czarną strzałką na maszynie.
  13. Zamknij pokrywę maszyny tak, aby końcówka biosensora zanurzyła się w buforze w probówce mikrowirówki.
  14. Kliknij przycisk Dalej w oprogramowaniu, aby rozpocząć nagrywanie początkowej linii bazowej.

3. Ładowanie liganda do biosensora

  1. Po zakończeniu nagrywania kroku Początkowa linia bazowa otwórz pokrywę urządzenia.
  2. Przesuń suwak w prawo tak, aby uchwyt kropli (zamiast uchwytu probówki) znajdował się przed czarną strzałką.
  3. Odpipetować 4 μl dializowanego liganda znakowanego Hisem (z kroku 1.1) na uchwyt kropli i zamknąć pokrywę urządzenia.
    UWAGA: Optymalne stężenie liganda, który ma być użyty, może się różnić dla każdego białka. Stężenie od 1,0 do 2,0 mg/ml jest zwykle wystarczające do nasycenia NTA na końcówce biosensora w ciągu 240 s.
  4. W oprogramowaniu kliknij przycisk Dalej, aby rozpocząć ładowanie.

4. Wymywanie dodatkowego ligandu

  1. Po zakończeniu nagrywania w kroku ładowania otwórz pokrywę urządzenia.
  2. Przesuń suwak w lewo tak, aby uchwyt rurki ponownie znalazł się przed czarną strzałką.
  3. Zamknij pokrywę urządzenia i upewnij się, że końcówka biosensora jest zanurzona w buforze BLI rurki w uchwycie probówki.
  4. Kliknij ponownie przycisk Dalej w oprogramowaniu, aby rozpocząć nagrywanie linii bazowej.

5. Związek analitu z ligandem

  1. Po zakończeniu nagrywania kroku Linia bazowa otwórz pokrywę urządzenia.
  2. Wyjmij uchwyt na krople i wyczyść go, odpipetowując białka i spłukując wodą podwójnie dejonizowaną (ddH2O) w sumie 5 razy.
    1. Użyj chusteczki higienicznej, aby wyczyścić powierzchnię uchwytu na krople po umyciu.
  3. Załóż uchwyt kropli z powrotem na maszynę.
  4. Przesuń suwak na maszynie w prawo, tak aby uchwyt kropli ponownie znalazł się przed czarną strzałką.
  5. Pobrać pipetą 4 μl dializowanego analitu (z kroku 1.1) na uchwyt kropli i zamknąć pokrywę urządzenia.
  6. W oprogramowaniu kliknij przycisk Dalej, aby rozpocząć asocjację.

6. Dysocjacja analitu od liganda

  1. Po zakończeniu nagrywania w kroku Skojarzenie otwórz pokrywę urządzenia.
  2. Przesuń suwak na maszynie w prawo, tak aby uchwyt rurki ponownie znalazł się przed czarną strzałką.
  3. W oprogramowaniu kliknij przycisk Dalej, aby rozpocząć dysocjację.
  4. Po zakończeniu nagrywania w kroku Dysocjacja otwórz pokrywę urządzenia.
  5. Wyjmij uchwyt kropli i uchwyt probówki.
  6. Dokładnie spłucz oba ddH2O, aby zmyć wszelkie białka.
  7. Wyjmij bioczujnik i wyrzuć go w bezpieczny sposób.

7. Powtarzające się interakcje z różnymi stężeniami

  1. Powtórz kroki 2-7 dla tej samej pary ligand-analit, używając różnych stężeń analitu.
    UWAGA: Stężenie analitu może wymagać dostosowania w kilku seriach przed uzyskaniem optymalnych wyników. Z naszego doświadczenia wynika, że stosunek stężeń analitu 1:5:10, zaczynający się od 75 nM, jest zwykle odpowiedni.

8. Analiza danych za pomocą oprogramowania

  1. Po zakończeniu wszystkich przebiegów zapisz dane w oprogramowaniu, klikając filet, a następnie Save experiment as po lewej stronie ekranu.
  2. Pod nagłówkiem Run Data (Uruchom dane) wybierz opcję Step Correction and Fitting (Korekcja krokowa i dopasowanie) (1:1) i kliknij przycisk Analizuj, aby wygenerować dane kinetyczne
    3. .
  3. Aby wyodrębnić dane ilościowe do arkusza roboczego i wygenerować wykresy, kliknij Eksportuj do CSV i zapisz zarejestrowane dane jako plik .csv. Otwórz plik .csv za pomocą arkusza kalkulacyjnego.
    1. Aby najskuteczniej pokazać kinetykę asocjacji i dysocjacji, usuń wszystkie punkty wykresu przed krokiem linii bazowej i znormalizuj wszystkie kolejne punkty wykresu od końcowej wartości linii bazowej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dzięki testom BLI wcześniej ustaliliśmy, że wiązanie GrgA z σ28 jest zależne od środkowego regionu 28 aminokwasów (reszty 138-165) GrgA15. W związku z tym, w porównaniu z N-terminalnie znakowanym Go GrgA o pełnej długości (NH-GrgA), konstrukt delecji GrgA pozbawiony tego regionu (NH-GrgAΔ138-165) miał zmniejszony wskaźnik asocjacji i zwiększony wskaźnik dysocjacji, co doprowadziło do 3-milionowej utraty ogólnego powinowactwa (Tabela 1). Tutaj pokazujemy, że ten środkowy...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Interakcje białko-białko mają kluczowe znaczenie dla regulacji transkrypcji i innych procesów biologicznych. Są one najczęściej badane za pomocą testów pulldown. Chociaż testy pulldown są stosunkowo łatwe do przeprowadzenia, są słabo ilościowe i mogą nie wykrywać słabych, ale biologicznie znaczących interakcji. Dla porównania, wykrywając asocjację i dysocjację w czasie rzeczywistym między ligandem a analitem, BLI zapewnia stałe szybkości asocjacji i dysocjacji, a także ogólne powinowactwo.

W p...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez National Institutes of Health (Granty # AI122034 i AI140167) oraz New Jersey Health Foundation (Grant # PC 20-18).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Maszyna BLItzForteBio45-5000
Rurka do dializy membrana celulozowaMilliporeSigmaD9652
Tacka biosensora Ni-NTA do zanurzania i odczytuForteBio18-5101Gotowe do użycia biosensory Ni-NTA do białek znakowanych poli-Hisem
Uchwyt na kropleForteBio45-5004
Probówki do PCR (0,2 ml)Thomas Scientific
Probówki do mikrowirówek (czarne)Thermo Fisher Scientific03-391-166
Chusteczki nawilżaneThermo Fisher Scientific06-666A
Cyfrowa telewizja cyfrowa ThermoFisher ScientificR0861
EDTAMiliporeSigmaE6758
MgCl2MiliporeSigmaM8266
NaClMilliporeSigmaS9888
Tris-HClGoldBioT095100
CLS6571

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Vvedenskaya, I. O., et al. Interactions between RNA polymerase and the core recognition element are a determinant of transcription start site selection. Proceedings of the National Academy of Sciences of the U.S.A. 113 (21), E2899-E2905 (2016).
  2. Feklistov, A., Sharon, B. D., Darst, S. A., Gross, C. A. Bacterial sigma factors: a historical, structural, and genomic perspective. Annual Review of Microbiology. 68, 357-376 (2014).
  3. Visweswariah, S. S., Busby, S. J. Evolution of bacterial transcription factors: how proteins take on new tasks, but do not always stop doing the old ones. Trends in Microbiology. 23 (8), 463-467 (2015).
  4. Taylor, H. R., Burton, M. J., Haddad, D., West, S., Wright, H. Trachoma. Lancet. 384 (9960), 2142-2152 (2014).
  5. WHO. Global incidence and prevalence of selected curable sexually transmitted infections: 2008. Sexual and Reproductive Health Matters. 20, (2012).
  6. Schmidt, S. M., Muller, C. E., Mahner, B., Wiersbitzky, S. K. Prevalence, rate of persistence and respiratory tract symptoms of Chlamydia pneumoniae infection in 1211 kindergarten and school age children. The Pediatric Infectious Disease Journal. 21 (8), 758-762 (2002).
  7. De Puysseleyr, K., et al. Evaluation of the presence and zoonotic transmission of Chlamydia suis in a pig slaughterhouse. BMC Infectious Diseases. 14 (560), (2014).
  8. Hulin, V., et al. Host preference and zoonotic potential of Chlamydia psittaci and C. gallinacea in poultry. Pathogens and Disease. 73 (1), 1-11 (2015).
  9. Belland, R., Ojcius, D. M., Byrne, G. I. Chlamydia. Nature Review of Microbiol. 2 (7), 530-531 (2004).
  10. Belland, R. J., et al. Genomic transcriptional profiling of the developmental cycle of Chlamydia trachomatis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the USA. 100 (14), 8478-8483 (2003).
  11. Nicholson, T. L., Olinger, L., Chong, K., Schoolnik, G., Stephens, R. S. Global stage-specific gene regulation during the developmental cycle of Chlamydia trachomatis. Journal of Bacteriology. 185 (10), 3179-3189 (2003).
  12. Tan, M. Intracellular pathogens I: Chlamydiales. Tan, M., Bavoil , P. M. , ASM Press. 149-169 (2012).
  13. Domman, D., Horn, M. Following the Footsteps of Chlamydial Gene Regulation. Molecular Biology and Evolution. 32 (12), 3035-3046 (2015).
  14. Bao, X., Nickels, B. E., Fan, H. Chlamydia trachomatis protein GrgA activates transcription by contacting the nonconserved region of σ66. Proceedings of the National Academy of Sciences of the USA. 109 (42), 16870-16875 (2012).
  15. Desai, M., et al. Role for GrgA in regulation of σ28-dependent transcription in the obligate intracellular bacterial pathogen Chlamydia trachomatis. Journal of Bacteriology. 200 (20), (2018).
  16. Joy, C., et al. Label-Free Detection of Biomolecular Interactions Using BioLayer Interferometry for Kinetic Characterization. Combinatorial Chemistry & High Throughput Screening. 12 (8), 791-800 (2009).
  17. Abdiche, Y., Malashock, D., Pinkerton, A., Pons, J. Determining kinetics and affinities of protein interactions using a parallel real-time label-free biosensor, the Octet. Analytical Biochemistry. 377 (2), 209-217 (2008).
  18. Szabo, A., Stolz, L., Granzow, R. Surface plasmon resonance and its use in biomolecular interaction analysis (BIA). Current Opinion in Structural Biology. 5 (5), 699-705 (1995).
  19. Nelson, R. W., Krone, J. R. Advances in surface plasmon resonance biomolecular interaction analysis mass spectrometry (BIA/MS). Journal of Molecular Recognition. 12 (2), 77-93 (1999).
  20. Yang, D., Singh, A., Wu, H., Kroe-Barrett, R. Comparison of biosensor platforms in the evaluation of high affinity antibody-antigen binding kinetics. Analytical Biochemistry. 508, 78-96 (2016).
  21. Visentin, J., et al. Overcoming non-specific binding to measure the active concentration and kinetics of serum anti-HLA antibodies by surface plasmon resonance. Biosensors and Bioelectronics. 117, 191-200 (2018).
  22. Baba, A., Taranekar, P., Ponnapati, R. R., Knoll, W., Advincula, R. C. Electrochemical surface plasmon resonance and waveguide-enhanced glucose biosensing with N-alkylaminated polypyrrole/glucose oxidase multilayers. ACS Applied Materials & Interfaces. 2 (8), 2347-2354 (2010).
  23. Del Vecchio, K., Stahelin, R. V. Using Surface Plasmon Resonance to Quantitatively Assess Lipid-Protein Interactions. Methods in Molecular Biology (Clifton, N.J.). 1376, 141-153 (2016).
  24. Wang, D. S., Fan, S. K. Microfluidic Surface Plasmon Resonance Sensors: From Principles to Point-of-Care Applications. Sensors (Basel, Switzerland). 16 (8), 1175(2016).
  25. Shah, N. B., Duncan, T. M. Bio-layer interferometry for measuring kinetics of protein-protein interactions and allosteric ligand effects. Journal of visualized experiments : JoVE. (84), e51383(2014).
  26. Wartchow, C. A., et al. Biosensor-based small molecule fragment screening with biolayer interferometry. Journal of Computer-Aided Molecular Design. 25 (7), 669-676 (2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

czynnik transkrypcyjnyChlamydiaGrgAczynniki sigmaparametry kinetycznebiosensor niklowo NTAanaliza asocjacji i dysocjacji w czasie rzeczywistym

Powiązane artykuły