Artykuł metodologiczny

Ciągłe pobieranie próbek krwi w pozytonowej tomografii emisyjnej/tomografii komputerowej małych zwierząt umożliwia pomiar funkcji wejściowej tętnicy

9.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/59701

⸱

8 sierpnia 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Institute of Anatomy, Rostock University Medical Center, 2Department of Nuclear Medicine, Rostock University Medical Center, 3Core Facility Multimodal Small Animal Imaging, Rostock University Medical Center, 4Rudolf-Zenker-Institute for Experimental Surgery, Rostock University Medical Center

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj opisany jest protokół ciągłego pobierania próbek krwi podczas obrazowania PET/CT szczurów w celu pomiaru funkcji wejścia tętniczego (AIF). Przedstawiono cewnikowanie, kalibrację i konfigurację systemu oraz analizę danych dotyczących radioaktywności krwi. Wygenerowane dane dostarczają parametrów wejściowych do późniejszego modelowania biokinetycznego.

Streszczenie

Dla analizy ilościowej i modelowania biokinetycznego danych z pozytonowej tomografii emisyjnej/tomografii komputerowej (PET/CT), określenie stężenia czasowego aktywności czasowej krwi, znanego również jako funkcja wejścia tętniczego (AIF), jest kluczowym punktem, szczególnie dla charakterystyki modeli chorób zwierzęcych i wprowadzenia nowo opracowanych radioznaczników. Wiedza na temat dostępności radioznaczników we krwi pomaga w interpretacji danych dotyczących aktywności tkanek pochodzących z PET/CT. W tym celu zaleca się pobieranie krwi online podczas obrazowania PET/CT w celu pomiaru AIF. W przeciwieństwie do ręcznego pobierania krwi i metod opartych na obrazie, ciągłe pobieranie próbek krwi online ma kilka zalet. Oprócz zminimalizowanej utraty krwi, istnieje lepsza rozdzielczość i doskonała dokładność pomiaru aktywności krwi. Jednak główną wadą pobierania próbek krwi online jest kosztowne i czasochłonne przygotowanie do cewnikowania naczyń udowych zwierzęcia. W tym miejscu opisujemy łatwy i kompletny przebieg cewnikowania i ciągłego pobierania próbek krwi podczas obrazowania PET/CT u małych zwierząt i porównaliśmy go z ręcznym pobieraniem krwi i podejściem opartym na obrazie. Korzystając z tego wysoce ustandaryzowanego przepływu pracy, demonstruje się oznaczanie fluorodeoksyglukozy ([18F]FDG) AIF. Co więcej, procedura ta może być zastosowana do dowolnego radioznacznika w połączeniu z różnymi modelami zwierzęcymi w celu uzyskania podstawowej wiedzy na temat kinetycznej i modelowej charakterystyki znacznika. Pozwala to na bardziej precyzyjną ocenę zachowania farmaceutyków, zarówno w przypadku podejść diagnostycznych, jak i terapeutycznych w badaniach przedklinicznych chorób onkologicznych, neurodegeneracyjnych i mięśnia sercowego.

Wprowadzenie

Pozytonowa tomografia emisyjna połączona z tomografią komputerową (PET/CT) jest technologią obrazowania nuklearnego, która umożliwia wizualizację procesów metabolicznych w organizmie po wstrzyknięciu znakowanego radioaktywnie ligandu, nazywanego również tracerem. Podczas gdy ligand jest cząsteczką uczestniczącą w szlaku metabolicznym lub celującą w białka powierzchniowe komórek, znacznik radioaktywny jest radionuklidem emitującym pozytony. Promieniowanie gamma jest emitowane pośrednio w wyniku rozpadu pozytonu, co pozwala na wykrycie jego rozkładu w organizmie za pomocą zewnętrznych detektorów PET. W ten sposób można celować w różne cząsteczki komórkowe: receptory i transportery neuroprzekaźników, procesy metaboliczne, takie jak glikoliza, lub białka mitochondrialne, takie jak białko translokacyjne 18 kDa (TSPO), w celu wykrycia aktywowanych komórek glejowych.

W badaniach przedklinicznych PET/CT jest atrakcyjną metodą nieinwazyjnego badania procesów biochemicznych in vivo, co umożliwia prowadzenie badań podłużnych. Dane z PET/CT wspierają analizy mechanizmów chorób, ocenę charakterystyki i farmakokinetyki nowych leków oraz walidację zarówno obecnych, jak i nowych radiotracerów w badaniach translacyjnych.

Podczas analiz PET/CT można zdefiniować trzy stany znacznika (przykład dwukomorowego modelu tkankowego): Po pierwsze, po podaniu znacznik przepływa w krwi (stan 1; stężenie[blood]). Po drugie, dostaje się on do tkanki poprzez łożysko kapilarne, gdzie może albo swobodnie przemieszczać się w przestrzeni pozakomórkowej, albo nieswoiście wiązać się z różnymi strukturami komórkowymi lub pozakomórkowymi (stan 2; stężenie[unspec]). Po trzecie, znacznik może swoiście wiązać się (z pułapką metaboliczną lub bez niej) ze swoją cząsteczką docelową (stan 3, stężenie[spec]). Wszystkie te dynamiczne procesy między komorami są w pewnym stopniu dwukierunkowe, a procesy dyfuzji są opisane stałymi szybkości (K1, k2, k3 oraz k4). Podczas gdy stężenie znacznika we krwi (tj. stan 1) nazywane jest „Wkładem” (Input), stężenie znacznika związanego nieswoiście i swoiście (tj. stan 2 i stan 3) nazywane jest „Wynikiem” (Output) i może być bezpośrednio wyprowadzone z obrazu PET. Tę relację fizjologiczną można przedstawić w dwukomorowym modelu tkankowym (Rysunek 1).

Schemat modelu przedziałowego; dynamika stężenia FDG, z krwi do komórek mózgu poprzez stałe szybkości K1-K4.
Rycina 1: Dwutkankowy model przedziałowy. Przedstawiono warunki fizjologiczne trzech różnych stanów znacznika oraz procesy dynamiczne zachodzące między nimi. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

W idealnym przypadku conc.[spec] jest proporcjonalne do stężenia cząsteczki docelowej. Jednak wynikiem pomiaru PET/CT jest suma conc.[spec] i conc.[unspec]. Aby określić conc.[spec] w obszarze zainteresowania, równolegle wyznacza się conc.[unspec] w regionie referencyjnym pozbawionym docelowego białka/szlaku. Wykorzystując odpowiednie równania matematyczne, można teraz obliczyć conc.[spec], najczęściej z zastosowaniem modelu przedziałowego (podejście oparte na modelowaniu biokinetycznym). Jednak w wielu przypadkach taki region referencyjny pozbawiony białka docelowego nie jest dostępny1,2. W takich sytuacjach do wyznaczenia conc.[spec] można wykorzystać conc.[blood]. Ponieważ conc.[blood] zmienia się ze względu na różny klirens wątrobowy i nerkowy, wydalanie, przepływ krwi, różną przenikalność bariery krew-mózg oraz czynniki związane z chorobą3, obecnym złotym standardem jest pomiar conc.[blood] równolegle do skanowania PET/CT poprzez ciągły pobór krwi. Pozwala to uzyskać tętniczą funkcję wejściową (AIF), zdefiniowaną jako conc.[blood] w czasie4. Należy zauważyć, że przeprowadzanie ciągłego poboru krwi jest uważane za technicznie bardzo wymagające, szczególnie u małych zwierząt, takich jak szczury lub myszy5.

W niniejszym opracowaniu przedstawiamy prosty i praktyczny protokół ciągłego pobierania krwi od szczurów za pomocą bypassu tętniczo-żylnego (a-v) pomiędzy żyłą a tętnicą udową. Dzięki połączeniu z komercyjnie dostępnym systemem pompa-detektor jesteśmy w stanie generować w czasie rzeczywistym ciągłą funkcję wejściową aktywności (AIF) podczas dynamicznych skanów PET/CT z użyciem [18F]fluorodeoksyglukozy ([18F]FDG) u szczurów, co pozwoliło nam na porównanie tej metody z alternatywnymi podejściami. Obrazowanie PET/CT przeprowadzono u samców szczurów rasy Sprague Dawley w wieku 4 miesięcy o średniej masie ciała 462 g ± 33 g (średnia ± odchylenie standardowe), wykorzystując multimodalny skaner PET/CT.

Ponieważ podczas serii pomiarów wykorzystuje się szeroką gamę urządzeń (kalibrator dawek, system online do pobierania krwi, PET/CT oraz licznik studzienkowy), niezbędna jest procedura kontroli jakości zwana kalibracją krzyżową, aby sprawdzić dokładność ilościową wszystkich systemów i skompensować występujące różnice. Kalibracja krzyżowa w kontekście online'owego pobierania krwi oznacza, że szybkość zliczeń dla danej aktywności objętościowej zmierzonej w skorygowanych obrazach PET może zostać przeliczona na stężenie zmierzone systemem twilite dla tego samego stężenia. W związku z tym opracowano procedurę kalibracji krzyżowej pomiędzy PET/CT, systemem pobierania krwi a licznikiem studzienkowym.

Ta wysoce zestandaryzowana metodologia stanowi potężne podejście do ilościowego określania procesów metabolicznych i komórkowych w przedklinicznych badaniach na małych zwierzętach i jest eleganckim sposobem na poprawę niezawodności oraz odtwarzalności AIF. AIF może być następnie wykorzystany do ilościowego określania specyficznie związanego znacznika w tkankach w przedklinicznych danych PET/CT przy użyciu modelowania biokinetycznego.

Protokół

Wszystkie procedury postępowania ze zwierzętami oraz eksperymenty zostały zatwierdzone przez państwową Komisję ds. Badań nad Zwierzętami Meklemburgii-Pomorza Przedniego (LALLF M-V/7221.3-1.1-004/18, zatwierdzenie: 03.04.2018). Eksperymenty przeprowadzono zgodnie z wytycznymi ARRIVE.

UWAGA: Zwierzęta utrzymywano w standardowych warunkach (22 ± 2 °C, 12-godzinny cykl dobowy) z dostępem do wody i pożywienia ad libitum. Wszystkie urządzenia niezbędne do przygotowania systemu bocznikującego, procedury operacyjnej oraz właściwych pomiarów są wymienione w Tabeli materiałów.

1. Przygotowanie i procedura chirurgiczna kaniulacji zwierzęcia

  1. Zapewnij zwierzęciu post przez co najmniej 12 h przy swobodnym dostępie do wody. W celu znieczulenia umieść szczura w komorze indukcyjnej i napełniaj ją stale mieszanką tlenu i izofluranu. Do indukcji zastosuj 2,5-3,5% izofluranu, a do podtrzymania 1,5-3,0% (przepływ 1,2-1,5 L/min).
    UWAGA: Post jest niezbędny w badaniach z użyciem znacznika [18F]FDG, ale nie jest wymagany dla innych znaczników. Zaleca się pomiar poziomu glukozy we krwi za pomocą ręcznego pobierania krwi opisanego w sekcji 4, aby zapewnić stabilne wartości lub w celu korekty w modelowaniu kinetycznym.
  2. Umieść znieczulonego szczura w pozycji grzbietowej na macie grzewczej, pod mikroskopem chirurgicznym i nałóż maść weterynaryjną na oczy. Monitoruj i utrzymuj stale temperaturę ciała szczura podczas eksperymentu (37 ± 0.5 °C) za pomocą sondy rektalnej.
  3. Przymocuj kończyny szczura do powierzchni roboczej taśmą, aby utrzymać je w odpowiedniej pozycji. Zdezynfekuj miejsce operacyjne środkiem do dezynfekcji błon śluzowych i ogol nogę oraz pachwinę (po stronie operowanej) szczura. Zakończ końcowym oczyszczaniem środkiem dezynfekcyjnym.
  4. Wykonaj nacięcie o długości około 20 mm za pomocą pęsety chirurgicznej i nożyczek w okolicy pachwiny szczura. Rozdziel cienkie warstwy skóry i odsłoń żyłę udową, tętnicę oraz nerw za pomocą mikropęsety. Umieść dwie cienkie nici pod każdą żyłą udową i tętnicą.
  5. Zamknij żyłę i tętnicę za pomocą dystalnej nici i utrzymaj pod napięciem za pomocą klamry typu bulldog.
    Użyj proksymalnych nici szewnych, aby napiąć naczynie za pomocą klamer typu bulldog (bez wiązania węzła).
  6. Zablokuj żyłę klamrą tętniaczą proksymalnie, ale 2-3 mm dystalnie od szwu z klamrą typu bulldog. Użyj nożyczek rogówkowych, aby wykonać małe nacięcie w żyle (1/3 średnicy) i usuń wyciekającą krew sterylnym tamponem bawełnianym. Rozszerz żyłę tępą pęsetą i utrzymaj ją otwartą. Wprowadź zaostrzony cewnik (średnica wewnętrzna [ID]: 0.58 mm, średnica zewnętrzna [OD]: 0.96 mm) do żyły i przesuń go w kierunku proksymalnym, aż do zacisku tętniaczego.
  7. Otwórz zacisk tętniaczy i przesuń cewnik dalej w kierunku proksymalnym (około 2-3 cm); jeśli cewnik zostanie umieszczony prawidłowo, krew zacznie do niego wpływać. Zabezpiecz cewnik proksymalnym szwem, zawiązując dwa węzły; w razie potrzeby załóż dodatkowy szew wokół żyły i cewnika. Sprawdź funkcjonalność cewnika, płucząc go i aspirując za pomocą strzykawki insulinowej (igła 30 G) wypełnionej 100 µL heparynowanego roztworu soli fizjologicznej (50 units/mL).
  8. Umieść cewnik w tętnicy, powtarzając kroki 1.6 i 1.7.
  9. Po prawidłowym umieszczeniu obu cewników zaszyj nogę i przenieś zwierzę do PET/CT.
    UWAGA: Należy zachować maksymalną ostrożność z cewnikami podczas transportu zwierzęcia, w przeciwnym razie może dojść do ich przesunięcia.

2. Konfiguracja systemu bocznikującego

Układ pomiarowy aktywności krwi w badaniu PET/CT; pompa, detektor, złącza; schemat i zdjęcie eksperymentalne.
Rycina 2: Schemat układu pomiarowego. (A) Rysunek schematyczny układu pomiarowego. (B) Zdjęcie podłączonego systemu bocznikowego z detektorem twilite, pompą perystaltyczną i różnymi typami złączy. Przebieg czasowy radioaktywności we krwi szczura jest wykrywany podczas skanowania zwierzęcia (1) w PET/CT (2). W związku z tym cewnik tętniczy (a) i żylny (b) są podłączone do systemu pompy detektora za pomocą adapterów (złącze pomarańczowe, złącze niebieskie i złącze zielone). Krew tętnicza jest następnie pompowana z cewnika tętniczego przez detektor (3) do pompy perystaltycznej (4) i z powrotem do organizmu poprzez cewnik żylny. W systemie rurek zintegrowano zawór trójdrożny (7) w celu wstrzyknięcia znacznika, ręcznego poboru krwi i płukania. Do wstrzykiwania aktywności zamontowano trójnik (8). Detektor jest połączony z komputerem w celu wizualizacji, kalibracji i korekty ciągłych danych dotyczących krwi. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

  1. Odetnij 6 odcinków cienkościennej rurki polietylenowej (FBPT) (ID: 0.58 mm, OD: 0.96 mm) o długościach c = 735 mm; e = 100 mm; f = 171 mm, g = 875 mm; h = 90 mm oraz i = 75 mm (Rysunek 2). Odetnij 8 odcinków silikonowych rurek pompowych (czarna/czarna/czarna, ID: 0.76 mm, OD: 2.48 mm) o długości około 20 mm.
  2. Na obu końcach silikonowej rurki pompowej d (żółta/niebieska/żółta, ID: 1.52 mm, OD: 3.20 mm) umieść reduktory (z ID 2.5 mm do ID 1.5 mm). Na drugim końcu użytych reduktorów nałóż przygotowany 20 mm odcinek rurek silikonowych (czarna/czarna/czarna) (patrz: złącze niebieskie na Rysunku 2).
  3. Wmontowany złącze niebieskie na jednym końcu silikonowej rurki pompowej d (żółta/niebieska/żółta) połącz z przygotowanym odcinkiem c FBPT, a wmontowany złącze niebieskie na drugim końcu połącz z przygotowanym odcinkiem e FBPT. Na końcach dwóch trójników 5 i 6 (ID złącza T rurki: 1.5 mm; patrz: złącze zielone na Rysunku 2) nałóż przygotowane 20 mm odcinki rurek silikonowych (czarna/czarna/czarna).
  4. Wolny koniec odcinka e FBPT połącz z lewą stroną zmontowanego złącza zielonego (5), a po przeciwnej stronie złącza zielonego (5) umieść przygotowany odcinek f FBPT. Wolny koniec odcinka f FBPT umieść po lewej stronie zmontowanego złącza zielonego (6), a po przeciwnej stronie złącza zielonego (6) umieść przygotowany odcinek g FBPT. Do wolnego końca zmontowanego złącza zielonego (5) dołącz przygotowany odcinek h FBPT, a do wolnego końca zmontowanego złącza zielonego (6) dołącz przygotowany odcinek i FBPT.
  5. Do igły hipodermicznej (G 23 x 1 1/4''/ø 0.60 mm x 30 mm) podłącz zatyczkę kombi i zamocuj ją do zaworu trójdrożnego. Przygotowany zawór trójdrożny z igłą umieść na wolnym końcu odcinka h FBPT. Do igły hipodermicznej podłącz zatyczkę kombi i umieść igłę na wolnym końcu odcinka i FBPT.
    UWAGA: Przed rozpoczęciem pobierania krwi online zapoznaj się z sekcją 5.
  6. Wolne końce odcinków c i g FBPT umieść w zlewce o pojemności 100 mL wypełnionej 20 mL heparynowanego roztworu soli fizjologicznej (50 j./mL). Uruchom pompę perystaltyczną z prędkością przepływu 1.52 mL/min, aby system shuntu został całkowicie wypełniony fizjologicznym roztworem soli. Następnie zamontuj trzy zaciski nożycowe na końcach odcinków c i g oraz w połowie odcinka i FBPT.
  7. Zwolnij zaciski nożycowe z odcinków c i g FBPT. Cewnik tętniczy a połącz z wolnym końcem odcinka c FBPT, a cewnik żylny b połącz z wolnym końcem odcinka g FBPT (patrz: złącze pomarańczowe na Rysunku 2).

3. Akwizycja i rekonstrukcja obrazu

  1. Umieść zwierzę w pozycji brzusznej z głową skierowaną do przodu na palecie łóżka przesuwanego (70 mm). Kontroluj oddychanie szczura i utrzymuj temperaturę ciała na poziomie 37 ± 0.5 °C, używając mata grzewczego i sondy rektalnej przez cały czas akwizycji obrazów. Przesuń łóżko do pozycji wysuniętej w celu wykonania iniekcji (przed akwizycją) i podłącz wprowadzone cewniki do systemu bocznikowego.
  2. Utrzymuj zwierzę w znieczuleniu izofluranem (2.5% izofluranu w tlenie, przepływ 1.2-1.5 L/min) poprzez maskę nosową.
  3. Uruchom pompę perystaltyczną z przepływem 1.52 mL/min, aby napełnić system bocznikowy krwią zwierzęcia. Przesuń łóżko do centrum pola widzenia pierścienia detekcyjnego PET i uruchom system online do pobierania próbek krwi (patrz sekcja 5).
  4. Po 60 s rozpocznij procedurę PET/CT, korzystając z parametrów opisanych w sekcji 3.5, a następnie wstrzyknij dożylnie przez trójnik dawkę około 22 MBq [18F]FDG w objętości około 0.5 ± 0.1 mL. Następnie przemyj trójnik około 150 µL heparynowanego roztworu soli fizjologicznej.
  5. Wykonaj dynamiczne badanie PET przez 60 min oraz skan CT na koniec obrazowania PET.
    1. W przypadku akwizycji emisji PET, ustaw 3600 s (60 min) w opcji acquire by time. Wybierz F-18 jako study isotope, ustaw 350–650 keV jako energy level oraz 3,438 ns jako timing window.
    2. W przypadku akwizycji CT, wybierz skan osłabienia (attenuation scan) w opcji acquisition. W polu ustawień projekcji wybierz 120 projection dla połowy total rotation. W ustawieniach pola widzenia (FOV) i rozdzielczości wybierz low jako magnification oraz 4 x 4 jako binding przy 275 mm axial scanning length i 3328 px jako transaxial CCD size. W polu ustawień ekspozycji ustaw 500 µA dla current, 80 kV dla voltage oraz 180 ms dla exposure time.
    3. Dla histogramu emisji PET ustaw serię 20 klatek (6 x 10 s, 8 x 30 s, 5 x 300 s oraz 1 x 1800 s) jako dynamic framing. Wybierz subtract jako delays. W polu ustawień zaawansowanych wybierz 128 jako szerokość sinogram, 3 jako span, 79 jako ring difference and dead time correction.
    4. Do rekonstrukcji PET zastosuj dwuwymiarową metodę maksymalnej wiarygodności z uporządkowanymi podzbiorami (2D-OSEM) z opcjami generowania, stosowania i zapisywania scatter sinogram, 4 iteration oraz algorytm Fouriera do rebinningu jako reconstruction algorithm. Wybierz 128 x 128 jako matrix size i ustaw 1 jako image zoom, all jako frames oraz all jako segments.

4. Procedura ręcznego pobierania krwi

  1. Przeprowadź ręczne pobieranie krwi w 30 s, 60 s, 90 s, 600 s i 1800 s po rozpoczęciu akwizycji obrazowania.
    UWAGA: Jeśli to możliwe, wysoce zaleca się zwiększenie liczby ręcznych pobrań krwi, szczególnie w ciągu pierwszej minuty po wstrzyknięciu znacznika. W związku z tym objętość próbki krwi należy zmniejszyć do 20-30 µL na próbkę6.
    1. Otwórz pierwszy zawór trójdrożny i pobierz 100 µL krwi tętniczej do kapilarnej rurki do pobierania krwi z EDTA 30 s po wstrzyknięciu znacznika. Powtórz czynność dla pozostałych punktów czasowych. Wyznacz masę pustej rurki oraz rurki wypełnionej krwią.
    2. Zmierz aktywność (zliczenia/jednostka czasu) krwi pełnej przez 180 s w liczniku do płytek, który zostanie później skalibrowany krzyżowo w celu uzyskania danych w kBq/mL. Zapisz czas rozpoczęcia pomiaru w liczniku. Oblicz aktywność krwi pełnej dla każdego punktu czasowego ręcznego pobierania krwi w kBq/mL, zastosuj korekcję rozpadu i przenieś dane na krzywą aktywności w czasie.

5. Procedura pobierania krwi w trybie online

  1. Umieść probówkę w detektorze, korzystając z prowadnicy probówek. Uruchom oprogramowanie do pobierania krwi (np. PSAMPLE) i otwórz interfejs akwizycji. Upewnij się, że komputer systemu online do pobierania krwi oraz PET/CT są zsynchronizowane czasowo.
  2. Naciśnij przycisk start dokładnie 60 s przed wstrzyknięciem znacznika, aby zebrać wystarczającą ilość danych do korekcji tła. Po pomiarze zapisz surowe dane za pomocą przycisku zapisu w bazie danych PMOD.
  3. W celu korekcji i kalibracji danych krwi pobieranych online przejdź do interfejsu korekcji. Włącz korekcję rozpadu i wybierz 18 F. Określ czas rozpoczęcia akwizycji obrazu i aktywuj przycisk średniej (average), aby przeprowadzić korekcję tła. Aktywuj kalibrację i wpisz wcześniej wyznaczony współczynnik kalibracji (patrz sekcja 7.1).
  4. Zapisz skorygowane i skalibrowane dane krwi, używając przycisku zapisu TAC (save TAC), i wybierz plik blood.crv. Plik ten może następnie zostać załadowany jako krzywa wejściowa krwi pełnej do narzędzia do modelowania kinetycznego, co umożliwi przeprowadzenie modelowania kinetycznego. Odłącz cewniki z pozacielesnego systemu bocznikowego.
  5. Odłącz zwierzę od skanera PET/CT i poddaj je eutanazji za pomocą pentobarbitalu.
    UWAGA: W tym eksperymencie zwierzęta zostały poddane eutanazji po pomiarach, ponieważ w projekcie eksperymentalnym mózgi zostały wykorzystane do analiz in vitro. Przy takim ustawieniu możliwe jest również przeprowadzenie wielokrotnych pomiarów w badaniach podłużnych7. Dla kolejnego zwierzęcia użyj całkowicie nowego systemu probówek.

6. Funkcja wejściowa pochodząca z obrazowania

  1. Otwórz narzędzie Fuse it w programie PMOD. Załaduj obraz PET jako wejściowy oraz obraz CT jako referencyjny. Kliknij „already matched”.
  2. Otwórz narzędzie do wyznaczania objętości zainteresowania (VOI). Umieść kursor w obrębie aorty wstępującej na obrazie CT. Kliknij „predefined spherical VOI”. Zdefiniuj promień o wartości dokładnie 0.7 mm. Wyodrębnij informacje o aktywności w czasie za pomocą przycisku statystyk VOI i skopiuj uśrednione wartości do schowka.

7. Procedura kalibracji krzyżowej systemu Twilite, PET/CT i licznika otworów

  1. Kalibracja twilite-PET/CT
    UWAGA: Przedstawiony schemat kalibracji urządzenia twilite opiera się częściowo na procedurach opisanych w podręczniku referencyjnym modułu PSAMPLE oprogramowania PMOD.
    1. Napełnić strzykawkę około 100 MBq [18F]FDG. Zmierzyć dokładną aktywność AF za pomocą skalibrowanego kalibratora dawek i udokumentować ją wraz z datą i godziną pomiaru oraz objętością pełnej strzykawki. Odnotowany czas stanowi punkt odniesienia dla wszystkich wykonywanych korekcji rozpadu.
    2. Napełnić zlewkę 500 mL wodą z kranu. Dokładną objętość określa się metodą wagową. Zmierzyć masę me pustej zlewki za pomocą odpowiedniej i skalibrowanej wagi precyzyjnej (co najmniej klasy dokładności II). Napełnić zlewkę wodą z kranu i zmierzyć masę mf pełnej zlewki.
    3. Obliczyć objętość Vb zlewki, wykorzystując różnicę mas oraz gęstość wody z kranu (ρ = 0,998 g/mL przy 20 °C):
      Wzór na obliczenie wyporności Vb=(mf−me)/ρ; równanie w badaniu fizycznym obiektów pływających.
    4. Wstrzyknąć [18F]FDG do napełnionej zlewki, a pustą strzykawkę ponownie napełnić nieaktywną wodą z kranu do pierwotnej objętości i zmierzyć aktywność AE ponapełnionej strzykawki w kalibratorze dawek. Stężenie aktywności cb roztworu w zlewce jest określone wzorem Równanie obliczania stężenia radiometrycznego; wzór: \(c_b = \frac{A_F - A_E}{v_b}\) [kBq/mL]. i powinno wynosić około 200 kBq/mL.
    5. Napełnić 50 mL stożkową probówkę wirówkową roztworem ze zlewki (unikając dużych pęcherzyków powietrza) i umieścić ją centralnie w polu widzenia skanera PET/CT. Napełnić cewnik identyczny z typem używanym w eksperymencie obrazowania PET/CT i umieścić go w prowadnicy probówek systemu twilite. Napełnić cewnik roztworem znacznika ze zlewki za pomocą pompy perystaltycznej.
    6. Rozpocząć pomiar krzywej aktywności w czasie zgodnie z opisem w sekcji 5, stosując te same parametry czasu całkowania i rebinningu co w eksperymencie, bez prowadnicy cewnika wewnątrz głowicy pomiarowej. Krok ten zapewnia pozyskanie wystarczającej ilości danych do odpowiedniej korekcji tła. Po 2 min, bez przerywania akwizycji danych systemu twilite, umieścić prowadnicę cewnika z napełnioną probówką w głowicy pomiarowej i kontynuować akwizycję danych przez około 5 min.
    7. Równolegle rozpocząć 10-minutową akwizycję PET 50 mL stożkowej probówki wirówkowej, a następnie standardową akwizycję CT w celu korekcji atenuacji. Zrekonstruować statyczny obraz PET 50 mL stożkowej probówki wirówkowej, korzystając z tego samego algorytmu rekonstrukcji PET i parametrów opisanych w sekcji 3. Użyć narzędzia do postprocessingu obrazu (np. PVIEW) i wyznaczyć cylindryczny VOI obejmujący około 70% objętości wewnątrz zrekonstruowanych obrazów PET 50 mL stożkowej probówki wirówkowej. Wyekstrahować średnie stężenie aktywności cPET w kBq/mL w obrębie VOI.
    8. Powrócić do oprogramowania próbnika krwi i użyć trybu kalibracji, aby skorygować pozyskaną TAC o rozpad, ułamek rozgałęzienia i tło. Dodać wszystkie niezbędne informacje dotyczące nuklidu, stężenia aktywności oraz czasu rozpoczęcia akwizycji PET. Program wewnętrznie ekstrahuje szybkość zliczeń zmierzoną systemem twilite (CRtwilite) i oblicza współczynnik kalibracji krzyżowej dla systemu PET i twilite (CFPET/twilite):
      Równanie współczynnika kalibracji dla analizy PET; wzór z konwersją jednostek w badaniach radiometrycznych.
      UWAGA: Ważne jest, aby do kalibracji i eksperymentów PET/CT używać tego samego izotopu, ponieważ ułamek rozgałęzienia różni się w zależności od izotopu, co jest korygowane w procesie rekonstrukcji PET. Procedurę tę należy powtarzać regularnie w ramach kontroli jakości, w przypadku zmiany ważnych komponentów systemu (np. probówek, parametrów akwizycji i rekonstrukcji) oraz po pracach naprawczych.
  2. Kalibracja PET/CT-licznika probówek
    1. Aby obliczyć współczynnik kalibracji CFwell-counter licznika probówek, należy użyć tego samego roztworu aktywności, który został przygotowany w zlewce do kalibracji systemu twilite. Odczekać około 6 h, aby umożliwić zmniejszenie aktywności właściwej w wyniku rozpadu, co zminimalizuje efekty czasu martwego detektora scyntylacyjnego licznika probówek. Przykryć zlewkę, aby uniknąć parowania.
    2. Obliczyć dokładną różnicę czasu względem punktu odniesienia i określić rzeczywiste stężenie aktywności cb(t+ roztworu w zlewce poprzez skorygowanie pierwotnego stężenia aktywności o rozpad. Odpipetkować z zlewki do pięciu probówek typu safe-lock zdefiniowane objętości (Vsample), identyczne z objętością próbek krwi mierzonych w eksperymentach (np. 200 µL). Zmierzyć aktywność każdej z pięciu probówek licznikiem probówek przez 180 s.
      UWAGA: Jeśli współczynnik zmienności dla pojedynczego pomiaru jest większy niż 1%, należy zwiększyć czas pomiaru. Zapisać zmierzoną szybkość zliczeń w zliczeniach na minutę [cpm] dla każdej probówki oraz czas rozpoczęcia pomiaru. Wykonać korekcję rozpadu.
    3. Obliczyć współczynnik kalibracji CFwell-counter dla każdego pomiaru, dzieląc skorygowaną o rozpad szybkość zliczeń CRwell-counter licznika probówek przez skorygowane o rozpad stężenie aktywności w zlewce cbeaker(t+):
      Równanie współczynnika kalibracji dla licznika probówek; wzór: CR/V; na schemacie analizy radiometrycznej.
    4. Wyciągnąć średnią z pięciu współczynników kalibracji, aby otrzymać średni współczynnik kalibracji.

Wyniki

Układ systemu bocznikującego przedstawiono na Rysunku 2. Reprezentatywne wyniki danych z ciągłego pobierania krwi w porównaniu z danymi z manualnego pobierania krwi u trzech szczurów typu dzikiego w odstępie czasu 30 min przedstawiono na Rysunku 3A,C. Na początku ciągłego pobierania krwi w 5 s po wstrzyknięciu znacznika widoczny jest początkowy szczyt (maksymalne stężenie radioaktywności). Następnie aktywność we krwi gwałtownie spada i osiąga plateau po około 15 min. W danych z manualnego pobierania krwi wykryty szczyt jest mniejszy, a plateau jest trudniejsze do zdefiniowania (Rysunku 3A,C). Porównanie ciągłego pobierania krwi z danymi pochodzącymi z obrazowania przedstawiono na Rysunku 3B,D. W danych pochodzących z obrazowania szczyt oraz punkt początkowy plateau są wyraźnie widoczne, niemniej jednak maksimum szczytu jest mniejsze w porównaniu z danymi z ciągłego pobierania krwi u wszystkich zwierząt (Rysunku 3B,D).

Suboptymalny wynik ciągłego pobierania krwi z wykorzystaniem naszej aparatury przedstawiono na Rycina 3E,FNa początku ciągłego pobierania krwi, w ciągu pierwszych 3,5 min, pozyskiwanie danych nie było możliwe z powodu krzepnięcia krwi. Poprzez odłączenie systemu rurek w złącze pomarańczowe a po przepłukaniu roztworem soli fizjologicznej z heparyną, ponownie uruchomiono przepływ w systemie rurek i kontynuowano pomiar. Około 4 minuty widoczny jest szczyt, który nie rejestruje maksymalnej radioaktywności we krwi (Rycina 3E,F). Ręczne pobieranie krwi (Rycina 3E) oraz analizy oparte na obrazowaniu (Rysunek 3F) były wciąż możliwe i porównywalne z prawidłowymi wynikami.

Wykresy funkcji wejściowej tętniczej AIF; pobieranie próbek w sposób ciągły; metoda manualna a metoda oparta na obrazowaniu; aktywność w funkcji czasu.
Rysunek 3: Reprezentatywne wyniki ciągłego pobierania krwi w porównaniu do manualnego pobierania krwi. Przedstawiono typowe funkcje wejściowe tętnicze uzyskane z ciągłego pobierania krwi w porównaniu do manualnego pobierania krwi (lewa kolumna) oraz ciągłego pobierania krwi w porównaniu do podejścia opartego na obrazowaniu (prawa kolumna). Panele A-D prezentują wyniki prawidłowej implementacji protokołu u dwóch różnych zwierząt. Panele E i F ilustrują suboptymalny wynik pomiaru. Wszystkie przedstawione dane zostały skorygowane o współczynnik kalibracji krzyżowej i tło. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.

Dyskusja

Przedstawione wyniki pochodzą z zakrojonego na szeroką skalę projektu dotyczącego aktywności neuronalnej w transgenicznym zwierzęcym modelu choroby Huntingtona w porównaniu ze szczurami typu dzikiego. W sumie 30 szczurów transgenicznych i dzikich zostało cewnikowanych i wykonano ręczne i internetowe pobieranie krwi równolegle z [18F]FDG-PET/CT. Pokazano tutaj trzy AFI szczurów typu dzikiego, aby zademonstrować zakres możliwych wyników protokołu. Wyniki całego projektu dotyczącego zmian aktywności neuronalnej w zwierzęcym modelu choroby Huntingtona zostaną opublikowane w innym miejscu.

Opisana tutaj metoda umożliwia szybkie i dokładne ciągłe pobieranie próbek krwi w dużej kohorcie i zapewnia pozbawiony przerw AIF do kinetycznego modelowania dynamicznych danych PET/CT u małych zwierząt. Zewnętrzne krążenie krwi jest generowane w celu wykrycia rzeczywistej aktywności czasowej we krwi zwierząt; W ten sposób unika się utraty krwi. Procedura chirurgiczna opiera się na Jespersen i wsp.8 i została zmodyfikowana w celu zaspokojenia potrzeb w zakresie pobierania próbek krwi tętniczej podczas pomiarów PET/CT. System bocznikowy został zweryfikowany przez Webera i wsp.9. W przypadku zastosowanej tutaj konfiguracji, zewnętrzna objętość krwi wynosząca około 1,1 ml przepływa przez system detektor-pompa. Szczur w wieku 4 miesięcy ma całkowitą objętość krwi około 30 ml. Średnica żyły udowej i tętnicy wynosi około 0,45-0,6 mm10 i musi być trochę wykrochmalona, aby wprowadzić używany cewnik.

AIF może być również mierzony poprzez sporadyczne ręczne pobieranie krwi lub może być zrekonstruowany na podstawie wczesnych punktów czasowych samych obrazów PET (pochodzących z obrazu). Oba podejścia przeprowadzono na podstawie przedstawionych tutaj danych i porównano z ciągłym pobieraniem prób krwi.

W porównaniu z ręcznym pobieraniem krwi, przy pobieraniu próbek krwi online możliwa staje się zauważalnie wyższa rozdzielczość czasowa (tutaj: 1800 punktów danych na 30 minut). Ręczne pobieranie krwi (tutaj: 5 punktów danych na 30 minut) jest ograniczone do objętości krwi obecnej u małego zwierzęcia, ponieważ próbki te nie są pompowane z powrotem do krążenia zwierzęcia. Co więcej, maksymalny interwał wynoszący 10-15 s jest technicznie możliwy do wdrożenia i brakuje ważnych informacji dla modelowania kinetycznego. Widać to również w przedstawionych danych, ponieważ różnica w wykrywanym maksimum ciągłego i ręcznego pobierania krwi jest oczywista (ryc. 3A,C,E). W przypadku pobierania próbek krwi online wykryty szczyt był wyższy niż w przypadku funkcji wejściowej pochodzącej z obrazu aortywstępującej 11 (ryc. 3B, D, F). Funkcja wejściowa pochodząca z obrazu jest ograniczona do rozdzielczości przestrzennej skanerów PET, co skutkuje częściowymi efektami głośności12 i ma na nią wpływ zrekonstruowane ramy czasowe.

Ogólną zaletą tej procedury ciągłego pobierania krwi jest to, że znacznik może być podawany przez cewnik, który jest mniej podatny na zakłócenia niż wstrzyknięcie przez boczną żyłę ogonową. Należy pamiętać, że znacznik powinien być nakładany w umiarkowanej objętości, aby zapobiec pozostaniu znacznika na początku systemu rurowego. Aby upewnić się, że w martwej objętości trójnika nie pozostała żadna aktywność, jest on następnie przepłukiwany heparynizowanym roztworem soli fizjologicznej. Ponadto zaleca się stosowanie pompy infuzyjnej, ponieważ umożliwia ona regulację szybkości wstrzykiwania znacznika i może przyczynić się do bardziej skoordynowanego pomiaru maksymalnego piku radioaktywności przy ręcznym pobieraniu próbek krwi13.

Istnieje kilka możliwych problemów, które mogą wystąpić podczas przetwarzania protokołu i można je rozwiązać, wykonując następujące czynności związane z rozwiązywaniem problemów. Nieoptymalna pozycja cewników może prowadzić do niepełnego wykonania protokołu, dlatego należy upewnić się, że są one dokładnie zamocowane za pomocą szwu proksymalnego i że cewnik jest wepchnięty 2-3 cm proksymalnie do naczynia. Dodatkowo można zastosować klej fibrynowy. Również tworzenie się skrzeplin może zatkać cewniki. Można sobie z tym poradzić, zwiększając stężenie heparyny, a następnie przepłukując cewniki lub system rurek. Tak nieoptymalny wynik z powodu zatkania cewników jest pokazany w wynikach, maksymalny szczyt jest pomijany (ryc. 3E). Kolejnym krytycznym punktem dotyczącym ochrony i dobrostanu zwierząt jest długość pozaustrojowego przepływu krwi. Dlatego sugeruje się skrócenie długości systemu rur do minimum.

Przy pobieraniu próbek krwi należy wziąć pod uwagę trzy korekty otrzymanego AFI. Po pierwsze, korekcja plazmy. Znaczniki równoważą się między osoczem a komórkami krwi, głównie erytrocytami. W zależności od tego, jak szybkie są te procesy dyfuzji, dostępny znacznik jest obecny głównie w osoczu. W przypadku niektórych znaczników należy wziąć pod uwagę stosunek osocza do krwi pełnej, takich jak bardziej lipofilowe. W takich przypadkach należy określić aktywność osocza. Jeśli stosuje się [18F]FDG, nie ma potrzeby odwirowywania krwi w celu określenia aktywności osocza, ponieważ bardzo szybko równoważy się ona między osoczem a czerwonymi krwinkami, a dostępność [18F]FDG w osoczu jest podobna do tej we krwi pełnej. Po drugie, korekta metabolitów. Wiele znaczników jest metabolizowanych we krwi pełnej, a niektóre z tych metabolitów są nadal znakowane radioaktywnie14. Frakcja ta jest obecna w AIF, ale nie jest dostępna do wychwytu tkankowego. W przypadku niektórych substancji śladowych konieczne jest oznaczenie metabolitów we krwi pełnej lub osoczu oraz skorygowanie AIF. Po trzecie, korekta dyspersji. Dyspersja jest spowodowana kilkoma czynnikami, w tym (a) systematyczną różnicą czasu między czasami dotarcia znacznika do tkanki w stosunku do obwodowego miejsca pobierania próbek (korekcja opóźnienia) oraz (b) rozmazywaniem kształtu AFI, ponieważ na transport znacznika w systemie rurkowym wpływa kinetyka opóźnienia pierwszego rzędu (PT1). Zaproponowano kilka poprawek opartych na dekonwolucji, głównie opartych na modelu Iida i wsp.15, ale większość z nich jest podatna na szumy. Metoda korekcji, która omija dekonwolucję, a zatem jest mniej podatna na szumy, została zaproponowana przez Munka i wsp.16. Niezbędne pomiary w celu oszacowania parametrów korekcyjnych muszą być wykonane dla każdej zastosowanej kombinacji przewodów i znaczników. Korekcję dyspersji należy wykonać przed korekcją opóźnienia czasowego17. Dyspersja ma jednak wpływ głównie na szybkie procesy perfuzji tkanek i wykazano również, że do modelowania badań [18F]FDG korekta dyspersji nie jest absolutniekonieczna18. W związku z tym w przedstawionych przykładach nie zastosowano poprawki dyspersji ASI.

Właściwa kalibracja kalibratora dawki na miejscu i jego regularna kontrola jakości jest warunkiem wstępnym dla przedstawionego tutaj rodzaju procedur kalibracji krzyżowej. Jeżeli jednak aktywność podawana zwierzęciu jest mierzona za pomocą tego samego kalibratora dawki, wszelkie odchylenia w dokładności zostaną zniwelowane, pod warunkiem że odchylenie jest stałe i przestrzegana jest pełna procedura kalibracji krzyżowej, w tym poprawki specyficzne dla nuklidów (np. dla różnych okresów półtrwania lub różnych współczynników rozgałęzień). Stosując taką procedurę kalibracji do harmonizacji systemów PET/CT stosowanych w opiece zdrowotnej i badaniach naukowych, można osiągnąć dokładność co najmniej 5-10%19,20.

Skalibrowane i skorygowane AFI wygenerowane w wyniku pomyślnego wdrożenia tego protokołu umożliwiają kwantyfikację danych PET/CT w celu scharakteryzowania modeli chorób zwierzęcych, testowania nowych opcji terapeutycznych, ustanowienia nowych znaczników i przeniesienia istniejących znaczników do innego gatunku. Wydaje się, że ciągłe pobieranie próbek krwi w [18]FDG-PET/CT u szczurów dostarcza najbardziej wiarygodnych informacji do obliczenia danych wejściowych w modelowaniu biokinetycznym. Biorąc pod uwagę indywidualny metabolizm, zwłaszcza klirens wątrobowy, możliwa jest bardziej precyzyjna ocena istotnych skutków patologicznych lub terapeutycznych. Dzięki temu praktycznemu protokołowi można łatwo wdrożyć wyższą wydajność przedklinicznej analizy danych PET/CT.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy dziękują Susann Lehmann, Iloanie Klamfuß i Petrze Wolff za trzymanie i opiekę nad zwierzętami oraz Matthiasowi Wyssowi za wsparcie podczas tworzenia internetowego systemu pobierania krwi. Badanie PET/CT dla małych zwierząt zostało sfinansowane przez Deutsche Forschungsgemeinschaft (INST 2268/6-1 FUGG).

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Sugery do zastawki tętniczo-żylnej
anestezjologicznej KlipsyGroppler
AesculapFT190T5 mm, siła zamykania 70 g
Zacisk buldogaAesculap35 mm
BC165Aesculap490-866, do przygotowanie skóry
mata
strzykawka insulinowauchwyt30G
medicon11.62.18mikroszczypce chirurgiczne
do klipsów do tętniakówAesculapFT 470TYasargil
portex rurka polietylenowa drobnootworowaSmith Medical800/100/200ID 0,58 mm, OD 0,96 mm; Mikroskop chirurgiczny z rurką o ekwiwalencie PE50
z kamerąLeicaM50 + MC120 HD
6.06.0, włókna do szwów polipropylenowych
3.03.0, wchłanialne, plecione
dwa kleszcze anatomiczneHammacher SolingHSC601-11mikrochirurgia, 45°
nożyczki naczyniowe lub rogówkoweGeuderG19605nożyczki do mikrochirurgii
PET/CT obrazowanie
kalibrator dawki ISOMED 2010nivia instruments GmbHdo porcjowania znaczników
Inveon PET/CTSiemens
tracer (np. 18F-FDG)
manuel pobieranie krwi
probówka do pobierania krwi włośniczkowej KABELabortechnik GmbHGK 150 EDTA 200 µ l
probówkiSARSTEDT5 ml, 75 x 12 mm,
licznik studzienek PS CAPTUS 700tRęczny pomiar aktywności krwifirmy Capintec
automatyczne pobieranie krwi
BD Bezpieczny osłonięty cewnik dożylny Venflon TM pro; 18 G (1,3 mm x 32 mm)BD3932269złącza luer (pasujące do trójników)
bloodsampler twilite twoswisstrace GmbH
korek combiBraun4495101
heparyna50U/ml do płukania rurki przed eksperymentem i aspiracji podczas operacji cewnika
igłaG23 x 1 1/4" / 0,6 x 30 mm
mikroprocesorem pompa rurkowaIsmatec/Cole-ParmerISM59612 rolek, 2 kanały
PSAMPLE moduł PMODPMOD
Ismatec/Cole-ParmerISM569Aod ID 2,5 mm do ID 1,5 mm
silikonowe rurki pompyIsmatec/Cole-Parmer070535-17-ND /SC0065Ndo pompy rolkowej (żółta/niebieska/żółta ID 1,52 mm, WT 0,84 mm, średnica zewnętrzna 3,2 mm)
silikonowe rurki do pomp - rurki adapteraIsmatec/Cole-ParmerSC 0107//ID 0,76 mm, WT 0,86 mm, średnica zewnętrzna: 2,48 mm
trójnik lub trójnikIsmatec/Cole-ParmerISM 693AID 2,5 mm
do tętniaków Nożyczki do rozwarstwiania grzewcza na igłę Braun Włókna do szwów podskórna sterowana Złącza redukcyjne

Bibliografia

  1. Schain, M., et al. Arterial input function derived from pairwise correlations between PET-image voxels. Journal of cerebral blood flow and metabolism : official journal of the International Society of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 33 (7), 1058-1065 (2013).
  2. Schain, M., Zanderigo, F., Mann, J. J., Ogden, R. T. Estimation of the binding potential BPND without a reference region or blood samples for brain PET studies. NeuroImage. 146, 121-131 (2017).
  3. Bentourkia, M. Determination of the Input Function at the Entry of the Tissue of Interest and Its Impact on PET Kinetic Modeling Parameters. Molecular Imaging and Biology. 17 (6), 748-756 (2015).
  4. Phelps, M. E. PET. , Springer New York. New York, NY. (2004).
  5. Laforest, R., et al. Measurement of input functions in rodents: challenges and solutions. Nuclear Medicine and Biology. 32 (7), 679-685 (2005).
  6. Napieczynska, H., et al. Impact of the Arterial Input Function Recording Method on Kinetic Parameters in Small-Animal PET. Journal of Nuclear Medicine: Official Publication, Society of Nuclear Medicine. 59 (7), 1159-1164 (2018).
  7. Sijbesma, J. W. A., et al. Novel Approach to Repeated Arterial Blood Sampling in Small Animal PET: Application in a Test-Retest Study with the Adenosine A1 Receptor Ligand [(11)C]MPDX. Molecular Imaging and Biology: MIB: the Official Publication of the Academy of Molecular Imaging. 18 (5), 715-723 (2016).
  8. Jespersen, B., Knupp, L., Northcott, C. A. Femoral arterial and venous catheterization for blood sampling, drug administration and conscious blood pressure and heart rate measurements. Journal of Visualized Experiments. (59), e3496(2012).
  9. Weber, B., Burger, C., Biro, P., Buck, A. A femoral arteriovenous shunt facilitates arterial whole blood sampling in animals. European Journal of Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 29 (3), 319-323 (2002).
  10. Liu, H. -L. Microvascular anastomosis of submillimeter vessels-a training model in rats. Journal of Hand and Microsurgery. 5 (1), 14-17 (2013).
  11. van der Weerdt, A. P., et al. Image-derived input functions for determination of MRGlu in cardiac (18)F-FDG PET scans. Journal of Nuclear Medicine: Official Publication, Society of Nuclear Medicine. 42 (18), 1622-1629 (2001).
  12. Alf, M. F., et al. Quantification of brain glucose metabolism by 18F-FDG PET with real-time arterial and image-derived input function in mice. Journal of Nuclear Medicine: Official Publication, Society of Nuclear Medicine. 54 (1), 132-138 (2013).
  13. Eriksson, O., et al. A computerized infusion pump for control of tissue tracer concentration during positron emission tomography in vivo pharmacokinetic/pharmacodynamic measurements. BMC Medical Physics. 8, 2(2008).
  14. Burger, C., Buck, A. Tracer kinetic modelling of receptor data with mathematical metabolite correction. European Journal of Nuclear Medicine. 23 (5), 539-545 (1996).
  15. Iida, H., et al. Error analysis of a quantitative cerebral blood flow measurement using H2(15)O autoradiography and positron emission tomography, with respect to the dispersion of the input function. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism: Official Journal of the International Society of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 6 (5), 536-545 (1986).
  16. Munk, O. L., Keiding, S., Bass, L. A method to estimate dispersion in sampling catheters and to calculate dispersion-free blood time-activity curves. Medical Physics. 35 (8), 3471-3481 (2008).
  17. Meyer, E. Simultaneous correction for tracer arrival delay and dispersion in CBF measurements by the H215O autoradiographic method and dynamic PET. Journal of Nuclear Medicine: Official Publication, Society of Nuclear Medicine. 30 (6), 1069-1078 (1989).
  18. Lanz, B., Poitry-Yamate, C., Gruetter, R. Image-derived input function from the vena cava for 18F-FDG PET studies in rats and mice. Journal of Nuclear Medicine: Official Publication, Society of Nuclear Medicine. 55 (8), 1380-1388 (2014).
  19. Geworski, L., et al. Multicenter comparison of calibration and cross calibration of PET scanners. Journal of Nuclear Medicine: Official Publication, Society of Nuclear Medicine. 43 (5), 635-639 (2002).
  20. Boellaard, R. Standards for PET image acquisition and quantitative data analysis. Journal of Nuclear Medicine: Official Publication, Society of Nuclear Medicine. 50, Suppl 1 11-20 (2009).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

PET/CT małych zwierzątcewnikowanie naczyń udowychpobieranie krwi w trybie onlineręczne pobieranie krwipodejście oparte na obrazowaniuPET/CT z użyciem FDGpomiar aktywności krwibocznik z pompą perystaltyczną
Ciągłe pobieranie próbek krwi w pozytonowej tomografii emisyjnej/tomografii komputerowej małych zwierząt umożliwia pomiar funkcji wejściowej tętnicy
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.