Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Operacja hemisesekcji rdzenia kręgowego klatki piersiowej i ocena lokomotoryczna w otwartym polu u szczura

9.8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/59738

⸱

26 czerwca 2019

 , 
1Department of Neurosciences, Faculté de Médecine, Université de Montréal, 2Hôpital du Sacré-Cœur de Montréal, 3Groupe de Recherche sur le Système Nerveux Central (GRSNC), Université de Montréal

W tym artykule

Podsumowanie

Hemisekcja kręgosłupa piersiowego u szczurów jest cennym i powtarzalnym modelem jednostronnego uszkodzenia rdzenia kręgowego do badania neuronalnych mechanizmów regeneracji lokomotorycznej i skuteczności leczenia. Ten artykuł zawiera szczegółowy przewodnik krok po kroku, jak wykonać zabieg hemisekcji i ocenić sprawność lokomotoryczną na arenie na otwartym boisku.

Streszczenie

Uraz rdzenia kręgowego (SCI) powoduje zaburzenia w funkcjach motorycznych, czuciowych i autonomicznych poniżej poziomu uszkodzenia. Eksperymentalne modele zwierzęce są cennymi narzędziami do zrozumienia mechanizmów neuronalnych zaangażowanych w regenerację lokomotoryczną po SCI oraz do projektowania terapii dla populacji klinicznych. Istnieje kilka eksperymentalnych modeli SCI, w tym urazów stłuczenia, kompresji i przecięcia, które są stosowane u wielu różnych gatunków. Hemisekcja polega na jednostronnym przecięciu rdzenia kręgowego i przerywa wszystkie drogi wstępujące i zstępujące tylko po jednej stronie. Hemisekcja kręgosłupa powoduje wysoce selektywny i powtarzalny uraz w porównaniu z technikami stłuczenia lub kompresji, co jest przydatne do badania plastyczności neuronalnej w oszczędzonych i uszkodzonych szlakach związanych z powrotem do sprawności. Przedstawiamy szczegółowy protokół krok po kroku wykonywania hemisekcji klatki piersiowej na poziomie kręgów T8 u szczura, który powoduje początkowy paraliż kończyny tylnej po stronie zmiany ze stopniowanym spontanicznym odzyskiwaniem funkcji lokomotorycznej w ciągu kilku tygodni. Zapewniamy również protokół punktacji lokomotorycznej do oceny sprawności funkcjonalnej na otwartym polu. Ocena lokomotoryczna zapewnia liniowy profil rekonwalescencji i może być wykonywana zarówno wcześnie, jak i wielokrotnie po urazie, w celu dokładnego zbadania zwierząt pod kątem odpowiednich punktów czasowych, w których można przeprowadzić bardziej specjalistyczne testy behawioralne. Przedstawiona technika hemisekcji może być łatwo dostosowana do innych modeli i gatunków transsekcji, a ocena lokomotoryczna może być stosowana w różnych modelach SCI i innych modelach urazów w celu oceny funkcji lokomotorycznych.

Wprowadzenie

Uraz rdzenia kręgowego (SCI) wiąże się z poważnymi zaburzeniami funkcji motorycznych, czuciowych i autonomicznych. Eksperymentalne modele zwierzęce SCI są cennymi narzędziami do zrozumienia anatomicznych i fizjologicznych zdarzeń związanych z patologią SCI, do zbadania mechanizmów neuronalnych w naprawie i powrocie do zdrowia oraz do badań przesiewowych pod kątem skuteczności i bezpieczeństwa potencjalnych interwencji terapeutycznych. Szczur jest najczęściej używanym gatunkiem w badaniach nad SCI1. Modele szczurów są tanie, łatwe do odtworzenia i dostępna jest duża bateria testów behawioralnych do oceny wyników funkcjonalnych2. Pomimo pewnych różnic w położeniu przewodów, rdzeń kręgowy szczura ma ogólnie podobne funkcje sensomotoryczne z większymi ssakami, w tym naczelnymi3,4. Szczury mają również analogiczne konsekwencje fizjologiczne i behawioralne do SCI, które odnoszą się do ludzi5. Modele naczelnych i dużych zwierząt mogą zapewnić bliższe przybliżenie ludzkiego SCI6 i są niezbędne do udowodnienia bezpieczeństwa i skuteczności leczenia przed eksperymentami na ludziach, ale są rzadziej używane ze względu na względy etyczne i dobrostan zwierząt, koszty i wymogi regulacyjne7.

Modele SCI transsekcji szczurów są wykonywane przez celowe przerwanie rdzenia kręgowego z selektywnym uszkodzeniem za pomocą noża do preparacji lub nożyczek do irydektomii po laminektomii. W porównaniu z pełną transsekcją, częściowa transsekcja u szczura skutkuje mniej poważnym urazem, łatwiejszą pooperacyjną opieką nad zwierzętami, spontaniczną regeneracją lokomotoryczną i bardziej zbliżonym modelem SCI u ludzi, który jest przeważnie niekompletny z częściowym oszczędzeniem tkanki łączącej rdzeń kręgowy i struktury nadrdzeniowe8. Jednostronna hemisekcja przerywa wszystkie drogi wstępujące i zstępujące tylko po jednej stronie i powoduje wymierne i wysoce powtarzalne deficyty lokomotoryczne, co ułatwia eksplorację podstawowych mechanizmów biologicznych. Najbardziej widoczną konsekwencją funkcjonalną hemisekcji jest początkowy paraliż kończyn po tej samej stronie i poniżej poziomu zmiany ze stopniowanym spontanicznym odzyskiwaniem funkcji lokomotorycznej w ciągu kilku tygodni9,10,11,12. Model hemisekcji jest szczególnie przydatny do badania plastyczności neuronalnej uszkodzonych i resztkowych dróg i obwodów związanych z odzyskiwaniem funkcjonalnym9,11,12,13,14,15,16,17,18. W szczególności, hemisekcja wykonywana na poziomie klatki piersiowej, tj. powyżej obwodów rdzeniowych, które kontrolują lokomocję kończyn tylnych, jest szczególnie przydatna do badania zmian w kontroli lokomotorycznej. Ponieważ istnieje nieliniowa zależność między nasileniem zmian a regeneracją lokomotoryczną po SCI19, odpowiednie testy behawioralne w celu oceny wyników funkcjonalnych mają kluczowe znaczenie w modelach eksperymentalnych.

Dostępna jest obszerna bateria testów behawioralnych do oceny konkretnych aspektów funkcjonalnej regeneracji lokomotorycznej u szczura2,20. Wiele testów lokomotorycznych nie zapewnia wiarygodnych pomiarów na wczesnym etapie po SCI, ponieważ szczury są zbyt niepełnosprawne, aby utrzymać swoją masę ciała. Pomiar spontanicznej sprawności lokomotorycznej, który jest wrażliwy na deficyty we wczesnym okresie po urazie i nie wymaga szkolenia przedoperacyjnego ani specjalistycznego sprzętu, jest korzystny w celu monitorowania powrotu do zdrowia lokomotorycznego w odpowiednich punktach czasowych, w których należy uzupełnić specjalistyczne testy behawioralne. Wynik oceny Martineza na otwartym polu10, pierwotnie opracowany do oceny sprawności lokomotorycznej po SCI szyjki macicy u szczura, jest 20-punktowym wynikiem porządkowym oceniającym globalną sprawność lokomotoryczną podczas spontanicznego poruszania się po powierzchni na otwartym polu. Punktacja jest przeprowadzana oddzielnie dla każdej kończyny za pomocą rubryki, która ocenia określone parametry szeregu pomiarów lokomotorycznych, w tym ruch kończyn stawowych, podparcie ciężaru, pozycję palców, zdolności krokowe, koordynację kończyn przednich i tylnych oraz pozycję ogona. Wynik oceny pochodzi ze skali oceny Basso, Beattie and Bresnahan (BBB) przeznaczonej do oceny sprawności lokomotorycznej po stłuczeniu klatki piersiowej21. Jest przystosowany do dokładnej i wiarygodnej oceny funkcji lokomotorycznych kończyn przednich i tylnych, pozwala na niezależną ocenę różnych parametrów punktacji, które nie są zgodne z hierarchiczną punktacją BBB, i zapewnia liniowy profil odzyskiwania10. Dodatkowo, w porównaniu z BBB, wynik oceny jest czuły i wiarygodny w przypadku poważniejszych modeli urazów10,11,20,22. Wynik oceny został wykorzystany do oceny upośledzenia ruchu u szczura po szyjce macicy10,12 i thoracic9 SCI samodzielnie i w połączeniu z urazowym uszkodzeniem mózgu23.

Przedstawiamy tutaj szczegółowy protokół krok po kroku do wykonania hemisekcji klatki piersiowej SCI na poziomie kręgu T8 u samicy szczura Long-Evans oraz do oceny regeneracji lokomotorycznej kończyn tylnych na otwartym polu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Eksperymenty opisane w tym artykule zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi Kanadyjskiej Rady ds. Opieki nad Zwierzętami i zostały zatwierdzone przez komisję etyki na Université de Montréal.

1. Chirurgia hemisekcji klatki piersiowej

  1. Nosić odpowiedni sprzęt ochronny (rękawice, maskę i fartuch), aby utrzymać aseptyczne środowisko podczas operacji. Oczyść obszar operacyjny chusteczkami nasączonymi alkoholem i umieść sterylne obłożenia chirurgiczne na polu operacyjnym. Wysterylizuj narzędzia chirurgiczne i umieść je na polu operacyjnym.
  2. Znieczulić szczura mieszaniną izofluranu (3% indukcji, 0,5-3% konserwacji) i tlenu (1 l/min). Potwierdź odpowiednią głębokość znieczulenia chirurgicznego, sprawdzając brak szczypania palców u nóg i odruchów rogówkowych. Stale monitoruj szczura podczas całego zabiegu i dostosuj ilość podawanego środka znieczulającego zgodnie z wymaganiami, aby utrzymać głębokość znieczulenia chirurgicznego.
  3. Ogolić grzbietowy tułów między biodrem a szyją, umieścić szczura na polu operacyjnym, zdezynfekować miejsce nacięcia chusteczkami nasączonymi alkoholem i roztworem prowiodu i utrzymać temperaturę ciała na poziomie 37 °C za pomocą poduszki grzewczej sterowanej sprzężeniem zwrotnym, monitorowanej przez termometr doodbytniczy.
  4. Umieść maść okulistyczną na oczach, aby utrzymać ich nawilżenie i w razie potrzeby nakładaj ją ponownie przez cały zabieg.
  5. Wykonać skalpelem 2,5 cm nacięcie w skórze pokrywające kręgi T6−T10. Cofnij skórę i powierzchowną tkankę tłuszczową za pomocą nożyczek preparacyjnych.
    UWAGA: Segmenty kręgów T6−T10 można zidentyfikować albo rostralnie przez delikatne badanie palpacyjne grzbietowych segmentów kręgosłupa od podstawy czaszki, zaczynając od zauważalnej wypukłości 2. kręgu piersiowego24, lub doogonowo przez badanie palpacyjne najbardziej wysuniętego do tyłu pływającego żebra, które wywoła ruch w 13. kręgu piersiowym.
  6. Oddziel mięśnie przykręgosłupowe przyczepiające się do grzbietowej strony kręgów T7−T9 za pomocą nożyczek preparacyjnych i samozatrzymującego się retraktora. Oczyścić i oczyścić pozostałą tkankę za pomocą cienkich kleszczyków i aplikatorów z bawełnianą końcówką, aby odsłonić wyrostki kolczyste i blaszki kręgowe.
    UWAGA: Ten i następne kroki są znacznie wspomagane przez wizualizację mikroskopową (~5−15x).
  7. Ostrożnie odetnij fasety (stawy zygapofizyjne) obustronnie na kręgach T7 i T8 za pomocą delikatnych trymerów do kości. Przeciąć grzbietową tkankę łączną między blaszkami kręgowymi T8 i T9 powierzchownie skalpelem (głębokość 1 mm), uważając, aby nie uszkodzić rdzenia podszywkowego.
  8. Usuń wyrostek kolczysty kręgu T8 za pomocą trymerów do kości. Za pomocą zakrzywionych kleszczy hemostatycznych ostrożnie zaciśniętych na wyrostku kolczystym T7, obróć ogonowy koniec blaszek T8 lekko obrotowo (~ 20 °), włóż trymery do kości pod blaszkę T8 i wykonaj cięcie linii środkowej rozciągające się wzdłuż blaszki. Kontynuuj laminektomię, powtarzając nacięcia po lewej i prawej stronie blaszki kręgowej przyśrodkowej do wyrostków poprzecznych, aby odsłonić rdzeń kręgowy.
    UWAGA: Należy uważać, aby usunąć wszystkie fragmenty kości powstałe w wyniku laminektomii.
  9. Wlej lidokainę (2%, 0,1 ml) do odsłoniętego kanału kręgowego i usuń oponę twardą pokrywającą odcinek kręgosłupa T8 za pomocą cienkich kleszczy i nożyczek do irydektomii. Powtórz podawanie lidokainy do odsłoniętego rdzenia kręgowego i zidentyfikuj linię środkową rdzenia, wizualizując linię środkową utworzoną między wyrostkami kolczystymi rozciągającymi się między odsłoniętym kręgiem T7−T9.
    UWAGA: Wraz z wyrostkami kolczystymi na T7 i T9, odsłonięte zwoje korzenia grzbietowego na T8 mogą być również wykorzystane do identyfikacji linii środkowej, a igła 30 G może być umieszczona w linii środkowej pępowiny, aby pomóc w późniejszej hemisekcji.
  10. Wytnij rdzeń kręgowy od linii środkowej w kierunku jednej strony za pomocą noża preparacyjnego. Uważaj, aby nie przeciąć przedniej tętnicy rdzeniowej po stronie brzusznej (nie wywieraj mocnego nacisku na trzon kręgu). Za pomocą nożyczek do irydektomii ostrożnie przeciąć pozostałą tkankę po uszkodzonej stronie rdzenia kręgowego, aby upewnić się, że ćwiartka brzuszno-boczna jest odpowiednio przecięta.
  11. Umieść sterylną gąbkę hemostatyczną nasączoną solą fizjologiczną (~6 x 2 mm) w odsłoniętej jamie powyżej rdzenia kręgowego i zszyj warstwy mięśniowe (4-0 poliglaktyna 910). Następnie zszyj skórę wokół miejsca nacięcia.
  12. Natychmiast po zabiegu należy podać odpowiednie leki przeciwbólowe (buprenorfina 0,05 mg/kg podskórnie [s.c.]), antybiotyk (enrofloksacyna, 10 mg/kg s.c.) i uzupełnić utracone płyny 5 ml roztworu Ringera z mleczanami (dootrzewnowo [i.p.])
    13. .
  13. Usuń szczura ze znieczulenia. Umieść szczura w ciepłym miejscu pod poduszką grzewczą lub lampą (~ 33 °C), aż zwierzę całkowicie się obudzi.
  14. Zapewnij dodatkową analgezję codziennie przez pierwsze 3 dni po operacji i stale monitoruj oznaki bólu, utraty wagi, nieprawidłowego oddawania moczu, infekcji, problemów z gojeniem się ran lub autofagii.

2. Procedura testowania w otwartym terenie i ocena wydajności lokomotywy

  1. Utrzymuj szczury codziennie przez 1 tydzień i przyzwyczajaj je do areny na dwie 5-minutowe sesje przed testem, aby zaaklimatyzować się do podnoszenia, delikatnie ze środka pnia, na otwartym polu i zapewnić wiarygodność pomiaru podczas testów.
  2. Umieść kamerę na poziomie gruntu, zwróconą w stronę okrągłej areny z pleksiglasu na otwartym polu, aby nagrywać sesje testowe do analizy offline (minimum 30-60 klatek/s).
  3. Rozpocznij nagrywanie wideo i umieść szczura na środku areny w słabych warunkach oświetleniowych, aby zachęcić do aktywności lokomotorycznej.
  4. Kontynuuj sesję testową przez 4 minuty, aby zapewnić odpowiednią ilość napadów lokomotorycznych do analizy. Podnoś i zastępuj szczury na środku areny, gdy pozostają nieruchome przez ponad 20 sekund, aby promować lokomocję.
  5. Oceń sprawność lokomotoryczną zarejestrowanej sesji testowej, wypełniając rubrykę podaną w tabeli 1 zgodnie z parametrami w poniższych podsekcjach.
    UWAGA: Pomocne jest ocenianie każdego parametru osobno poprzez wielokrotne przeglądanie nagranej sesji testowej za pomocą oprogramowania, które pozwala na zmienną prędkość odtwarzania i analizę klatka po klatce (np. odtwarzacz multimedialny VLC).
    1. W przypadku ruchów kończyn stawowych należy oceniać ruchy stawów kończyn tylnych podczas spontanicznej lokomocji oddzielnie dla kostki, kolana i biodra jako normalne (ponad połowa zakresu ruchu, przyznany wynik = 2), nieznaczne (mniej niż połowa zakresu ruchu, przyznany wynik = 1) lub nieobecne (przyznany wynik = 0).
    2. Aby utrzymać ciężar ciała, oceń zdolność mięśni prostowników kończyn tylnych do kurczenia się i podtrzymywania obciążonego ciężaru ciała, gdy kończyna leży na ziemi oddzielnie, zarówno wtedy, gdy szczur jest nieruchomy, jak również podczas aktywnej lokomocji. Przyznaj wynik 1, gdy obecne jest podparcie ciężaru, i wynik 0, gdy nie ma podparcia ciężaru.
      UWAGA: Stacjonarne podparcie ciężaru jest uważane za niezbędne do aktywnego wspomagania ciężaru.
    3. W przypadku pozycji palca oceń położenie palców kończyn tylnych, gdy szczur jest nieruchomy i podczas lokomocji. Przyznaj wynik 2, gdy palce kończyn tylnych są wydłużone, oddalone od siebie i tonizują podczas lokomocji przez ponad 50% okresu badania (uważanego za normalny). Przyznaj wynik 1, gdy cyfry pozostają w przeważającej mierze zgięte, i wynik 0, gdy cyfry pozostają w przeważającej mierze atoniczne.
    4. W przypadku steppingu należy wypełnić ten parametr tylko wtedy, gdy szczur jest w stanie utrzymać ciężar ciała podczas stąpania. Oceń krok, oceniając orientację ułożenia łap kończyn tylnych w momencie pierwszego kontaktu i podczas oderwania od ziemi, a także płynność fazy wymachu podczas stąpania.
      UWAGA: Istnieją 3 punkty dla tego parametru opisane w następujących podrozdziałach oddzielnie oceniające: 1) osiową orientację ułożenia łapy przy kontakcie kończyny (ustawienie grzbietowe/podeszwowe), 2) wzdłużną orientację ułożenia łapy przy pierwszym kontakcie i podczas podnoszenia (równoległą do osi ciała lub obróconą wewnętrznie/zewnętrznie) oraz 3) jakość ruchu kończyny podczas wymachu (regularny lub nieregularny).
      1. W przypadku ułożenia łapy w kontakcie z kończyną, należy ocenić orientację osiową ułożenia łapy w kontakcie z kończyną jako 0, gdy ułożenie grzbietowe występuje w więcej niż 50% kroków.
        UWAGA: Ułożenie podeszwowe jest uważane za niezbędne do oceny orientacji łapy przy kontakcie i uniesieniu (krok 2.5.4.2), ruchu wahadłowego (krok 2.5.4.3) i koordynacji kończyny przedniej i tylnej (krok 2.5.5).
      2. Za orientację łapy przy kontakcie z kończyną i uniesieniu należy przyznać wynik 2, gdy wzdłużne osie łapy i ciała są równoległe, oraz wynik 1, gdy kończyna jest obracana na zewnątrz lub wewnętrznie, oddzielnie zarówno dla kontaktu kończyny, jak i podnoszenia.
      3. Za ruch wymachu przyznaj wynik 2, gdy stawy kończyn tylnych poruszają się w harmonijny i regularny sposób podczas wymachu oraz wynik 1, gdy podczas zamachu występują gwałtowne lub spazmatyczne ruchy stawów.
    5. W przypadku koordynacji kończyn przednich i tylnych należy wypełnić ten parametr tylko wtedy, gdy podczas badania wystąpią 4 kolejne kroki i jeśli kończyny mogą aktywnie utrzymywać ciężar ciała. Przyznaj wynik 3, gdy koordynacja jest stała (>90% kroków), 2 jeśli jest częsta (50−90% kroków), 1 gdy jest sporadyczna (<50% kroków) lub 0, gdy jest nieobecna (0% kroków).
      UWAGA: Koordynacja kończyna przednia - kończyna tylna jest definiowana jako regularna zmiana kroku między kończyną tylną, która jest nacinana, a kończyną przednią po tej samej stronie ciała.
    6. W przypadku pozycji ogona oceń pozycję ogona podczas lokomocji jako w górę (nad ziemią, przyznany wynik = 1) lub w dół (dotknięcie ziemi, przyznany wynik = 0).
      UWAGA: Podwyższona pozycja ogona podczas lokomocji jest wskaźnikiem stabilności tułowia u szczura. Po półsekcji ogon jest zwykle trzymany blisko ziemi lub dotyka jej, ponieważ stabilność tułowia jest osłabiona.
    7. Dodaj indywidualne wyniki z każdego parametru, aby uzyskać sumę dla każdej kończyny tylnej wynoszącą maksymalnie 20 punktów.
      UWAGA: Wynik 20 wskazuje na normalną sprawność lokomotoryczną. Wyniki <20 reprezentują rosnące upośledzenie ruchu, a wynik 0 oznacza paraliż kończyn.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Za pomocą techniki hemisekcji można wygenerować powtarzalne zmiany o wysokim stopniu spójności. Aby ocenić i porównać wielkość zmian między grupami eksperymentalnymi, maksymalny obszar zmiany jako procent całkowitego przekroju rdzenia kręgowego można łatwo obliczyć na podstawie barwienia histologicznego przekrojów rdzenia kręgowego. Rysunek 1 przedstawia reprezentatywną zmianę w lewej połowie rdzenia oraz nałożenie proporcji maksymalnego obszaru zmiany wspólnego dla szczurów ze średnią wielk...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Główną zaletą techniki hemisekcji jest selektywność i powtarzalność zmiany, co prowadzi do zmniejszenia zmienności fenotypów histologicznych i behawioralnych między zwierzętami25. Aby zapewnić jednostronne uszkodzenie na odpowiednim poziomie kręgosłupa, kluczowa jest dokładna identyfikacja zarówno właściwego segmentu kręgu, jak i linii środkowej rdzenia kręgowego. Ponieważ podczas zabiegu hemisekcji może wystąpić tendencja do obracania się rdzenia kręgowego w kierunku cięcia, korzystne może być de...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez Kanadyjskie Instytuty Badań nad Zdrowiem (CIHR; MOP-142288) do M.M. M.M. był wspierany przez nagrodę wynagrodzenia z Fonds de Recherche Québec Santé (FRQS), a A.R.B był wspierany przez stypendium z FRQS.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
BaytrilCDMV11242
nożyczki preparacyjneWorld Precision Instruments503669
Hydrochoride buprenorfinyCDMV
Obiektyw kameryPentaxC31204TH12,5-75mm, f1,8, format 2/3", kamera wideo CMOS z mocowaniem C
BasleracA2000-165ucFormat 2/3", 2048 x 1088 pikseli, do 165 kl./s, C-mount, USB3
Sprężony tlen gazowyPraxair
Aplikatory z bawełnianą końcówkąCDMV108703
Delikatne trymery do kościFine Science Tools16109-14
Nóż preparacyjnyFine Science Tools10055-12
Kleszcze DumontNarzędziado nauki11254-20
Ethicon Vicryl 4/0 Fioletowy Pleciony FS-2  szew (J392H)CDMV111689
Poduszka grzewcza sterowana sprzężeniem zwrotnymHarvard Apparatus55-7020
Samica szczura Long-EvansCharles River LaboratoriesKod szczepu: 006225-250g
GelfoamCDMV102348
Zakrzywione kleszcze do hemostatuGrzywna Science Tools13003-10
Sterylizator gorących kulekFine Science Tools18000-45
Hydrożel70-01-5022Przezroczysty izofluoran H20
CDMV118740
Mleczanowy roztwór RingeraCDMV116373
Lidokaina (2%)CDMV123684
Igła 30 gaCDMV4799
Teren otwartyNiestandardowaokrągła arena z pleksiglasu o średnicy 96 cm, wysokości ściany 40 cm
Maść okulistycznaCDMV110704
Komputer osobisty Z łącznością USB3 do nagrywania wideo za pomocą wymienionej kamery
Sól fizjologicznaCDMV1399
ProviodineCDMV4568
Gryzoń Płynna dietaBioservF1268
Ostrze skalpala #11CDMV6671
Zwijacz samozabezpieczającyWorld Precision Instruments14240
Nożyczki sprężynowe do irydektomii VannasFine Science Tools15002-08
Weterynaryjna maszyna do znieczulenia i waporyzator izofluaranowyDispomed975-0510-000
Odtwarzacz multimedialny VLCVideoLANvideolan.org/vlc

Bibliografia

  1. Sharif-Alhoseini, M., et al. Animal models of spinal cord injury: a systematic review. Spinal Cord. 55 (8), 714-721 (2017).
  2. Sedy, J., Urdzikova, L., Jendelova, P., Sykova, E. Methods for behavioral testing of spinal cord injured rats. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 32 (3), 550-580 (2008).
  3. Butler, A. B., Hodos, W. Comparative Vertebrate Neuroanatomy: Evolution and Adaptation. , John Wiley & Sons. 139-152 (2005).
  4. Nudo, R. J., Masterton, R. B. Descending pathways to the spinal cord: a comparative study of 22 mammals. Journal of Comparative Neurology. 277 (1), 53-79 (1988).
  5. Metz, G. A., et al. Validation of the weight-drop contusion model in rats: a comparative study of human spinal cord injury. Journal of Neurotrauma. 17 (1), 1-17 (2000).
  6. Friedli, L., et al. Pronounced species divergence in corticospinal tract reorganization and functional recovery after lateralized spinal cord injury favors primates. Science Translational Medicine. 7 (302), 302ra134(2015).
  7. Talac, R., et al. Animal models of spinal cord injury for evaluation of tissue engineering treatment strategies. Biomaterials. 25 (9), 1505-1510 (2004).
  8. Kwon, B. K., Oxland, T. R., Tetzlaff, W. Animal models used in spinal cord regeneration research. Spine. 27 (14), 1504-1510 (2002).
  9. Brown, A. R., Martinez, M. Ipsilesional motor cortex plasticity participates in spontaneous hindlimb recovery after lateral hemisection of the thoracic spinal cord in the rat. Journal of Neuroscience. 38 (46), 9977-9988 (2018).
  10. Martinez, M., Brezun, J. M., Bonnier, L., Xerri, C. A new rating scale for open-field evaluation of behavioral recovery after cervical spinal cord injury in rats. Journal of Neurotrauma. 26 (7), 1043-1053 (2009).
  11. Martinez, M., Brezun, J. M., Zennou-Azogui, Y., Baril, N., Xerri, C. Sensorimotor training promotes functional recovery and somatosensory cortical map reactivation following cervical spinal cord injury. European Journal of Neuroscience. 30 (12), 2356-2367 (2009).
  12. Martinez, M., et al. Differential tactile and motor recovery and cortical map alteration after C4-C5 spinal hemisection. Experimental Neurology. 221 (1), 186-197 (2010).
  13. Leszczynska, A. N., Majczynski, H., Wilczynski, G. M., Slawinska, U., Cabaj, A. M. Thoracic hemisection in rats results in initial recovery followed by a late decrement in locomotor movements, with changes in coordination correlated with serotonergic innervation of the ventral horn. PLoS One. 10 (11), e0143602(2015).
  14. Ballermann, M., Fouad, K. Spontaneous locomotor recovery in spinal cord injured rats is accompanied by anatomical plasticity of reticulospinal fibers. European Journal of Neuroscience. 23 (8), 1988-1996 (2006).
  15. Garcia-Alias, G., et al. Chondroitinase ABC combined with neurotrophin NT-3 secretion and NR2D expression promotes axonal plasticity and functional recovery in rats with lateral hemisection of the spinal cord. Journal of Neuroscience. 31 (49), 17788-17799 (2011).
  16. Petrosyan, H. A., et al. Neutralization of inhibitory molecule NG2 improves synaptic transmission, retrograde transport, and locomotor function after spinal cord injury in adult rats. Journal of Neuroscience. 33 (9), 4032-4043 (2013).
  17. Schnell, L., et al. Combined delivery of Nogo-A antibody, neurotrophin-3 and the NMDA-NR2d subunit establishes a functional 'detour' in the hemisected spinal cord. The European journal of neuroscience. 34 (8), 1256-1267 (2011).
  18. Shah, P. K., et al. Use of quadrupedal step training to re-engage spinal interneuronal networks and improve locomotor function after spinal cord injury. Brain. 136, 3362-3377 (2013).
  19. Schucht, P., Raineteau, O., Schwab, M. E., Fouad, K. Anatomical correlates of locomotor recovery following dorsal and ventral lesions of the rat spinal cord. Experimental Neurology. 176 (1), 143-153 (2002).
  20. Metz, G. A., Merkler, D., Dietz, V., Schwab, M. E., Fouad, K. Efficient testing of motor function in spinal cord injured rats. Brain Research. 883 (2), 165-177 (2000).
  21. Basso, D. M., Beattie, M. S., Bresnahan, J. C. A sensitive and reliable locomotor rating scale for open field testing in rats. Journal of Neurotrauma. 12 (1), 1-21 (1995).
  22. Barros Filho, T. E. P. d, Molina, A. E. I. S. Analysis of the sensitivity and reproducibility of the Basso, Beattie, Bresnahan (BBB) scale in Wistar rats. Clinics (Sao Paulo, Brazil). 63 (1), 103-108 (2008).
  23. Inoue, T., et al. Combined SCI and TBI: recovery of forelimb function after unilateral cervical spinal cord injury (SCI) is retarded by contralateral traumatic brain injury (TBI), and ipsilateral TBI balances the effects of SCI on paw placement. Experimental Neurology. 248, 136-147 (2013).
  24. Vichaya, E. G., Baumbauer, K. M., Carcoba, L. M., Grau, J. W., Meagher, M. W. Spinal glia modulate both adaptive and pathological processes. Brain, Behavior, and Immunity. 23 (7), 969-976 (2009).
  25. Ahmed, R. U., Alam, M., Zheng, Y. -P. Experimental spinal cord injury and behavioral tests in laboratory rats. Heliyon. 5 (3), e01324(2019).
  26. Ham, T. R., et al. Automated gait analysis detects improvements after intracellular sigma peptide administration in a rat hemisection model of spinal cord injury. annals of biomedical engineering. 47 (3), 744-753 (2019).
  27. Hamers, F. P. T., Koopmans, G. C., Joosten, E. A. J. CatWalk-assisted gait analysis in the assessment of spinal cord injury. Journal of Neurotrauma. 23 (3-4), 537-548 (2006).
  28. Neckel, N. D., Dai, H. N., Burns, M. P. A novel multidimensional analysis of rodent gait reveals the compensation strategies employed during spontaneous recovery from spinal cord and traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. , (2018).
  29. Fouad, K., Metz, G. A. S., Merkler, D., Dietz, V., Schwab, M. E. Treadmill training in incomplete spinal cord injured rats. Behavioural Brain Research. 115 (1), 107-113 (2000).
  30. Thibaudier, Y., et al. Interlimb coordination during tied-belt and transverse split-belt locomotion before and after an incomplete spinal cord injury. Journal of Neurotrauma. 34 (9), 1751-1765 (2017).
  31. Alluin, O., et al. Kinematic study of locomotor recovery after spinal cord clip compression injury in rats. Journal of Neurotrauma. 28 (9), 1963-1981 (2011).
  32. Martinez, M., Delivet-Mongrain, H., Leblond, H., Rossignol, S. Effect of locomotor training in completely spinalized cats previously submitted to a spinal hemisection. Journal of Neuroscience. 32 (32), 10961-10970 (2012).
  33. Behrmann, D. L., Bresnahan, J. C., Beattie, M. S., Shah, B. R. Spinal cord injury produced by consistent mechanical displacement of the cord in rats: behavioral and histologic analysis. Journal of Neurotrauma. 9 (3), 197-217 (1992).
  34. Soblosky, J. S., Colgin, L. L., Chorney-Lane, D., Davidson, J. F., Carey, M. E. Ladder beam and camera video recording system for evaluating forelimb and hindlimb deficits after sensorimotor cortex injury in rats. Journal of Neuroscience Methods. 78 (1-2), 75-83 (1997).
  35. Bareyre, F. M., et al. The injured spinal cord spontaneously forms a new intraspinal circuit in adult rats. Nature Neuroscience. 7 (3), 269-277 (2004).
  36. Courtine, G., et al. Recovery of supraspinal control of stepping via indirect propriospinal relay connections after spinal cord injury. Nature Medicine. 14 (1), 69-74 (2008).
  37. van den Brand, R., et al. Restoring voluntary control of locomotion after paralyzing spinal cord injury. Science. 336 (6085), 1182-1185 (2012).
  38. Lukovic, D., et al. Complete rat spinal cord transection as a faithful model of spinal cord injury for translational cell transplantation. Scientific Reports. 5, 9640-9640 (2015).
  39. Wilson, S., et al. The hemisection approach in large animal models of spinal cord injury: overview of methods and applications. Journal of Investigative Surgery. 10, 1-12 (2018).
  40. Martinez, M., Delivet-Mongrain, H., Leblond, H., Rossignol, S. Incomplete spinal cord injury promotes durable functional changes within the spinal locomotor circuitry. Journal of Neurophysiology. 108 (1), 124-134 (2012).
  41. Martinez, M., Delivet-Mongrain, H., Leblond, H., Rossignol, S. Recovery of hindlimb locomotion after incomplete spinal cord injury in the cat involves spontaneous compensatory changes within the spinal locomotor circuitry. Journal of Neurophysiology. 106 (4), 1969-1984 (2011).
  42. Capogrosso, M., et al. A brain–spine interface alleviating gait deficits after spinal cord injury in primates. Nature. 539, 284-288 (2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Hemisekcja piersiowardze kr gowy szczuraprocedura laminektomiitechnika usuwania opony twardejocena staw w ko czyn tylnychocena podparcia ci aru cia aocena parametr w krokukoordynacja ko czyn przednich i tylnych
Operacja hemisesekcji rdzenia kręgowego klatki piersiowej i ocena lokomotoryczna w otwartym polu u szczura
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.