Artykuł metodologiczny

Wykorzystanie zbliżających się bodźców wzrokowych do oceny wzroku myszy

DOI:

10.3791/59766

⸱

13 czerwca 2019

 ,  ,  , 
1Department of Ophthalmology, Visual and Anatomical Sciences, Wayne State University School of Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aby zbadać wzrok myszy, przeprowadziliśmy nadciągający test. Myszy umieszczono na dużej kwadratowej arenie z monitorem na suficie. Zbliżający się bodziec wizualny konsekwentnie wywoływał u myszy reakcje zamrożenia lub ucieczki.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Układ wzrokowy w ośrodkowym układzie nerwowym przetwarza różne sygnały wzrokowe. Chociaż ogólna struktura została scharakteryzowana od siatkówki przez jądro kolankowate boczne do kory wzrokowej, system jest złożony. Przeprowadzono badania komórkowe i molekularne w celu wyjaśnienia mechanizmów leżących u podstaw przetwarzania wzrokowego, a co za tym idzie, mechanizmów chorobowych. Badania te mogą przyczynić się do rozwoju sztucznych systemów wizualnych. Aby zweryfikować wyniki tych badań, konieczne jest przeprowadzenie testów wzroku behawioralnego. Tutaj pokazujemy, że zbliżający się eksperyment stymulacji jest niezawodnym testem wzroku myszy, który wymaga stosunkowo prostej konfiguracji. Eksperyment z krosnem przeprowadzono w dużym pomieszczeniu ze schronieniem w jednym rogu i monitorem komputerowym umieszczonym na suficie. Kamera CCD umieszczona obok monitora komputera służyła do obserwacji zachowania myszy. Mysz umieszczono w pomieszczeniu na 10 minut i pozwolono jej zaaklimatyzować się i eksplorować otoczenie. Następnie monitor 10 razy wyświetlał bodziec pochodzący z programu. Mysz reagowała na bodźce albo zastygłem w bezruchu, albo uciekając do kryjówki. Zachowanie myszy przed i po zbliżających się bodźcach zostało nagrane, a wideo przeanalizowano za pomocą oprogramowania do śledzenia ruchu. Prędkość ruchu myszy znacznie się zmieniła po zbliżających się bodźcach. Natomiast u ślepych myszy nie zaobserwowano żadnej reakcji. Nasze wyniki pokazują, że prosty eksperyment z nadciąganiem jest wiarygodnym testem wzroku myszy.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

System wzrokowy zaczyna się w siatkówce, gdzie sygnały wzrokowe są przechwytywane przez fotoreceptory, kierowane do komórek dwubiegunowych (neurony 2. rzędu), a na końcu przekazywane do komórek zwojowych (neurony3. rzędu). Uważa się, że neurony siatkówki 2i 3rzędu tworzą wiele ścieżek neuronowych, które przekazują określone aspekty sygnalizacji wizualnej, takie jak kolor, ruch lub kształt. Te różnorodne cechy wzrokowe są przekazywane do jądra kolankowatego bocznego i kory wzrokowej. Natomiast sygnały wzrokowe prowadzące do ruchu gałek ocznych są wysyłane do wzgórka górnego. Klasycznie zidentyfikowano dwa szlaki siatkówkowo-korowe: wielkokomórkowy i parwokomórkowy. Ścieżki te kodują odpowiednio obiekty ruchome i nieruchome, a ich istnienie ucieleśnia podstawową koncepcję przetwarzania równoległego1,2,3,4,5,6. Ostatnio ponad 15 typów komórek dwubiegunowych 7,8,9,10,11 i komórki zwojowe12,13,14,15,16 zgłaszano w siatkówce wielu gatunków, w tym w siatkówce naczelnych. Komórki te różnią się nie tylko aspektami morfologicznymi, ale także ekspresją odrębnych markerów i genów8,10,17,18, co sugeruje, że różne cechy sygnałów wzrokowych są przetwarzane równolegle, co jest bardziej skomplikowane niż pierwotnie przewidywano.

Technologie komórkowe i molekularne przyczyniły się do naszego zrozumienia przetwarzania wzrokowego i potencjalnych mechanizmów chorobowych, które mogą wynikać z nieprawidłowego przetwarzania wzrokowego. Takie zrozumienie może przyczynić się do rozwoju sztucznych oczu. Chociaż badania i analizy komórkowe oferują dogłębną wiedzę na poziomie komórkowym, połączenie eksperymentów behawioralnych i eksperymentów komórkowych znacznie poszerzyłoby nasze obecne zrozumienie drobnych procesów wzrokowych. Na przykład Yoshida i wsp.19 odkryli, że komórki amakrynowe gwiazdowybuchowe są kluczowymi neuronami do wykrywania ruchu w siatkówce myszy. Po eksperymentach komórkowych przeprowadzili eksperyment behawioralny z oczopląsem optokinetycznym (OKN), aby wykazać, że zmutowane myszy, u których komórki amakrynowe gwiazdoskrzydłe były dysfunkcyjne, nie reagowały na poruszające się obiekty, potwierdzając w ten sposób swoje badania komórkowe. Ponadto Pearson i wsp.20 przeprowadzili przeszczep fotoreceptorów w siatkówce myszy w celu przywrócenia wzroku u chorych myszy. Przeprowadzili nie tylko eksperymenty komórkowe, ale także zmierzyli zachowanie myszy za pomocą nagrań reakcji optomotorycznych i zadań w labiryncie wodnym, co pozwoliło Pearsonowi i in. zweryfikować, czy przeszczepione fotoreceptory przywróciły wzrok u wcześniej niewidomych myszy. Podsumowując, eksperymenty behawioralne są silnymi narzędziami do oceny wzroku myszy.

Dostępnych jest wiele metod pomiaru wzroku myszy. Metody te mają zalety i ograniczenia. ERG in vivo dostarcza informacji na temat tego, czy siatkówka myszy, w szczególności fotoreceptory i komórki dwubiegunowe ON, odpowiednio reaguje na bodźce świetlne. ERG można testować zarówno w warunkach skotopowych, jak i fotopowych21,22. ERG wymaga jednak znieczulenia, co może mieć wpływ na wynik pomiaru23. Odruch optokinetyczny (OKR) lub odpowiedź optomotoryczna (OMR) to solidna metoda oceny wrażliwości na kontrast i rozdzielczości przestrzennej, które są funkcjonalnymi składnikami widzenia myszy. Jednak OKR wymaga operacji, aby przymocować urządzenie mocujące do czaszki myszy24. OMR nie wymaga ani operacji, ani szkolenia myszy; Wymaga to jednak treningu, aby umożliwić eksperymentatorowi subiektywne wykrycie subtelnych ruchów głowy myszy w odpowiedzi na poruszającą się siatkę w bębnie optycznym 25,< klasa SUP = "xref">26. Refleks świetlny źrenicy mierzy zwężenie źrenicy w odpowiedzi na bodźce świetlne, które nie wymagają znieczulenia i wykazują obiektywne i solidne odpowiedzi 19. Chociaż odruch źrenicowy symuluje reakcję siatkówki na światło in vivo, odruch ten jest głównie pośredniczony przez wewnętrznie światłoczułe komórki zwojowe siatkówki (ipRGC) 27. Ponieważ ipRGC stanowią niewielką mniejszość RGC i nie służą jako konwencjonalne komórki zwojowe tworzące obraz, pomiar ten nie dostarcza informacji dotyczących większości komórek zwojowych.

Eksperyment z nadciągającym światłem nie był wcześniej uważany za główny test do pomiaru wzroku myszy. Jest to jednak również solidny i niezawodny test wzroku u różnych gatunków, takich jak mouse28,29, danio pręgowany30, locust31,32 i human33,34,35. Co ważne, zbliżający się eksperyment jest jedną z niewielu metod testowania szlaku tworzenia obrazu - nie jest to szlak odruchowy - biorąc pod uwagę, że układ wzrokowy i limbiczny w ośrodkowym układzie nerwowym są zaangażowane w ten obwód36,37,38. Stworzyliśmy zbliżający się system bodźców wizualnych i wykazaliśmy jego zdolność do wywoływania detekcji ruchu w myszy, której używamy jako wskaźnika zastępczego do oceny nienaruszonego systemu wzrokowego myszy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie eksperymenty i opieka nad zwierzętami zostały przeprowadzone zgodnie z protokołem zatwierdzonym przez Instytucjonalne Komitety ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt na Uniwersytecie Stanowym Wayne (nr protokołu 17-11-0399).

1. Przygotowanie do eksperymentu

  1. Zbuduj prostokątną obudowę z otwartą pokrywą, aby pomieścić mysz podczas zbliżającej się prezentacji bodźców wizualnych. Zbudowaliśmy obudowę o wymiarach 40 cm x 50 cm x 33 cm z aluminiowej ramy i paneli PCV (Rysunek 1A,B). Połóż arkusz papieru tak, aby pokrył całą podłogę obudowy, aby zapewnić łatwe sprzątanie między próbami. Dodaj nieprzezroczyste schronienie w rogu ogrodzenia z wejściem skierowanym w stronę środka areny, aby ułatwić wchodzenie i wychodzenie.
  2. Skonfiguruj kamerę z obiektywem szerokokątnym, aby uchwycić zachowanie myszy. Przymocuj kamerę do stojaka montowanego na stole przylegającego do obudowy. Aby uzyskać najlepszą jakość przechwytywania wideo, użyj szybkości odtwarzania kamery wynoszącej 60 kl./s lub wyższej.
  3. Ustaw monitor komputerowy na górze obudowy. Ponieważ monitor nie był widoczny z zewnątrz, przygotowano drugi monitor, który powielał obrazy wyświetlane na monitorze głównym.
  4. Przygotuj wyłaniający się wzór do projekcji. Jednym ze sposobów, aby to zrobić, jest użycie PsychToolbox3 w oprogramowaniu MatLab do kodowania rozwijającego się czarnego koła (Rysunek 1C). Ustaw bodziec tak, aby zaczynał się pod kątem widzenia 2° i rozszerzał się do 50° w ciągu 250 ms; parametry te określają prędkość bodźca (patrz Rysunek 1D do obliczenia kąta widzenia). Ustaw kod tak, aby bodziec powtarzał się 10 razy w odstępie 1 s.
    UWAGA: Bodziec rozpoczynał każde powtórzenie natychmiast po zakończeniu poprzedniej prezentacji. Więcej informacji na temat prezentacji bodźca znajduje się w punkcie 3.
  5. Wybierz interesujące nas myszy pod kątem zbliżających się bodźców. Tutaj użyj 32 zdrowych myszy o pochodzeniu C57, samca i samicy, w wieku od 4 do 14 tygodni. Użyj również 3 ślepych myszy (ciężka zaćma w obu oczach), aby ocenić, czy reakcja na zbliżający się bodziec była naprawdę zachowaniem kierowanym wizualnie. Te ślepe myszy nie miały odruchu świetlnego źrenic i nie miały odpowiedzi optomotorycznej.

2. Aklimatyzacja myszy

  1. Umieść mysz w obudowie i pozwól jej swobodnie eksplorować otoczenie. Jeśli to możliwe, staraj się zminimalizować stres podczas przenoszenia zwierzęcia, używając grzbietu wolnej ręki jako miejsca odpoczynku dla myszy, zamiast pozwalać jej zwisać bez podparcia. Mysz powinna uznać całą obudowę za bezpieczną i powinna odkryć kryjówkę. Upuść kilka granulek jedzenia w rogu naprzeciwko schronienia, aby zachęcić mysz do pozostania na zewnątrz schronienia.
  2. Pozwól myszy zaaklimatyzować się w dowolnym miejscu od 7 do 15 minut29,39. Pozwoliliśmy na 10 minut aklimatyzacji przed nadejściem bodźca. Co więcej, 10-minutowa aklimatyzacja na dzień przed eksperymentem może złagodzić stan myszy.

3. Projekcja bodźców wizualnych

  1. Przed włożeniem myszy do areny upewnij się, że kod stymulacyjny jest gotowy do uruchomienia, aby ułatwić jak najmniej zmian oświetlenia, gdy mysz znajduje się w obudowie. Gdy oprogramowanie będzie gotowe do uruchomienia, delikatnie umieść mysz w obudowie.
  2. Na 10 sekund przed stymulacją rozpocznij przechwytywanie wideo.
  3. Rozpocznij zbliżające się bodźce wizualne, gdy mysz znajduje się z dala od schronu i swobodnie porusza się po otwartej arenie. Odczekaj 10 sekund po ostatniej prezentacji bodźca, aby zakończyć nagrywanie.
    1. Rozpocznij prezentację bodźca, gdy mysz znajdzie się w rogu najbardziej oddalonym od schronienia. Jednakże, gdy myszy wydają się niechętne do eksploracji odległego kąta, zaprezentuj bodziec, gdy mysz znajduje się w innym rogu areny. Wydaje się, że nie ma to wpływu na reakcję behawioralną zwierząt.
  4. Przenieś mysz z powrotem do jej pierwotnej klatki. Wyczyść obudowę dla następnej myszy, spryskując ściany i schronienie 70% etanolem i wycierając go. Wymień papierową wykładzinę podłogową, jeśli jest zabrudzona, i ustaw schronienie w tym samym początkowym miejscu, jeśli zostanie przesunięta podczas przenoszenia zwierząt i czyszczenia pomieszczenia.

4. Analiza wideo

  1. Zapisz klip wideo dla każdej myszy w formacie .avi bez kompresji plików, aby zapobiec utracie danych podczas przesyłania do oprogramowania analitycznego.
    UWAGA: Brak kompresji doprowadzi do większego rozmiaru pliku; Dlatego do przechowywania używaj zewnętrznego dysku twardego.
  2. Użyj oprogramowania analitycznego, aby śledzić ruch zwierzęcia na arenie przed, w trakcie i po prezentacji bodźca. Użyj dostępnego na rynku oprogramowania (patrz Spis materiałów) z możliwością ręcznego śledzenia, aby śledzić pozycję głowicy myszy w każdej klatce wideo, która generowała koordynację X i Y co 1/60 ms. Inne oprogramowanie do śledzenia ruchu to FIJI (NIH)40 i EthoVision (Noldus).
  3. Oblicz prędkość i odległość myszy od schronienia. Jeśli obraz areny jest zniekształcony ze względu na kąt nachylenia obrazu, popraw współrzędne X i Y przed obliczeniami (Rysunek 2).
  4. Porównaj parametry przed i po nadejściu bodźca, aby określić, jak mysz zareagowała na bodźce, czy to zamarzając, uciekając, czy nie wykazując żadnej zmiany w zachowaniu29. Zdefiniuj zamrożenie jako epizody, w których prędkość była mniejsza niż 20 mm/s przez 0,5 s lub dłużej. Zdefiniuj lot jako epizody, w których prędkość wzrosła do 400 mm/s lub więcej i zakończyły się myszą w schronieniu. Definicje zamrożenia i lotu zostały oparte na definicjach ustalonych przez Franceschi et al.29

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mysz ze zdrowymi oczami została umieszczona w pomieszczeniu i pozwolono jej zaaklimatyzować się przez 10 minut. Arena z monitorem na suficie była utrzymywana w mezopowych warunkach oświetleniowych (7 x 105 fotonów/μm2/s). W okresie aklimatyzacji mysz badała przestrzeń i znalazła nieprzezroczystą kopułę jako schronienie. Gdy mysz oddaliła się od schronienia, rozpoczęło się nagrywanie wideo, a następnie inicjacja bodźca wizualnego. W odpowiedzi na zbliżający się bodziec większość myszy wpadła na kopuł...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wraz z zbliżającym się systemem bodźców wzrokowych większość (97%) zdrowych myszy ocznych wykazywała reakcję ucieczki. Jedna z 29 myszy nie wykazywała wyraźnej reakcji ucieczki. Jednak mysz podeszła do kopuły i pozostała w jej pobliżu, dopóki looming nie zniknął, co wskazuje, że mysz była przynajmniej ostrożna, gdy pojawiły się zbliżające się bodźce. Dlatego zbliżające się bodźce konsekwentnie wywoływały wrodzone reakcje strachu u myszy o zdrowych oczach. Z drugiej strony, trzy ślepe myszy nie wykazywały żadnych reakcji ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez granty NIH R01 EY028915 (TI) i RPB.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Monitor 10,1" (wyświetlacz 2&)ElecrowElecrow 10,1-calowy wyświetlacz Raspberry Pi o rozdzielczości 1920x1080p
wyświetlacz)AcerAcer R221Q bid 21,5-calowy wyświetlacz IPS Full HD Kamera
CCDLumenera CorporationInfiniyy3S-1URdoskonała do badań behawioralnych ze względu na wysoką liczbę klatek na sekundę (60 kl./s)
Obudowa (ramy aluminiowe i panele PCV)80/20 Inc.4x kat.#9010, 4x kat.#9005, 1x kat.#9000, 5x kat.#65-2616doskonała, używana zakładka szybkiego budowania do wyszukiwania PCV, połączeń i ramy
EtanolFisher Scientific22-032-601
Arkusz kalkulacyjny Excel Przyjaznydla użytkownika Microsoft Office
FreearmAmazonużywany do montażu kamery na stole, może użyć dowolnego montowanego wysuwane ramię
ImagePro Premiere 3DMedia Cyberneticswersja 9.3dobry program, przydałaby się aktualizacja z funkcją automatycznego śledzenia
Oprogramowanie Matlab (Psychotoolbox 3)MathWorksMatlab R2018b 64-bit (9.5.0.944444)doskonałe oprogramowanie do generowania bodźców wzorcowych w dowolnych warunkach
Oprogramowanie sorftwareSteamPix NorpixStreamPix 7 64-bitowa pojedyncza kameradziała dobrze, kilka problemów z gubieniem klatek, ale dobra obsługa klienta
Zewnętrzny dysk twardy WD My Book DyskWestern DigitalWDBBGB0080HBK 8 TB USB 3.0niezbędny do korzystania z plików .avi bez kodeka kompresji ze względu na duży rozmiar plików
Obiektyw szerokokątnyNavitarNMV-5M23doskonały i niezbędny do uchwycenia całej areny
14-calowy laptop klasy biznesowej 5490 Dell 84 / rcrc961481-4860836 20" x 50" Wkładki chłonne Fisher Scientific AL2050 dobrze sprawdza się w ochronie podłogi areny, może używać dowolnego rodzaju wkładki 21,5-calowego monitora (1° i powszechna znajomość oprogramowania Microsoft Office twardy

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Enroth-Cugell, C., Robson, J. G. The contrast sensitivity of retinal ganglion cells of the cat. The Journal of Physiology. 187 (3), 517-552 (1966).
  2. Boycott, B. B., Wässle, H. The morphological types of ganglion cells of the domestic cat's retina. The Journal of Physiology. 240 (2), 397-419 (1974).
  3. Livingstone, M. S., Hubel, D. H. Segregation of form, color, movement, and depth: anatomy, physiology, and perception. Science. 240 (4853), 740-749 (1988).
  4. Livingstone, M. S., Hubel, D. H. Psychophysical evidence for separate channels for the perception of form, color, movement, and depth. The Journal of Neuroscience. 7 (11), 3416-3468 (1987).
  5. Wässle, H. Parallel processing in the mammalian retina. Nature Reviews Neuroscience. 5 (10), 747-757 (2004).
  6. Awatramani, G. B., Slaughter, M. M. Origin of transient and sustained responses in ganglion cells of the retina. The Journal of Neuroscience. 20 (18), 7087-7095 (2000).
  7. Ghosh, K. K., Bujan, S., Haverkamp, S., Feigenspan, A., Wässle, H. Types of bipolar cells in the mouse retina. The Journal of Comparative Neuroscience. 469 (1), 70-82 (2004).
  8. Wässle, H., Puller, C., Muller, F., Haverkamp, S. Cone contacts, mosaics, and territories of bipolar cells in the mouse retina. The Journal of Neuroscience. 29 (1), 106-117 (2009).
  9. Helmstaedter, M., et al. Connectomic reconstruction of the inner plexiform layer in the mouse retina. Nature. 500 (7461), 168-174 (2013).
  10. Shekhar, K., et al. Comprehensive Classification of Retinal Bipolar Neurons by Single-Cell Transcriptomics. Cell. 166 (5), 1308-1323 (2016).
  11. Wu, S. M., Gao, F., Maple, B. R. Functional architecture of synapses in the inner retina: segregation of visual signals by stratification of bipolar cell axon terminals. The Journal of Neuroscience. 20 (12), 4462-4470 (2000).
  12. Sun, W., Li, N., He, S. Large-scale morphological survey of mouse retinal ganglion cells. The Journal of Comparative Neuroscience. 451 (2), 115-126 (2002).
  13. Volgyi, B., Chheda, S., Bloomfield, S. A. Tracer coupling patterns of the ganglion cell subtypes in the mouse retina. The Journal of Comparative Neuroscience. 512 (5), 664-687 (2009).
  14. Kong, J. H., Fish, D. R., Rockhill, R. L., Masland, R. H. Diversity of ganglion cells in the mouse retina: Unsupervised morphological classification and its limits. The Journal of Comparative Neuroscience. 489 (3), 293-310 (2005).
  15. Sumbul, U., et al. A genetic and computational approach to structurally classify neuronal types. Nature Communications. 5, 3512(2014).
  16. Baden, T., et al. The functional diversity of retinal ganglion cells in the mouse. Nature. 529 (7586), 345-350 (2016).
  17. Lindstrom, S. H., Ryan, D. G., Shi, J., DeVries, S. H. Kainate receptor subunit diversity underlying response diversity in retinal Off bipolar cells. The Journal of Physiology. 592, Pt 7 1457-1477 (2014).
  18. Euler, T., Haverkamp, S., Schubert, T., Baden, T. Retinal bipolar cells: elementary building blocks of vision. Nature Reviews Neuroscience. 15 (8), 507-519 (2014).
  19. Yoshida, K., et al. A key role of starburst amacrine cells in originating retinal directional selectivity and optokinetic eye movement. Neuron. 30 (3), 771-780 (2001).
  20. Pearson, R. A., et al. Restoration of vision after transplantation of photoreceptors. Nature. 485 (7396), 99-103 (2012).
  21. Saszik, S. M., Robson, J. G., Frishman, L. J. The scotopic threshold response of the dark-adapted electroretinogram of the mouse. The Journal of Physiology. 543, Pt 3 899-916 (2002).
  22. Reuter, J. H., Sanyal, S. Development and degeneration of retina in rds mutant mice: the electroretinogram. Neuroscience Letters. 48 (2), 231-237 (1984).
  23. Woodward, W. R., et al. Isoflurane is an effective alternative to ketamine/xylazine/acepromazine as an anesthetic agent for the mouse electroretinogram. Documenta Ophthalmologica. 115 (3), 187-201 (2007).
  24. Cahill, H., Nathans, J. The optokinetic reflex as a tool for quantitative analyses of nervous system function in mice: application to genetic and drug-induced variation. PLoS One. 3 (4), 2055(2008).
  25. Prusky, G. T., Alam, N. M., Beekman, S., Douglas, R. M. Rapid quantification of adult and developing mouse spatial vision using a virtual optomotor system. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 45 (12), 4611-4616 (2004).
  26. Lu, Q., Ganjawala, T. H., Hattar, S., Abrams, G. W., Pan, Z. H. A Robust Optomotor Assay for Assessing the Efficacy of Optogenetic Tools for Vision Restoration. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 59 (3), 1288-1294 (2018).
  27. Xue, T., et al. Melanopsin signalling in mammalian iris and retina. Nature. 479 (7371), 67-73 (2011).
  28. Yilmaz, M., Meister, M. Rapid innate defensive responses of mice to looming visual stimuli. Current Biology. 23 (20), 2011-2015 (2013).
  29. De Franceschi, G., Vivattanasarn, T., Saleem, A. B., Solomon, S. G. Vision Guides Selection of Freeze or Flight Defense Strategies in Mice. Current Biology. 26 (16), 2150-2154 (2016).
  30. Temizer, I., Donovan, J. C., Baier, H., Semmelhack, J. L. A Visual Pathway for Looming-Evoked Escape in Larval Zebrafish. Current Biology. 25 (14), 1823-1834 (2015).
  31. Guest, B. B., Gray, J. R. Responses of a looming-sensitive neuron to compound and paired object approaches. Journal of Neurophysiology. 95 (3), 1428-1441 (2006).
  32. McMillan, G. A., Gray, J. R. A looming-sensitive pathway responds to changes in the trajectory of object motion. Journal of Neurophysiology. 108 (4), 1052-1068 (2012).
  33. Vagnoni, E., Lourenco, S. F., Longo, M. R. Threat modulates neural responses to looming visual stimuli. Eur The Journal of Neuroscience. 42 (5), 2190-2202 (2015).
  34. Coker-Appiah, D. S., et al. Looming animate and inanimate threats: the response of the amygdala and periaqueductal gray. Social Neuroscience. 8 (6), 621-630 (2013).
  35. Tyll, S., et al. Neural basis of multisensory looming signals. Neuroimage. 65, 13-22 (2013).
  36. Wei, P., et al. Processing of visually evoked innate fear by a non-canonical thalamic pathway. Nature Communications. 6, 6756(2015).
  37. Shang, C., et al. Divergent midbrain circuits orchestrate escape and freezing responses to looming stimuli in mice. Nature Communications. 9 (1), 1232(2018).
  38. Salay, L. D., Ishiko, N., Huberman, A. D. A midline thalamic circuit determines reactions to visual threat. Nature. 557 (7704), 183-189 (2018).
  39. Vale, R., Evans, D., Branco, T. A Behavioral Assay for Investigating the Role of Spatial Memory During Instinctive Defense in Mice. Journal of Visualized Experiments. (137), 56988(2018).
  40. Tungtur, S. K., Nishimune, N., Radel, J., Nishimune, H. Mouse Behavior Tracker: An economical method for tracking behavior in home cages. Biotechniques. 63 (5), 215-220 (2017).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Looming Visual StimuliMouse Vision TestVisual Behavior AssayMotion Tracking SoftwareVelocity AnalysisOpen Lid EnclosureCCD Camera SetupComputer Monitor StimulusBlind Mouse ControlPupil Light Reflex

Powiązane artykuły