Method Article

Funkcjonalne i fizjologiczne metody oceny regeneracji nerwu pośrodkowego u szczura

DOI:

10.3791/59767

⸱

April 18th, 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Anatomy Department, NOVA Medical School, 2Plastic and Reconstructive Surgery Department and Burn Unit, Centro Hospitalar de Lisboa Central, 3Physics Department, Faculty of Sciences and Technology, LIBPhys, 4Glycoimmunology, CEDOC, NOVA Medical School, 5UCIBIO, Life Sciences Department, Faculty of Sciences and Technology, Universidade NOVA de Lisboa, 6Tissue Repair Unit, CEDOC, NOVA Medical School, 7Pathology Department, Centro Hospitalar de Lisboa Central

* These authors contributed equally

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Prezentowany jest protokół do wytwarzania różnych typów uszkodzeń nerwu pośrodkowego (MN) i naprawy u szczura. Dodatkowo protokół pokazuje, jak ocenić funkcjonalną regenerację nerwu za pomocą kilku nieinwazyjnych testów behawioralnych i pomiarów fizjologicznych.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Głównym celem tego badania jest pokazanie, jak tworzyć i naprawiać różne typy uszkodzeń nerwu pośrodkowego (MN) u szczura. Ponadto przedstawiono różne metody symulacji fizjoterapii pooperacyjnej. Do oceny regeneracji motorycznej i sensorycznej przy użyciu modelu MN uszkodzenia i naprawy nerwów obwodowych stosuje się wiele standaryzowanych strategii, co pozwala na łatwe porównanie wyników. Dostępnych jest kilka opcji zapewnienia pooperacyjnego środowiska przypominającego fizjoterapię szczurom, które doznały urazów MN. Wreszcie, w artykule przedstawiono metodę oceny powrotu do zdrowia MN za pomocą kilku nieinwazyjnych testów (tj. Test chwytania, test nakłucia szpilką, test chodzenia po drabinie, test wspinania się po linie i analiza ścieżki spacerowej) oraz pomiarów fizjologicznych (termografia w podczerwieni, elektroneuromiografia, ocena siły zgięcia i określenie masy mięśnia promieniowego zginacza nadgarstka). W związku z tym model ten wydaje się szczególnie odpowiedni do odtworzenia scenariusza klinicznego, ułatwiając ekstrapolację wyników na gatunek ludzki.

Chociaż nerw kulszowy jest najczęściej badanym nerwem w badaniach nerwów obwodowych, analiza szczurzego MN przedstawia różne zalety. Na przykład w badaniach zmian MN obserwuje się zmniejszenie częstości występowania przykurczów stawów i autookaleczenia chorej kończyny. Ponadto MN nie jest pokryty masami mięśniowymi, dzięki czemu jego rozwarstwienie jest łatwiejsze niż w przypadku nerwu kulszowego. Ponadto szybszy powrót do zdrowia MN obserwuje się, ponieważ MN jest krótszy niż nerw kulszowy. Ponadto MN ma równoległą ścieżkę do nerwu łokciowego w ramieniu. W związku z tym nerw łokciowy może być z łatwością wykorzystany jako przeszczep nerwu do naprawy urazów MN. Wreszcie, MN u szczurów znajduje się w kończynie przedniej, podobnie jak ludzka kończyna górna; U ludzi kończyna górna jest miejscem większości uszkodzeń nerwów obwodowych.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Uszkodzenia nerwów obwodowych występują regularnie w wyniku urazu, infekcji, zapalenia naczyń, autoimmunizacji, nowotworu złośliwego i/lub radioterapii1,2. Niestety, naprawa nerwów obwodowych nadal daje klinicznie nieprzewidywalne i często rozczarowujące wyniki3,4. Panuje powszechna zgoda co do tego, że nadal potrzebne są szeroko zakrojone badania podstawowe i translacyjne, aby poprawić perspektywy osób dotkniętych tym problemem4,5,6,7.

Szczur MN wykazuje duże podobieństwo do ludzkiego8,9 (Rysunek 1). Nerw ten, pochodzący ze splotu ramiennego w okolicy pachowej, schodzi do środkowej części ramienia, docierając do łokcia i rozgałęziając się do większości mięśni w brzusznym przedziale przedramienia. MN dociera do dłoni, gdzie unerwia mięśnie kłębowe i pierwsze dwa mięśnie lędźwiowe, a także do części skóry dłoni szczura9 (Ryc. 1).

Korzystając z szczurzego MN, możliwe jest odpowiednie odtworzenie uszkodzeń nerwów obwodowych u ludzi10,11,12. Nerw ten ma kilka potencjalnych zalet badawczych w porównaniu z powszechnie stosowanym nerwem kulszowym. Ponieważ MN znajduje się w kończynie przedniej szczurów (podobnie jak ludzkie kończyny górne), może zostać eksperymentalnie uszkodzony ze znacznie mniejszym wpływem na samopoczucie szczura, w porównaniu z nerwem kulszowym, który unerwia znaczną część kończyny miednicy13. Ponadto u ludzi większość zmian klinicznych występuje w kończynie górnej, co odpowiada kończynie przedniej szczura10,11,12,14,15,16.

Ten artykuł pokazuje, jak wytwarzać różne rodzaje zmian MN u szczurów. Ponadto przedstawiono różne sposoby symulacji fizjoterapii pooperacyjnej. Na koniec opisano testy oceniające funkcjonalne odzyskiwanie MN. Dostępnych jest wiele ustandaryzowanych strategii oceny regeneracji motorycznej i czuciowej przy użyciu modelu MN uszkodzenia i naprawy nerwów obwodowych, co pozwala na łatwe porównanie wyników. Model MN jest szczególnie przydatny do replikacji scenariusza klinicznego, ułatwiając ekstrapolację wyników na gatunek ludzki.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury z udziałem zwierząt zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt oraz Komitet Etyczny w Nova University Medical School, Lizbona, Portugalia (08/2012/CEFCM).

1. Chirurgia nerwu pośrodkowego

UWAGA: Podczas operacji należy przestrzegać zasad aseptyki. Używaj środków ochrony osobistej (PPE) i noś sterylny fartuch chirurgiczny17. Przed zabiegiem należy autoklawować wszystkie wymagane narzędzia chirurgiczne (patrz tabela materiałów).

  1. Użyj 12-tygodniowych szczurów Wistar. Zapewnij im ad libitum jedzenie i wodę w 12 godzinnych cyklach światło-ciemność na 7 dni przed zabiegiem. Przed znieczuleniem zważ szczura, aby określić wymaganą ilość środka znieczulającego.
  2. Znieczulić szczura wstrzyknięciem dootrzewnowym mieszaniny ketaminy (40-80 mg/kg masy ciała) i ksylazyny (5-10 mg/kg masy ciała). Sprawdź głębokość znieczulenia na podstawie braku reakcji na uszczypnięcie palca u nogi i obserwując częstość oddechów podczas całej procedury18,19. Zapewnij dodatkową analgezję, jeśli zaobserwuje się częstość oddechów powyżej 110 cykli/min lub reakcję motoryczną na szczypanie palców u stóp18,20.
  3. Wstrzyknąć podskórnie 1 mg/kg meloksykamu, aby zapewnić prewencyjne działanie przeciwbólowe20,21.
  4. Aby uniknąć otarcia rogówki podczas zabiegu, nałóż żel okulistyczny na oba oczy.
  5. Użyj kremu do depilacji, aby usunąć włosy nad przyśrodkową częścią po prawej stronie. Po zakończeniu przemyj ciepłą solą fizjologiczną, aby usunąć krem17.
  6. Połóż szczura w pozycji leżącej na poduszce grzewczej. Nałóż peeling chirurgiczny na bazie jodu lub chlorheksydyny na miejsce operacji. Pozostaw na co najmniej 15 sekund, a następnie przetrzyj etanolem. Powtórz aplikację 3x. Upewnij się, że peeling ma kontakt ze skórą przez co najmniej 2 minuty przed przystąpieniem do zabiegu.
    UWAGA: Skontaktuj się z organem kontroli zakażeń w swojej jednostce badawczej, aby uzyskać alternatywne protokoły zapobiegania zakażeniu miejsca operowanego19.
  7. Ułóż obszar chirurgiczny17.
    UWAGA: Wykonuj wszystkie procedury w ściśle określonych warunkach aseptycznych19.
  8. Naciąć skórę w przyśrodkowej części prawego ramienia i okolicy piersiowej do głębokiej płaszczyzny powięziowej za pomocą ostrza skalpela numer 15. Ostrożnie kauteryzować wszelkie krwawiące naczynia za pomocą kauteryzacji elektrycznej.
  9. Ostrożnie podziel powięź ramienną, która przedstawia się jako biaława osłonka pokrywająca mięśnie, za pomocą termokoagulacji lub nożyczek, uważając, aby nie uszkodzić struktur naczyniowych i nerwowych w przyśrodkowej części ramienia.
  10. Otwórz nożyczki tępo pod końcowym przyczepem mięśnia piersiowego większego, aby odciągnąć ten mięsień od leżącej poniżej tętnicy pachowej i żyły, a także od końcowych gałęzi splotu ramiennego.
  11. Podziel przyczep mięśnia piersiowego większego za pomocą kauteryzacji elektrycznej. Odsłoń i przekrój mięsień piersiowy mniejszy.
  12. Tępo wypreparuj MN z naczyń ramiennych i od nerwu łokciowego, zaczynając od okolicy pachowej aż do łokcia. Pozwala to na odsłonięcie różnych końcowych gałęzi splotu ramiennego, a mianowicie nerwu środkowego, łokciowego, promieniowego, pachowego i mięśniowo-skórnego (Ryc. 2).
  13. Oddziel różne grupy eksperymentalne, jak opisano poniżej.
    1. Utwórz grupę Sham, analizując tylko MN.
    2. Utwórz grupę Crush, ściskając MN w środkowej części ramienia przez 15 sekund za pomocą kleszczy mikrochirurgicznych numer 5 lub podobnego instrumentu22,23.
    3. Utwórz grupę Wycięcie za pomocą nożyczek mikrochirurgicznych, aby wyciąć odcinek o długości 10 mm z centralnej części MN w ramieniu. Podwiązać bliższy kikut nerwu za pomocą nylonowego szwu 8/0, aby zapobiec wzrostowi aksonów.
    4. Utwórz grupę Graft za pomocą segmentu MN o długości 10 mm opisanego w ostatnim kroku i obracając go o 180°. Zszyj bliższe i dystalne kikuty przeciętego MN do przeszczepu nerwu za pomocą przerywanych szwów nylonowych 10/0.
  14. Zamknij ranę skóry za pomocą przerwanych ściegów nylonowych 5/010,24.
  15. Zapewnij znieczulenie pooperacyjne za pomocą 7 ml paracetamolu o smaku wiśniowym zmieszanego z 43 ml wody z kranu25, aby uzyskać stężenie 4,48 mg/ml w plastikowych butelkach na wodę o pojemności 50 ml udostępnionych szczurom ad libitum przez 3 dni25.

2. Mieszkalnictwo i fizjoterapia

  1. Pozwól szczurom na kontakt z aparatami fizjoterapeutycznymi na 2-4 tygodnie przed zabiegiem, aby zapewnić łatwiejszą i szybszą adaptację do warunków ćwiczeń. Wykonuj ćwiczenia, postępując zgodnie z procedurami opisanymi poniżej.
  2. Raz dziennie umieść każdego szczura w indywidualnej sferze fizjoterapeutycznej, a następnie umieść kulę w pomieszczeniu z kilkoma przeszkodami. Pozwól szczurowi poruszać się i swobodnie eksplorować pokój przez pół godziny.
  3. Trzymaj szczury pojedynczo w pojedynczych klatkach z wbudowanymi kółkami do biegania, aby pomóc im ćwiczyć.
  4. Twórz grupy składające się z 4–5 zwierząt i umieszczaj je w spersonalizowanych klatkach. Spersonalizuj klatki, dołączając drabiny, liny, koła do biegania i inne elementy wzbogacające środowisko.
  5. Wróć poszczególne szczury do spersonalizowanych klatek następnego dnia po operacji.
  6. Wznów ćwiczenia fizjoterapeutyczne 3 dni po zabiegu.

3. Testy funkcjonalne

  1. Na tydzień przed rozpoczęciem wykonywania testów funkcjonalnych zapoznaj szczury z przysmakami, które mają być stosowane jako pozytywne wzmocnienie. Zapewnij to wzmocnienie po pomyślnym zakończeniu każdego testu, przed i po operacji. Po początkowym okresie treningu trwającym 3 tygodnie wznów wszystkie testy 1 tydzień po zabiegu.
  2. Testy przeprowadzaj wieczorem, kiedy szczury są naturalnie bardziej aktywne. Wznów badania 1 tydzień po zabiegu.
  3. Wykonaj test chwytania, umieszczając szczura na siatce i podnieś go za ogon, pozwalając mu chwycić siatkę przednimi łapami11,26. Przypisz wynik "Pozytywny", jeśli szczur może złapać siatkę obiema przednimi łapami. Przypisz wynik "Negatywny", jeśli szczur nie może złapać siatki zranioną łapą.
    UWAGA: Pozytywny wynik testu chwytania wskazuje, że komponent motoryczny MN działa16,27.
  4. Wykonaj test Pin Pin Prick Test28,29.
    1. Zrób plastikową platformę z kwadratową siatką o wymiarach 4 mm x 4 mm. Zapewnij podparcie tej siatki za pomocą metalowej ramy o długości 21 cm.
    2. Umieść szczura na platformie i przykryj kratkę przezroczystym plastikowym pudełkiem o wymiarach 15,5 cm x 15,5 cm x 11 cm. Poczekaj kilka minut, aż normalne czynności (np. eksploracyjne i gruntowna pielęgnacja) ustąpią.
    3. Rozpocznij test, gdy szczur jest nieruchomy i stoi na czterech łapach.
    4. Za pomocą lustra włóż estezjometr (np. włosy von Freya numer 4 o sile zginania 25 g) przez siatkę i wbij dłoń przedniej łapy w obszar skóry MN (Ryc. 1). Powtórz ocenę 5 razy na każdej przedniej łapie naprzemiennie, czekając kilka sekund po każdej ocenie.
    5. Sprawdź, czy filament Von Freya jest wygięty30, aby uzyskać poprawną ocenę. Oceń reakcje na wycofanie w następujący sposób: "0" oznacza brak reakcji na wycofanie, "1", jeśli szczur powoli wyjmuje łapę z włókna, "2", jeśli szczur szybko reaguje na bodziec i wyjmuje łapę lub liże łapę.
      UWAGA: Jeśli obserwuje się poruszanie i gryzienie włókna, powtórz bodziec, ponieważ są one uważane za niejednoznaczne reakcje.
  5. Sesje treningowe
    UWAGA: Trenuj szczury codziennie przez 3 tygodnie przed wykonaniem operacji wieczorem w słabym oświetleniu. Treningi są szczególnie polecane do testów ze wspinaczki linowej, szczebla drabiny i ścieżek spacerowych. Można je wykonać w kolejności przedstawionej wcześniej, zaczynając od testu wspinaczki linowej, testu szczebla drabiny, a na końcu testu ścieżek spacerowych. Pozwól temu samemu zwierzęciu na kilka minut odpoczynku przed nowym badaniem.
    1. W pierwszym tygodniu umieść szczura na ostatniej trzeciej części drabiny/liny/korytarza, w pobliżu wejścia do pudełka. Kondycjonuj zwierzę tak, aby poruszało się w kierunku otworu pudełka, delikatnie dotykając i/lub ciągnąc za czubek ogona. Daj szczurowi smakołyk, gdy wejdzie do pudełka, pozwalając mu na kilka sekund odpoczynku przed powtórzeniem testu. Powtarzaj to 5 razy dziennie przez 5 dni.
    2. W drugim tygodniu umieść zwierzę na drugiej trzeciej części drabiny/liny/korytarza Powtórz kroki opisane w ppkt 3.5.1.
    3. W trzecim tygodniu umieść szczura na dnie drabiny/liny/korytarza, po przeciwnej stronie wejścia do pudełka. Powtórz kroki opisane w ppkt 3.5.1, ale nagradzaj zwierzę tylko wtedy, gdy prawidłowo wykona test
      4. .
  6. Wykonaj test szczebla drabiny.
    UWAGA: Ten test służy do oceny siły kończyn przednich, kroku, ułożenia i koordynacji31.
    1. Umieść szczura na dole drabiny (120 cm x 9 cm x 2 cm z 18 stopniami o grubości 1,5 cm, oddalonymi od siebie o 4 cm) i delikatnie dotknij ogona szczura. Upewnij się, że drabina jest ustawiona pod kątem 10° i prowadzi do otworu o wymiarach 13.20 cm x 11 cm w ciemnej drewnianej skrzynce o wymiarach 31.5 cm x 35 cm x 35 cm.
    2. Uruchom stoper, gdy szczur zacznie wspinać się po drabinie i zatrzymaj stoper, gdy pysk szczura przekroczy wejście do pudełka.
    3. Zapisz czas i powtórz test 3 razy, w odstępie co najmniej 1 minuty.
  7. Wspinaczka linowa
    UWAGA: Ten test służy do oceny siły chwytania, która jest zależna od MN recovery32.
    1. Połóż szczura na dole liny i przekonaj go do wspinaczki, delikatnie dotykając jego ogona. Uruchom stoper, gdy zwierzę zacznie się wspinać i zatrzymaj go, gdy pysk szczura przekroczy wejście na platformę.
    2. Dla każdego testu zapisuj czas potrzebny na wejście na platformę i liczbę poślizgnięć zranionej łapy, gdy szczur wspina się po linie. Uznaj test za ważny, jeśli zwierzę nie waha się podczas zadania lub nie przestaje się wspinać. Podaj szczurowi przekąskę po prawidłowym wykonaniu zadania.
    3. Zapisz czas i powtórz test 3 razy, przy czym każdy z nich jest oddzielony co najmniej 1 minutą.
  8. Ścieżki spacerowe
    UWAGA: Ten test służy do oceny odzyskiwania motorycznego kończyn przednich33,34.
    1. Ustaw urządzenie składające się z ograniczonego chodnika o wysokości 16,5 cm x szerokości 8,7 cm x długości 43 cm. Upewnij się, że prowadzi to do prostokątnego otworu o wymiarach 8,8 cm x 8,2 cm w jednej ze ścian czarnego drewnianego pudełka o wymiarach 23 cm x 36 cm x 28 cm. Dołącz pionowe drzwi przesuwne, aby szybko zamknąć wejście do pudełka. Dołącz zdejmowaną pokrywę, która będzie używana do pobierania rat33,34.
    2. Połóż kawałek papieru milimetrowego na podłodze korytarza. Chwyć szczura za ogon i pozwól mu trzymać pędzel malarski nasączony błękitem metylenowym. Ustaw szczura przy wejściu do korytarza, aby mógł wejść do pudełka. Usuń papier milimetrowy z podłogi korytarza i powtarzaj test, aż do uzyskania dobrego reprezentatywnego odcisku obu przednich łap.
    3. Z uzyskanych odcisków wybierz jeden z wyraźnymi kolejnymi odciskami łapy, sfotografuj je w formacie tiff lub jpeg i zmierz następujące parametry za pomocą otwartego oprogramowania FIJI35.
      UWAGA: Najpierw skalibruj każdy obraz, korzystając z oznaczeń na papierze milimetrowym (Analizuj | Ustaw skalę) Po drugie, przekonwertuj każdy obraz na format 8-bitowy (Obraz | Rodzaj | 8-bitowy). Następnie użyj narzędzia Zaznaczanie prostokątne, aby wybrać odcisk łapy. Przytnij tę część obrazu (punkt menu Obraz | Przyciąć). Na każdym obrazie podświetl odciski łap i usuń tło, progując obraz (punkt menu Obraz | Dostosuj | Próg).
      1. Zmierz współczynnik postawy, mierząc obszar wycisku łapy. Użyj narzędzia Zaznaczanie prostokątne, aby wybrać odcisk łapy i naciśnij Control + M.
      2. Zmierz współczynnik długości wydruku, mierząc najdłuższą długość odcisku łapy (w przypadku kroków 3.8.3.2–3.8.3.6 użyj narzędzia Zaznaczanie linii prostej, aby wybrać dwa najbardziej odległe punkty i naciśnij Control + M).
      3. Zmierz współczynnik rozchylenia palców, mierząc najszerszą szerokość odcisku łapy.
      4. Zmierz współczynnik rozpiętości palców pośrednich, mierząc najszerszą szerokość między drugim a trzecim palcem.
      5. Zmierz długość kroku, mierząc odległość między homologicznymi punktami kolejnych odcisków łapy po danej stronie.
      6. Zmierz podstawę podpory, mierząc prostopadłą odległość między środkową częścią odcisku łapy a kierunkiem ruchu29,33,36.
        UWAGA: Wykonaj dwa ostatnie pomiary w dwóch parach reprezentatywnych kolejnych obustronnych wycisków łap33.

4. Pomiary fizjologiczne

  1. Termografia w podczerwieni (IRT)37,38,39.
    1. Upewnij się, że temperatura w pomieszczeniu, w którym będą wykonywane pomiary, mieści się w przedziale 18 °C – 25 °C za pomocą zwykłego hydrotermometru cyfrowego o rozdzielczości termicznej 0.1 °C. Upewnij się, że nie ma znaczących źródeł ciepła (np. komputerów lub lodówek).
    2. Zaaklimatyzować szczury, przynosząc je do pokoju oceny na 2 godziny przed oceną. Przed rozpoczęciem eksperymentu znieczulij szczura zgodnie z powyższym opisem (kroki 1.3–1.6) lub zgodnie z protokołem instytucji. Sprawdź, czy nie ma reakcji na uszczypnięcie palca u nogi przed rozpoczęciem eksperymentu.
    3. Włącz kamerę termowizyjną na podczerwień 15 minut przed akwizycją i nie wyłączaj jej podczas ocen. Ustaw parametr emisyjności kamery tak, aby odpowiadał parametrowi skóry szczura (ε = 0,98)37,40,41.
    4. Umieść szczura na grzbiecie na czystej i stabilnej powierzchni za pomocą gąbki polietylenowej. Upewnij się, że nie ma żadnych materiałów odblaskowych i innych możliwych źródeł artefaktów. Ostrożnie przymocuj przednie łapy w supinacji za pomocą dwustronnej taśmy klejącej. Włóż termometr cyfrowy 2 cm do odbytnicy, aby monitorować centralną temperaturę szczura podczas wszystkich ocen.
    5. Trzymaj kamerę termowizyjną pod kątem 90° i w odległości 30 cm od szczura. Ustaw ostrość aparatu na całym ciele zwierzęcia. Uzyskaj trzy obrazy termowizyjne w podczerwieni w odstępie 30 sekund.
    6. Przenieś pozyskane termogramy do komputera i przeanalizuj je za pomocą oprogramowania analitycznego. Określ temperaturę powierzchni podeszwowej obu przednich łap za pomocą stałego prostokątnego obszaru zainteresowania (np. 9 x 11 pikseli) w obszarze podeszwowym MN, na przykład w środku pierwszej poduszki śródręcza stopy (Rysunek 1). Korzystając z bezpłatnego oprogramowania FLIR Tools, wybierz termografię, klikając ją dwukrotnie. Na lewym pasku narzędzi wybierz przycisk "Dodaj narzędzie do pomiaru pola" i narysuj prostokąt o wymiarach 9*11 pikseli na obszarze podeszwowym obu przednich łap. Podczas dostosowywania prostokąta można potwierdzić jego wymiar w pikselach. Wykonaj go na obu przednich łapach. Po prawej stronie obrazu znajdź maksymalną, minimalną i średnią temperaturę.
    7. Nad poprzednio narysowanym ROI kliknij prawym przyciskiem myszy i wybierz eksport. Średnia, maksymalna i minimalna temperatura, a także macierz temperatur ROI są następnie eksportowane do dokumentu .csv. Dane te można później eksplorować za pomocą oprogramowania do analizy danych.
  2. Ocena elektroneuromiograficzna (ENMG)
    1. Zainstaluj stymulator elektryczny. Przyklej parę jednorazowych igieł do akupunktury (0,25 mm x 25 mm) o znikomej impedancji [<1 Ω]) i 25 mm między nimi, aby utworzyć elektrody do stymulacji. Teraz podłącz stymulator i elektrodę do jednostki akwizycji danych, aby pobrać przychodzące sygnały i przekształcić je w sygnały cyfrowe, które można przetworzyć za pomocą oprogramowania komputerowego.
    2. Wykonuj oceny w tym samym pomieszczeniu i zawsze w tych samych kontrolowanych warunkach środowiskowych42,43,44. Uszczypnij przednią łapę, aby upewnić się, że szczury są głęboko znieczulone przed rozpoczęciem zbierania danych.
      UWAGA: Głębokie znieczulenie ma ogromne znaczenie dla zminimalizowania zmienności związanej ze spontanicznymi, dobrowolnymi i/lub mimowolnymi ruchami szczurów43.
    3. Wystaw MN po obu stronach pod mikroskopem chirurgicznym zgodnie z opisem w krokach 1.8–1.13. Użyj ostrza skalpela numer 15, aby przedłużyć nacięcia ramienne na przedramionach za pomocą brzusznego nacięcia linii środkowej.
    4. Odsłoń powierzchowny aspekt mięśni zginacza palca podpustki, tępo oddzielając leżącą nad nim powięź przedramienną za pomocą nożyczek do tęczówki. Włóż igłę uziemiającą w mięsień czworogłowy uda lewej kończyny tylnej, aby podłączyć wtyczkę uziemiającą sygnału.
    5. Zacznij od prawej przedniej łapy i umieść elektrody rejestrujące w brzuchu mięśnia zginacza palca podpustki, a elektrodę stymulacyjną proksymalnie do miejsca zmiany w MN. Zwilż te elektrody solą fizjologiczną.
    6. Upewnij się, że oprogramowanie jest ustawione w następujący sposób: port wejściowy kanału 1 (CH1) – stymulator na 0–10 V; i port wejściowy kanału 2 (CH2) - EMG do 30–1 000 Hz. Zacznij od wybrania amplitudy stymulacji 10 mV i zapisuj złożone potencjały czynnościowe mięśni Częstotliwość próbkowania 50 kHz przez czas trwania 40 000 ms. Stopniowo zwiększaj amplitudę stymulacji w krokach co 10 mV, aż osiągniesz 2 000 mV. Powtórz to samo dla lewej paw42,43,44.
      UWAGA: Sygnał jest wzmacniany do 1,000x i filtrowany za pomocą pasma 30–1,000 Hz. Wyjście stymulacji jest ustawione na pojedynczy impuls o czasie trwania 1 ms42,43,44.
    7. Otwórz nagrany plik w oprogramowaniu aparatury rejestrującej.
      UWAGA: Domyślnie na ekranie pojawią się okna holownicze na górze w kolorze czerwonym, stymulator pulsuje, a poniżej na niebiesko rejestrator ENMG. Przesunięcie poziomego paska przewijania pod skalą czasu umożliwia wizualizację pełnego rekordu. Dwa główne narzędzia, Lupka i I-Belka, znajdują się w prawym dolnym rogu panelu. Za pomocą narzędzia Zoom można zoptymalizować wizualizację CMAP i eksplorować grafikę. Aby zagwarantować dobre dopasowanie do ekranu wizualizacji, może być konieczne dostosowanie wyświetlacza po powiększeniu. Aby to zrobić, wybierz Wyświetlacz |Automatyczne skalowanie przebiegów. Narzędzie I-beam pozwala na wybór określonych obszarów wykresów i wykonanie żądanych pomiarów. Na górze wykresów znajdują się trzy małe okna, w których wyświetlane są pomiary. P-P pokazuje średnią wartość amplitudy wybranego obszaru w woltach (zarówno w zapisie stymulatora, jak i w ENMG), podczas gdy Delta-T pokazuje przedział czasowy tego wyboru.
    8. Zmierz parametry ze złożonego potencjału czynnościowego mięśni (CMPA, opisanych w Tabeli 1) za pomocą homonimicznych narzędzi pomiarowych z wtyczki oprogramowania w "Toolbox for unsupervised classification of MUAPs and action potentials in EMG"45.
    9. Dla każdego szczura określ minimalną wartość napięcia stymulacji, po przekroczeniu której amplituda CMP nie wzrasta dalej. Zacznij od bodźca 0,05 mV i podawaj kolejne bodźce rosnące w napięciach przyrostowych 0,05 mV.
    10. Zastosuj bodziec o 20% wyższy od tego napięcia, aby uzyskać supramaksymalną wartość stymulacji.
    11. Po określeniu tej ostatniej wartości i zastosowaniu odpowiedniego bodźca, zapisz kolejne parametry CMAPs.
  3. Ocena wytrzymałości na zginanie
    1. Użyj tych samych elektrod stymulujących i stymulujących, aby stymulować elektrycznie MN, jak w kroku 4.2. Ustaw kanał wejściowy CH1 jako stymulator (0–10 V), a ustawienia wyjściowe dla czasu trwania bodźców 30 s z impulsami o czasie trwania 1 ms i częstotliwości 1 Hz. Połącz dynamometr o rozdzielczości d = 0,001 N z komputerem.
      UWAGA: Wizualizację danych w czasie rzeczywistym można uzyskać, budując wykres siły na czas (N/s) za pomocą oprogramowania wcześniej zainstalowanego na komputerze i połączonego z dynamometrem46.
    2. Umieść szczura zgodnie z opisem w kroku 4.1.4. Umieść jedwabną pętlę szwową 5/0 przez drugą przestrzeń międzykostną obu przednich łap. Przymocuj pętlę do szwów do haka dynamometru, a przednia łapa wyrównaj z dynamometrem, nie obciążając nadmiernie linii szwów.
    3. Przymocuj przeciwległą łapę taśmą, aby uniknąć fałszywych zakłóceń ruchu w odczytach dynamometru.
    4. Ustaw dynamometr na zero, klikając przycisk ZERO.
    5. Dostosuj stymulator do supramaksymalnej stymulacji amplitudy 1,5 V, regulując węzeł napięcia.
    6. Na komputerze otwórz oprogramowanie AFH-01. Otwórz separator "Urządzenie" i wybierz urządzenie FH5. Utwórz nowy plik ("Pomiary1" to nazwa podana domyślnie) i zmień nazwę pliku.
    7. Umieść elektrodę na proksymalnej części MN, kliknij play na dole programu, rejestruj ciągnięcie na dynamometrze przez 30 s.
    8. Zaimportuj uzyskane wartości do oprogramowania do analizy danych. Oblicz maksymalne i średnie wartości siły oraz pole pod krzywą (AUC) dla wykresu siły x czasu dla każdej oceny.
    9. Powtórz dla lewej przedniej łapy.
  4. Masa mięśniowa
    1. Poddaj szczury eutanazji w znieczuleniu ogólnym przez wykrwawienie47,48.
    2. Zbierz mięsień zginacza nadgarstka promieniowego z obu przedramion, preparując mięsień od jego początku aż do przyczepu dystalnego ścięgna, używając ostrza skalpela numer 15.
    3. Zważ mięśnie za pomocą precyzyjnej wagi9,49.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Łącznie 34 szczury zostały losowo podzielone na następujące grupy: Pozorne (n = 17), Wycięcie (n = 17) i Przeszczep Nerwu (n = 10) do operacji. Wszystkie szczury przetrwały operację i okres pooperacyjny bez powikłań. Tydzień po zabiegu i przez kolejne 100 dni wszystkie zwierzęta poddawane były opisanym powyżej testom funkcjonalnym raz w tygodniu. Reprezentatywne wyniki każdego z tych testów opisano poniżej.

Test pojmowania

Odsetek szczurów z pozytywną odpowiedzią w teście chwytania był najwyższy dla grupy Sham. Wartość ta stopniowo wzrastała z czasem u szczurów z grup Crush i Nerve Graft (Ryc. 3).

Test punktowy szpilki

Szczury z grupy Sham uzyskały najlepsze wyniki w skumulowanym teście nakłucia szpilką w porównaniu do szczurów z grupy Nerve Graft. Oba miały lepsze wyniki niż szczury w grupie Excision (Ryc. 4).

Test biegowy po drabinie

Prędkość szczurów w teście biegu po drabinie była wyższa w grupie Sham niż u szczurów poddanych zmianie MN. Wśród tych ostatnich czas potrzebny na uruchomienie drabiny miał tendencję do skracania się z czasem, równolegle z odzyskiwaniem MN (Rysunek 5)".

Test linowy

Podobnie jak w teście biegania po drabinie, czas potrzebny szczurom na wspinanie się po linie był krótszy w grupie Sham w porównaniu do grup, w których MN został ranny. Szybkość szczurów w tym teście wzrosła, gdy pozwolono MN odzyskać siły (Ryc. 6).

Analiza ścieżki spacerowej

Analiza śladów pieszych wykazywała tendencję do wykazywania zmian w morfologii odcisków łap (Rysunek 7). Zmiany te były często bardziej wyraźne w przypadku urazów miażdżących niż w uszkodzeniach nerwów segmentowych50.

Termografia w podczerwieni

Termografia była przydatna podczas badania różnic temperatur między przednimi łapami w pierwszych 30 dniach po operacji. Różnice temperatur były bardziej zauważalne u szczurów z ciężej uszkodzonym MN, np. u tych z grupy Excision (Ryc. 8 i Ryc. 9).

Elektroneuromiografia

Tabela 1 podsumowuje biologiczne znaczenie pomiarów elektroneuromiografii, dostarczając reprezentatywnych wyników dla różnych grup eksperymentalnych. W przypadku elektroneuromiografii zaobserwowano różne wzorce. Normalny CMAP był typowy dla szczura z grupy Sham, podczas gdy polifazowy CMAP był związany ze zmiennym stopniem uszkodzenia MN, jak w grupach Crush i Nerve Graft (Ryc. 10). W grupie Excision nie zaobserwowano CMAP.

Siła zginania nadgarstka

Biorąc pod uwagę, że zgięcie nadgarstka jest głównie zależne od MN, ten test został użyty do oceny regeneracji motorycznej na terytorium tego nerwu. Siła zgięcia nadgarstka była najbliższa normie, gdy powrót do zdrowia był maksymalny (Rysunek 11).

Waga i morfologia mięśni

Waga i morfologia mięśnia promieniowego zginacza nadgarstka były zależne od regeneracji MN, ponieważ mięsień ten jest unerwiony wyłącznie przez MN9,10. W związku z tym w grupie Sham zaobserwowano normalną masę ciała i morfologię. Utratę masy ciała i trofizm mięśniowy zaobserwowano w grupach Crush, Nerve Graft i Excision (Ryc. 12).

figure-results-1
Rycina 1: Schematyczne przedstawienie anatomii nerwu pośrodkowego szczura.
(1) Pochodzenie i zakończenie nerwu pośrodkowego w mózgu szczura (zielony obszar = główny obszar motoryczny; niebieski obszar = pierwotny obszar czuciowy). (2) Przekrój poprzeczny rdzenia kręgowego na poziomie segmentu C7; (3) Nerw pachowy; (4) Nerw mięśniowo-skórny; (5) Nerw promieniowy; (6) Nerw pośrodkowy; (7) Nerw łokciowy; (8) Przyśrodkowa gałąź skórna ramienia; (9) Przyśrodkowa gałąź skórna przedramienia; (10) Tętnica pachowa; (11) Tętnica ramienna; (12) Tętnica środkowa; (13) Tętnica promieniowa powierzchowna; (14) Tętnica łokciowa; (15) Gałąź ruchowa nerwu pośrodkowego do mięśnia pronatorowego; (16) Gałąź ruchowa nerwu pośrodkowego do mięśnia zginacza nadgarstka promieniowego; (17) Gałąź ruchowa nerwu pośrodkowego do mięśnia zginacza palca powierzchownego; (18) Gałąź ruchowa nerwu pośrodkowego do mięśnia zginacza palca głębokiego; (19) Gałąź czuciowa nerwu pośrodkowego do okolicy kłębiastego; (20) Tętnica dłoniowa wspólna pierwszej przestrzeni międzykostnej; (21) Tętnica palcowa promieniowa dłoniowa pierwszej cyfry; (22) Gałąź ruchowa nerwu pośrodkowego do mięśni piersiowych; (23) Łuk tętniczy dłoniowej; (24) Nerw palcowy promieniowy dłoniowy pierwszego palca; (25) Nerw palcowy łokciowy dłoniowy pierwszego palca; (26) Tętnica dłoniowa wspólna trzeciej przestrzeni międzykostnej; (27) Gałęzie motoryczne końcowych podziałów nerwu pośrodkowego do pierwszych trzech mięśni lędźwiowych; (28) Nerwy palcowe dłoniowe drugiej, trzeciej i czwartej cyfry; (29) Tętnice palcowe dłoniowe do czwartej i piątej cyfry; (30) Nerwy palcowe promieniowe dłoniowe drugiej, trzeciej i czwartej cyfry; (31) Tętnica palcowa promieniowa dłoniowa piątej cyfry; (32) Obszar skóry nerwu pośrodkowego w przedniej łapie (obszar zacieniony na niebiesko). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-2
Rycina 2: Fotografia prawej kończyny przedniej szczura przedstawiająca chirurgiczną anatomię nerwu pośrodkowego w okolicy ramienia i pachy.
Cr, czaszkowy; Me, medial Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-3
Rycina 3: Odsetek szczurów z dodatnim wynikiem testu chwytania w różnych grupach eksperymentalnych w okresie 100 dni po operacji. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-4
Rycina 4: Ocena nocycepcji przy użyciu skumulowanych wyników testu punktowego na operowanej łapie przedniej znormalizowanej do łapy przeciwległej w różnych grupach eksperymentalnych.
Pionowe słupki reprezentują 95% przedziałów ufności. Poziome linie w górnej części rysunku wskazują na statystycznie istotne różnice między grupami eksperymentalnymi, ***p<0,001. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-5
Rysunek 5: Średnia prędkość w teście biegu po drabinie w różnych grupach eksperymentalnych.
Pionowe słupki reprezentują 95% przedziałów ufności. Gwiazdki w górnej części rysunku wskazują na statystycznie istotne różnice między grupami, *p<0,001. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-6
Rysunek 6: Średnia prędkość wznoszenia w próbie linowej w grupach Sham i Excision.
Pionowe słupki reprezentują 95% przedziałów ufności. Gwiazdki w górnej części ryciny pokazują statystycznie istotne różnice między grupami, *p<0,05; **p<0,01. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-7
Rysunek 7: Parametry ścieżki spacerowej w różnych grupach eksperymentalnych.
Wartości na operowanej kończynie są wyrażone w procentach średnich znormalizowanych do kończyny przeciwległej. (A) Współczynnik postawy; (B) Długość druku; C) współczynnik rozpiętości palców; (D) Pośredni współczynnik rozpiętości palców; (E) długość kroku; (F) Baza wsparcia. Pionowe słupki reprezentują 95% przedziałów ufności. Poziome linie w górnej części rysunku wskazują na statystycznie istotne różnice między grupami eksperymentalnymi. D30, D60, D90 = 30, 60 i 90 dni po zabiegu, *p<0,05; **p<0,01; p<0,001. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-8
Rysunek 8: Średnia różnica temperatur zarejestrowana za pomocą termografii w podczerwieni.
Wykresy pudełkowe reprezentują różnicę temperatur między obszarem dłoniowym nerwu pośrodkowego po stronie operowanej (po prawej stronie) a po stronie przeciwległej (po lewej) w grupach Shama (n = 17) i Wycinanie (n = 17), *p<0,05; **p<0,01. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-9
Rycina 9: Typowy wzór termografii w podczerwieni zwierzęcia z grupy wyciętej w ciągu pierwszych 45 dni po operacji. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-10
Rycina 10: Typowe wzorce złożonych potencjałów czynnościowych mięśni (CMAP) od zwierzęcia z grup pozorowanych i nerwowych 90 dni po operacji. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-11
Rycina 11: Ocena siły zgięcia nadgarstka na obu przednich łapach 90 dni po operacji w różnych grupach eksperymentalnych.
Siłę zgięcia nadgarstka oceniano za pomocą obszaru pod krzywą (AUC) w okresie 30 s i przy użyciu stymulacji supratanowej. Pionowe linie oznaczają 95% przedziały ufności. Poziome linie w górnej części rysunku podkreślają statystycznie istotne różnice między grupami, **p<0,01. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-12
Rycina 12: Masa mięśnia zginacza nadgarstka promieniowego i wygląd makroskopowy 100 dni po operacji.
(A) Wykresy pudełkowe przedstawiające znormalizowaną masę mięśnia zginacza nadgarstka promieniowego w różnych grupach doświadczalnych, **p<0,01; p<0,001. (B) Fotografie mięśni po prawej i lewej stronie w grupach doświadczalnych Sham i Excision. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

parametrIstotność parametruFikcyjna grupaGrupa wycięciaGrupa NG
Próg stymulacji neurologicznej (%)Ocena regeneracji nerwów, ponieważ istnieje minimalna liczba włókien nerwowych wymaganych do wytworzenia CMAP lub widocznego skurczu mięśni12281,63 ± 271,655359.98 ± 3466.522108.12 ± 2115.13
Próg stymulacji motorycznej (%)Ocena regeneracji nerwów, ponieważ istnieje minimalna liczba włókien nerwowych wymaganych do wytworzenia CMAP lub widocznego skurczu mięśni12462,52 ± 118,911694,10 ± 503,241249,50 ± 503,24
Opóźnienie (%)Ocena prędkości przewodnictwa nerwowego w najszybszych włóknach nerwowych, czyli największych włóknach mielinizowanych44113.55 ± 25.04N/a132,80 ± 69,95
Szybkość transdukcji nerwowo-mięśniowej (%)Ocena prędkości przewodnictwa nerwowego w najszybszych włóknach nerwowych, czyli największych włóknach mielinizowanych4492,01 ± 20,88N/aod 91.30 ± 26.51
Amplituda CMP (%)Ocena liczby zreinerwiowanych jednostek motorycznych34110,63 ±45,66N/aod 41,60 ± do 24,84
Czas trwania CMAP (%)Ocena synchronizacji unerwienia mięśni, która jest zależna od stopnia reinerwacji mięśni i mielinizacji unerwionych włókien ruchowych44,45101,12 ± 23,92N/a151,06 ± 54,52
NG, przeszczep nerwu
CMAPs, złożony potencjał czynnościowy mięśni.
Nie dotyczy, nie dotyczy
Wszystkie parametry są wyrażone w procentach średnich wartości przeciwstawnych.
Zmienne liczbowe są wyrażane jako średnia ± odchylenie standardowe.

Tabela 1: Ocena elektroneuromiograficzna na koniec eksperymentu.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W pracy przedstawiono protokół tworzenia różnych typów zmian MN i ich naprawy u szczura. Dodatkowo ilustruje, jak ocenić funkcjonalne odzyskanie tego nerwu za pomocą kilku nieinwazyjnych testów behawioralnych i pomiarów fizjologicznych.

Warto zauważyć, że kilka testów funkcjonalnych opisanych w tym artykule, a mianowicie test biegania po drabinie i test linowy, jest w znacznym stopniu zależnych od gotowości szczura do wykonania zadania w oczekiwaniu na uzyskanie nagrody w postaci pożywienia 51,52,53. Należy zauważyć, że niektóre szczepy szczurów są bardziej podatne na trening i powtarzalne wyniki w tego typu testach 51,52,53. Na przykład szczury Lewisa osiągają słabe wyniki w tych testach zarówno w fazie treningu, jak i następnie 51,52,53.

Pomieszczenia dla szczurów powinny zapewniać dużą swobodę ruchów w zgodzie z ich naturalnym zachowaniem eksploracyjnym, a także umożliwiać zwierzętom doświadczalnym zapoznanie się z niektórymi elementami obecnymi w testach funkcjonalnych19. W związku z tym pokazane są różne formy obudów pozwalające na większą swobodę ruchów. Duże klatki są personalizowane za pomocą elementów urozmaicających, które są później wykorzystywane w testach funkcjonalnych (np. liny i drabinki).

Prawdopodobnie te wzbogacające elementy, podobnie jak klatki z wbudowanymi kołami jezdnymi i indywidualne sfery treningowe, stanowią formę fizjoterapii pooperacyjnej podobną do tej, którą oferuje się pacjentom operowanym obwodowy układ nerwowy10.

Co istotne, chociaż niektórzy autorzy zalecają wypreparowanie tkanek podskórnych i powięzi mięśniowych tępo lub poprzez czyste cięcie skalpelem numer 15, zaleca się stosowanie termokoagulacji podczas preparowania tych struktur w celu zminimalizowania ryzyka powstania krwiaka pooperacyjnego.

Należy zauważyć, że opracowano liczne testy w celu przetestowania różnych aspektów naprawy nerwów obwodowych u szczurów, a mianowicie regeneracji aksonów, ponownego unerwienia celu i odzyskiwania funkcjonalnego, z których niektóre wykraczają poza zakres tego badania 29,54,55,56. Na przykład analiza kinematyczna 29,36,55 i ocena histomorfometryczna 29,36,57 są szeroko stosowane przez wielu autorów. Ponadto kilka z tych testów obejmuje wariacje w celu maksymalizacji wydajności i/lub odtwarzalności54. Na przykład algorytmiczność mechaniczna (tj. ocena reakcji na mechaniczne bodźce bolesne) może być oceniana jakościowo przy użyciu danego włókna von Freya, jak opisano w niniejszej pracy, lub półilościowo przy użyciu kolejno silniejszych włókien von Freya, a nawet ilościowo przy użyciu urządzeń elektronicznych, które wywierają rosnące naciski, aż do zaobserwowania reakcji odstawienia30,54.

Podobnie, chociaż kilku autorów stosuje analizę ścieżki chodzenia do oceny naprawy nerwów kończyn przednich u szczura, inni autorzy twierdzą, że pojedyncze zmiany MN często nie powodują powtarzalnych zmian w odciskach łap 10,58,59. Co więcej, niektórzy stwierdzili, że zmiany te mogą nie być proporcjonalne do regeneracji mięśni10,60. Mając to na uwadze, niektórzy badacze opowiadają się za stosowaniem analizy śladów chodu w przedniej łapie głównie przy ocenie powrotu do zdrowia po zmiażdżeniu zmian neve, a nie po odcinkowej rekonstrukcji nerwu 10,50,61.

Test chwytania jest szeroko stosowany do oceny regeneracji motorycznej mięśni kontrolowanych przez MN16,27. Aby zagwarantować jednolitość i odtwarzalność danych uzyskanych za pomocą tego testu, zaleca się zastosowanie testu chwytania przy użyciu dobrze ugruntowanej metodologii zaproponowanej przez Bertelli i wsp.16. Jednak obecny protokół różni się tym, że nie unieruchamia rutynowo przeciwległej łapy, aby zapobiec nadmiernemu stresowi11,27. Należy również zauważyć, że inni autorzy, po unieruchomieniu nieuszkodzonej łapy, oceniają ilościowo Test Chwytania za pomocą dynamometru lub skali27,56. Jednak na tę ocenę ilościową może mieć wpływ siła, jaką badacz stosuje do ogona szczura26. Ponadto trudno jest odróżnić siłę generowaną przez mięśnie zginaczy palców (unerwione wyłącznie przez MN u szczura i obiekt testu chwytania9) od siły wytwarzanej przez zginacze nadgarstka, do których zalicza się zginacz nadgarstka i łokciowy, który otrzymuje unerwienie z nerwu łokciowego 9,10,27. Aby spróbować obejść te potencjalne uprzedzenia, protokół ten wykorzystuje skalę porządkową podobną do skali Rady Badań Medycznych, powszechnie używanej do oceny siły mięśni u ludzi 10,11,62. Alternatywnie, inni autorzy opisali szczegółową ocenę chwytania za pomocą analizy wideo i systemu punktacji opartego na wideo11,63.

Potencjalną wadą stosowania MN w porównaniu z nerwem kulszowym jest to, że dostępna jest większa ilość informacji dotyczących tego ostatniego nerwu. To z kolei może utrudnić porównanie danych uzyskanych za pomocą MN z danymi z wcześniejszych prac eksperymentalnych 46,48,64. Dodatkowo, mniejszy rozmiar MN w porównaniu z nerwem kulszowym sprawia, że manipulacja chirurgiczna jest trudniejsza 8,12,27,56,65.

W przeciwieństwie do metodologii opisanej w niniejszej pracy, ocena elektroneuromiografii może być wykonywana za pomocą przezskórnych elektrod monopolarnych umieszczonych w okolicy ramienia i kłębiasza51. Pomimo tego, że metoda ta jest mniej inwazyjna, niesie ze sobą ryzyko potencjalnego zamieszania ze względu na możliwość kostymulacji nerwu łokciowego w okolicy ramienia 9,51.

Większość autorów zgadza się, że nie wszystkie testy stosowane na szczurach dają zgodne wyniki, ponieważ naprawa nerwów obwodowych zależy od złożonego zestawu czynników, w tym przeżycia neuronów, wydłużania i przycinania aksonów, synaptogenezy, pomyślnego wychwytywania odnerwionych narządów zmysłów i jednostek motorycznych oraz plastyczności mózgu 7,10,50,66,67.

Na koniec należy zauważyć, że istotnym zastrzeżeniem modeli gryzoni jest to, że nerwy obwodowe szczurów są znacznie bliżej ich narządów końcowych i mają znacznie mniejsze pola przekroju poprzecznego niż homologiczne struktury ludzkie. Jednak ta różnica wielkości gwarantuje szybsze dane eksperymentalne na gryzoniach i należy oczekiwać lepszych ogólnych wyników u szczurów w porównaniu z ludźmi68. Rzeczywiście, kilku autorów ostrzega, że należy zachować ostrożność przy próbie ekstrapolacji danych eksperymentalnych uzyskanych w naprawie nerwów obwodowych przy użyciu gryzoni na ludzi 7,69. Modele naczelnych są uważane za bardziej porównywalne70. Niemniej jednak ich stosowanie wiąże się z irytującymi ograniczeniami etycznymi, logistycznymi i budżetowymi71.

Mimo że nerw kulszowy jest najczęściej używanym nerwem w badaniach nad nerwami obwodowymi, szczur MN ma wiele zalet. Na przykład zmiany MN są związane z mniejszą częstością występowania przykurczów stawów i autookaleczenia dotkniętej chorobą łapy 11,12,16,56. Co istotne, autotomia po przecięciu nerwu kulszowego dotyka 11–70% szczurów. Może to uniemożliwić obecne oceny, takie jak wskaźnik kulszowy14. To z kolei sprawia, że oszacowanie liczby zwierząt potrzebnych do uzyskania danej mocy statystycznej jestkłopotliwe15.

Ponadto, ponieważ MN jest krótszy niż nerw kulszowy, szybciej obserwuje się regenerację nerwów 58,72,73,74,75,76. Ponadto MN nie jest pokryty masami mięśniowymi, co sprawia, że jego rozwarstwienie jest technicznie łatwiejsze niż w przypadku nerwu kulszowego16. Dodatkowo MN ma równoległą ścieżkę do nerwu łokciowego w ramieniu. W związku z tym nerw łokciowy może być łatwo wykorzystany jako przeszczep nerwu do naprawy urazów MN. Wreszcie, u ludzi większość uszkodzeń nerwów obwodowych występuje w kończynie górnej, co dodatkowo przemawia za użyciem tego nerwu u szczura77,78.

Prawdopodobnie gryzonie są zwierzętami doświadczalnymi najczęściej wykorzystywanymi w dziedzinie naprawy nerwów obwodowych48,79. Jak pokazano, szczur MN jest wygodnym modelem uszkodzenia i naprawy nerwów obwodowych. W rzeczywistości dostępnych jest wiele ustandaryzowanych strategii oceny regeneracji motorycznej i sensorycznej, co pozwala na łatwiejsze porównanie wyników 36,46,60,80,81,82. Wiele z tych metod jest nieinwazyjnych, co pozwala na codzienną ocenę.

Ponadto fizjoterapia jest częścią standardu opieki nad pacjentami powracającymi do zdrowia po urazach nerwów obwodowych. Jak wykazano w tym artykule, istnieje wiele strategii mających na celu zapewnienie pooperacyjnego środowiska podobnego do fizjoterapii szczurom poddanym urazom MN 4,5. W związku z tym model ten jest szczególnie odpowiedni do replikacji scenariusza klinicznego, ułatwiając ekstrapolację wyników na gatunek ludzki 12,27,48,56,58,83.

Jak wykazano w tym artykule, dostępnych jest wiele standardowych strategii oceny regeneracji motorycznej i sensorycznej w modelu MN szczura. Większość z nich to zabiegi nieinwazyjne, pozwalające na częstą ocenę. Co więcej, ponieważ większość uszkodzeń nerwów obwodowych u człowieka występuje w kończynie górnej, wspomniane eksperymentalne warunki fizjoterapii mogą bardziej trafnie naśladować powrót do zdrowia w kontekście klinicznym. Prawdopodobnie może to ułatwić ekstrapolację wyników na gatunek ludzki, co dodatkowo potwierdza użycie tego nerwu u szczura.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Diogo Casal otrzymał grant od The Program for Advanced Medical Education, który jest sponsorowany przez Fundação Calouste Gulbenkian, Fundação Champalimaud, Ministério da Saúde e Fundação para a Ciência e Tecnologia, Portugalia. Autorzy są bardzo wdzięczni Panu Filipe Franco za ilustracyjny rysunek w Rysunek 1. Autorzy pragną podziękować za pomoc techniczną Pana Alberto Severino w nakręceniu i montażu filmu. Na koniec autorzy pragną podziękować Pani Sarze Marques za pomoc we wszystkich aspektach logistycznych związanych z pozyskiwaniem i utrzymaniem zwierząt.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
ParacetamolAmazonhttps://www.amazon.com/Childrens-Tylenol-grape-flavor-ages/dp/B0051VVVZG
Zaciski AclandFine Science Tools00398 Vhttp://www.merciansurgical.com/aclandclamps.pdf
Acland Pojedyncze zaciski B-1V (para)Fine Science Tools396http://www.merciansurgical.com
Rękawice chirurgiczne BiogelMedex Supply30465https://www.medexsupply.com
Analiza BSLSystemyhttps://www.biopac.com/
Uchwyty igieł CastroviejoFine Science Tools12565-14http://s-and-t.ne
Aplikator zaciskowyFine Science ToolsCAF-4http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf
Stymulator napięcia ConstanteSystemy BIOPACSTM200https://www.biopac.com/product/constant-voltage-stimulator-unipolar-pulse/
Cutasept płyn do dezynfekcji skóryBode Chemiehttp://www.productcatalogue.bode-chemie.com/products/skin/cutasept_f.php
Dafilon 10-0G1118099http://www.bbraun.com/cps/rde/xchg/bbraun-com/hs.xsl/products.html?prid=PRID00000816
Uchwyty do igieł Derf 12 cm TCFine Science Tools703DE12http://www.merciansurgical.com
Sterylizator na suchoQuirumed2432
http://www.quirumed.com/pt/material-de-esterilizac-o/esterilizadores DynamometrSAUTERFH5https://www.sauter.eu/shop/en/measuring-instruments/force-measurement/FH-S/
Konfiguracja elektroneuromiografiiBIOPAC SystemsMP36https://www.biopac.com/product/biopac-student-lab-basic-systems/
Ethilon 5-0W1618http://www.farlamedical.co.uk/
FLIR SoftwareFLIR
Graeffe kleszcze 0,8 mm zakrzywioneFine Science Tools11052-10http://www.finescience.de
Papier milimetrowyLampa
HL-1Harvard Aparatura727562 https://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku3_10001_11051_39108_-1_HAI_ProductDetail_N_37610_37611_37613
Roztwór sodu heparyny (Heparyna LEO 10000 j.m./ml)Uniwersalna aptekahttp://www.universaldrugstore.com/medications/Heparin+LEO/10000IU%2Fml
kauteryzacji wysokotemperaturowejNarzędzia naukoweAA03http://www.boviemedical.com/products_aaroncauteries_high.asp
Homeotermiczny system z elastyczną sondąAparat Harvard507220Fhttps://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku3_10001_11051_39108_-1_HAI_ProductDetail_N_37610_37611_37613
Kamera termowizyjnaFLIRE6http://www.flir.eu/instruments/e6-wifi/
Instrapac - Kleszcze zębate Adson ( Extra Fine)Fine Science Tools7973http://www.millermedicalsupplies.com
Nożyczki do tęczówki 11,5 cm Krzywe EASY-CUTNarzędzia do naukiprecyzyjnej EA7613-11http://www.merciansurgical.com
Roztwór chlorowodorku ketaminy/chlorowodorku ksylazynySigma- AldrichK113https://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/k113?lang=pt®ion=PT
Lacri-lublure Eye Maść 5gEkspresowe LAC101F chemikówhttp://www.expresschemist.co.uk/lacri-lube-eye-ointment-5g.html
Nożyczki majonezowe 14 cm Proste fazowane ostrza EASY-CUTNarzędzia naukoweEA7652-14http://www.merciansurgical.com
MeloxicamRecropharmaMobichttps://www.recropharma.com/product-pipeline/meloxicam
roztwór błękitu metylenowegoSigma- Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/catalog/product
Kleszcze do mikro jubilerów 11 cm proste 00108Narzędzia do naukiJF-5http://www.merciansurgical.com
Kleszcze do mikro jubilerów 11 cm kątowe 00109Narzędzia do nauki o biżuteriiJFA-5bhttp://www.merciansurgical.com
Mikro zwijaczNarzędzia do nauki o nauceRS-6540http://www.finescience.de
Mikronożyczki Okrągłe uchwyty 15 cm ProsteNarzędzia do nauki67http://www.merciansurgical.com
Rozszerzacze mikronaczyń 11 cm Końcówki 0,3 mm 00124Narzędzia do nauki o naczyniuD-5a.2http://www.merciansurgical.com
Monosyn 5-015423BRhttp://www.mcfarlanemedical.com.au/15423BR/SUTURE-MONOSYN-5_or_0-16MM-70CM-(C0023423)-BOX_or_36/pd.php
Normalny sól fizjologiczna do nawadnianiaHospira, Inc.0409-6138-22
http://www.hospira.com/en/search?q=sodium+chloride+irrigation%2C+usp&fq=contentType%3AProducts Mikroskop operacyjnyLeica Surgical Microsystemshttp://www.leica-microsystems.com/products/surgical-microscopes/
Skin Skribe Chirurgiczny marker skóryMoore Medical31456https://www.mooremedical.com/index.cfm?/Skin-Skribe-Surgical-Skin-Marker/&PG=CTL&CS=HOM&FN=ProductDetail&PID=1740&spx=1
PrzekąskiVersele-LagaComplete Crock-Berryhttp://www.versele-laga.com/en/complete/products/complete-crock-berry
Prosty kleszczyk do komarówFine Science Tools91308-12http://www.finescience.de
Serwety chirurgiczneBarrier800430http://www.molnlycke.com/surgical-drapes/
Veet Krem do depilacji skóry wrażliwej Aloe Vera i witamina E 100 mlVeethttp://www.veet.co.uk/products/creams/creams/veet-hair-removal-cream-sensitive-skin/
BIOPAC grzewcza Ambar o biżuterii

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Lad, S. P., Nathan, J. K., Schubert, R. D., Boakye, M. Trends in median, ulnar, radial, and brachioplexus nerve injuries in the United States. Neurosurgery. 66 (5), 953-960 (2010).
  2. Murovic, J. A. Upper-extremity peripheral nerve injuries: a Louisiana State University Health Sciences Center literature review with comparison of the operative outcomes of 1837 Louisiana State University Health Sciences Center median, radial, and ulnar nerve lesions. Neurosurgery. 65 (4), Suppl 11-17 (2009).
  3. Dy, C. J., Isaacs, J. American Society for Surgery of the Hand surgical anatomy: nerve reconstruction Vol. 1. Dy, C. J., Isaacs, J. , American Society for Surgery of the Hand. (2017).
  4. Trehan, S. K., Model, Z., Lee, S. K. Nerve Repair and Nerve Grafting. Hand Clinics. 32 (2), 119-125 (2016).
  5. Boyd, K. U., Fox, I. K. Nerve surgery Vol. 1. Mackinnon, S. E. , Thieme. Ch. 4 75-100 (2015).
  6. Geuna, S., et al. Update on nerve repair by biological tubulization. Journal of Brachial Plexius Peripheral Nerve Injury. 9 (1), 3(2014).
  7. Sulaiman, W., Gordon, T. Neurobiology of peripheral nerve injury, regeneration, and functional recovery: from bench top research to bedside application. Ochsner Journal. 13 (1), 100-108 (2013).
  8. Angelica-Almeida, M., et al. Brachial plexus morphology and vascular supply in the wistar rat. Acta Medica Portuguesa. 26 (3), 243-250 (2013).
  9. Bertelli, J. A., Taleb, M., Saadi, A., Mira, J. C., Pecot-Dechavassine, M. The rat brachial plexus and its terminal branches: an experimental model for the study of peripheral nerve regeneration. Microsurgery. 16 (2), 77-85 (1995).
  10. Casal, D., et al. Reconstruction of a 10-mm-long median nerve gap in an ischemic environment using autologous conduits with different patterns of blood supply: A comparative study in the rat. PLoS One. 13 (4), 0195692(2018).
  11. Stößel, M., Rehra, L., Haastert-Talini, K. Reflex-based grasping, skilled forelimb reaching, and electrodiagnostic evaluation for comprehensive analysis of functional recovery-The 7-mm rat median nerve gap repair model revisited. Brain and Behavior. 7 (10), 00813(2017).
  12. Manoli, T., et al. Correlation analysis of histomorphometry and motor neurography in the median nerve rat model. Eplasty. 14, 17(2014).
  13. Ronchi, G., et al. The Median Nerve Injury Model in Pre-clinical Research - A Critical Review on Benefits and Limitations. Frontiers in Cellular Neuroscience. 13, 288(2019).
  14. Weber, R. A., Proctor, W. H., Warner, M. R., Verheyden, C. N. Autotomy and the sciatic functional index. Microsurgery. 14 (5), 323-327 (1993).
  15. Charan, J., Kantharia, N. D. How to calculate sample size in animal studies. Journal of Pharmacology & Pharmacotherapeutics. 4 (4), 303-306 (2013).
  16. Bertelli, J. A., Mira, J. C. The grasping test: a simple behavioral method for objective quantitative assessment of peripheral nerve regeneration in the rat. Journal of Neuroscience Methods. 58 (1-2), 151-155 (1995).
  17. Casal, D., et al. A Model of Free Tissue Transfer: The Rat Epigastric Free Flap. Journal of Visualized Experiments. (119), e55281(2017).
  18. Bertens, A. P. M. G., et al. Anaesthesia, analgesia and euthanasia. Principles of Laboratory Animal Science. Van Zuthphen, L. F., Baumas, V., Beymen, A. C., et al. , Elsevier. 277-311 (2001).
  19. Pritchett-Corning, K. R., Luo, Y., Mulder, G. B., White, W. J. Principles of rodent surgery for the new surgeon. Journal of Visualized Experiments. (47), e2586(2011).
  20. Lee-Parritz, D. Analgesia for rodent experimental surgery. Israel Journal of Veterinary Medicine. 62 (3), 74(2007).
  21. Roughan, J. V., Flecknell, P. A. Evaluation of a short duration behaviour-based post-operative pain scoring system in rats. European Journal of Pain. 7 (5), 397-406 (2003).
  22. Bauder, A. R., Ferguson, T. A. Reproducible mouse sciatic nerve crush and subsequent assessment of regeneration by whole mount muscle analysis. Journal of Visualized Experiments. (60), e3606(2012).
  23. Ronchi, G., et al. Functional and morphological assessment of a standardized crush injury of the rat median nerve. Journal of Neuroscience Methods. 179 (1), 51-57 (2009).
  24. Matsumine, H., et al. Vascularized versus nonvascularized island median nerve grafts in the facial nerve regeneration and functional recovery of rats for facial nerve reconstruction study. Journal of Reconstructive Microsurgery. 30 (2), 127-136 (2014).
  25. Mickley, A. G., Hoxha, Z., Biada, J. M., Kenmuir, C. L., Bacik, S. E. Acetaminophen Self-administered in the Drinking Water Increases the Pain Threshold of Rats (Rattus norvegicus). Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 45 (5), 48-54 (2006).
  26. Mandillo, S., et al. Reliability, robustness, and reproducibility in mouse behavioral phenotyping: a cross-laboratory study. Physiological Genomics. 34 (3), 243-255 (2008).
  27. Papalia, I., Tos, P., Stagno d'Alcontres, F., Battiston, B., Geuna, S. On the use of the grasping test in the rat median nerve model: a re-appraisal of its efficacy for quantitative assessment of motor function recovery. Journal of Neuroscience Methods. 127 (1), 43-47 (2003).
  28. Costa, L. M., Simoes, M. J., Mauricio, A. C., Varejao, A. S. Chapter 7: Methods and protocols in peripheral nerve regeneration experimental research: part IV-kinematic gait analysis to quantify peripheral nerve regeneration in the rat. International Reviews in Neurobiology. 87, 127-139 (2009).
  29. Geuna, S., Varejao, A. S. Evaluation methods in the assessment of peripheral nerve regeneration. Journal of Neurosurgery. 109 (2), author reply 362 360-362 (2008).
  30. Howard, R. F., Hatch, D. J., Cole, T. J., Fitzgerald, M. Inflammatory pain and hypersensitivity are selectively reversed by epidural bupivacaine and are developmentally regulated. Anesthesiology. 95 (2), 421-427 (2001).
  31. Metz, G. A., Whishaw, I. Q. Cortical and subcortical lesions impair skilled walking in the ladder rung walking test: a new task to evaluate fore- and hindlimb stepping, placing, and co-ordination. Journal of Neuroscience Methods. 115 (2), 169-179 (2002).
  32. Thallmair, M., et al. Neurite growth inhibitors restrict plasticity and functional recovery following corticospinal tract lesions. Nature Neuroscience. 1 (2), 124-131 (1998).
  33. Brown, C. J., et al. Self-evaluation of walking-track measurement using a Sciatic Function Index. Microsurgery. 10 (3), 226-235 (1989).
  34. Hruska, R. E., Kennedy, S., Silbergeld, E. K. Quantitative aspects of normal locomotion in rats. Life Science. 25 (2), 171-179 (1979).
  35. Ferreira, T., Rasband, W. ImageJ user guide. ImageJ/Fiji. 1, 155-161 (2012).
  36. Dijkstra, J. R., Meek, M. F., Robinson, P. H., Gramsbergen, A. Methods to evaluate functional nerve recovery in adult rats: walking track analysis, video analysis and the withdrawal reflex. Journal of Neuroscience Methods. 96 (2), 89-96 (2000).
  37. Ludwig, N., Formenti, D., Gargano, M., Alberti, G. Skin temperature evaluation by infrared thermography: Comparison of image analysis methods. Infrared Physics & Technology. 62, 1-6 (2014).
  38. Bennett, G. J., Ochoa, J. L. Thermographic observations on rats with experimental neuropathic pain. Pain. 45 (1), 61-67 (1991).
  39. Wakisaka, S., Kajander, K. C., Bennett, G. J. Abnormal skin temperature and abnormal sympathetic vasomotor innervation in an experimental painful peripheral neuropathy. Pain. 46 (3), 299-313 (1991).
  40. Muntean, M. V., et al. Using dynamic infrared thermography to optimize color Doppler ultrasound mapping of cutaneous perforators. Medical Ultrasonography. 17 (4), 503-508 (2015).
  41. Shterenshis, M. Challenges to Global Implementation of Infrared Thermography Technology: Current Perspective. Central Asian Journal of Global Health. 6 (1), 289(2017).
  42. Wilbourn, A. J. Nerve surgery Vol. 1. Mackinnon, S. E. , Thieme. 59-74 (2015).
  43. Wu, Y., Martínez, M. ÁM., Balaguer, P. O. Electrodiagnosis in New Frontiers of Clinical Research. Turker, H. , InTech. Ch. 01 (2013).
  44. Werdin, F., et al. An improved electrophysiological method to study peripheral nerve regeneration in rats. Journal of Neuroscience Methods. 182 (1), 71-77 (2009).
  45. Sedghamiz, H., Santonocito, D. Unsupervised Detection and Classification of Motor Unit Action Potentials in Intramuscular Electromyography Signals. 2015 E-health and Bioengineering Conference IEEE. , 1-6 (2015).
  46. Hadlock, T. A., Koka, R., Vacanti, J. P., Cheney, M. L. A comparison of assessments of functional recovery in the rat. Journal of the Peripheral Nervous System. 4 (3-4), 258-264 (1999).
  47. Carstens, E., Moberg, G. P. Recognizing pain and distress in laboratory animals. Ilar Journal. 41 (2), 62-71 (2000).
  48. Tos, P., et al. Chapter 4: Methods and protocols in peripheral nerve regeneration experimental research: part I-experimental models. International Reviews in Neurobiology. 87, 47-79 (2009).
  49. Galtrey, C. M., Fawcett, J. W. Characterization of tests of functional recovery after median and ulnar nerve injury and repair in the rat forelimb. Journal of the Peripheral Nervous System. 12 (1), 11-27 (2007).
  50. Giusti, G., et al. Return of motor function after segmental nerve loss in a rat model: comparison of autogenous nerve graft, collagen conduit, and processed allograft (AxoGen). Journal of Bone and Joint Surgery American. 94 (5), 410-417 (2012).
  51. Stossel, M., Rehra, L., Haastert-Talini, K. Reflex-based grasping, skilled forelimb reaching, and electrodiagnostic evaluation for comprehensive analysis of functional recovery-The 7-mm rat median nerve gap repair model revisited. Brain and Behavior. 7 (10), 00813(2017).
  52. Nikkhah, G., Rosenthal, C., Hedrich, H. J., Samii, M. Differences in acquisition and full performance in skilled forelimb use as measured by the 'staircase test' in five rat strains. Behavioral Brain Research. 92 (1), 85-95 (1998).
  53. Whishaw, I. Q., Gorny, B., Foroud, A., Kleim, J. A. Long-Evans and Sprague-Dawley rats have similar skilled reaching success and limb representations in motor cortex but different movements: some cautionary insights into the selection of rat strains for neurobiological motor research. Behavioral Brain Research. 145 (1-2), 221-232 (2003).
  54. Navarro, X. Functional evaluation of peripheral nerve regeneration and target reinnervation in animal models: a critical overview. European Journal of Neuroscience. 43 (3), 271-286 (2016).
  55. Costa, L. M., Simões, M. J., Maurício, A. C., Varejão, A. S. P. International Review of Neurobiology. 87, Academic Press. 127-139 (2009).
  56. Ronchi, G., et al. Functional and morphological assessment of a standardized crush injury of the rat median nerve. Journal of Neuroscience Methods. 179 (1), 51-57 (2009).
  57. Raimondo, S., et al. Chapter 5: Methods and protocols in peripheral nerve regeneration experimental research: part II-morphological techniques. International Reviews in Neurobiology. 87, 81-103 (2009).
  58. Bontioti, E. K. M., Dahlin, L. B. Regeneration and functional recovery in the upper extermity of rats after various types of nerve injuries. Journal of the Peripheral Nervous System. 8, 159-168 (2003).
  59. Schönfeld, L. M., Dooley, D., Jahanshahi, A., Temel, Y., Hendrix, S. Evaluating rodent motor functions: Which tests to choose. Neuroscience & Biobehavioral Reviews. 83, 298-312 (2017).
  60. Urbancheck, M. S. Rat walking tracks do not reflect maximal muscle force capacity. Journal of Reconstructive Microsurgery. 15 (2), 143-149 (1999).
  61. Cudlip, S. A., Howe, F. A., Griffiths, J. R., Bell, B. A. Magnetic resonance neurography of peripheral nerve following experimental crush injury, and correlation with functional deficit. Journal of Neurosurgery. 96 (4), 755-759 (2002).
  62. Wang, Y., Sunitha, M., Chung, K. C. How to measure outcomes of peripheral nerve surgery. Hand Clinics. 29 (3), 349-361 (2013).
  63. Wang, H., Spinner, R. J., Sorenson, E. J., Windebank, A. J. Measurement of forelimb function by digital video motion analysis in rat nerve transection models. Journal of the Peripheral Nervous System. 13 (1), 92-102 (2008).
  64. Yanase, Y. Experimental and Clinical Reconstructive Microsurgery. Tamai, S., Usui, M., Yoshizu, T. , Springer-Verlag. Ch. 2 44-51 (2004).
  65. Barton, M. J., et al. Morphological and morphometric analysis of the distal branches of the rat brachial plexus. Italian Journal of Anatomy and Embryology. 121 (3), 240-252 (2016).
  66. Vincent, R. Adult and obstetrical brachial plexus injuries. Peripheral Nerve Surgery: Practical applications in the upper extremity. Slutsky, D. J., Hentz, V. R. , Churchill Livingstone. 299-317 (2006).
  67. Dahlin, L. B. Peripheral Nerve Surgery: Practical Applications in the Upper Extremity. Slutsky, D. J., Hentz, V. R. , Elsevier. Ch. 1 1-22 (2006).
  68. Vargel, I., et al. A comparison of various vascularization-perfusion venous nerve grafts with conventional nerve grafts in rats. Journal of Reconstructive Microsurgery. 25 (7), 425-437 (2009).
  69. Grinsell, D., Keating, C. Peripheral nerve reconstruction after injury: a review of clinical and experimental therapies. BioMed Research International. 2014, 698256(2014).
  70. Wang, D., et al. A simple model of radial nerve injury in the rhesus monkey to evaluate peripheral nerve repair. Neural Regeneration Research. 9 (10), 1041-1046 (2014).
  71. Casal, D., et al. Unconventional Perfusion Flaps in the Experimental Setting: A Systematic Review and Meta-Analysis. Plastic Reconstructive Surgery. 143 (5), 1003-1016 (2019).
  72. Bontioti, E. End-to-side nerve repair. A study in the forelimb of the rat. , PhD thesis, Lund (2005).
  73. Bodine-Fowler, S. C., Meyer, R. S., Moskovitz, A., Abrams, R., Botte, M. J. Inaccurate projection of rat soleus motoneurons: a comparison of nerve repair techniques. Muscle Nerve. 20 (1), 29-37 (1997).
  74. Valero-Cabre, A., Navarro, X. H reflex restitution and facilitation after different types of peripheral nerve injury and repair. Brain Research. 919 (2), 302-312 (2001).
  75. Wall, P. D., et al. Autotomy following peripheral nerve lesions: experimental anaesthesia dolorosa. Pain. 7 (2), 103-111 (1979).
  76. Bertelli, J. A., Taleb, M., Saadi, A., Mira, J. C., Pecot-Dechavassine, M. The rat brachial plexus and its terminal branches: an experimental model for the study of peripheral nerve regeneration. Microsurgery. 16, 77-85 (1995).
  77. Wood, M. J., Johnson, P. J., Myckatyn, T. M. Nerve Surgery Vol. 1. Mackinnon, S. E., Yee, A. , Thieme. Ch. 1 1-40 (2015).
  78. Rosberg, H. E. Epidemiology of hand injuries in a middle-sized city in southern Sweden - a retrospective study with an 8-year interval. Scandinavian Journal of Plastic and Reconstructive Surgery and Hand Surgery. 38, 347-355 (2004).
  79. Gordon, T., Borschel, G. H. The use of the rat as a model for studying peripheral nerve regeneration and sprouting after complete and partial nerve injuries. Experimental Neurology. 287, Pt 3 331-347 (2017).
  80. Bertelli, J. A., Ghizoni, M. F. Concepts of nerve regeneration and repair applied to brachial plexus reconstruction. Microsurgery. 26 (4), 230-244 (2006).
  81. Bertelli, J. A., Mira, J. C. Behavioural evaluating methods in the objective clinical assessment of motor function after experimental brachial plexus reconstruction in the rat. Journal of Neuroscience Methods. 46, 203-208 (1993).
  82. Bertelli, J. A., Mira, J. C. The grasping test: a simple behavioral method for objective quantitative assessment of peripherla nerve regeneration in the rat. Journal of Neuroscience Methods. 58 (1-2), 151-155 (1995).
  83. Ronchi, G., et al. Standardized crush injury of the mouse median nerve. Journal of Neuroscience Methods. 188 (1), 71-75 (2010).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Median Nerve RegenerationNerve Lesion ModelsPeripheral Nerve RepairFunctional Recovery TestsPhysiotherapy SimulationGrasping TestPin Prick TestLadder Rung Walking TestRope Climbing TestWalking Track Analysis

Related Articles