Artykuł metodologiczny

Angiografia fluorescencyjna do oceny perfuzji tętniaka i drożności tętnicy rodzicielskiej w modelach tętniaków szczurów i królików

DOI:

10.3791/59782

⸱

24 lipca 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurosurgery, Kantonsspital Aarau, 2Cerebrovascular Research Group, Department for BioMedical Research (DBMR), University of Bern

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiamy protokół do efektywnej oceny perfuzji tętniaka tętniaka i drożności naczyń tętniaka ściany bocznej u szczurów i królików, przy użyciu fluorescencji opartej na fluoresceinie wideoangiografii (FVA). Przy dodatniej wartości predykcyjnej wynoszącej 92,6% jest to prosta, ale bardzo skuteczna i ekonomiczna metoda, która nie wymaga specjalnego sprzętu.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Leczenie tętniaka mózgu skupia się na osiągnięciu całkowitej okluzji, jak również na zachowaniu przepływu krwi w tętnicy macierzystej. Fluoresceina sodowa i zieleń indocyjaninowa są stosowane w celu umożliwienia obserwacji odpowiednio przepływu krwi i stanu perfuzji naczyń. Celem tego badania jest zastosowanie FVA do weryfikacji przepływu krwi w czasie rzeczywistym, stanu perfuzji naczyń i niedrożności tętniaków po indukcji tętniaków ściany bocznej u królików i szczurów, a także walidacja procedury u tych gatunków.

Dwadzieścia tętniaków ściany bocznej powstało u 10 królików poprzez zszycie pozbawionej komórek torebki naczynia tętniczego na tętnicy szyjnej królika-dawcy. Ponadto u 48 szczurów stworzono 48 mikrochirurgicznych tętniaków ściany bocznej. Podczas obserwacji po miesiącu od stworzenia, kompleks tętnica/tętniak macierzysty został wypreparowany, a FVA wykonano przy użyciu dożylnego wstrzyknięcia fluoresceiny (10%, 1 ml) przez cewnikowanie żyły usznej u królików i cewnikowanie żyły udowej u szczurów. Następnie pobrano tętniaki, a drożność oceniono makroskopowo.

Makroskopowo, 14 z 16 tętniaków u królików nie wykazało pozostałości perfuzji tętnicy rodzicielskiej z całkowicie zamkniętymi światłami, jednak 11 (79%) zostało wykrytych przez FVA. Cztery tętniaki zostały wykluczone z powodu problemów technicznych. U szczurów resztkową perfuzję tętniaka obserwowano makroskopowo w 25 z 48 przypadków. Spośród 23 osób, u których nie stwierdzono makroskopowych objawów perfuzji, FVA potwierdziło występowanie 22 tętniaków (96%). Nie stwierdzono żadnych działań niepożądanych związanych ze stosowaniem FVA. Fluoresceina jest łatwa w aplikacji i nie jest potrzebny żaden specjalny sprzęt. Jest to bezpieczna i niezwykle skuteczna metoda oceny integralności tętnicy rodzicielskiej i drożności tętniaka/perfuzji resztkowej tętniaka w warunkach eksperymentalnych z udziałem królików i szczurów. FVA stosująca fluoresceinę jako środek kontrastowy wydaje się być skuteczna w kontrolowaniu drożności tętniaków i leżącego poniżej naczynia, a nawet może być dostosowana do operacji pomostowania.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dowód całkowitego zniszczenia tętniaka i integralności tętnicy rodzicielskiej ma ogromne znaczenie w operacji tętniaka. Istnieje kilka opcji potwierdzenia drożności tętnicy macierzystej i niedrożności tętniaka, takich jak ultrasonografia dopplerowska, konwencjonalna angiografia mózgu (DSA), angiografia tomografii komputerowej (CTA) lub angiografia rezonansu magnetycznego (MRA)1,2. Są to jednak drogie i czasochłonne metody, które często nie są dostępne w warunkach laboratoryjnych. Ponadto mogą mieć istotne skutki uboczne, takie jak narażenie na promieniowanie lub konieczność dodatkowego uspokojenia zwierząt doświadczalnych w celu uniknięcia artefaktu ruchu.

Wraz z rosnącą liczbą pojawiających się nowych urządzeń wewnątrznaczyniowych, istnieje ciągła potrzeba przedklinicznych testów takich urządzeń. Jednak badania te często opierają się na analizie pośmiertnej (np. makropatologia i histologia) i brakuje im informacji na temat dynamicznej perfuzji. Co więcej, dla badacza kluczowe może być uzyskanie natychmiastowych i wiarygodnych informacji podczas eksperymentalnego zabiegu chirurgicznego. Angiografia fluorescencyjna jest opłacalną i łatwą do wykonania techniką wizualizacji1,3,4.

W związku z tym, wideoangiografia z zielenią indocyjaninową (ICG) jest często stosowana w klinicznych procedurach neurochirurgicznych i była szeroko badana5,6. Wideoangiografia fluoresceinowa (FVA) jest techniką alternatywną, której dodatkową zaletą jest tworzenie sygnału fluorescencyjnego, który mieści się w zakresie długości fali ludzkiego wzroku, a zatem może być widziany gołym okiem bez kamery na podczerwień o rozszerzonym spektrum7. Wideoangiografia fluoresceiny jest rzadziej stosowana w klinicznej chirurgii naczyniowo-mózgowej, a doniesienia na temat FVA w warunkach eksperymentalnych są rzadkie1,4.

Celem tego raportu jest pokazanie wykonalności i zakresu zastosowań FVA w przedklinicznych badaniach naczyniowo-mózgowych na szczurach i królikach.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gryzonie były trzymane w ośrodku opieki nad zwierzętami, a eksperymenty zostały sprawdzone i zatwierdzone przez Komitet ds. Dobrostanu Zwierząt na Uniwersytecie w Bernie, Szwajcaria (BE 108/16) i (BE65/16). Wszystkie zwierzęta były utrzymywane na standardowej diecie laboratoryjnej ze swobodnym dostępem do pożywienia i wody. Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały przeprowadzone z dokładnym uwzględnieniem zasady 3R (wymiana, redukcja i udoskonalenie). Uwzględniono 10 samic królików rasy białej nowozelandzkiej i 48 samców szczura rasy Wistar. Wytyczne ARRIVE były ściśle przestrzegane8.

UWAGA: Dwadzieścia tętniaków ściany bocznej powstało u 10 królików poprzez zszycie pozbawionej komórek torebki naczynia tętniczego na tętnicy szyjnej królika dawcy. Ponadto u 48 szczurów stworzono 48 mikrochirurgicznych tętniaków ściany bocznej, jak opisano wcześniej4,9. Zabieg obrazowania i analizy makroskopowej wykonano 4 tygodnie po powstaniu tętniaka.

1. Przygotowanie materiału potrzebnego do wideoangiografii fluoresceinowej

  1. Zmodyfikuj latarkę, przyklejając niebieski filtr pasmowoprzepustowy (patrz Tabela materiałów), który będzie pełnił funkcję filtra wzbudzenia. Latarka powinna wtedy emitować tylko niebieskie światło. Użyj czarnej taśmy, aby uniknąć wycieku niefiltrowanego światła.
  2. Wyposaż kamerę (np. dołączoną do mikroskopu) w zielony filtr pasmowoprzepustowy (patrz Tabela materiałów), który będzie pełnił funkcję filtra emisji światła. Tylko zielone światło powinno być teraz w stanie przejść.

2. Przygotowanie miejsca pracy i materiałów

  1. Zdezynfekuj miejsce pracy roztworem dezynfekującym.
  2. Przykryj stół sterylnymi zasłonami, aby zapobiec zanieczyszczeniu.
  3. Do operacji należy używać sterylnych narzędzi.

3. Przygotowanie zwierząt do zabiegu

  1. Zważ zwierzęta.
  2. Wywołać znieczulenie i dostosować dawkę w zależności od masy.
    1. W przypadku królików rozpocznij zrównoważone znieczulenie. Podczas wstrzyknięcia należy osłaniać oczy jedną ręką, aby zmniejszyć reakcję strachu. Przykryj klatkę prześcieradłem, aby uspokoić zwierzęta.
    2. Przed wstrzyknięciem należy znieczulić szczury w komorze gazowej 4% izofluranem i 96% tlenem.
  3. Monitoruj głębokość znieczulenia. Ściśnij między palcami, aby upewnić się, że zwierzęta śpią.
    1. Ułóż króliki na grzbietach. Nie powinni reagować.
    2. W przypadku szczurów uszczypnij je w ogony i upewnij się, że nie obserwuje się żadnej reakcji.
  4. Nałóż maść na oczy gryzoni, aby zapobiec wysuszeniu. Wyciągnij języki szczurów, aby uniknąć ryzyka połknięcia.
  5. Zacznij od zachowania znieczulenia.
    1. W przypadku królików należy cewnikować (osłonięty cewnik dożylny 22 G z portem do wstrzykiwań, patrz tabela materiałów) żyłę słuchową. Utrzymuj zrównoważone znieczulenie. Użyj trójdrożnego kranu, aby umożliwić wiele jednoczesnych wstrzyknięć.
    2. W przypadku szczurów należy wstrzyknąć dootrzewnowo 50 mg/kg chlorowodorku ketaminy i 0,5 mg/kg chlorowodorku medetomidyny. Monitoruj znieczulenie ze szkodliwym szczyptaniem palca u nogi podczas operacji. W przypadku wystąpienia reakcji należy podać dodatkowe środki znieczulające.
  6. Przyklej zwierzęta do deski w pozycji leżącej na plecach i dokładnie ogol miejsce nacięcia. Zdezynfekuj obszar za pomocą Betaseptic.
    1. W przypadku królików należy zdezynfekować szyję, szczególnie wokół mięśnia mostkowo-obojczykowo-sutkowego.
    2. W przypadku szczurów zdezynfekuj obszar od pęcherza moczowego do poprzecznej okrężnicy.
  7. Podawaj tlen przez maskę przez cały czas trwania operacji i utrzymuj temperaturę ciała za pomocą poduszki grzewczej.

4. Przygotowanie tętnicy

  1. Aby uzyskać najlepsze wyniki, dokładnie wypreparuj wybrane naczynie z otaczającej tkanki9,10.
    1. W przypadku szczurów zidentyfikuj żyłę ogonową (mniej inwazyjną, najlepiej stosowaną u zwierząt, które przeżyły) lub wypreparuj żyłę udową w celu wstrzyknięcia fluoresceiny4,11.
      UWAGA: W przypadku królików do wstrzyknięcia fluoresceiny nie jest konieczne dalsze rozwarstwianie naczyń, ponieważ żyła uszna jest już używana do znieczulenia.
  2. Umieść białą podkładkę pod wybranym naczyniem, aby zwiększyć kontrast z otaczającą tkanką.
  3. Ustaw ostrość kamerę zamontowaną na mikroskopie na wypreparowanej tętnicy.

5. Wideoangiografia fluoresceiny

  1. Przykryć strzykawkę o pojemności 5 ml wypełnioną fluoresceiną sodową (100 mg/ml, patrz tabela materiałów) folią aluminiową w celu ochrony przed światłem. Wyłącz światła (tak bardzo, jak to możliwe) i wstrzyknij dożylnie fluoresceinę sodu. Wstrzykiwać w ciemności, aby zapobiec fotowybielaniu.
    1. W przypadku królików należy wstrzyknąć 0,3 ml/kg fluoresceiny sodu przez trójdrożny kran do cewnikowanej żyły usznej.
    2. W przypadku szczurów należy wstrzyknąć 0,4 ml/kg fluoresceiny sodowej do żyły udowej za pomocą cewnika lub igły 25 G.
  2. Przepłukać igłę lub cewnik 0,5 ml roztworu soli fizjologicznej, aby upewnić się, że cały barwnik został wstrzyknięty.
  3. Oświetl pole operacyjne zmodyfikowaną latarką.
  4. Rozpocznij filmowanie zmodyfikowaną kamerą. Przepływ krwi powinien być widoczny kilka sekund po wstrzyknięciu (Rysunek 1).
    UWAGA: Tutaj użyliśmy liczby klatek na sekundę = 50 klatek/s, ogniskowej = 70 mm i F3.4.

6. Analiza makroskopowa

  1. Wyciąć tętniaki i kompleks tętnicy macierzystej i ocenić drożność makroskopowo, otwierając tętnicę macierzystą za pomocą mikronożyczek i oceń światło tętnicy macierzystej i ujścia tętnicy (patrz Rysunek 1, 2)9. Zmierz rozmiary tętniaków. Kompleks tętniak-rodzic-tętnica może być następnie przechowywany do dalszej analizy (np. histologii).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tętno i ciśnienie krwi były monitorowane podczas operacji. Średnie tętno wynosiło 193/min u królików i 196/min u szczurów. Masa ciała królików wahała się w granicach 3,05-4,18 kg, a szczurów 335-690 g.

Udało nam się przeprowadzić FVA u ośmiu z dziesięciu królików (Rysunek 1). Cztery badania tętniaków u dwóch królików nie zostały zarejestrowane kamerą z powodu problemów technicznych. Nie zgłoszono żadnych trudności technicznych związanych z FVA u szczurów. Jednak FVA nie moż...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

FVA jest obiecującą i nieskomplikowaną metodą badania naczyń krwionośnych u gryzoni i może być wykonywana za pomocą urządzeń komercyjnych i sprzętu z półki. FVA może być wdrożona podczas każdej operacji, w której potrzebna jest śródoperacyjna ocena integralności naczyń, ponieważ naczynia wymagają najpierw odpowiedniego rozwarstwienia.

Autorzy preferowali wstrzyknięcie dożylne od wstrzyknięcia tętniczego ze względu na mniejsze ryzyko niezamierzonych zdarzeń, takich jak infekcja, niedokrwienie i...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszyscy autorzy potwierdzają, że nie ma konfliktu interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie było częściowo wspierane przez grant badawczy z Kantonsspital Aarau w Szwajcarii.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Dla królików
Folia
Golarka
taśma
Niebieski filtrThorlabs MF475-35
Ciepła płyta
Aparat Sony NEX-5R
Cewnik22G Vasofix Safety
Disynfictant
sodowaFluoresceina Faure 10%
Glas płytka
Zielony filtrThorlabs MF539-43
Wkładka
Pompa infuzyjnaPerfusor Secura
Chlorowodorekwszelkie produkty generyczne
Igła25G
Tlen
Roztwór
Sterylne prześcieradła
Narzędziamikro kleszcze, mikro nożyczki, nożyczki chirurgiczne
Mikroskop chirurgicznyOPMI, Carl Zeiss AG, Oberkochen, Niemcy
Strzykawka 2 ml, 5 ml, 50 ml
Taśma
Trójdrożny kran
Latarka lekka
Xylazinwszelkie produkty generyczne
Dla szczurów< / silny>
Folia
Golarka
taśma
Niebieski filtrThorlabs MF475-35
Ciepła płyta
AparatSony NEX-5R
Disinfictant
Fluoresceina sodowaFluoresceina Faure 10%
Zielony filtrThorlabs MF539-43
Wkładka
Izofluran
Chlorowodorekwszelkie produkty generyczne
Chlorowodorekwszelkie produkty
Igła25G
Płytka
tlenowa
Roztwór
Sterylne arkusze
Narzędziamikro kleszcze, mikro nożyczki, nożyczki chirurgiczne
Mikroskop chirurgicznyOPMI, Carl Zeiss AG, Oberkochen, Niemcy
Strzykawka 2 ml, 5 ml
Taśma Latarka
aluminiowadla zwierzątkorpusu Fluoresceina na nietrzymanie moczu ketaminy Ringera chirurgiczne aluminiowadla zwierzątdo ciałana nietrzymanie moczu ketaminy medetomidyny generyczneRingera chirurgiczne

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Kakucs, C., Florian, I. A., Ungureanu, G., Florian, I. S. Fluorescein Angiography in Intracranial Aneurysm Surgery: A Helpful Method to Evaluate the Security of Clipping and Observe Blood Flow. World Neurosurgery. 105, 406-411 (2017).
  2. Ajiboye, N., Chalouhi, N., Starke, R. M., Zanaty, M., Bell, R. Unruptured Cerebral Aneurysms: Evaluation and Management. ScientificWorldJournal. 2015, 954954(2015).
  3. Suzuki, K., et al. Confirmation of blood flow in perforating arteries using fluorescein cerebral angiography during aneurysm surgery. Journal of Neurosurgery. 107 (1), 68-73 (2007).
  4. Gruter, B. E., et al. Fluorescence Video Angiography for Evaluation of Dynamic Perfusion Status in an Aneurysm Preclinical Experimental Setting. Operative Neurosurgery. , Hagerstown. (2019).
  5. Raabe, A., et al. Prospective evaluation of surgical microscope-integrated intraoperative near-infrared indocyanine green videoangiography during aneurysm surgery. Journal of Neurosurgery. 103 (6), 982-989 (2005).
  6. Riva, M., Amin-Hanjani, S., Giussani, C., De Witte, O., Bruneau, M. Indocyanine Green Videoangiography in Aneurysm Surgery: Systematic Review and Meta-Analysis. Neurosurgery. , (2017).
  7. Kuroda, K., et al. Intra-arterial injection fluorescein videoangiography in aneurysm surgery. Neurosurgery. 72, 2 Suppl Operative 141-150 (2013).
  8. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving Bioscience Research Reporting: The ARRIVE Guidelines for Reporting Animal Research. PLOS Biology. 8 (6), 1000412(2010).
  9. Marbacher, S., et al. The Helsinki rat microsurgical sidewall aneurysm model. Journal of Visualized Experiments. (92), e51071(2014).
  10. Marbacher, S., et al. Complex bilobular, bisaccular, and broad-neck microsurgical aneurysm formation in the rabbit bifurcation model for the study of upcoming endovascular techniques. American Journal of Neuroradiology. 32 (4), 772-777 (2011).
  11. Shurey, S., et al. The rat model in microsurgery education: classical exercises and new horizons. Archives of Plastic Surgery. 41 (3), 201-208 (2014).
  12. Foster, S. D., Lyons, M. S., Runyan, C. M., Otten, E. J. A mimic of soft tissue infection: intra-arterial injection drug use producing hand swelling and digital ischemia. World Journal of Emergency Medicine. 6 (3), 233-236 (2015).
  13. Flower, R. W. Injection technique for indocyanine green and sodium fluorescein dye angiography of the eye. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 12 (12), 881-895 (1973).
  14. Yoshioka, H., et al. Advantage of microscope integrated for both indocyanine green and fluorescein videoangiography on aneurysmal surgery: case report. Neurologia medico-chirurgica (Tokyo). 54 (3), 192-195 (2014).
  15. Ichikawa, T., et al. Development of and Clinical Experience with a Simple Device for Performing Intraoperative Fluorescein Fluorescence Cerebral Angiography: Technical Notes. Neurologia medico-chirurgica. 56 (3), 141-149 (2016).
  16. Alander, J. T., et al. A review of indocyanine green fluorescent imaging in surgery. International Journal of Biomedical Imaging. 2012, 940585(2012).
  17. Lane, B., Bohnstedt, B. N., Cohen-Gadol, A. A. A prospective comparative study of microscope-integrated intraoperative fluorescein and indocyanine videoangiography for clip ligation of complex cerebral aneurysms. Journal of Neurosurgery. 122 (3), 618-626 (2015).
  18. Blair, N. P., Evans, M. A., Lesar, T. S., Zeimer, R. C. Fluorescein and fluorescein glucuronide pharmacokinetics after intravenous injection. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 27 (7), 1107-1114 (1986).
  19. Hillmann, D., et al. In vivo optical imaging of physiological responses to photostimulation in human photoreceptors. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (46), 13138-13143 (2016).
  20. Golby, A. J. Image-Guided Neurosurgery. , Elsevier Science. (2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

fluoresceina sodowaziele indocyjaninowaprzep yw krwi w czasie rzeczywistymstatus perfuzji naczywizualizacja chirurgicznafiltr pasmowy

Powiązane artykuły