Artykuł metodologiczny

Metody badań biomechanicznych in vivo splotu ramiennego u nowonarodzonych prosiąt

DOI:

10.3791/59860

⸱

19 grudnia 2019

 ,  , 
1Department of Biomedical Engineering, Widener University, 2School of Biomedical Engineering, Science and Health Systems, Drexel University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawione tutaj są metody przeprowadzania badań biomechanicznych in vivo na splocie ramiennym w modelu noworodka prosiąt

.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Porażenie noworodkowe splotu ramiennego (NBPP) to uraz rozciągający, który występuje podczas procesu porodu w kompleksach nerwowych zlokalizowanych w okolicy szyi i ramion, zbiorczo określanych jako splot ramienny (BP). Pomimo ostatnich postępów w opiece położniczej, problem NBPP nadal stanowi globalne obciążenie zdrowotne, z częstością występowania 1,5 przypadku na 1000 żywych urodzeń. Poważniejsze rodzaje tego urazu mogą spowodować trwały paraliż ramienia od barku w dół. Zapobieganie i leczenie NBPP gwarantuje zrozumienie biomechanicznych i fizjologicznych reakcji nerwów noworodków na ciśnienie krwi po poddaniu ich rozciąganiu. Obecna wiedza na temat ciśnienia tętniczego u noworodków jest ekstrapolowana na podstawie tkanek ciśnienia tętniczego u dorosłych zwierząt lub zwłok, a nie z tkanek ciśnienia tętniczego noworodków in vivo. W niniejszym badaniu opisano urządzenie do badań mechanicznych in vivo i procedurę przeprowadzania badań biomechanicznych in vivo u nowonarodzonych prosiąt. Urządzenie składa się z zacisku, siłownika, ogniwa obciążnikowego i systemu kamer, które aplikują i monitorują odkształcenia i obciążenia in vivo aż do awarii. System kamer pozwala również na monitorowanie miejsca uszkodzenia podczas zerwania. Ogólnie rzecz biorąc, przedstawiona metoda pozwala na szczegółową charakterystykę biomechaniczną ciśnienia tętniczego u noworodków poddanych rozciąganiu.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pomimo ostatnich postępów w położnictwie, problem NBPP spowodowany uszkodzeniem rozciągającym kompleksu BP nadal stanowi globalne obciążenie zdrowotne, z częstością występowania 1,5 przypadku na 1,000 żywych urodzeń1,2. Powiązanymi czynnikami ryzyka mogą być matczyne (np. nadwaga, cukrzyca matki, nieprawidłowości macicy, paraliż BP w wywiadzie), płodowe (tj. makrosomia płodu) lub związane z porodem (np. dystocja barkowa, przedłużający się poród, wspomagany poród kleszczami lub wyciągami próżniowymi, prezentacja pośladka3). Chociaż powikłania te są nieuniknione w pewnych okolicznościach, zapobieganie i leczenie NBPP gwarantuje zrozumienie biomechanicznych i fizjologicznych reakcji noworodka na ciśnienie krwi po poddaniu go rozciąganiu.

Zgłoszone badania biomechaniczne nad BP wykazały wykorzystanie dorosłych zwierząt i tkanek ludzkich zwłok i wykazały znaczne rozbieżności4,5,6,7,8,9,10,11,12,13,14,15. Kliniczne znaczenie właściwości biomechanicznych złożonej tkanki BP uzasadnia opracowanie modelu zwierzęcego noworodka, a także podejście do badań biomechanicznych in vivo. Co więcej, ograniczenia w badaniu urazów rozciągających ciśnienie krwi w skomplikowanych scenariuszach porodu w świecie rzeczywistym zwiększają zależność od modeli komputerowych, które dostarczają metod umożliwiających badanie skutków różnych komplikacji i technik porodowych. Kluczem do klinicznego znaczenia tych modeli jest ich biowierność (reakcja podobna do ludzkiej). Dostępne modele obliczeniowe Gonika i wsp.16 oraz Grimm et al.17 opierają się na tkance nerwowej królika i szczura, ale nie na tkance BP noworodków. Przeprowadzenie badań biomechanicznych in vivo na klinicznie istotnym modelu zwierzęcym noworodka może wypełnić krytyczną lukę w niedostępnych danych dotyczących ciśnienia tętniczego u noworodków.

Obecne badanie opisuje urządzenie do testowania mechanicznego in vivo i procedurę przeprowadzania testów biomechanicznych u 3-5 dniowych samców nowonarodzonych prosiąt z Yorkshire. Urządzenie składa się z zacisku, siłownika, ogniwa obciążnikowego i systemu kamer, które przykładają i monitorują in vivo odkształcenia i obciążenia podczas awarii. System kamer pozwala również na monitorowanie miejsca uszkodzenia podczas zerwania. Ogólnie rzecz biorąc, system pozwala na szczegółową charakterystykę biomechaniczną ciśnienia tętniczego noworodka po poddaniu go rozciąganiu, zapewniając w ten sposób naprężenia progowe ciśnienia krwi i naprężenia dla uszkodzenia mechanicznego in vivo. Uzyskane dane mogą jeszcze bardziej poprawić zachowanie podobne do ludzkiego (biowierność) istniejących modeli obliczeniowych, które są przeznaczone do badania wpływu sił egzogenicznych i endogennych na rozciąganie ciśnienia tętniczego w scenariuszach dostaw związanych z NBPP.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania na Uniwersytecie Drexel zatwierdził wszystkie procedury (#20704).

1. Przybycie i aklimatyzacja zwierząt

  1. Kwarantannę 1–2 jednodniowych prosiąt należy poddać kwarantannie przez co najmniej 24 godziny po przyjeździe.
  2. Prosięta trzymane w pomieszczeniach zamkniętych i odkażonych klatkach ze stali nierdzewnej (36 cali x 48 cali x 36 cali) na ściółce z wiórów osikowych i karmione ad libitum preparatem mlekozastępczym dla świń
    3. .
  3. Utrzymuj temperaturę w pomieszczeniu na poziomie 85 °F, aby zapewnić środowisko neutralne termicznie.

2. Dzień Eksperymentu

  1. Usuń paszę 2 godziny przed eksperymentem.
  2. Wstrzyknąć prosiętom domięśniowo ketaminę (10–40 mg/kg)/ksylazynę (1,5–3,0 mg/kg domięśniowo) i przetransportować przez klatkę transportową do sali operacyjnej.

3. Indukcja i utrzymanie znieczulenia

  1. Podaj 4% izofluran wziewny środek znieczulający zmieszany z tlenem przez stożek nosowy i potwierdź, że zwierzę jest głęboko znieczulone, oceniając brak odruchów powiekowych i odruchów odstawienia.
  2. Zaintubuj zwierzę, umieszczając je w pozycji leżącej na plecach i użyj laryngoskopu (proste ostrze), aby pomóc wprowadzić rurkę intubacyjną (średnica 2,5–2 mm) do tchawicy.
  3. Umieścić zwierzę na respiratorze po zabezpieczeniu rurki intubacyjnej.
  4. Upewnij się, że prosięta otrzymują mieszankę izofluranu (0,25%-3% utrzymania), tlenu i podtlenku azotu.
  5. Podać dawkę fentanylu (10 μg/kg) i kontynuować podawanie dawki co 1–2 godziny, aby zapewnić ciągłą odpowiednią głębokość działania przeciwbólowego i sedacji oraz uniknąć artefaktów ruchowych, które mogłyby grozić przemieszczeniem rurki dotchawiczej.
  6. Ustalić dostęp dożylny (IV) w podskórnej żyle brzusznej lub innej żyle obwodowej.
  7. Ustal linię tętniczą przez tętnicę udową. Można to zrobić nieinwazyjnie lub wykonując cięcie.

4. Monitorowanie i opieka

  1. Monitoruj głębokość znieczulenia, potwierdzając brak odruchu kantalowego i brak reakcji wycofania na uszczypnięcie palca
    2. .
  2. Wykonuj ciągłe monitorowanie parametrów fizjologicznych podczas znieczulenia i przez cały czas trwania eksperymentu, w tym ciśnienie tętnicze krwi, elektrokardiografię (EKG), CO2 u końca oddechu, pulsoksymetrię i temperaturę ciała.
  3. Monitoruj gazometrię i poziom cukru we krwi co 0,5-1 godziny i podawaj dożylnie płyny (50% dekstrozy i 50% soli fizjologicznej) zwierzętom znieczulonym dłużej niż 1 godzinę przy ~100 cm³ / kg / dzień, w razie potrzeby, aby zapewnić euglikemię.
  4. Uważnie i często monitoruj płaszczyznę znieczulenia zwierzęcia. Podać środek przeciwbólowy i/lub zwiększyć znieczulenie wziewne.
  5. Utrzymuj zwierzę w normalnym ciśnieniu tlenu, kontrolując parametry respiratora i dawki leków w razie potrzeby w celu zapewnienia normoksji, a następnie umieść zwierzę na kocu z krwionośną wodą o regulowanej temperaturze, tak aby normalna temperatura ciała była utrzymywana na poziomie 39 °C przez czas trwania eksperymentu.

5. Chirurgia splotu ramiennego

  1. Ułożyć zwierzę w pozycji leżącej na stole operacyjnym po odpowiednim znieczuleniu, jak opisano w punkcie 3, z kończyną górną w odwodzeniu, odsłaniając okolicę pachową.
  2. Użyj dowolnej serwety chirurgicznej, aby przykryć zwierzę. Używaj czystych, ale niesterylnych technik.
  3. Odsłoń kompleks splotu ramiennego po obu stronach kręgosłupa, wykonując nacięcie w linii środkowej (za pomocą ostrza #10) nad skórą i powięzią pokrywającą tchawicę, w dół do górnej jednej trzeciej mostka, co odpowiada poziomom kręgosłupa między C3-T3.
  4. Ekstrapoluj nacięcie za pomocą kleszczy i hemostatu poziomo z każdej strony od wcięcia nadmostkowego wzdłuż krawędzi obojczyka do ramienia, oszczędzając żyły głowowe i podstawne.
  5. Zwolnij płat górny i dolny przez rozwarstwienie za pomocą nożyczek i kleszczy, umożliwiając dostęp odpowiednio do odcinka szyjnego i piersiowego splotu ramiennego.
  6. Zidentyfikuj oś (C2) i pierwsze żebro na T1. Korzystając z tych punktów orientacyjnych, zidentyfikuj trzy dolne otwory kręgowe kręgosłupa szyjnego (C6–C8) i pierwszy piersiowy (T1), a następnie dokładnie zbadaj splot, aby zlokalizować rozwidlenia podziałów (kształt M), aby uzyskać ekspozycję.
  7. Oznacz (za pomocą pętli nerwowych) obszary splotu ramiennego powyżej tych rozwidleń bliżej kręgosłupa jako korzeń / tułów i oznacz te poniżej tych rozwidleń jako cięciwę, a następnie nerw, który znajduje się bliżej ramienia.

6. Badania biomechaniczne

  1. Ustawienie biomechanicznego urządzenia badawczego
    nuta: Specjalnie skonstruowane mechaniczne urządzenie testujące zostało zaprojektowane i wyprodukowane do wykonywania rozciągania in vivo BP (Rysunek 1).
    1. Przymocuj podstawę zestawu do wózka.
    2. Przymocuj siłownik elektromechaniczny do podstawy za pomocą dużych zacisków C. Siłownik jest w stanie zapewnić siłę 150 funtów, skok 10 cali i prędkość 15 mm / s. Prędkość można zmniejszyć do 0,2 mm/s i nadal działać zgodnie z oczekiwaniami.
    3. Przymocuj czujnik wagowy 200 N do siłownika.
    4. Przymocuj (wkręcić) zacisk do ogniwa obciążnikowego, który składa się z wyściełanej pleksi, co zapobiega koncentracji naprężeń w miejscu mocowania.
    5. Przymocuj aparat do statywu. Upewnij się, że kamera ma możliwość nagrywania do 120 kl./s w rozdzielczości 658 x 4926 pikseli.
    6. Podłącz USB z kamery, siłownika i ogniwa obciążnikowego do komputera, aby zintegrować i zsynchronizować wszystkie elementy zestawu.
    7. Podłącz komputer, siłownik i ogniwo obciążnikowe do źródła zasilania.
  2. Skalibruj ogniwo obciążnikowe przed zarejestrowaniem zastosowanych obciążeń. Aby to zrobić, wykonaj poniższe czynności:
    1. Ustaw siłownik pod kątem 90° za pomocą regulowanego uchwytu i sprawdzając kąt kątomierzem.
    2. Otwórz oprogramowanie, które współpracuje z czujnikiem wagowym (tabela materiałów). Naciśnij przycisk Start, aby wyświetlić odczyt napięcia na żywo.
    3. Zawieś obciążniki na zacisku w zakresie od 0 do 1 000 g w krokach co 100 g od zestawu i zapisz zmierzone napięcia.
    4. Oblicz równanie liniowe napięć i mas, znajdując nachylenie (m) i punkt przecięcia (b). Odbywa się to za pomocą programu arkusza kalkulacyjnego i dołączonej funkcji nachylenia do obliczenia b z poniższego równania 1. Wstaw równanie 2 pokazane poniżej do kodu konfiguracji mechanicznej.
      Równanie 1: b = y - mx
      gdzie: y to waga, x to napięcie, m to nachylenie, a b to punkt przecięcia (stały).
      równanie 2: y = mx + b
      gdzie: y to waga, x to napięcie, m to nachylenie, a b to stała.
  3. Testowanie: nerw BP jest cięty i zakotwiczony w zestawie testowym za pomocą specjalnie skonstruowanego zacisku.
    1. Przetnij nerw BP za pomocą cienkich nożyczek.
    2. Zaciśnij przeciętą stronę nerwu BP w specjalnie zbudowanym zacisku, jak pokazano na Rysunek 1.
    3. Ręcznie umieść czarną farbę akrylową lub tusz indyjski na zaciśniętym segmencie BP (Rysunek 2).
    4. Umieść siatkę kalibracyjną, która jest linijką o długości 1 cm, płasko w zwierzęciu, aby ustawić skalę do analizy danych.
    5. Użyj oprogramowania kamery, aby wyświetlić położenie kamery bezpośrednio nad badanymi segmentami, umożliwiając w ten sposób monitorowanie ruchu/przemieszczenia markerów i określenie rzeczywistego odkształcenia tkanki w dowolnym punkcie czasowym.
    6. Zapisz początkowe pomiary, takie jak wysokość, na której nerw wchodzi do ciała ze stołu i wysokość zacisku od stołu, kąt siłownika i cała długość tkanki.
    7. Otwórz oprogramowanie do programowania (tabela zawierająca graficzny interfejs użytkownika [GUI], jak pokazano na Rysunek 3).
    8. Uruchom GUI, naciskając przycisk Uruchom.
    9. Zainicjuj system, naciskając przycisk Inicjuj.
    10. Wytaruj system, naciskając przycisk Tara.
    11. Rozciągnij segment BP, naciskając przycisk rozpocznij test. Powoduje to ciągnięcie tkanki z przypisaną prędkością 500 mm/min, aż do całkowitego uszkodzenia w dowolnym segmencie ciśnienia tętniczego. Ta szybkość rozciągania jest wybierana na podstawie dostępnej literatury4,8,18. Program zapisuje również plik wideo, przyłożone obciążenie rozciągające, przemieszczenie tkanki i czas trwania testu.
    12. Należy zanotować miejsce uszkodzenia, czyli punkt, w którym dochodzi do pęknięcia tkanki.
  4. Eutanazja: eutanazja prosiąt pod koniec eksperymentu za pomocą śmiertelnej dawki pentobarbitalu (120 mg/kg dożylnie).
  5. Analiza danych: użyj oprogramowania do śledzenia ruchu do analizy filmów uzyskanych podczas testów.
    1. Otwórz plik wideo z eksperymentu w oprogramowaniu do śledzenia ruchu, wybierając Plik | Otwórz plik wideo.
    2. Użyj siatki kalibracji, aby ustawić skalę w oprogramowaniu do śledzenia ruchu za pomocą narzędzia Linia, klikając prawym przyciskiem myszy linię po jej narysowaniu, wybierając opcję Kalibruj miarę i wprowadzając znaną wartość w centymetrach (Rysunek 4).
    3. Śledź markery na tkance w oprogramowaniu do śledzenia ruchu, klikając wideo prawym przyciskiem myszy i wybierając opcję Śledź ścieżkę i wyrównując środek markera ze znacznikiem na tkance i sczepiając go aż do pęknięcia.
    4. Wyeksportuj współrzędne x i y ze znaczników, wybierając opcję Eksportuj plik do arkusza kalkulacyjnego, aby można było jej użyć do obliczenia odkształceń.
    5. Zaimportuj dane do oprogramowania do programowania, aby obliczyć odległość między współrzędnymi x i y w czasie, aby obliczyć odkształcenia.
    6. Obliczaj wartości odkształceń w każdym punkcie czasowym, dzieląc zmianę odległości przez pierwotną odległość po uwzględnieniu zmian nachylenia podczas rozciągania. Rzeczywiste wartości odkształceń są określane między każdą parą sąsiednich znaczników w każdym punkcie czasowym. Obliczana jest również średnia tych szczepów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Reprezentatywny wykres czasu obciążenia i szczepy z czterech segmentów splotu BP (pomiędzy czterema markerami) są pokazane odpowiednio w Rysunek 5 i Rysunek 6. Uzyskane obciążenie niszczące wynoszące 8,3 N przy średnim odkształceniu niszczącym 35% informuje o biomechanicznych reakcjach noworodka na ciśnienie krwi po poddaniu go rozciąganiu. Niektóre obszary nerwu są poddawane większym obciążeniom niż inne, co wskazuje na nierówno...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dostępne piśmiennictwo na temat biomechanicznych reakcji rozciągania na tkankę BP wykazuje szeroki zakres wartości progowych, a także rozbieżności metodologiczne 4,6,8,18,19,20,21,22,23. Różnice w opublikowanych wynikach m...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Badania opisane w tej publikacji były wspierane przez Narodowy Instytut Zdrowia Dziecka i Rozwoju Człowieka Eunice Kennedy Shriver z National Institutes of Health pod numerem R15HD093024 oraz przez National Science Foundation CAREER Award numer 1752513.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Omega Subminature Napięcie & Czujnik wagowy kompresyjnyOmegaLCM201-200NCzujnik wagowy 200N
Kamera Basler acA640-120ucBasleracA640-120uc
Automatyzacja progresywnaPA-14PSkok 10", siła 150lb, prędkość 15mm/s
Oprogramowanie do śledzenia ruchuKinoveaN/AOprogramowanie do programowania Open Source
- MATLABMathworksNiewersja 2018A
Narzędzia
KleszczeFine Science Tools Inc11006-12 i 11027-12 lub 11506-12
HemostatsFine Science Tools Inc13009-12
NożyczkiFine Science Tools Inc14094-11 lub 14060-09
Siłownik liniowy ze sprzężeniem zwrotnym dotyczy chirurgiczne

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Chauhan, S. P., Blackwell, S. B., Ananth, C. V. Neonatal brachial plexus palsy: Incidence, prevalence, and temporal trends. Seminars in Perinatology. 38 (4), 210-218 (2014).
  2. Foad, S. L., Mehlman, C. T., Ying, J. The epidemiology of neonatal brachial plexus palsy in the United States. Journal of Bone and Joint Surgery - Series A. 90 (60), 1258-1264 (2008).
  3. García Cena, C. E., et al. Skeletal modeling, analysis and simulation of upper limb of human shoulder under brachial plexus injury. Advances in Intelligent Systems and Computing. 252, 195-207 (2014).
  4. Marani, E., van Leeuwen, J. L., Spoor, C. W. The tensile testing machine applied in the study of human nerve rupture: a preliminary study. Clinical Neurology and Neurosurgery. 95, S33-S35 (1993).
  5. Zapałowicz, K., Radek, A. Mechanical properties of the human brachial plexus. Neurologia i Neurochirurgia Polska. 34 (6), 89-93 (2000).
  6. Singh, A., Shaji, S., Delivoria-Papadopoulos, M., Balasubramanian, S. Biomechanical Responses of Neonatal Brachial Plexus to Mechanical Stretch. Journal of Brachial Plexus and Peripheral Nerve Injury. 13 (1), e8-e14 (2018).
  7. Driscoll, P. J., et al. An in vivo study of peripheral nerves in continuity: biomechanical and physiological responses to elongation. Journal of Orthopaedic Research. 20 (2), 370-375 (2002).
  8. Zapalowicz, K., Radek, A. Experimental investigations of traction injury of the brachial plexus. Model and results. Annales Academiae Medicae Stetinensis. 51 (2), 11-14 (2005).
  9. Ma, Z., et al. In vitro and in vivo mechanical properties of human ulnar and median nerves. Journal of Biomedical Materials Research - Part A. 101 (9), 2718-2725 (2013).
  10. Rydevik, B. L., et al. An in vitro mechanical and histological study of acute stretching on rabbit tibial nerve. Journal of Orthopaedic Research. 8 (5), 694-701 (1990).
  11. Kwan, M. K., Wall, E. J., Massie, J., Garfin, S. R. Strain, stress and stretch of peripheral nerve rabbit experiments in vitro and in vivo. Acta Orthopaedica. 63 (3), 267-272 (1992).
  12. Takai, S., et al. In situ strain and stress of nerve conduction blocking in the brachial plexus. Journal of Orthopaedic Research. 20 (6), 1311-1314 (2002).
  13. Zhe, S., Feng, T., Sun, C., Ma, H. Tensile mechanical properties of the brachial plexus of experimental animals. Journal of Clinical Rehabilitative Tissue Engineering Research. 14 (20), 3730-3733 (2010).
  14. Alexander, M. J., Barkmeier-Kraemer, J. M., Geest, J. P. Vande Biomechanical properties of recurrent laryngeal nerve in the piglet. Annals of Biomedical Engineering. 38 (8), 2553-2562 (2010).
  15. Zilic, L., et al. An anatomical study of porcine peripheral nerve and its potential use in nerve tissue engineering. Journal of Anatomy. 227 (3), 302-314 (2015).
  16. Gonik, B., Zhang, N., Grimm, M. J. Prediction of brachial plexus stretching during shoulder dystocia using a computer simulation model. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 189 (4), 1168-1172 (2003).
  17. Grimm, M. J., Costello, R. E., Gonik, B. Effect of clinician-applied maneuvers on brachial plexus stretch during a shoulder dystocia event: Investigation using a computer simulation model. Obstetrical and Gynecological Survey. 203 (4), (2011).
  18. Kawai, H., et al. Stretching of the brachial plexus in rabbits. Acta Orthopaedica. 60 (6), 635-638 (1989).
  19. Narakas, A. O. Lesions found when operating traction injuries of the brachial plexus. Clinical Neurology and Neurosurgery. 95, S56-S64 (1993).
  20. Kleinrensink, G. J., et al. Upper limb tension tests as tools in the diagnosis of nerve and plexus lesions - Anatomical and biomechanical aspects. Clinical Biomechanics. 15 (1), 9-14 (2000).
  21. Zapałowicz, K., Radek, A. Mechanical properties of the human brachial plexus. Neurologia, i Neurochirurgia Polska. 34 (6), 89-93 (2000).
  22. Singh, A., Lu, Y., Chen, C., Cavanaugh, J. Mechanical properties of spinal nerve roots subjected to tension at different strain rates. Journal of Biomechanics. 39 (9), 1669-1676 (2006).
  23. Singh, A., Lu, Y., Chen, C., Kallakuri, S., Cavanaugh, J. M. A new model of traumatic axonal injury to determine the effects of strain and displacement rates. Stapp Car Crash Journal. 50, 601-623 (2006).
  24. Gonik, B., et al. The timing of congenital brachial plexus injury: A study of electromyography findings in the newborn piglet. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 178 (4), 688-695 (1998).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Badania in vivorozci ganie biomechaniczneprzetwornik si ysystem si ownik wmonitorowanie kamerobci enie krytyczneanaliza odkszta cerozerwanie tkanki

Powiązane artykuły