Artykuł metodologiczny

Przewlekła implantacja wielu elastycznych matryc elektrod polimerowych

11.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/59957

⸱

4 października 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Medical Scientist Training Program and Neuroscience Graduate Program, University of California San Francisco, 2Kavli Institute for Fundamental Neuroscience, Center for Integrative Neuroscience, and Department of Physiology, University of California San Francisco, 3Bioengineering Graduate Program, University of California San Francisco, 4Center for Micro- and Nanotechnology, Lawrence Livermore National Laboratory, 5Neuralink Corp., 6Howard Hughes Medical Institute

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Opisana poniżej jest metoda implantacji wielu układów elektrod polimerowych w anatomicznie odległych obszarach mózgu w celu przewlekłego zapisu elektrofizjologicznego u swobodnie poruszających się szczurów. Przygotowanie i implantacja chirurgiczna są szczegółowo opisane, z naciskiem na zasady projektowania, które mają pomóc w adaptacji tych metod do stosowania u innych gatunków.

Streszczenie

Jednoczesne nagrania z dużych populacji pojedynczych neuronów w rozproszonych regionach mózgu przez miesiące lub lata umożliwią nowe ścieżki rozwoju naukowego i klinicznego. Zastosowanie elastycznych matryc elektrod polimerowych może zapewnić długotrwałe nagrywanie, ale te same właściwości mechaniczne, które pozwalają na długowieczność zapisu, sprawiają, że wielokrotne wkłucie i integracja z przewlekłym implantem jest wyzwaniem. Oto metodologia, za pomocą której wiele matryc elektrod polimerowych można skierować na stosunkowo nieograniczony przestrzennie zestaw obszarów mózgu.

Metoda wykorzystuje cienkowarstwowe urządzenia polimerowe, wybrane ze względu na ich biokompatybilność i zdolność do osiągania długotrwałych i stabilnych interfejsów zapisu elektrofizjologicznego. Powstały w ten sposób implant umożliwia dokładne i elastyczne ukierunkowanie na anatomicznie odległe obszary, stabilność fizyczną przez wiele miesięcy i odporność na zakłócenia elektryczne. Metodologia ta obsługuje do szesnastu seryjnie wprowadzanych urządzeń w ośmiu różnych celach anatomicznych. Jak wykazano wcześniej, metodologia jest w stanie nagrywać z 1024 kanałów. Spośród nich 512 kanałów w tej demonstracji użytych do rejestracji pojedynczych neuronów dało 375 pojedynczych jednostek rozmieszczonych w sześciu miejscach nagrywania. Co ważne, metoda ta pozwala również rejestrować pojedyncze jednostki przez co najmniej 160 dni.

Ta strategia implantacji, obejmująca tymczasowe usztywnienie każdego urządzenia za pomocą wysuwanego silikonowego czółenka do wkładania, polega na przywiązaniu urządzeń na ich docelowej głębokości do przylegającej do czaszki plastikowej podstawy, która jest specjalnie zaprojektowana dla każdego zestawu rejestrujących celów, oraz stabilizacji/ochronie urządzeń w wypełnionej silikonem, specjalnie zaprojektowanej plastikowej obudowie. Omówiono również przygotowanie urządzeń do implantacji oraz zasady projektowania, które powinny kierować adaptacją do różnych kombinacji obszarów mózgu lub konstrukcji matryc.

Wprowadzenie

Idealny implant neuronowy umożliwiałby rejestrację sygnałów z bardzo dużej liczby poszczególnych neuronów w rozproszonych obszarach mózgu przez okres od kilku tygodni do kilku miesięcy. Elastyczne polimerowe macierze elektrod zapewniają rejestrację elektrofizjologiczną o trwałości pozwalającej na pomiary przez wiele miesięcy oraz stabilności umożliwiającej śledzenie poszczególnych neuronów1,2,3. Jednakże te same właściwości mechaniczne, które ograniczają uszkodzenia ścinające4 i zapewniają biokompatybilność oraz zdolność rejestracji2,3,5,6,7,8, stanowią wyzwanie podczas ich wprowadzania do mózgu w porównaniu z ich sztywnymi odpowiednikami. Wcześniejsze prace pozwoliły na wprowadzenie maksymalnie czterech macierzy 32-kanałowych, jednak całkowita liczba wyodrębnionych domniemanych pojedynczych neuronów nie została podana2,3,9. Z drugiej strony, macierze elektrod oparte na krzemie były stosowane w implantach o wysokiej gęstości w wielu regionach, lecz technologiom tym brakuje albo zdolności do rejestrowania impulsów z neuronów przez wiele miesięcy (trwałość), albo możliwości śledzenia tych samych neuronów (stabilność) w takiej skali czasowej, albo gęstości pozwalającej na rejestrację z setek poszczególnych neuronów w wielu obszarach mózgu. Metoda zaprezentowana w niniejszej pracy rozwiązuje problem niskiej liczby implantacji w obecnych metodach opartych na polimerowych macierzach elektrod, zapewniając tym samym sposób rejestracji elektrofizjologicznej dużej liczby poszczególnych neuronów w wielu anatomicznie odległych regionach przez wiele miesięcy, z zachowaniem stabilności pozwalającej na rejestrację z tych samych poszczególnych neuronów przez wiele dni.

Istnieją pewne dyskusje dotyczące znaczenia stosowania podłoża polimerowego zamiast strategii opartych na mikrodrutach lub krzemie. Jak wykazali Dhawale i wsp.10, mikrodruty są rzeczywiście zdolne do stabilnych rejestracji trwających wiele miesięcy u gryzoni, choć implanty ograniczały się do 16 tetrod w jednym obszarze. Skalowanie rozmiaru implantu z mikodrutów osiąga stosunkowo wysoką górną granicę, przy czym u naczelnych niebędących ludźmi uzyskano do 1792 wszczepionych kanałów1. Jednak konstrukcja macierzy mikrodrutowych jest niekompatybilna z procesami nanolitografii krzemowej i jest dlatego niezwykle czasochłonna, wymagając ręcznej obsługi każdego kanału z osobna podczas budowy12,13,14. W związku z tym nie jest jasne, czy ta technologia mogłaby obsłużyć dziesięciokrotny wzrost liczby kanałów rejestrujących.

Obecne urządzenia krzemowe pozwalają na umieszczenie setek, a nawet ponad tysiąca elektrod na pojedynczym urządzeniu monolitycznym15,16,17,18,19. Najnowsze procesy produkcji krzemowej pozwalają na wytwarzanie urządzeń o mniejszych polach przekroju poprzecznego, niezależnie od materiału, co skutkuje mniejszą aktywacją glejową20,21,2,23,24 oraz większą podatnością urządzeń. W raportach dotyczących trwałości rejestracji pojedynczych jednostek za pomocą sond krzemowych występuje zmienność; niektóre wskazują, że stosunkowo duże sondy krzemowe mogą zapewniać długoterminową rejestrację25,26. Co istotne, najnowsze dostępne komercyjnie urządzenia krzemowe17 charakteryzują się trwałością pozwalającą na rejestrację przez kilka miesięcy i mają pola przekroju poprzecznego bardzo zbliżone do ramion użytych w opisanej tutaj metodzie (Jun et al. 201717: 70 µm x 20 µm, urządzenia opisane tutaj oraz w Chung et al. 20191: 68 µm – 80 µm x 14 µm). Ze względu na różnicę w stabilności, nie wykazano, aby ta sonda była w stanie rejestrować sygnały z tych samych neuronów przez wiele tygodni. Jest to prawdopodobnie wynik kombinacji zastosowania sztywnego krzemu oraz bezpośredniego przymocowania do czaszki, co w znanych przypadkach powoduje mikroruchy, niestabilność i gliozę na styku macierzy i mózgu27,28. Aby skonstruować urządzenie, które może poruszać się wraz z tkanką neuronalną, wymagane są materiały miękkie5,29 i elastyczne7. Wiele dostępnych polimerów (patrz przeglądy Geddes and Roeder30, Fattahi et al.31 oraz Weltman et al.32) posiada elastyczność i stabilność mikrodrutów, a jednocześnie są one kompatybilne z procesami nanofabrykacji, które umożliwiają gęste upakowanie elementów w urządzeniach krzemowych.

Wiele problemów związanych z implantacją neuronalną jest specyficznych dla zastosowania elastycznych polimerowych macierzy elektrod. Pierwszym z nich jest wprowadzenie macierzy, ponieważ układy elastyczne nie posiadają sztywności niezbędnej do przesunięcia ich w głąb mózgu w sposób stosowany w strategiach opartych na krzemie lub mikrodrutach. Większość strategii wprowadzania urządzeń elastycznych opiera się na tymczasnym usztywnieniu podłoża, tak jak ma to miejsce w niniejszej metodzie (patrz Weltman et al.32 (do przeglądu). Istnieje pięć istotnych strategii, które nie wykorzystują sztywnego prowadnika. Po pierwsze, istnieją metody wykorzystujące materiały, które po implantacji przechodzą ze stanu sztywnego w stan podatny.33,34Wadą tej strategii jest konieczność zastosowania stosunkowo dużej powierzchni przekroju poprzecznego, aby uzyskać siłę wymaganą do penetracji tkanki mózgowej przed wystąpieniem wyboczenia, zgodnie z obliczeniami siły wyboczeniowej Eulera.35Ten wzrost powierzchni przekroju poprzecznego będzie miał negatywny wpływ na stan zdrowotny otaczających tkanek.20,21,22,23,24Drugim elementem jest zastosowanie usuwalnej struktury wspierającej nad mózgiem36choć wymaga to czasochłonnego usuwania lub rozpuszczania rusztowania w celu zachowania minimalnej długości niewspartej (i wysokiej siły wyboczenia). Alternatywnie, wymagałoby to wprowadzenia macierzy z większą długością niewspartą, co z kolei wymusiłoby zastosowanie sztywniejszego podłoża macierzy lub większego przekroju poprzecznego macierzy. Trzecią opcją jest wstępna penetracja w celu wykonania otworu, w który następnie zostanie wprowadzona elastyczna macierz35Wymaga to precyzyjnego ponownego ustawienia lub stosunkowo dużej średnicy przed penetracją, a także sztywności i pola przekroju macierzy elektrod, aby umożliwić wprowadzenie bez wsparcia. Po czwarte, stosuje się rozpuszczalne powłoki w celu usztywnienia elastycznego urządzenia. Znacząco zwiększa to pole przekroju oraz stopień uszkodzeń ostrych spowodowanych wprowadzeniem, nawet przy zastosowaniu specjalnych środków ostrożności w celu zachowania ostrości końcówki urządzenia.37Piątą metodą jest wstrzyknięcie matrycy polimerowej. Strategia ta pozwoliła na pomyślne uzyskanie implantów z maksymalnie czterema wstawkami 32-kanałowymi.2, ale wymaga zastosowania znacznie większego pola przekroju podczas wprowadzania, a 250 µm – szklana kapilara o średnicy zewnętrznej 1,5 mm9powodując większe uszkodzenia ostre. W przeciwieństwie do tego, zastosowanie usuwalnego prowadnika, mimo zwiększenia pola przekroju podczas ostrej insercji, pozwala na użycie materiałów o najwyższej możliwej sztywności i może zatem stanowić teoretyczne minimum rozmiaru przy wprowadzaniu dowolnie elastycznego urządzenia. W związku z tym insercja za pomocą sztywnego prowadnika jest obecnie najkorzystniejszą opcją wprowadzania urządzeń elastycznych.

Każda metoda z wykorzystaniem prowadnicy do implantacji musi spełniać dwa wymagania: posiadać odpowiednio sztywny podkład oraz sposób połączenia elastycznego urządzenia z tym podkładem. Materiały stosowane na prowadnice to zazwyczaj krzem38,39,40,41, stal nierdzewna8,42 lub wolfram43,4,45, przy czym sztywniejsze materiały pozwalają na uzyskanie mniejszego przekroju poprzecznego. Są one zazwyczaj mocowane za pomocą kleju, takiego jak glikol polietylenowy (PEG)8,38,39,42,43, sił elektrostatycznych40 lub bezpośredniego połączenia fizycznego45,46. We wszystkich tych przypadkach wyzwaniem jest wyrównanie i połączenie macierzy elektrod z prowadnicą przed implantacją oraz rozłączenie ich po implantacji. Poniżej opisano udoskonalenie metody wprowadzonej przez Felixa i wsp.39, polegające na tymczasowym stabilizowaniu macierzy elektrod za pomocą krzemowej prowadnicy do implantacji, przymocowanej za pomocą PEG, która jest usuwana po wprowadzeniu macierzy na docelową głębokość.

Drugim wyzwaniem związanym z elastycznymi urządzeniami w obrębie implantów chronicznych jest stabilizacja urządzenia w mózgu przy jednoczesnym umożliwieniu jego integracji z implantem przymocowanym do czaszki. Mózg przemieszcza się względem czaszki z powodu naturalnych pulsacji, obrzękowych zmian potraumatycznych, uderzeń i innych przyczyn, w związku z czym macierz elektrod musi być przynajmniej w pewnym stopniu wolna w ruchu względem miejsca jej przytwierdzenia do czaszki i sprzętu rejestrującego. Osiąga się to za pomocą wydrukowanej w technologii 3D plastikowej podstawy, zaprojektowanej indywidualnie dla każdego zestawu celów implantacji, która pełni wiele funkcji: służy jako rezerwuar soli fizjologicznej podczas implantacji, miejsce mocowania polimerowych macierzy oraz obudowa dla żelu silikonowego. Miejsce mocowania nad czaszką oraz żel silikonowy współpracują ze sobą, tworząc większy promień krzywizny macierzy, co pozwala na przeniesienie większych sił ściskających na macierz. Z kolei umożliwia to przełożenie ruchu mózgu względem punktów zakotwiczenia macierzy (czaszki) na obciążenie krytyczne wyboczenia.

Dalsze wyzwania obejmują konieczność pomieszczenia wielu matryc oraz zapewnienia odpowiedniego odciążenia, aby zwierzę mogło swobodnie zachowywać się bez przenoszenia wibracji lub sił uderzenia na matryce elektrod, co mogłoby spowodować ich ruch względem tkanki nerwowej. Wyzwanie to rozwiązano poprzez adaptacje rozwiązań stosowanych w podobnych zastosowaniach, w których mózg musi pozostać stabilny względem sztywnego okna rejestracyjnego. Sztuczny silikonowy żel uszczelniający oponę twardą (Tabela materiałów), który wcześniej wykazano jako nietoksyczny i zapobiegający wyciekowi płynu mózgowo-rdzeniowego47, zapewnia przeciwciśnienie dla mózgu, aby zapobiec jego pęcznieniu na zewnątrz i ustabilizować matrycę na powierzchni mózgu. Dodatkowa warstwa ochronna dla taśm urządzenia zostaje naniesiona za pomocą silikonowego elastomeru chirurgicznego o średniej lepkości, którego zastosowanie w uszczelnianiu chronicznych implantów elektrod neuronowych zostało wcześniej udowodnione48. Na koniec implant z buforem silikonowym oraz głowica są obudowane wydrukowanymi w technologii 3D elementami, zaprojektowanymi specjalnie tak, aby utrzymać niski środek ciężkości dla minimalnego ograniczenia naturalnej mobilności zwierzęcia.

Niniejszy protokół rozpoczyna się od elastycznej polimerowej macierzy mikroelektrod zamontowanej na krzemowym prowadniku do insercji. Następnie opisano montaż urządzenia składającego się z macierzy i prowadnika do wydrukowanych w technologii 3D elementów insercyjnych, przedstawiono technikę chirurgiczną oraz etapy konstrukcji implantu niezbędne do prawidłowego wszczepienia go zwierzęciu; metoda ta umożliwia implantację szesnastu polimerowych macierzy wieloelektrodowych w ośmiu anatomicznie oddalonych obszarach u jednego szczura1.

Niniejszy protokół zakłada wykorzystanie materiałów wyjściowych w postaci polimerowych macierzy elektrod przytwierdzonych za pomocą biodegradowalnego kleju z glikolu polietylenowego (PEG) do krzemowego prowadnika wprowadzającego, zgodnie z opisem w pracy Felix i wsp.39, oraz co najmniej dwóch niezależnie ruchomych elementów wprowadzających: jednego, do którego zostanie przyklejony krzemowy prowadnik, oraz drugiego, do którego zostanie przytwierdzony konektor macierzy elektrod. Protokół ten wykorzystuje również trzeci element wprowadzający w celu bezpieczniejszego przymocowania dwóch elementów wprowadzających do mikromanipulatora o rozdzielczości mikrometrycznej. Wszystkie pliki do druku 3D znajdują się pod adresem: https://github.com/jasonechung/PolymerProbe3DParts

Każda polimerowa macierz elektrod stosowana w tej metodzie składa się z dwóch do czterech trzonów rejestrujących, taśmy przesyłającej sygnały elektryczne oraz, na końcu taśmy, konektora sprzętowego lub płytki drukowanej. Macierz elektrod i taśma są przymocowane do krzemowego prowadnika za pomocą PEG. Do każdej taśmy, prostopadle do jej długości, za pomocą epoksydu utwardzanego promieniami UV, przytwierdzona jest rurka polimidowa o długości 2 cm i grubości 1 mm. Każde urządzenie (macierz elektrod i prowadnik wprowadzający) musi zostać osadzone w wydrukowanych w technologii 3D elementach wprowadzających, które służą do implantacji macierzy w mózgu i wycofania prowadnika (Rysunek 1). W tej konstrukcji hydrauliczny mikromanipulator wprowadzający (zielony, Tabela materiałów) przesuwa cały aparat wprowadzający (element 1, element 2 oraz mikromanipulator wycofujący, pomarańczowy) do docelowej głębokości. Po oddzieleniu macierzy od aparatu wprowadzającego i jej unieruchomieniu, drugi mikromanipulator, wycofujący (pomarańczowy), niezależnie od reszty aparatu wprowadzającego wycofuje element 1 wraz z przymocowanym prowadnikiem, usuwając prowadnik bez przemieszczania macierzy.

Układ eksperymentu optycznego z niestandardowymi komponentami i aparaturą do pomiarów spektroskopowych.
Rycina 1: Elementy insertera.
(AElementy 1 i 2 są tymczasowo połączone za pomocą wyjmowanego wkrętu i zostaną później zamocowane do tłoka mikromanipulatora retrakcyjnego (pomarańczowy).B) Matryca i czółenko wprowadzające są przyklejone do elementu 1, a złącze matrycy jest przymocowane do elementu 2 za pomocą dwustronnej taśmy klejącej. Element 3 łączy mikromanipulator cofający oraz elementy 1 i 2 z mikromanipulatorem wprowadzającym (zielony). Mikromanipulator wprowadzający jest przymocowany do adaptera stereotaktycznego służącego do pozycjonowania implantu. Elementy 1–3 przedstawiono w ich względnych rozmiarach. Element 4 jest częścią stabilizującą, zapewniającą prawidłowe wyrównanie czółenka wprowadzającego. Aby wyświetlić większą wersję tej ryciny, kliknij tutaj.

Protokół

Wszystkie protokoły z udziałem zwierząt opisane w niniejszym manuskrypcie zostały zatwierdzone przez Institutional Animal Care and Use Committee na UCSF.

1. Przygotowanie polimerowych macierzy elektrod do implantacji (~30 min)

  1. Przymocuj element 1 do elementu 2, wkładając śrubę przez dopasowane, pionowo zorientowane otwory, aby zablokować elementy względem siebie (Rycina 2). Przymocuj te dwa elementy w imadle. Naklej taśmę dwustronną (Tabela materiałów) do górnej części elementu 2. Przymocować element stabilizujący 4 do końca elementu 1. Zostanie on utrzymany na miejscu dzięki tarciu.

Zestaw uchwytu na kuwetę spektroskopową, schemat, kroki A i B, układ optyczny do pomiaru absorbancji.
Rycina 2: Układ do wyrównywania platformy transportowej macierzy.
(AMontaż elementów 1, 2 oraz elementu stabilizującego w ramach przygotowania do zamocowania prowadnicy wprowadzenia.B) Elementy 1 i 2 połączone za pomocą śruby motylkowej. Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

  1. Ręcznie wyrównaj macierz elektrod i przymocuj prowadnicę wprowadzającą do wąskiego segmentu końcowego elementu 1. Gdy sonda zostanie wyrównana z osią podłużną elementu 1, przyklej konektor macierzy do dwustronnej taśmy polimidowej na płaskiej części elementu 2.
  2. Za pomocą pęsety z plastikowymi końcówkami, chwytając wyłącznie polimidowe skrzydełko przymocowane do taśmy matrycy, unieś końcówkę urządzenia w postaci zapory wprowadzającej i matrycy elektrod z elementu 1 na zewnątrz elementu stabilizującego (Rycina 3A).
  3. Nanieś niewielką ilość cyjanoakrylanu (Tabela materiałów) lub innego materiału klejącego (~10 µL) do końca elementu 1. Zbyt mała ilość sprawi, że wkładka transportowa nie przylgnie wystarczająco mocno do elementu 1, co stwarza ryzyko jej odczepienia podczas wkładania lub wycofywania. Zbyt duża ilość grozi przelaniem się poza wkładkę i przyklejeniem samego układu do elementu 1.
  4. Używając pęsety z plastikowymi końcówkami, chwytając wyłącznie za polimidowe skrzydełko przymocowane do taśmy matrycy, ponownie wyrównaj urządzenie z wąskim segmentem elementu 1, tak aby kwadratowa zakładka prowadnika wprowadzającego (i tylko prowadnik) znajdowała się nad klejem (Rycina 3B). Wykonać niewielkie korekty ustawienia, manipulując boczna stroną prowadnicy krzemowej lub PEG. Należy unikać wywierania nadmiernej siły na wstęgę lub ramiona.

Schemat zespołu mikroelektrod z elementami stabilizującymi, polimidowym skrzydłem i kołkiem do badań neuronaukowych.
Rysunek 3: Wyrównanie, mocowanie i sterylizacja adaptera matrycy.
(A) Prawidłowa orientacja urządzenia w postaci zestawu elektrod na czółenku wprowadzającym w celu nałożenia kleju na stację dokującą elementu 1. Przedstawiono czółenko z macierzą dwudrzewkową. (B) Polimerowa macierz elektrod oraz prowadnica wprowadzająca zamocowana na elemencie wprowadzającym, wraz z tymczasowym elementem stabilizującym służącym do wyrównania. Przedstawiono prowadnicę z macierzą dwudrzewkową. (C) Urządzenie do aplikacji umieszczone w plastikowym pudełku w celu ochrony podczas sterylizacji. Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

  1. Używając pęsety, delikatnie naciśnij w dół po obu stronach elementu stabilizującego i usuń go z zestawu, nie przesuwając macierzy.
  2. Zdejmij zamontowany zestaw urządzenia (elementy 1 i 2, macierz, czółenko wprowadzające oraz konektor macierzy) z imadła i przytwierdź go obustronną taśmą do podstawy małego plastikowego pudełka w celu sterylizacji tlenkiem etylenu (Rysunek 3C). Sterylizacja parowa nie jest odpowiednia dla tych urządzeń.

2. Projekt elementu podstawowego

  1. Określ rozmiary kraniotomii dla wybranych celów stereotaktycznych oraz lokalizacje śrub czaszkowych i śrub uziemiających. Rozmiar kraniotomii jest wyznaczany przez powierzchnię styku macierzy, z marginesem kilkuset (~30) mikronów na obwodzie, aby umożliwić korekty położenia w celu uniknięcia naczyń krwionośnych powierzchniowych.
  2. Za pomocą oprogramowania projektowego (np. CAD) zaprojektuj obrys elementu podstawy tak, aby otaczał planowane kraniotomie i mieścił się w obrębie wyznaczonym przez grzebień skroniowy i śruby czaszkowe, maksymalizując powierzchnię czaszki znajdującą się poza elementem podstawy, do której można będzie przywiązać implant za pomocą cementu lutującego.
  3. Wygładź dolną powierzchnię elementu podstawy tak, aby można go było przytwierdzić do czaszki bez szczelin, co zmniejszy ryzyko infekcji i zapobiegnie wyciekaniu soli fizjologicznej lub elastomeru silikonowego.
  4. Ustaw wysokość elementu podstawy na 3-7 mm, aby była wystarczająca do utrzymania soli fizjologicznej i elastomeru silikonowego, ale na tyle niska, by nie ograniczać widoczności podczas wprowadzania macierzy.
    UWAGA: Element podstawy może być zaprojektowany z pionowymi słupkami lub podobnymi elementami, do których można przymocować skrzydła polimidowe w punkcie położonym wyżej nad czaszką. Należy upewnić się, że punkty mocowania nie ograniczają widoczności.
  5. Wydrukuj element podstawy w technologii druku 3D (Rycina 4) i wysterylizuj go przed implantacją.

Eksperyment w zakresie gojenia kości z urządzeniem stabilizującym, skala 5 mm, miejsce operacyjne, metoda badawcza.
Rycina 4: Czaszka przygotowana do implantu.
Durektomie z kompletem śrub czaszkowych, akrylową warstwą podstawy oraz elementem podstawy przymocowanym do czaszki.

3. Przygotowanie czaszki (~2 h)

  1. Należy wybrać szczura o masie 40 g lub więcej, aby mógł on utrzymać ciężar implantu. Wykorzystano samce szczurów linii Long-Evans w wieku od 6 do 12 miesięcy.
  2. Zanurz szczura w znieczuleniu. Umieść zwierzę w komorze anestazyjnej. Włącz 5% izofluranu.
  3. Wstrzyknąć dojądrowo dawkę ketaminy (50 mg/kg), ksylazyny (6 mg/kg) i atropiny (0,14 mg/kg).
    1. Głębokość znieczulenia należy monitorować co 20 min przez cały czas trwania procedury, sprawdzając brak odruchu wycofywania łapy po ucisku oraz utrzymanie częstotliwości oddechów na poziomie 50–75 oddechów/min.
  4. Nanieść maść do oczu szczurowi.
  5. Wygolić głowę szczura.
  6. Umieść zwierzę w uchwycie stereotaksycznym.
  7. Przygotuj pole operacyjne, wykonując trzy naprzemienne mycia chirurgiczne przy użyciu scrubu z povidonem jodowym, a następnie przemywając miejsce sterylną solą fizjologiczną.
  8. Wstrzyknąć 0,2 ml 0,5% lidokainy w skórę głowy.
  9. Wykonaj nacięcie strzałkowe w linii środkowej czaszki, odsłaniając obszar co najmniej 3 mm przed bregma i 3 mm za lambda.
  10. Usunąć okostną za pomocą patyczków waty.
  11. Zaznacz miejsca wprowadzenia i kraniotomii, nacinając czaszkę skalpelem w układzie współrzędnych kartezjańskich z zerem w punkcie bregma, posługując się instrumentem stereotaktycznym.
  12. Wywierć otwory do kraniektomii, pozostawiając cienką warstwę kości, którą można usunąć kleszczykami. Nie odsłaniaj opony twardej. Pozwala to na oczyszczenie czaszki z pyłu kostnego bez naruszania opony twardej.
  13. Wiercić otwory i wkręcać śruby kostne pojedynczo, aby zapobiec przedostawaniu się opiłków kostnych do otworów. Stosować obfitą irygację izotoniczną w celu usunięcia opiłków kostnych. Dla implantu o masie około 50 g należy użyć 10–12 śrub. Śruby tytanowe umożliwiają osseointegrację.49.
    1. Wkręcaj śruby do głębokości zapewniającej pełne przeniknięcie przez czaszkę, tak aby nie uszkodzić mózgu.
  14. Podłącz przynajmniej jedną śrubę kostną do przewodu elektrycznego, który będzie pełnił funkcję uziemienia obwodu.
  15. Po zakończeniu wszystkich wierceń oczyścić czaszkę z pyłu kostnego, przemywając ją roztworem soli fizjologicznej.
  16. Osusz czaszkę za pomocą patyczków watnych lub innych materiałów chłonnych, a następnie nanieś początkową warstwę adhezyjnego cementu lutującego (Tabela materiałów) do śrub (nie należy stosować trawienia szkliwem na czaszce gryzonia). Ta wstępna warstwa cementu lutingowego zwiększy przyleganie implantu i zmniejszy nakład pracy podczas późniejszych etapów adhezji.
  17. Usuń cienką warstwę kości pozostałą w każdym miejscu kraniotomii.
  18. Naciąć oponę twardą za pomocą igły 30G z wygiętą końcówką, unikając naczyń krwionośnych. Długość nacięcia musi odpowiadać wymiarom prowadnicy wprowadzającej.
    1. W przypadku wystąpienia krwawienia należy przeprowadzić manualne przemywanie za pomocą łagodnego wlewu soli fizjologicznej i nie kontynuować procedury do czasu ustąpienia krwawienia.
  19. W przypadku wykonywania wielu durektomii należy utrzymywać miejsca operacyjne w stanie wilgotnym, stosując gąbkę żelową lub inną metodę, taką jak regularne przemywanie co kilka minut solą fizjologiczną o temperaturze ciała.
  20. Ponownie osusz czaszkę za pomocą patyczków higienicznych lub innych materiałów chłonnych w celu przygotowania do przyklejenia elementu podstawy do czaszki za pomocą cementu lutingowego.
  21. Ustaw sterylną podstawę. Jeśli podstawa ma zasłonić bregma, zaznacz inne miejsce w znanej odległości, które będzie służyć jako punkt odniesienia.
  22. Nanieś adhezyjny cement lutujący wokół obwodu elementu podstawy. Wypełnij przyklejony element podstawy solą fizjologiczną; zidentyfikuj i uszczelnij wszelkie przecieki za pomocą adhezyjnego cementu lutującego na styku elementu podstawy i interfejsu czaszki (Rycina 5).
    UWAGA: Kluczowe jest, aby element podstawowy był całkowicie przymocowany do czaszki, aby zapobiec wyciekowi silikonowego żelu uszczelniającego sztuczną oponę twardą, ponieważ mogłoby to uniemożliwić odpowiednią adhezję implantu do czaszki. Zwierzę jest gotowe do wprowadzenia macierzy.

4. Seryjne wprowadzanie macierzy i wycofywanie czółenek (~1 h na macierz)

UWAGA: Niniejszą procedurę należy przeprowadzić testowo na urządzeniu niewykonalnym, szczególnie w przypadku implantacji wielu macierzy, gdzie jedno urządzenie może utrudniać implantację kolejnych urządzeń.

  1. Załaduj elementy 1 i 2 na tłok mikromanipulatora do retrakcji. Ustaw mikromanipulator elementu 1 w pozycji wysuniętej, a mikromanipulator elementu 3 w pozycji cofniętej. Tłok przesunie się do końcowej głębokości wewnątrz elementu 1. Element 2 pasuje do górnej części elementu 3, z wyrównanymi otworami.
    1. Załaduj element 3 na tłok mikromanipulatora do insercji i zabezpiecz go śrubą znajdującą się na spodniej stronie elementu 3 (Ryc. 5A,B).
    2. Załaduj i skręć elementy 2 i 3 razem, aby ruch mikromanipulatora do insercji przemieszczał cały aparat insercyjny (Ryc. 5C).
    3. Usuń śrubę, która łączy elementy 1 i 2. Element 1 porusza się niezależnie od elementu 2, co umożliwia oddzielną retrakcję czółenka insercyjnego z aparatu.
    4. Wkręć tę śrubę w boczny otwór elementu 1, prostopadle do toru tłoka, aż śruba wywrze nacisk na tłok. Zapewnia to, że element 1 porusza się zgodnie z cofającym się tłokiem, co przedstawiono na Ryc. 5D. Należy wybrać taki boczny otwór, który nie będzie zasłaniać widoczności po zamontowaniu aparatu na urządzeniu stereotaktycznym.

Konfiguracja mikromanipulatora do precyzyjnego wprowadzania i wycofywania, stosowana w badaniach biologicznych.
Rysunek 5: Montaż insertera.
(A) Montaż elementu 3 do mikromanipulatorów. (B) Mocowanie elementów 1 i 2 do urządzenia do aplikacji. (C) Elementy wprowadzające z zamontowanym układem elektrod i urządzeniem pomocniczym do wprowadzania. (D) Usunięto śrubę motylkową łączącą elementy 1 i 2. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

  1. Usuń wszelką piankę żelową z miejsc kraniektomii. Do celowania stereotaktycznego użyj rzeczywistego lub przybliżonego punktu bregma. Podczas przemieszczania urządzenia do miejsca wprowadzenia utrzymuj wysokość co najmniej kilku centymetrów nad czaszką.
    1. Unikaj długotrwałego trzymania urządzenia do wprowadzania macierzy w pobliżu czaszki lub mózgu, aby zmniejszyć ryzyko, że kondensacja spowoduje odłączenie macierzy od prowadnika przed lub w trakcie wprowadzania. Jeśli tak się stanie, spróbuj unieść urządzenie wysoko nad mózg i czaszkę, a następnie poczekaj, aż wyschnie i ponownie przylegnie.
  2. Dostosuj współrzędne implantu, aby uniknąć naczyń krwionośnych na powierzchni. Podobnie jak podczas kraniektomii i duralektomii, unikaj bezpośredniego przebijania naczyń.
  3. Wprowadź urządzenie szybkim ruchem (~25 µm/s), obniżając je za pomocą instrumentu stereotaktycznego, aż urządzenie wejdzie do mózgu. Urządzenie nie wniknie do mózgu natychmiast. Stopień oporu i wgłębienia będzie zależeć od lokalizacji celu oraz konstrukcji urządzenia (np. dwie względem czterech wypustek, kąt grota), jednak wgłębienie zazwyczaj nie przekracza 1 mm (Rysunek 6).

Implantacja interfejsu neuronowego, schemat szczegółowy, wprowadzanie macierzy elektrod do tkanki mózgowej.
Rycina 6: Wkładanie karetki z matrycą.
Przesuwany zespół elektrod (array-shuttle) jest wprowadzany do mózgu do docelowej głębokości. Przedstawiono zespół z czterema trzpieniami (shanks).

  1. Po wprowadzeniu do mózgu należy obniżyć urządzenie za pomocą mikromanipulatora, zmniejszając prędkość podczas zbliżania się do docelowej głębokości:
    1. Użyj ramienia stereotaktycznego, aby rozpocząć wprowadzanie w 25 µm/s.
    2. Użyj mikromanipulatora, aby włożyć w 10 µm/s gdy pozostanie od 2 mm do 1 mm powyżej docelowej głębokości.
    3. Powolne wprowadzanie za pomocą mikromanipulatora w celu 5 µm/s gdy 1 mm do 500 µm powyżej docelowej głębokości.
    4. Powolne wprowadzenie dalej do 1-2 µm/s podczas końcowego 500 µm do celu.
  2. Należy obserwować ramiona urządzenia (poziome rurki polimidowe) oraz punkt wstawienia podczas opuszczania, aby uniknąć przedwczesnego odłączenia zestawu promików.
  3. Po osiągnięciu docelowej głębokości (Rycina 7A), obustronnie przymocuj skrzydła polimidowe do miejsc mocowania w elemencie podstawowym za pomocą światłoutwardzalnego akrylu lub innego spoiwa, takiego jak cyjanoakrylan (Tabela materiałówW razie potrzeby należy osuszyć skrzydełka lub punkt mocowania na elemencie podstawy, ponieważ na tych powierzchniach może skraplać się woda, co uniemożliwia przyleganie. Jeśli wymagają tego ograniczenia widoczności lub przestrzeni, zazwyczaj wystarczy zakotwiczenie tylko jednego poliimidowego skrzydełka.
  4. Przed rozpuszczeniem PEG będzie widoczny jako globularna masa znajdująca się na styku macierzy i promu wprowadzającego (Rysunek 7A). Rozpuścić PEG, delikatnie zakraplając sól fizjologiczną o temperaturze ciała na macierz w miejscu, w którym przylega ona do prowadnika. Czas potrzebny na ten proces zależy od wybranej masy cząsteczkowej PEG; całkowite rozpuszczenie można potwierdzić poprzez bezpośrednią wizualizację. Po całkowitym rozpuszczeniu PEG granice macierzy będą w pełni odróżnialne od prowadnika i elementu 1 (Rycina 7B).

Chirurgiczne umiejscowienie elektrod, badanie mózgu, wysokorozdzielczy zestaw chirurgiczny przedstawiający pozycjonowanie sondy elektrycznej.
Rysunek 7: Wycofanie czółenka.
(A) Przytwierdzanie skrzydeł przed retrakcją. Przedstawiono układ dwurowkowy oraz czółenko. (B) rozpuszczanie PEG i adhezja skrzydełek z elementem trzpienia (zakreślonym na niebiesko), który umożliwia wizualne potwierdzenie skutecznego rozłączenia matrycy i promu podczas retrakcji. (C) Pomyślne wprowadzenie macierzy po cofnięciu promu wprowadzającego. (D) Element podstawowy z wypełnieniem z żelu silikonowego do pojedynczego wprowadzenia macierzy dwuramiennej. Zastosowany żel silikonowy o niskiej lepkości ma niebieski odcień. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

  1. Używając mikromanipulatora do retrakcji, powoli wycofaj prowadnicę wprowadzającą. Kontynuuj irygację solą fizjologiczną (~1 kropla/s) na wycofywany zestaw elektrod. Stosuj prędkości retrakcji analogiczne do prędkości wprowadzania na odpowiednich odległościach od głębokości docelowej:
    1. Wycofuj za pomocą mikromanipulatora z prędkością 1-2 µm/s od głębokości docelowej do -500 µm.
    2. Zwiększ prędkość retrakcji za pomocą mikromanipulatora do 5 µm/s w zakresie od -50 µm do -1 mm.
    3. Zwiększ prędkość retrakcji za pomocą mikromanipulatora do 10 µm/s w zakresie od -1 mm do -2 mm.
    4. Wycofuj za pomocą ramienia stereotaktycznego z prędkością 25 µm/s od -2 mm od celu w górę.
  2. Obserwuj miejsce styku między zestawem elektrod a prowadnicą wprowadzającą podczas retrakcji. Polimerowy zestaw elektrod widocznie oddzieli się od prowadnicy i stanie się półprzezroczysty, gdy prowadnica zostanie wycofana na półkolistym połączeniu między ramionami prowadnicy wprowadzającej (Rycina 7B).
  3. Odłącz konektor zestawu elektrod od elementu 2 i przesuń go w miejsce, które nie będzie przeszkadzać w kolejnych wprowadzeniach. Polimerowy zestaw elektrod znajduje się teraz w mózgu i nie jest już połączony z instrumentem stereotaktycznym (Rycina 7C). Usuń prowadnicę wprowadzającą oraz pozostały sprzęt do wprowadzania.
  4. W przypadku wielokrotnych wprowadzeń powtórz kroki 4.1-4.9; nie przechodź do następnej sekcji, dopóki nie zostaną wprowadzone wszystkie wymagane zestawy. Odradza się wprowadzanie dwóch urządzeń w odległości mniejszej niż 250 µm od siebie, ponieważ lekkie wygięcie taśmy urządzenia między mózgiem a skrzydłami w obszarze odciążającym może sięgać co najmniej takiej odległości.

5. Konstrukcja implantu (~2 h)

  1. Po końcowym wprowadzeniu macierzy usunąć sól fizjologiczną z elementu podstawy za pomocą pipety lub patyczka bawełnianego, uważając, aby nie naruszyć wszczepionych macierzy ani taśm.
  2. Wypełnić otwory kraniektomii oraz element podstawy niskolepkimi elastomerem silikonowym lub innym sztucznym uszczelniaczem opony twardej. Pozostawić do utwardzenia (Rysunek 7D). W przypadku wielokrotnego wprowadzenia, umieścić złącza sprzętowe tak, aby nie przeszkadzały (Rysunek 8A). Odpowiednio zorientować złącza macierzy oraz skonstruować implant tak, aby taśmy znajdowały się w docelowej, pożądanej pozycji.
  3. Przykryć macierze, taśmy macierzy i złącza silikonem elastomerowym o średniej lepkości. Zwrócić szczególną uwagę na styk polimeru ze złączem, ponieważ to przejście między materiałem miękkim a twardym jest podatne na uszkodzenia. Całkowicie pokryć taśmy macierzy, aby po utwardzeniu silikonu o średniej lepkości zostały one unieruchomione.
  4. Umieścić urządzenia pokryte elastomerem w zaprojektowanej obudowie.
  5. Wzmocnić podstawę implantu akrylem dentystycznym. Nie dopuścić do bezpośredniego kontaktu akrylu z taśmami macierzy, ponieważ ekspansja akrylu podczas utwardzania może uszkodzić ścieżki przewodzące.
  6. Nanieść bupiwakainę i maść z bacitracyną wokół nacięcia.
  7. Zamknąć nacięcie, używając szwów nylonowych 4-0 oraz kleju skórnego.

6. Rekonwalescencja i pielęgnacja implantu

  1. Wyjąć zwierzę z urządzenia stereotaktycznego i położyć je na boku na podkładce grzewczej.
  2. Podać podskórnie ciepły roztwór Ringera (5 – 10 mL) w celu nawodnienia zwierzęcia.
  3. Gdy zwierzę odzyska zdolność poruszania się (10 – 60 min), przenieść je do klatki, w której połowa powierzchni znajduje się pod podkładką grzewczą o temperaturze 37 °C, na okres 2-3 dni.
  4. W obszarze podkładki grzewczej zapewnić dostęp do zmiękczonego pokarmu i wody.
  5. Wstrzyknąć zwierzęciu 2 mg/kg meloksykamu co 24 h (podanie podskórne lub doustne) przez 1 tydzień, w razie potrzeby w celu opanowania bólu.
  6. Pozostawić szczura na 1-2 tygodnie w celu wygojenia rany i adaptacji do wagi implantu (Rycina 8B).
  7. Regularnie przemywać tkankę wokół implantu chlorheksydyną i codziennie kontrolować pod kątem podrażnień, infekcji lub rozejścia się rany.

Eksperyment neurobiologiczny; macierz mikroelektrod na głowie gryzonia; układ do rejestracji aktywności mózgu.
Rysunek 8: Kilka wstawionych macierzy oraz szczur po rekonwalescencji po implantacji. (A) Złącza sprzętowe w miejscach, które nie będą utrudniać kolejnych włożeń. (B) Przewlekły implant polimerowy z macierzą o 1024 kanałach. Powielono za zgodą Neuron [Rycina uzupełniająca 1H]1. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Wyniki

Zastosowanie niniejszego protokołu w przypadku implantu neuronalnego z 1024 kanałami pozwoliło na zarejestrowanie 375 pojedynczych jednostek1 (posortowanych za pomocą MountainSort50, nakładanie szumu < 0,03, izolacja > 0,96, 512 kanałów wykorzystanych do rejestracji pojedynczych jednostek, Rysunek 9A). Protokół ten można wykorzystać do implantacji różnej liczby urządzeń o różnej liczbie kanałów i specyfikacji w różnych kombinacjach celów rejestracji. Przy zastosowaniu tego samego protokołu wykazano trwałość rejestracji pojedynczych jednostek przez co najmniej 160 dni1 w danych z 19 urządzeń (18 urządzeń 32-kanałowych w korze przedczołowej, jedno urządzenie 64-kanałowe w korze oczodołowo-czołowej) u trzech różnych szczurów (Rysunek 9B). U jednego z trzech zwierząt wystąpiła cyfrowa awaria elektryczna, która spowodowała brak możliwości rejestracji z czterech urządzeń. W pozostałych 15/19 urządzeniach średnia wydajność rejestracji wynosiła ~1 pojedynczą jednostkę na kanał. Poszczególne urządzenia wykazywały wydajność od zaledwie kilku pojedynczych jednostek do ~2 jednostek na kanał. Typowe jest obserwowanie bardzo różnych wydajności w urządzeniach implantowanych temu samemu zwierzęciu w tym samym obszarze.

Ponadto inny zespół chirurgiczny, postępując zgodnie z opisanym tutaj protokołem, wszczepił sześciu dodatkowym zwierzętom kombinację 4-6 urządzeń 32-kanałowych skierowanych do kory oczodołowo-czołowej i jądra półleżącego oraz tetrodowy hyperdrive (całkowita masa implantów wynosiła około 50 g). U jednego zwierzęcia implant odłączył się w ciągu miesiąca od operacji. Drugie zwierzę padło w okresie rekonwalescencji pooperacyjnej, co prawdopodobnie nie było związane z opisanymi tutaj krokami protokołu. Pozostałe cztery zwierzęta pozostały zdrowe, a ich implanty były stabilne przez cały czas trwania eksperymentu, który trwał od 4 do 1 miesięcy. Liczba zarejestrowanych pojedynczych jednostek (single units) była zbliżona do wyników wcześniej raportowanych dla urządzeń 32-kanałowych.

Panel A: Diagram nakładania się skupisk i szumu, przedstawiający wskaźniki izolacji. Panel B: Wykres jednostek/dobę dla mPFC i OFC.
Rysunek 9: Wydajność pojedynczych jednostek i trwałość rejestracji.
(A) Liczba domniemanych klastrów pojedynczych jednostek z 512 kanałów (z implantu posiadającego 1024 kanały), uwarstwiona według progów wskaźników jakości. Automatyczna kuratela z wykorzystaniem programu MountainSort (nakładanie szumów 0,03, izolacja 0,96, czarna skrzynka w prawym górnym rogu) pozwoliła na identyfikację 375 pojedynczych jednostek z 512 kanałów. Powielone za zgodą czasopisma Neuron [Rycina 2A]1. (B) Wydajność pojedynczych jednostek dla macierzy polimerowych na kanał (lewa oś y) lub na 16-kanałowy shank (prawa oś y) w ciągu 160 dni po implantacji (oś x) u szczurów. Linia ciągła oznacza średnią wydajność komórek dla 8 shanków, linie przerywane ± 1 SE. Pojedyncze punkty czasowe dla każdego shanka przedstawiono jako kolorowe kropki w podziale na regiony. Przedruk za zgodą Neuron [Rycina 3A]1. Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej figury.

Dyskusja

Jest to metoda polegająca na wszczepianiu wielu matryc elektrod polimerowych do rozproszonych obszarów mózgu w celu rejestrowania pojedynczych jednostek przez miesiące. Metoda ta oznacza 8-krotny wzrost liczby kanałów zapisu i 4-krotny wzrost liczby insercji z najbliższego wielkoskalowego systemu opartego na matrycach polimerowych 2,3. System ten wykorzystywał system oparty na wstrzykiwaniu siatki polimerowej u myszy, ale nie podał bezwzględnej liczby przypuszczalnych pojedynczych jednostek, a zatem porównanie wydajności pojedynczego neuronu nie jest możliwe.

Metoda wprowadzania elastycznego urządzenia opiera się na wcześniejszym protokole z Felix et al.39, z istotnymi modyfikacjami: trzyczęściowym aparatem wprowadzającym do niezależnego ruchu krzemowego czółenka podczas chowania oraz wiązaniem matrycy na docelowej głębokości przed wycofaniem czółenka, co razem eliminuje potrzebę szybkiego wycofania opisanego w oryginalnym protokole. Zmiany te minimalizują uszkodzenia tkanek i utrzymują stabilność macierzy podczas chowania czółenka. Inne elastyczne strategie implantacji urządzeń, takie jak tymczasowe usztywnianie urządzeń materiałami rozpuszczalnymi w biodziałach, są zgodne z kolejnymi krokami tego protokołu. Zabezpieczenie urządzeń w implancie wymagało zintegrowania wcześniej zatwierdzonych strategii zakrywania mózgu i ochrony delikatnych wstęg urządzenia.

Ze względu na ich kruchość należy zachować ostrożność i uwagę, aby uniknąć bezpośredniego kontaktu lub innego przenoszenia siły na matryce elektrod polimerowych i silikonowe czółenka wprowadzające. Szczególnie podczas pracy z wieloma urządzeniami należy obserwować wprowadzanie pod mikroskopem, aby uniknąć zakłóceń między jednym urządzeniem a drugim. Ogólnie rzecz biorąc, możliwe jest delikatne obchodzenie się z matrycą elektrod za pomocą kleszczyków z plastikową końcówką, unikając śladów. Taka strategia jest odpowiednia, na przykład, jeśli układ elektrod polimerowych zaczyna się chować wraz z czółenkiem wprowadzającym. Może się to zdarzyć, jeśli PEG nie zostanie całkowicie rozpuszczony lub z powodu napięcia powierzchniowego soli fizjologicznej lub płynu mózgowo-rdzeniowego między polimerem a krzemem.

Jednym z najczęstszych możliwych do naprawienia błędów jest odłączenie macierzy od wahadłowca wprowadzającego. Może się to zdarzyć podczas wprowadzania, gdy wgłębienia w mózgu i ciśnienie na końcówce urządzenia wzrastają, jeśli matryca i czółenko są nieidealnie wyrównane lub jeśli kondensacja częściowo rozpuściła PEG. Aby ponownie przykleić matrycę, podnieś ją jak najwyżej ponad powierzchnię mózgu i poczekaj, aż wyschnie (około 5 minut).

Krytycznym aspektem planowania operacji implantacji wielomatrycowej jest konstrukcja elementu podstawowego tak, aby pomieścić wszystkie cele implantu i siedzieć bez przerw w stosunku do konturu czaszki. Podstawa to mały plastikowy kawałek, który jest mocowany do czaszki po oczyszczeniu czaszki, umieszczeniu i częściowej kraniektomii, przed wprowadzeniem matryc. Ma trzy funkcje: 1) do utrzymywania soli fizjologicznej w celu rozpuszczenia PEG po wprowadzeniu matrycy, ale przed wycofaniem wahadłowca krzemowego, 2) do zapewnienia miejsca nad powierzchnią czaszki, do którego matryce mogą być przymocowane za pomocą skrzydeł poliimidowych, umożliwiając w ten sposób odciążenie wzdłuż wstęgi powyżej jej punktu wprowadzenia w mózgu, oraz 3) do utrzymywania sztucznego uszczelniacza opony twardej, który stabilizuje i chroni macierze i mózg. Podstawa może być wykonana ręcznie lub wydrukowana w 3D. Zaobserwowano, że odsączanie i suszenie kawałka soli fizjologicznej jest bardzo ważne przed włożeniem urządzenia. Kroki te zapobiegają kondensacji i separacji macierzy i wózka wprowadzającego. Suszenie podstawy ma również kluczowe znaczenie dla wypełnienia jej sztucznym uszczelniaczem duralowym. Ważne jest również, aby podstawa nie przeciekała, ponieważ warstwa żelu silikonowego jest trudna do usunięcia z czaszki i zapobiega przyleganiu akrylu dentystycznego w celu niezawodnego, przewlekłego mocowania implantu do czaszki. Oczekuje się, że każdy biokompatybilny elastomer silikonowy o niskiej lepkości może być użyty do wypełnienia kraniektomii i części podstawowej, z otaczającym go elastomerem silikonowym o wyższej lepkości i odsłoniętymi wstęgami polimerowymi.

Postępy w nanowytwarzaniu polimerów przełożą się na matryce elektrod na bazie polimerów, zmniejszając rozmiary elementów i zwiększając możliwą liczbę elektrod w matrycy bliżej tej w urządzeniach krzemowych 15,16,17,18,19. Podobnie, pola przekroju poprzecznego urządzeń polimerowych będą się zmniejszać wraz z rozmiarami elementów, zapewniając jeszcze lepszą biokompatybilność8. Ponownie, podobnie jak w przypadku urządzeń krzemowych, integracja z układami wzmacniającymi, digitalizującymi i multipleksującymi17 umożliwi nagrywanie neuronowe na większą skalę.

Oświadczenia

J.E.C i L.M.F. są wynalazcami oczekującego patentu związanego z opisywaną tutaj pracą.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez U01NS090537 grantów NINDS dla L.M.F i V.M.T., granty NINH F30MH109292 dla J.E.C, a F30MH115582 granty NIMH dla H.R.J. J.E.C. i H.R.J. są również wspierane przez #T32GM007618 grantów NIGMS MSTP. Flatiron Institute jest oddziałem Fundacji Simonsa.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
3D Drukowane części adaptera stereotax (3) i podstawa (1) < / strong>N / AN / Aczęści do druku 3d, zaproponuj < 30 μ Rozdzielczość m dla minimalnego ręcznego wykańczania części. Pliki dostępne w:
https://github.com/jasonechung/PolymerProbe3dParts
Dental Acrylic (Hygenic Repair Resin, Coltene typ II quick set)Colten/Whaledent8886784, 8881627Akryl dentystyczny do stosowania podczas budowy implantów
Mikromanipulator hydrauliczny (x2)Narishige GroupMO-101-osiowy mikromanipulator
Kapton Taśma poliamidowaBertechPPTDE-1/2Taśma dwustronna
Kopf Stereotax Arm  Kopf Instruments103088R, 103088LStandardowy stereotax dla gryzoni
Light Curable Dental Acrylic, Vivid FlowColtene/WhaledentD33-01-00Światłoutwardzalny akryl dentystyczny do stosowania podczas budowy implantów
Loctite Gel Control  Henkel Corp.  2347901364076 1735574 1752699 Cyjanoakrylan do przyklejania silikonowego czółenka do odpowiedniej części drukowanej w 3D
Metabond Quick CementParkellS380Do bezpośredniego stosowania na czaszkę w celu stworzenia silnego połączenia między czaszką a implantem
Polymer Electrode Arrays i silikonowe wahadłowce wprowadzająceLawrence-Livermore National LaboratoryN/AWyprodukowane w Lawrence-Livermore National Laboratory, matryce elektrod poliimidowych, zestaw silikonowych czujników wprowadzających
Silicone Gel Kit, niska lepkośćDow Corning03/80Żel silikonowy o niskiej lepkości do napełniania wydrukowanej w 3d części bazowej
silikon, zestaw o średniej lepkościWorld Precision Instruments  Kwik-SilŻel silikonowy o średniej lepkości do ochrony matryc elektrod polimerowych

Bibliografia

  1. Chung, J. E., et al. High-Density, Long-Lasting, and Multi-region Electrophysiological Recordings Using Polymer Electrode Arrays. Neuron. 101 (1), 21-31 (2019).
  2. Fu, T. M., Hong, G., Viveros, R. D., Zhou, T., Lieber, C. M. Highly scalable multichannel mesh electronics for stable chronic brain electrophysiology. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (47), E10046-E10055 (2017).
  3. Fu, T. M., et al. Stable long-term chronic brain mapping at the single-neuron level. Nature Methods. 13 (10), 875-882 (2016).
  4. Gilletti, A., Muthuswamy, J. Brain micromotion around implants in the rodent somatosensory cortex. Journal of Neural Engineering. 3 (3), 189-195 (2006).
  5. Jeong, J. W., et al. Soft Materials in Neuroengineering for Hard Problems in Neuroscience. Neuron. 86 (1), 175-186 (2015).
  6. Kim, T. I., et al. Injectable, cellular-scale optoelectronics with applications for wireless optogenetics. Science. 340 (6129), 211-216 (2013).
  7. Lee, H. C., et al. Histological evaluation of flexible neural implants; flexibility limit for reducing the tissue response? Journal of Neural Engineering. 14 (3), (2017).
  8. Luan, L., et al. Ultraflexible nanoelectronic probes form reliable, glial scar-free neural integration. Science Advances. 3 (2), (2017).
  9. Schuhmann, T. G. Jr, et al. Syringe-injectable Mesh Electronics for Stable Chronic Rodent Electrophysiology. Journal of Visualized Experiments. (137), (2018).
  10. Dhawale, A. K., et al. Automated long-term recording and analysis of neural activity in behaving animals. Elife. 6, (2017).
  11. Schwarz, D. A., et al. Chronic,wireless recordings of large-scale brain activity in freely moving rhesus monkeys. Nature Methods. 11 (6), 670-676 (2014).
  12. Kloosterman, F., et al. Micro-drive array for chronic in vivo recording: drive fabrication. Journal of Visualized Experiments. (26), (2009).
  13. Lu, L., Popeney, B., Dickman, J. D., Angelaki, D. E. Construction of an Improved Multi-Tetrode Hyperdrive for Large-Scale Neural Recording in Behaving Rats. Journal of Visualized Experiments. (135), (2018).
  14. Nguyen, D. P., et al. Micro-drive array for chronic in vivo recording: tetrode assembly. Journal of Visualized Experiments. (26), (2009).
  15. High-Density Cmos Neural Probe Implementing a Hierarchical Addressing Scheme for 1600 Recording Sites and 32 Output Channels. Herbawi, A. S., Kiessner, L., Paul, O., Ruther, P. 2017 19th International Conference on Solid-State Sensors, Actuators and Microsystems (Transducers), , 20-23 (2017).
  16. Raducanu, B. C., et al. Time Multiplexed Active Neural Probe with 1356 Parallel Recording Sites. Sensors (Basel). 17 (10), (2017).
  17. Jun, J. J., et al. Fully integrated silicon probes for high-density recording of neural activity. Nature. 551 (7679), 232-236 (2017).
  18. Lopez, C. M., et al. A Neural Probe With Up to 966 Electrodes and Up to 384 Configurable Channels in 0.13 mu m SOI CMOS. Ieee Transactions on Biomedical Circuits and Systems. 11 (3), 510-522 (2017).
  19. Scholvin, J., et al. Close-Packed Silicon Microelectrodes for Scalable Spatially Oversampled Neural Recording. Ieee Transactions on Biomedical Engineering. 63 (1), 120-130 (2016).
  20. Bernatchez, S. F., Parks, P. J., Gibbons, D. F. Interaction of macrophages with fibrous materials in vitro. Biomaterials. 17 (21), 2077-2086 (1996).
  21. Sanders, J. E., Stiles, C. E., Hayes, C. L. Tissue response to single-polymer fibers of varying diameters: Evaluation of fibrous encapsulation and macrophage density. Journal of Biomedical Materials Research. 52 (1), 231-237 (2000).
  22. Seymour, J. P., Kipke, D. R. Neural probe design for reduced tissue encapsulation in CNS. Biomaterials. 28 (25), 3594-3607 (2007).
  23. Szarowski, D. H., et al. Brain responses to micro-machined silicon devices. Brain Research. 983 (1-2), 23-35 (2003).
  24. Thelin, J., et al. Implant Size and Fixation Mode Strongly Influence Tissue Reactions in the CNS. PLoS One. 6 (1), (2011).
  25. Mols, K., Musa, S., Nuttin, B., Lagae, L., Bonin, V. In vivo characterization of the electrophysiological and astrocytic responses to a silicon neuroprobe implanted in the mouse neocortex. Science Reports. 7 (1), 15642(2017).
  26. Okun, M., Lak, A., Carandini, M., Harris, K. D. Long Term Recordings with Immobile Silicon Probes in the Mouse Cortex. PLoS One. 11 (3), e0151180(2016).
  27. Kim, Y. T., Hitchcock, R. W., Bridge, M. J., Tresco, P. A. Chronic response of adult rat brain tissue to implants anchored to the skull. Biomaterials. 25 (12), 2229-2237 (2004).
  28. Biran, R., Martin, D. C., Tresco, P. A. The brain tissue response to implanted silicon microelectrode arrays is increased when the device is tethered to the skull. Journal of Biomedical Materials Research. Part A. 82 (1), 169-178 (2007).
  29. Lacour, S. P., Courtine, G., Guck, J. Materials and technologies for soft implantable neuroprostheses. Nature Reviews Materials. 1 (10), (2016).
  30. Geddes, L. A., Roeder, R. Criteria for the selection of materials for implanted electrodes. Annals of Biomedical Engineering. 31 (7), 879-890 (2003).
  31. Fattahi, P., Yang, G., Kim, G., Abidian, M. R. A Review of Organic and Inorganic Biomaterials for Neural Interfaces. Advanced Materials. 26 (12), 1846-1885 (2014).
  32. Weltman, A., Yoo, J., Meng, E. Flexible, Penetrating Brain Probes Enabled by Advances in Polymer Microfabrication. Micromachines. 7 (10), (2016).
  33. Ware, T., et al. Fabrication of Responsive, Softening Neural Interfaces. Advanced Functional Materials. 22 (16), 3470-3479 (2012).
  34. Harris, J. P., et al. Mechanically adaptive intracortical implants improve the proximity of neuronal cell bodies. Journal of Neural Engineering. 8 (6), (2011).
  35. Rousche, P. J., et al. Flexible polyimide-based intracortical electrode arrays with bioactive capability. Ieee Transactions on Biomedical Engineering. 48 (3), 361-371 (2001).
  36. Patel, P. R., et al. Insertion of linear 8.4 mu m diameter 16 channel carbon fiber electrode arrays for single unit recordings. Journal of Neural Engineering. 12 (4), (2015).
  37. Xiang, Z. L., et al. Ultra-thin flexible polyimide neural probe embedded in a dissolvable maltose-coated microneedle. Journal of Micromechanics and Microengineering. 24 (6), (2014).
  38. Felix, S., et al. Removable silicon insertion stiffeners for neural probes using polyethylene glycol as a biodissolvable adhesive. Conference Proceedings of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. 2012, 871-874 (2012).
  39. Felix, S. H., et al. Insertion of flexible neural probes using rigid stiffeners attached with biodissolvable adhesive. Journal of Visualized Experiments. (79), (2013).
  40. Kozai, T. D. Y., Kipke, D. R. Insertion shuttle with carboxyl terminated self-assembled monolayer coatings for implanting flexible polymer neural probes in the brain. Journal of Neuroscience Methods. 184 (2), 199-205 (2009).
  41. Joo, H. R., Fan, J. L., Chen, S., et al. A microfabricated, 3D-sharpened silicon shuttle for insertion of flexible electrode arrays through dura mater into brain. J Neural Eng. , (2009).
  42. Sohal, H. S., et al. The sinusoidal probe: a new approach to improve electrode longevity. Frontiers in Neuroengineering. 7, 10(2014).
  43. Kim, B. J., et al. 3D Parylene sheath neural probe for chronic recordings. Journal of Neural Engineering. 10 (4), (2013).
  44. Zhao, Z., et al. Parallel, minimally-invasive implantation of ultra-flexible neural electrode arrays. Journal of Neural Engineering. , (2019).
  45. Richter, A., et al. A simple implantation method for flexible, multisite microelectrodes into rat brains. Frontiers in Neuroengineering. 6, 6(2013).
  46. Hanson, T. L., Diaz-Botia, C. A., Kharazia, V., Maharbiz, M. M., Sabes, P. N. The “sewing machine” for minimally invasive neural recording. bioRxiv. , (2019).
  47. Jackson, N., Muthuswamy, J. Artificial dural sealant that allows multiple penetrations of implantable brain probes. Journal of Neuroscience Methods. 171 (1), 147-152 (2008).
  48. Gage, G. J., et al. Surgical implantation of chronic neural electrodes for recording single unit activity and electrocorticographic signals. Journal of Visualized Experiments. (60), (2012).
  49. Bothe, R. T., Beaton, K. E., Davenport, H. A. Reaction of Bone to Multiple Metallic Implants. Surgery, Gynecology and Obstetrics. 71, 598-602 (1940).
  50. Chung, J. E., et al. A Fully Automated Approach to Spike Sorting. Neuron. 95 (6), 1381-1394 (2017).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Przewlekła implantacja neuronalnarejestracja wieloregionowadługoterminowa elektrofizjologiastereotaktyczna insercja urządzeniastabilizacja macierzy polimerowejwielokanałowa rejestracja neuronalnaśledzenie pojedynczych jednostekmetoda enkapsulacji silikonowejchowana szybkotka insercyjna
Przewlekła implantacja wielu elastycznych matryc elektrod polimerowych
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.