Artykuł metodologiczny

Mysi model przeszczepu aorty szyjnej przy użyciu zmodyfikowanej techniki mankietu bez szwów

DOI:

10.3791/59983

⸱

2 listopada 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of General, Visceral, and Transplant Surgery, Ludwig Maximilian University of Munich, 2Walter-Brendel-Centre of Experimental Medicine, Ludwig Maximilian University of Munich, 3Department of General, Visceral and Cancer Surgery, University Hospital of Cologne, University of Cologne

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj prezentujemy protokół heterotopowego przeszczepu aorty u myszy przy użyciu techniki mankietu bez szwów w mysim modelu szyjki macicy. Model ten może być wykorzystany do badania patologii leżącej u podstaw przewlekłej waskulopatii przeszczepu allogenicznego (CAV) i może pomóc w ocenie nowych środków terapeutycznych w celu zapobiegania jej powstawaniu.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dzięki wprowadzeniu skutecznych protokołów immunosupresyjnych, możliwe są wyraźne postępy w zapobieganiu i terapii epizodów ostrego odrzucenia. Jednak w ciągu ostatnich dziesięcioleci można było zaobserwować tylko niewielką poprawę długoterminowych wyników przeszczepionych narządów litych. W tym kontekście przewlekła waskulopatia przeszczepu allogenicznego (CAV) nadal stanowi główną przyczynę późnej niewydolności narządów w transplantacji serca, nerek i płuc.

Jak dotąd, patogeneza leżąca u podstaw rozwoju CAV pozostaje niejasna, co wyjaśnia, dlaczego obecnie brakuje skutecznych strategii leczenia i podkreśla potrzebę odpowiednich modeli eksperymentalnych w celu zbadania podstawowej patofizjologii prowadzącej do powstawania CAV. Poniższy protokół opisuje mysi heterotopowy model przeszczepu aorty szyjnej przy użyciu zmodyfikowanej techniki mankietu bez szwów. W tej technice odcinek aorty piersiowej jest umieszczony w prawej tętnicy szyjnej wspólnej. Dzięki zastosowaniu techniki mankietu bez szwów można ustalić łatwy do nauczenia się i powtarzalny model, minimalizując ewentualną niejednorodność zszytych mikrozespoleń naczyniowych.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W ciągu ostatnich sześciu dekad, przeszczepianie narządów stałych ewoluowało od procedury eksperymentalnej do standardu opieki w leczeniu schyłkowej niewydolności narządów1. Ze względu na udoskonalenie środków przeciwdrobnoustrojowych, technik chirurgicznych i postęp w leczeniu immunosupresyjnym, wczesny wskaźnik powodzenia przeszczepów narządów litych znacznie wzrósł w ciągu ostatnich dziesięcioleci2.

Jednak długoterminowe wskaźniki przeżywalności przeszczepów nie poprawiły się znacząco w ten sam sposób3. Rozwój CAV jest głównym czynnikiem ograniczającym długoterminowe przeżycie4,5,6. Patologia ta charakteryzuje się tworzeniem koncentrycznej warstwy neowewnętrznej składającej się z komórek mięśni gładkich, co prowadzi do postępującego zwężenia naczynia i późniejszej wady, jaką ma przeszczepiony narząd lity. U biorców przeszczepu serca zmiany CAV można zdiagnozować nawet u 75% pacjentów 3 lata po przeszczepie7.

Patofizjologia CAV nie jest jeszcze w pełni zrozumiała. Wydaje się, że jest to związane z licznymi czynnikami immunologicznymi i nieimmunologicznymi, prowadzącymi do uszkodzenia śródbłonka, a następnie aktywacji i dysfunkcji śródbłonka8. Jak dotąd nie istnieje żadna przyczynowa opcja leczenia w celu zapobiegania CAV, co podkreśla potrzebę stworzenia powtarzalnego modelu małego zwierzęcia w celu zbadania powstawania i potencjalnej terapii CAV.

Za pomocą modeli przeszczepu aorty u myszy, zmiany podobne do CAV można zobaczyć 4 tygodnie po przeszczepie. Zmiany te składają się głównie z komórek mięśni gładkich naczyń krwionośnych, przypominając w ten sposób ludzką patologię. Ze względu na dużą różnorodność myszy transgenicznych i knock out, zastosowanie modeli mysich w patologiach związanych z przeszczepami daje wyjątkową okazję do zidentyfikowania nowych opcji terapeutycznych i zrozumienia ich rozwoju. Jednak ze względu na małą średnicę przeszczepionych naczyń, użycie modeli mysich jest zwykle związane z długimi krzywymi uczenia się i początkowym wysokim wskaźnikiem powikłań9. Dzięki wprowadzeniu techniki mankietu bez szwów, ta najtrudniejsza część operacji może zostać ułatwiona, a średnica zespolenia jest utrzymywana na stałym poziomie10,11.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie eksperymenty zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi niemieckiej ustawy o ochronie zwierząt (TierSchG.) (AZ: 55.2-1-54-2532.Vet_02-80-2015).

1. Pomieszczenia dla zwierząt

  1. Do eksperymentów należy użyć samców myszy C57BL/6 i BALB/c o wadze 20-25 g, przy czym myszy C57BL/6 są zwierzętami biorczymi, a myszy BALB/c są zwierzętami dawczymi.
  2. Kup zwierzęta i umieść je w obiekcie wolnym od barier chorobotwórczych, zgodnie z wytycznymi FELASA dotyczącymi monitorowania stanu zdrowia12.
  3. Trzymaj myszy w standardowych klatkach Makrolon z materiałem do zagnieżdżania wzbogacającego. Zapewnić ad libitum dostęp do wody i granulowanego pokarmu w cyklu dzień/noc trwającym 12 godzin.
  4. Utrzymuj temperaturę w pomieszczeniu na poziomie 22 ± 2°C, a wilgotność względną na poziomie 55 ± 5%.

2. Przygotowanie odbiorcy

  1. Najpierw należy znieczulić zwierzę biorcę (C57BL/6) za pomocą dootrzewnowego wstrzyknięcia midazolamu (5 mg/kg; 5 mg/ml), medetomidyny (0,5 mg/kg; 1 mg/ml) i fentanylu (0,05 mg/kg; 0,05 mg/ml).
    UWAGA: Prawidłowa głębokość znieczulenia powinna zostać osiągnięta w ciągu 5-10 minut.
    1. Uszczypnij tylne stopy kleszczami, aby sprawdzić, czy nie ma odruchów i potwierdzić głębokość znieczulenia.
  2. Przytnij wszystkie włosy z bocznej części szyjki macicy za pomocą elektrycznej maszynki do strzyżenia włosów dla małych zwierząt i nałóż maść okulistyczną z wacikami, aby zapobiec wysuszeniu oczu podczas zabiegu.
  3. Umieść zwierzę w pozycji leżącej na poduszce grzewczej pod mikroskopem i delikatnie przyklej jego nogi do stołu operacyjnego za pomocą wrażliwych na skórę pasków plastrowych.
  4. Odchyl głowę do tyłu i kilkakrotnie wyszoruj pole operacyjne alkoholem.
  5. Wykonaj nacięcie skóry od nacięcia szyjnego do prawej dolnej żuchwy małymi nożyczkami.
  6. Usuń prawy dolny płat gruczołu podżuchwowego poprzez dwubiegunową kauteryzację szypułki naczynia, a następnie wycięcie mikronożyczkami.
  7. Usuń prawy mięsień mostkowo-obojczykowo-sutkowy poprzez dwubiegunową kauteryzację górnej i dolnej części, a następnie wycięcie mikronożyczkami, aby uzyskać dostęp do tętnicy szyjnej wspólnej.
  8. Zmobilizuj wspólną tętnicę szyjną jak najdalej dystalnie i proksymalnie, rozsuwając otaczającą tkankę łączną za pomocą cienkich kleszczy.
  9. Zawiąż dwie jedwabne ligatury 7-0 z minimalną odległością między nimi wokół środka wspólnej tętnicy szyjnej i przeciąć wspólną tętnicę szyjną za pomocą drobnych mikronożyczek między ligaturami.
  10. Przełóż proksymalny, podwiązany koniec przez mankiet i przymocuj go za pomocą małego zacisku tętniczego.
    UWAGA: Mankiety, które zostały użyte w tej procedurze, zostały wycięte mikronożyczkami z rurek poliimidu o średnicy zewnętrznej 0,610 mm i grubości ścianki 0,0254 mm. Gotowe mankiety miały długość ~2 mm, przy czym jedna połowa, która służy do procesu mankietowania, jest pełnym cylindrem, a druga połowa, która jest zaciskana, jest półcylindrem.
  11. Usunąć ligaturę cienkimi mikronożyczkami, jak najbliżej ligatury, i przepłukać światło heparynizowaną solą fizjologiczną (50 j.m./ml) za pomocą igły 30 G, uważając, aby nie uszkodzić ścianek naczynia.
  12. Rozciągnij otwarte światło za pomocą drobnych rozszerzaczy naczyń krwionośnych i przeciągnij kikut szyjny nad mankietem, delikatnie przeciągając go po rurce poliimidowej.
  13. Natychmiast przymocuj zwiniętą tętnicę szyjną luźno zawiązaną jedwabną pętlą 7-0.
    UWAGA: Przed zabiegiem luźno zawiąż 4 jedwabne pętelki 7-0 o średnicy około 1,5 mm, aby procedura mankietowania była płynniejsza i łatwiejsza.
  14. Wykonaj tę samą procedurę (2.10-2.13) na drugim końcu tętnicy szyjnej.
  15. Odłóż zwierzę biorcy na bok i nawilżaj pole operacyjne solą fizjologiczną, aż do usunięcia odcinka aorty.

3. Operacja dawcy

  1. Znieczulić mysz dawcę (BALB/c) w taki sam sposób, jak zwierzę biorcy.
    1. Uszczypnij tylne stopy kleszczami, aby sprawdzić, czy nie ma odruchów i potwierdzić wystarczające znieczulenie.
  2. Przytnij wszystkie włosy w okolicy brzucha i klatki piersiowej za pomocą elektrycznej maszynki do strzyżenia włosów dla małych zwierząt i nałóż maść okulistyczną z wacikami, aby zapobiec wysuszeniu oczu podczas zabiegu.
  3. Umieść zwierzę w pozycji leżącej na poduszce grzewczej pod mikroskopem i delikatnie przyklej jego nogi do stołu operacyjnego za pomocą wrażliwych na skórę pasków plastrowych.
  4. Kilkakrotnie wyszoruj pole operacyjne alkoholem.
  5. Wykonaj laparotomię brzucha w linii środkowej małymi nożyczkami i lekko wypchnij jelita do góry, aby odsłonić żyłę główną dolną (IVC).
  6. Wstrzyknąć do żyły głównej dolnej (IVC) 1 ml heparynizowanego roztworu soli fizjologicznej za pomocą igły 30 G.
  7. Przeciąć aortę brzuszną i IVC poniżej tętnic nerkowych małymi nożyczkami, aby wykrwawić zwierzę dawcy. Luźno umieść kompres w jamie brzusznej, aby wchłonąć krew.
  8. Wykonaj torakotomię przy obustronnym przekierowaniu żeber nożyczkami i przechyl przednią ścianę klatki piersiowej czaszkowo za pomocą zacisku chirurgicznego, aby odsłonić śródpiersie.
  9. Przetnij IVC i przełyk bezpośrednio nad membraną za pomocą mikronożyczek.
  10. Usuń serce i płuca, przechylając je do góry za pomocą kleszczy przytrzymujących przecięty IVC/przełyk, a następnie wycinając je mikronożyczkami z podstawy, aby uzyskać dostęp do aorty piersiowej w grzbietowym śródpiersiu.
  11. Zmobilizuj aortę piersiową od otaczającej ją tkanki, rozsuwając otaczającą tkankę łączną i tłuszcz za pomocą cienkich kleszczy, uważając, aby nie uszkodzić tętnic międzyżebrowych.
  12. Kauteryzuj wszystkie gałęzie aorty piersiowej za pomocą bipolarnych kleszczy kauteryzacyjnych i wytnij odcinek aorty między przeponą a łukiem aorty za pomocą mikronożyczek.
  13. Przepłukać wycięty odcinek aorty heparynizowaną solą fizjologiczną za pomocą igły 30 G, uważając, aby nie uszkodzić ścian naczynia, usunąć pozostałą krew lub skrzepy i przenieść przeszczep do zwierzęcia biorcy.
    UWAGA: Podczas transferu należy bezpośrednio umieścić przeszczep aorty w mniej więcej właściwej pozycji u biorcy. Jeśli występują problemy mylące różne końce przeszczepu u zwierzęcia biorcy, pomocne może być luźne podwiązanie wokół dystalnego końca.

4. Implantacja

  1. Przeciągnij bliższy koniec odcinka aorty dawcy przez mankiet proksymalny na szczycie tętnicy szyjnej za pomocą cienkich kleszczyków i natychmiast przymocuj go luźno zawiązaną jedwabną pętlą 7-0.
  2. Przytnij dystalny, wolny koniec przeszczepu aorty za pomocą mikronożyczek tak, aby długość przeszczepu pasowała do odległości między dwoma mankietami.
  3. Powtórz krok 4.1 na drugim końcu aorty z drugim mankietem, aby zakończyć zespolenie.
  4. Usuń dystalny zacisk, aby umożliwić perfuzję wsteczną.
  5. Po osiągnięciu hemostazy należy zdjąć zacisk proksymalny w celu zakończenia zespolenia.
  6. Na koniec zamknij ranę szwem ciągłym 6-0.

5. Opieka pooperacyjna

  1. Uważnie obserwuj mysz przez pierwsze 6 godzin po operacji, a następnie kilka razy dziennie przez pierwsze 72 godziny po przeszczepie, aby natychmiast wykryć wszelkie powikłania.
  2. W przypadku analgezji pooperacyjnej należy wstrzyknąć przeszczepionej myszy buprenorfinę (0,05-0,1 mg/kg) podskórnie bezpośrednio po przeszczepie, a następnie co 12 godzin przez 72 godziny w celu zapewnienia odpowiedniej, długotrwałej analgezji.

6. Wyjaśnienia dotyczące przeszczepu aorty

  1. Znieczulenie przeszczepionego zwierzęcia należy podać dootrzewnowo midazolam (5 mg/kg; 5 mg/ml), medetomidynę (0,5 mg/kg; 1 mg/ml) i fentanyl (0,05 mg/kg; 0,05 mg/ml) 4 tygodnie po przeszczepie.
    1. Uszczypnij tylne stopy kleszczami, aby sprawdzić, czy nie ma odruchów i potwierdzić wystarczające znieczulenie.
  2. Obetnij wszystkie włosy w okolicy brzucha, klatki piersiowej i szyjki macicy za pomocą elektrycznej maszynki do strzyżenia włosów dla małych zwierząt.
  3. Umieść zwierzę w pozycji leżącej na poduszce grzewczej pod mikroskopem i delikatnie przyklej jego nogi do stołu operacyjnego za pomocą wrażliwych na skórę pasków plastrowych.
  4. Kilkakrotnie wyszoruj pole operacyjne alkoholem.
  5. Wykonaj laparotomię brzucha w linii środkowej małymi nożyczkami i lekko wypchnij jelita do góry, aby odsłonić żyłę główną dolną (IVC).
  6. Wstrzyknąć do żyły głównej dolnej (IVC) 1 ml heparynizowanego roztworu soli fizjologicznej za pomocą igły 30 G.
  7. Przeciąć aortę brzuszną i IVC poniżej tętnic nerkowych małymi nożyczkami, aby wykrwawić zwierzę dawcy. Luźno umieść kompres w jamie brzusznej, aby wchłonąć krew.
  8. Wykonaj nacięcie skóry od nacięcia szyjnego do prawej dolnej żuchwy małymi nożyczkami odpowiadającymi nacięciu skóry wykonanemu podczas zabiegu przeszczepu.
  9. Zidentyfikuj przeszczepiony przeszczep aorty wraz z dystalnym i proksymalnym mankietem i tępo usuń otaczającą tkankę za pomocą kleszczy.
  10. Za pomocą mikronożyczek przeciąć tętnicę szyjną wspólną dystalną i proksymalną do przeszczepu aorty za pomocą mankietów w celu wysadzenia przeszczepu aorty wraz z dwoma końcami mankietu.
  11. Przeciąć odcinek aorty na pół i zachować próbki do dalszych analiz (skrawki zamrożone, skrawki zatopione w parafinie, materiał zamrożony zatrzaskowo)13,14.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W modelu przeszczepu z pełnym MHC-niedopasowanie, koncentryczną warstwę neointimalną można zobaczyć 4 tygodnie po przeszczepie (Rysunek 2). Warstwa ta składa się głównie z komórek mięśni gładkich naczyń krwionośnych, jak wykazało barwienie immunohistologiczne SM22 (selektywny marker dojrzałych komórek mięśni gładkich naczyń krwionośnych). Jak wspomniano wcześniej, te komórki mięśni gładkich naczyń krwionośnych są patognomoniczne dla zmian obserwowanych w przewlekłej waskulopatii przeszczepu allogenicz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przewlekła waskulopatia przeszczepów allogenicznych jest główną przyczyną późnej utraty przeszczepu po przeszczepieniu narządów litych serca oraz prawdopodobnych alloprzeszczepów nerek i płuc8. Do tej pory nie udało się opracować żadnego przyczynowego schematu terapeutycznego, który zapobiegałby powstawaniu CAV.

Patofizjologia CAV jest wieloczynnikowa i obejmuje aspekty immunologiczne i nieimmunologiczne16. Wykorzystanie modeli gryzoni w transpla...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Myszy Balb-c (H2-d)Charles RiverStrain# 028Zwierzę dawcy
Bipolarny system kauteryzacjiERBEICC 50 / 20195-023Kauteryzacja bipolarna
C57BL/6J (H-2b)Charles RiverStrain# 027Zwierzę biorcy
Uchwyty do igieł HalseyFST12501-12Uchwyt na igły
Halsted-Szczypce do komarówAESCULAPBH111RZakrzywiony zacisk
Medyczna rurka poliamidowaNordson MEDICAL141-0031Materiał mankietu
Micro SerrefinesFST18055-04Mikroklips do naczyń
Kleszcze Micro-Adson (ząbkowane)FST11018-12Standardowe kleszcze
Micro-Serrefine Zacisk Kleszcze do nakładaniaFST18057-14Clipapplicator
S& Kleszcze T - Końcówki SuperGrip (kątowe 45&)S& T00649-11Kleszcze drobnoziarniste
S& Kleszcze rozszerzające naczynia T - kątowe 10° (Średnica końcówki 0,2 mm)S& T00125-11Rozszerzacz naczyń
Schott VisiLED ZestawSchottMC 1500 / S80-55
Lekki mikroskop stereoskopowyZEISSSteREO Discovery.V8
Mikroskop Studentki Drobne nożyczki / Nożyczki chirurgiczne - Ostro-FST91460-11 / 14001-12Standardowe syszorki
Vannas-Tü Bingen Nożyczki sprężynowe (zakrzywione, 8.5 cm)FST15004-08Mikrosymetry (zakrzywione)
Vannas-Tü Nożyczki sprężynowe bingen (proste, 8.5 cm)FST15003-08Mikrosymetry (proste)

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Rana, A., et al. Survival benefit of solid-organ transplant in the United States. JAMA Surgery. 150 (3), 252-259 (2015).
  2. Rana, A., Godfrey, E. L. Outcomes in Solid-Organ Transplantation: Success and Stagnation. Texas Heart Institute Journal. 46 (1), 75-76 (2019).
  3. Meier-Kriesche, H. U., Schold, J. D., Srinivas, T. R., Kaplan, B. Lack of improvement in renal allograft survival despite a marked decrease in acute rejection rates over the most recent era. American Journal of Transplantation. 4 (3), 378-383 (2004).
  4. Bagnasco, S. M., Kraus, E. S. Intimal arteritis in renal allografts: new takes on an old lesion. Current Opinion in Organ Transplantation. 20 (3), 343-347 (2015).
  5. Hollis, I. B., Reed, B. N., Moranville, M. P. Medication management of cardiac allograft vasculopathy after heart transplantation. Pharmacotherapy. 35 (5), 489-501 (2015).
  6. Verleden, G. M., Raghu, G., Meyer, K. C., Glanville, A. R., Corris, P. A new classification system for chronic lung allograft dysfunction. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 33 (2), 127-133 (2014).
  7. Ramzy, D., et al. Cardiac allograft vasculopathy: a review. Canadian Journal of Surgery. 48 (4), 319-327 (2005).
  8. Skoric, B., et al. Cardiac allograft vasculopathy: diagnosis, therapy, and prognosis. Croatian Medical Journal. 55 (6), 562-576 (2014).
  9. Koulack, J., et al. Development of a mouse aortic transplant model of chronic rejection. Microsurgery. 16 (2), 110-113 (1995).
  10. Rowinska, Z., et al. Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video. Journal of Visualized Experiments. (128), (2017).
  11. Dietrich, H., et al. Mouse model of transplant arteriosclerosis: role of intercellular adhesion molecule-1. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 20 (2), 343-352 (2000).
  12. Mähler Convenor, M., et al. FELASA recommendations for the health monitoring of mouse, rat, hamster, guinea pig and rabbit colonies in breeding and experimental units. Laboratory Animals. 48 (3), 178-192 (2014).
  13. Ollinger, R., et al. Blockade of p38 MAPK inhibits chronic allograft vasculopathy. Transplantation. 85 (2), 293-297 (2008).
  14. Thomas, M. N., et al. SDF-1/CXCR4/CXCR7 is pivotal for vascular smooth muscle cell proliferation and chronic allograft vasculopathy. Transplant International. 28 (12), 1426-1435 (2015).
  15. Ollinger, R., et al. Bilirubin: a natural inhibitor of vascular smooth muscle cell proliferation. Circulation. 112 (7), 1030-1039 (2005).
  16. Segura, A. M., Buja, L. M. Cardiac allograft vasculopathy: a complex multifactorial sequela of heart transplantation. Texas Heart Institute Journal. 40 (4), 400-402 (2013).
  17. McDaid, J., Scott, C. J., Kissenpfennig, A., Chen, H., Martins, P. N. The utility of animal models in developing immunosuppressive agents. European Journal of Pharmacology. 759, 295-302 (2015).
  18. Shi, C., Russell, M. E., Bianchi, C., Newell, J. B., Haber, E. Murine model of accelerated transplant arteriosclerosis. Circulation Research. 75 (2), 199-207 (1994).
  19. Koulack, J., et al. Importance of minor histocompatibility antigens in the development of allograft arteriosclerosis. Clinical Immunology and Immunopathology. 80 (3 Pt 1), 273-277 (1996).
  20. Maglione, M., et al. A novel technique for heterotopic vascularized pancreas transplantation in mice to assess ischemia reperfusion injury and graft pancreatitis. Surgery. 141 (5), 682-689 (2007).
  21. Oberhuber, R., et al. Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique. Journal of Visualized Experiments. (92), e50753(2014).
  22. Nakao, A., Ogino, Y., Tahara, K., Uchida, H., Kobayashi, E. Orthotopic intestinal transplantation using the cuff method in rats: a histopathological evaluation of the anastomosis. Microsurgery. 21 (1), 12-15 (2001).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Murine Aortic TransplantationHeterotopic Cervical ModelChronic Allograft VasculopathyVascular Micro AnastomosisAortic Segment InterpositionHeparinized Saline FlushVan Gieson StainingSM22 ImmunofluorescenceWarm Ischemic Time

Powiązane artykuły