Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Immunoterapia adoptywna komórek iNKT u myszy RZS indukowanych izomerazą glukozo-6-fosforanową (G6PI)

6.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/60048

⸱

31 stycznia 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Medical School of Hebei University, 2Key Laboratory of Pathogenesis Mechanism and Control of Inflammatory-Autoimmune Diseases in Hebei Province

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół wykorzystuje mieszane peptydy G6PI do konstruowania modeli reumatoidalnego zapalenia stawów, które są bliższe modelom ludzkiego reumatoidalnego zapalenia stawów w limfocytach T CD4+ i cytokinach. Niezmienne limfocyty T NK o wysokiej czystości (głównie iNKT2) o określonych fenotypach i funkcjach uzyskano przez indukcję in vivo i oczyszczanie in vitro do immunoterapii adoptywnej.

Streszczenie

Reumatoidalne zapalenie stawów (RZS) jest złożoną, przewlekłą chorobą autoimmunologiczną o działaniu zapalnym. Patogeneza choroby jest związana z niezmiennymi limfocytami T NK (iNKT). Pacjenci z aktywnym RZS mają mniej komórek iNKT, wadliwą funkcję komórek i nadmierną polaryzację Th1. W tym badaniu ustalono model zwierzęcy RZS przy użyciu mieszaniny peptydów hGPI325-339 i hGPI469-483. Komórki iNKT uzyskano przez indukcję in vivo i oczyszczanie in vitro, a następnie infuzję myszom RZS w celu immunoterapii adoptywnej. Śledzenie przez system obrazowania in vivo (IVIS) ujawniło, że komórki iNKT były rozmieszczone głównie w śledzionie i wątrobie. W 12 dniu po terapii komórkowej postęp choroby znacznie spowolnił, objawy kliniczne zostały złagodzone, zwiększyła się liczebność komórek iNKT w grasicy, zmniejszył się udział iNKT1 w grasicy, a poziomy TNF-α, IFN-γ i IL-6 w surowicy zmniejszyły się. Immunoterapia adoptywna komórek iNKT przywróciła równowagę komórek odpornościowych i skorygowała nadmierny stan zapalny organizmu.

Wprowadzenie

Reumatoidalne zapalenie stawów (RZS) jest chorobą autoimmunologiczną charakteryzującą się przewlekłą, postępującą inwazyjnością z częstością 0,5–1%1,2. Podstawową patogenezę przypisuje się nieprawidłowej proliferacji autoreaktywnych limfocytów T CD4 + i CD8 +, objawiającej się wzrostem proporcji limfocytów T CD4 + IFN-γ + i CD4 + IL-17A + oraz zmniejszoną liczbą CD4 + IL-4 + i CD4 + CD25 + FoxP3 + Limfocyty T. W związku z tym zwiększa się wydzielanie cytokin zapalnych, a nadmierna reakcja zapalna niszczy naturalną równowagę i tolerancję układu odpornościowego organizmu. Co więcej, pomocnicze limfocyty T (Th) 1, które przenikają do stawu, nasilają reakcję zapalną i uszkodzenie stawów. Dlatego zahamowanie nadmiernej odpowiedzi zapalnej oraz przywrócenie tolerancji immunologicznej i równowagi immunologicznej są kluczem do leczenia RA3,4.

Komórki iNKT mają zarówno funkcje i cechy komórek NK, jak i komórek T. Komórki iNKT zawierają odrębny, niezmienny łańcuch α receptora limfocytów T (TCR) z ograniczonym repertuarem łańcuchów β TCR 5 i rozpoznają antygen glikolipidowy prezentowany przez cząsteczkę CD1d głównego kompleksu zgodności tkankowej (MHC) klasy I na powierzchni komórek prezentujących antygen. Mitsuo i wsp.6 wykryli dużą liczbę komórek iNKT i defekty funkcjonalne w wielu chorobach autoimmunologicznych, w tym w RZS. Aurore i wsp.7 wykazali, że komórki iNKT mają pozytywny wpływ na utrzymanie tolerancji autoimmunologicznej i że gdy liczba i funkcja komórek iNKT zostaną przywrócone, choroba zostaje złagodzona. Ponadto Miellot-Gafsou i wsp.8 odkryli, że komórki iNKT nie tylko znoszą chorobę, ale także zwiększają postęp choroby. Te sprzeczne wyniki sugerują, że komórki iNKT są heterogenicznymi limfocytami T, a funkcja różnych podzbiorów może być odwrócona. W badaniu klinicznym RZS częstość komórek iNKT korelowała z wynikiem aktywności choroby9. Wyniki potwierdziły również, że częstość występowania iNKT zmniejszyła się u pacjentów z RZS, liczba podzbiorów limfocytów T CD4 + IFN-γ + wzrosła, a poziomy wydzielnicze cytokin zapalnych IFN-γ i TNF-α wzrosły10,11. Ponadto Sharif i wsp.12 badali cukrzycę typu 1 (T1D) i odkryli, że selektywna infuzja komórek iNKT zwiększa ekspresję cytokiny zapalnej IL-4, utrzymuje tolerancję immunologiczną i zapobiega rozwojowi cukrzycy typu 1. Dlatego adoptywna infuzja specyficznych komórek iNKT lub ukierunkowana aktywacja komórek iNKT zwiększa poziom komórek iNKT u pacjentów z RZS, co może być przełomem w leczeniu RZS.

Immunoterapia komórkowa cieszy się obecnie dużym zainteresowaniem i jest szeroko stosowana w terapii raka. Jednak komórki iNKT są rzadkimi, heterogennymi komórkami immunoregulacyjnymi (tylko 0,3% całkowitej liczby PBMC)13, co ogranicza potencjalne zastosowania kliniczne. Komórki te dzielą się głównie na trzy subpopulacje: 1) komórki iNKT1, które mają wysoką ekspresję białka palca cynkowego białaczki promielocytowej (PLZF) i czynnika transkrypcyjnego T-box (T-bet); 2) komórki iNKT2 z pośrednią ekspresją PLZF i białka wiążącego GATA 3 (GATA3); 3) Komórki iNKT17 o niskiej ekspresji PLZF i sierocego receptora jądrowego związanego z retinoidami (ROR)-γt, które wydzielają IFN-γ, IL-4 i IL-1714. Aktywowane komórki iNKT wydzielają cytokiny podobne do Th1, Th2 i Th17, które określają różne efekty immunomodulacyjne komórek iNKT15. Immunomodulacyjne i immunoterapeutyczne efekty swoistej aktywacji różnych subpopulacji komórek iNKT są różne. Dlatego wybór określonych fenotypów komórek iNKT (głównie iNKT2) o funkcjach przeciwzapalnych w celu regulacji odpowiedzi immunologicznej organizmu może skorygować brak równowagi immunologicznej i zaburzenia immunologiczne w RZS.

Stworzenie idealnego modelu zwierzęcego ma ogromne znaczenie dla leczenia i badania patogenezy RZS. Obecnie najczęściej używane i dojrzałe modele zwierzęce obejmują zapalenie stawów wywołane kolagenem, adiuwantowe zapalenie stawów, zapalenie stawów wywołane zymozanem i zapalenie stawów wywołane polisacharydami16–17. Nie ma jednak modelu, który byłby w stanie w pełni symulować wszystkie cechy ludzkiego RZS. Kolagenowe zapalenie stawów typu II (CIA) to klasyczny model zapalenia stawów. CIA jest indukowana przez immunizację myszy przeciwciałami monoklonalnymi specyficznymi dla kolagenu typu II, co odzwierciedla zależność tego modelu choroby od przeciwciał. Benurs i wsp. opisali model z ogólnoustrojową odpowiedzią immunologiczną na izomerazę glukozo-6-fosforanową (G6PI), która indukuje obwodowe symetryczne zapalenie wielostawowe u podatnych szczepów myszy18,19. W tym modelu rozwój zapalenia stawów zależy od limfocytów T, limfocytów B i odporności wrodzonej18,19,20. Horikoshi21 odkrył, że modele RA wynikające z immunizacji myszy DBA/1 fragmentami polipeptydu G6PI są bardziej podobne do ludzkiego RZS pod względem limfocytów T CD4+ i cytokin (tj. IL-6 i TNF-α) niż modele CIA. W celu zwiększenia stymulującego wpływu na miejsce rozpoznawania TCR, mieszane fragmenty polipeptydowe G6PI (hGPI325-339 i hGPI469-483) użyto do immunizacji myszy DBA / 1 w celu skonstruowania mysiego modelu RA. Wskaźnik sukcesu tego podejścia może być wysoki, ponieważ hGPI325-339 i hGPI469-483 są immunodominujące dla odpowiedzi limfocytów T ograniczonych do Q I-A. Dlatego model ten może symulować nadmierną proliferację limfocytów T CD4+ i defekty komórek iNKT u pacjentów z RZS22. Podstawowe badania immunopatologii RZS położyły podwaliny pod nasze dalsze pogłębione badania.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie eksperymentalne myszy (w sumie 150) były zdrowymi samcami DBA/1 myszy, w wieku 6-8 tygodni (20,0 ± 1,5 g), hodowanymi w specyficznym środowisku wolnym od patogenów (SPF). Nie ma specjalnego traktowania przed modelowaniem. Eksperyment podzielono na zdrową grupę kontrolną (15 myszy), modelową grupę kontrolną (15 myszy) i grupę terapii komórkowej (55 myszy). Badanie to zostało zatwierdzone przez Komisję ds. Dobrostanu Zwierząt i Etyki Uniwersytetu Hebei.

1. Konstruowanie modelu choroby

  1. Powielanie modelu zwierzęcego RA
    1. Odważyć 1,75 mg fragmentów hG6PI 325-339 i hG6PI 469-483 i rozpuścić je w 5,25 ml potrójnie destylowanej wody o temperaturze 4 °C.
    2. Rozpuść kompletny adiuwant Freunda (CFA) w łaźni wodnej o temperaturze 50 °C, wlej 5,25 ml do kolejnej 10 ml probówki wirówkowej i schładzaj do użycia.
    3. Umieścić mieszaninę roztworu hG6PI i roztworu CFA w urządzeniu do sztucznego emulgowania z podłączonymi dwiema szklanymi strzykawkami.
    4. Popychać strzykawkę ze stałą prędkością i częstotliwością 10–20 razy na minutę, aby całkowicie zemulgować zmieszany roztwór peptydu i roztwór CFA. Operację należy wykonać w łaźni lodowej i przechowywać kropelki emulsji w wodzie przez 10 minut po zakończeniu emulgowania bez dyspergowania.
    5. Wstrzyknąć podskórnie 150 μl zemulgowanych hG6PIs do korzenia ogona myszy.
    6. Wstrzyknąć 200 mg toksyny krztuścowej myszy dootrzewnowo po 0 godzinach i 48 godzinach po wstrzyknięciu hG6PI.
  2. Eksperymentalna weryfikacja modelu RA
    1. Zmierz grubość łapy myszy za pomocą suwmiarki z noniuszem (2x dziennie).
    2. Obserwuj i zaznaczaj stopień zaczerwienienia i obrzęku stopy. Stosuj następujące kryteria punktacji: 1) palce u nóg z łagodnym obrzękiem; 2) grzbiet stopy i opuszka stopy z wyraźnym czerwonym obrzękiem; 3) kostka z czerwonym obrzękiem.
    3. Poddaj myszy eutanazji w głębokim znieczuleniu przez dootrzewnowe wstrzyknięcie 1% pentobarbitalu sodu (50 mg/kg masy ciała) 14 dni po modelowaniu i usuń łapy w celu barwienia HE.
    4. Określ poziomy wydzielania IL-2, IL-4, IL-6, IL-10, IL-17A, TNF-α i IFN-γ za pomocą komercyjnego testu cytometrycznego z matrycą kulkową (CBA) zgodnie z protokołem producenta.

2. Uzyskiwanie komórek iNKT za pomocą adoptywnej terapii komórkowej

  1. Indukcja kierunkowa ogniw iNKT
    1. Normalnym myszom należy wstrzyknąć dootrzewnowo α-GalCer (0,1 mg/kg masy ciała).
  2. Izolacja komórek iNKT
    1. Trzy dni po modelowaniu wstrzyknij myszom dootrzewnowo 1% pentobarbital sodu (50 mg/kg masy ciała) w celu znieczulenia. Odpowiednio znieczulone myszy nie wykazują reakcji wycofania tylnej łapy na uszczypnięcie palca.
    2. Odizolować śledzionę myszy DBA/1 po wstrzyknięciu jej dootrzewnowo za pomocą α-GalCer. Przygotować zawiesinę jednokomórkową, przecinając i mieląc śledzionę na sicie o oczkach 200.
    3. Przemyć zawiesinę komórek PBS, odwirować przy 200 x g przez 5 minut i wyrzucić supernatant. Powtórzyć.
    4. Ponownie zawiesić komórki w 1 ml krwi pełnej i roztworu do rozcieńczania tkanek. Dodać 3 ml pożywki do separacji mysich limfocytów, a następnie odwirować komórki przez 20 minut przy 300 x g w temperaturze pokojowej.
    5. Zbierz warstwę mlecznobiałych limfocytów (tj. drugą warstwę od góry), umyj ją 2x PBS i policz za pomocą automatycznego licznika komórek.
  3. Magnetycznie aktywowane sortowanie komórek (MACS) strategia pozytywnej selekcji do oczyszczania komórek iNKT
    UWAGA: W celu wstępnego traktowania tetramerów CD1d, 1 mg/ml α-Galcer rozcieńczono do 200 μg/ml z 0,5% Tween-20 i 0,9% NaCl, a 5 μl otrzymanego roztworu dodano do 100 μl roztworu tetrameru CD1d. Mieszaninę inkubowano przez 12 godzin w temperaturze pokojowej i umieszczono w temperaturze 4 °C do wykorzystania. TCR β rozcieńczono 80-krotnie wodą dejonizowaną. Wszystkie inne przeciwciała stosowano jako roztwór podstawowy.
    1. Zawiesić 107 komórek w 100 μl PBS o temperaturze 4 °C, dodać 10 μl CD1d Tetramer-PE załadowanych α-GalCer i inkubować je w temperaturze 4 °C przez 15 minut w ciemności.
    2. Przemyć komórki 2x PBS i ponownie je zawiesić w 80 μl PBS.
    3. Dodać 20 μl mikrokulek anty-PE i inkubować w temperaturze 4 °C przez 20 minut w ciemności.
    4. Umyj je 2x PBS i ponownie zawieś komórki z 500 μL PBS.
    5. Umieść kolumnę sortującą w polu magnetycznym sortownika MACS i spłucz 500 μl PBS.
    6. Dodaj zawiesinę komórek z kroku 2.3.4 do kolumny sortującej, zbierz przepływ i przepłucz 3x buforem PBS.
    7. Usuń pole magnetyczne i zbierz komórki z kolumny sortującej. W tym momencie dodaj 1 ml buforu PBS do kolumny sortującej i szybko naciskaj tłok pod stałym ciśnieniem, aby skierować oznakowane komórki do probówki zbiorczej i uzyskać oczyszczone komórki iNKT. Licz za pomocą automatycznego licznika komórek.
  4. Identyfikacja fenotypu komórek iNKT
    1. Weź 1 x 106 komórek z kroków 2.2.5 i 2.3.7 odpowiednio i zawieś je ponownie w 50 μl PBS.
    2. Inkubacja przeciwciał: Nie dodawać przeciwciała do probówki kontroli ujemnej, dodać 0,5 μl tetrameru α-GalCer-PE-CD1d lub 10 μl β FITC-TCR do pojedynczej probówki kontroli dodatniej. Dodać 0,5 μl tetrameru α-GalCer-PE-CD1d i 10 μl β FITC-TCR do probówki na próbkę. Inkubować je w temperaturze 4 °C przez 30 minut w ciemności.
    3. Umyj komórki w PBS, a następnie odwiruj przy 200 x g przez 5 minut.
    4. Odrzucić supernatant, dodać 1 ml roztworu roboczego Foxp3 Foxation/Permeabilization i inkubować komórki przez 45 minut w temperaturze 4 °C w ciemności.
    5. Dodać 1 ml 1x roztworu roboczego buforu permeabilizacyjnego i odwirować komórki w temperaturze pokojowej przez 500 x g w temperaturze pokojowej przez 5 minut.
    6. Odrzucić supernatant. Dodaj 1 μl mysiego anty-PLZF Alexa Fluor 647 i 1 μl mysiego anty-T-bet PerCP-Cy 5.5 (lub 1 μl mysiego anty-RORΥt PerCP-Cy 5.5) przez 30 minut w temperaturze pokojowej w ciemności.
    7. Dodać do 2 ml roztworu roboczego buforu permeabilizacyjnego do czyszczenia.
    8. Odrzucić supernatant, ponownie zawiesić komórki w 500 μl PBS i zmierzyć metodą cytometrii przepływowej.
  5. Identyfikacja funkcjonalna komórek iNKT
    1. Weź 3 x 106 komórek iNKT z kroku 2.3.7 i ponownie zawieś je na 12-dołkowych płytkach z 1,5 ml niekompletnego podłoża RPMI-1640 (tj. bez surowicy).
    2. Dodać ester forbolu (PMA, 50 ng/ml) i jonomycynę wapniową (IO, 1 μg/ml) i umieścić w inkubatorze CO2 na 24 godziny.
    3. Zebrać supernatant komórkowy i wykryć poziomy wydzielania IL-2, IL-17A, TNF-α, IL-6, IL-4, IFN-γ i IL-10 za pomocą komercyjnego testu CBA zgodnie z protokołem producenta.
  6. Badanie eksperymentalne szlaku migracji komórek iNKT u myszy RZS
    1. Rozpuść barwnik DiR (2,5 mg/ml) w DMSO.
    2. Ponownie zawiesić komórki iNKT w 6-dołkowych płytkach z niekompletnym podłożem RPMI-1640. Gęstość wynosi 1 × 106 komórek/ml.
    3. Dodać roztwór DiR (5 μg/ml) i inkubować w inkubatorze CO2 przez 25 minut.
    4. Przemyć PBS i ponownie zawiesić komórki (3 x 106/300 μL) w celu uzyskania komórek iNKT znakowanych DiR (DiR-iNKT).
    5. Wstrzyknąć 1% pentobarbital sodu (50 mg/kg masy ciała) dootrzewnowo w celu znieczulenia myszy. Odpowiednio znieczulone myszy nie wykazują wycofania tylnej łapy do uszczypnięcia palca. Nałóż maść weterynaryjną na oczy myszy, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia do obrazowania.
    6. Wstrzyknąć komórki DiR-iNKT 3 x 106 na mysz do żyły ogonowej za pomocą modelu RA przez 8 dni. Monitoruj komórki iNKT u myszy po wstrzyknięciu przez 0 min, 10 min, 30 min, 60 min i dzień 0 (po 3 godzinach), 1, 3, 6, 12, 26, 34, 38 i 42 dni za pomocą systemu obrazowania in vivo dla małych zwierząt (IVIS). Zastosowana długość fali wzbudzenia wynosiła 748 nm, długość fali emisji wynosiła 780 nm, a czas ekspozycji był automatyczny.
    7. Po każdej obserwacji umieść każdą mysz w osobnej klatce i utrzymuj leżącą mostek. Obserwuj aż do wyzdrowienia ze znieczulenia.

3. Ocena immunoterapii adoptywnej myszy RZS za pomocą komórek iNKT

  1. Immunoterapia adoptywna komórek iNKT dla myszy z RZS
    1. Wstrzyknąć 3 x 10 6 komórek iNKT na mysz przez żyłę ogonową. Losowo wybierz 15 myszy, które były modelowane 8 dni wcześniej i uzyskaj komórki iNKT bez znakowania DiR z kroku 2.3.7 przez infuzję żyły ogonowej.
  2. Oceń skuteczność immunoterapii adoptywnej dla komórek iNKT.
    1. Zmierz grubość łapy myszy, określ ilościowo obrzęk stawu skokowego i systematycznie oceniaj po infuzji komórek iNKT, jak opisano w krokach 1.2.1–1.2.2.
    2. Obserwuj naciek komórek zapalnych i zmiany w stawach myszy, jak opisano w kroku 1.2.3.
    3. Określ poziomy wydzielania IL-2, IL-4, IL-6, IL-10, IL-17A, TNF-α i IFN-γ zgodnie z opisem w kroku 1.2.4.
  3. Określ częstotliwość komórek i podzbiorów iNKT.
    1. Odizoluj grasicę myszy i przygotuj zawiesinę jednokomórkową.
    2. Oddziel limfocyty płynem separacyjnym limfocytów.
    3. Określ częstość komórek iNKT i częstość występowania podgrup zgodnie z opisem w kroku 2.4.
  4. Analiza statystyczna
    UWAGA: Wszystkie dane przedstawiono jako średnią ± SD. Wartości P < 0,05 uznano za istotne statystycznie.
    1. Użyj jednoczynnikowej analizy wariancji (ANOVA). Jeśli wariancja jest spełniona, należy użyć testu LSD do dalszego porównania.
    2. Jeśli wariancja nie jest jednorodna, należy użyć testu nieparametrycznego. Użyj testu H Kruskala-Wallisa do dalszego porównania31.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Wskaźnik zapalenia stawów oraz grubość łapy uległy zwiększeniu po przeprowadzeniu modelowania. W porównaniu z grupą kontrolną, palce w grupie modelowej RA zaczęły wykazywać zaczerwienienie i obrzęk w 6. dniu po modelowaniu, z stopniowym nasileniem objawów. W 14. dniu obrzęk i zaczerwienienie stawu skokowego osiągnęły szczyt, po czym nastąpiła stopniowa poprawa. Grubość łapy zmieniała się w podobny sposób (P < 0,05) (Rysunek 1).

Infiltracja komórek zapa...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Komórki iNKT to specjalne limfocyty T, które łączą odporność wrodzoną i nabytą i są zbudowane głównie z tymocytów CD4++/CD8+. Komórki iNKT mają różne funkcje immunoregulacyjne i oddziałują z innymi komórkami odpornościowymi poprzez bezpośredni kontakt i wydzielanie różnych cytokin23, wpływając na komórki dendrytyczne (DC), makrofagi, neutrofile, limfocyty B, limfocyty T oraz różnicowanie i rozwój komórek NK24

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak finansowania lub konflikt interesów.

Podziękowania

Nasze badanie było wspierane przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (NSFC) (81771755), główny projekt badawczy nauki i technologii w prowincji Hebei (ZD2017009) oraz Laboratorium Zwierząt Centrum Eksperymentów Medycznych, Uniwersytet Hebei. Jesteśmy wdzięczni za ich wsparcie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Alexa Fluor 647 Mysz anty-PLZFBD563490Ameryka
Mikrokulki anty-PEMiltenyi130-048-801Niemcy
KolumnyMiltenyiMSNiemcy
Wirówka kriogenicznaBeckmanAllegra® X-15RAmerica
DiRThermo Fisher ScientificD12731America
Embedding CenterTianjin Aviation Electromechanical Co., Ltd.BMJ-1Chiny
FITC Chomik Anty-Mysz TCR & beta; ŁańcuchBD553170Ameryka
Cytometr przepływowyBDAccuri C6America
Kompletny adiuwant FreundaSigmaF5881Ameryka
hGPI325-339 (IWYINCFGCETHAML)Karebay Biochem18062202Chiny
hGPI469-483 (EGNRPTNSIVFTKLT)Karebay Biochem18062203Chiny
System obrazowania in vivoSuwmiarka PerkinElmerIVIS lumina IIAmeryka
Jonomycyna WapńKajman 10004974Ameryka
KRN7000AdipoGenAG-CN2-0013Mysz America
CD1d Tetramer-PEMBLTS-MCD-1Japan
Mouse percollSolarbioP8620Chiny
Mikroskop optycznyOlympusOlympus-IIJapan
PerCP-CyTM5.5 Mysz anty-ROR-ϒ tBD562683America
PerCP-CyTM5.5 Mysz anty-T-betBD561316Ameryka
Toksyna krztuścowaSigmaP7208Ameryka
Estry forboluAmeryka Kajmany10008014Ameryka
Bufor do lizy czerwonych krwinekBD555899Ameryka
RPMI-1640Przemysł biologiczny01-100-1ACSIzrael
Zestaw cytokin Th1/Th2/Th17BD560485Ameryka
UltramikrotomLeicaLeica EM UC6Niemcy

Bibliografia

  1. Tobón, G. J., Youinou, P., Saraux, A. The environment, geo-epidemiology, and autoimmune disease: Rheumatoid arthritis. Autoimmunity Reviews. 35 (1), 0-14 (2010).
  2. Cross, M., et al. The global burden of rheumatoid arthritis: estimates from the Global Burden of Disease 2010 study. Annals of the Rheumatic Diseases. 73 (7), 1316-1322 (2014).
  3. Kanashiro, A., Bassi, G. S., Queiróz Cunha, F. D., Ulloa, L. From neuroimunomodulation to bioelectronic treatment of rheumatoid arthritis. Bioelectronics in Medicine. 1 (2), 151-165 (2018).
  4. Brennan, P. J., Brigl, M., Brenner, M. B. Invariant natural killer T cells: an innate activation scheme linked to diverse effector functions. Nature Reviews Immunology. 13 (2), 101-117 (2013).
  5. Bianca, B. S. Unraveling Natural Killer T-Cells Development. Frontiers in Immunology. 8, 1950(2018).
  6. Mitsuo, A., et al. Decreased CD161+CD8+ T cells in the peripheral blood of patients suffering from rheumatic diseases. Rheumatology. 45 (12), 1477-1484 (2006).
  7. Miellot, A., et al. Activation of invariant NK T cells protects against experimental rheumatoid arthritis by an IL-10-dependent pathway. European Journal of Immunology. 35 (12), 3704-3713 (2005).
  8. Miellot-Gafsou, A., et al. Early activation of invariant natural killer T cells in a rheumatoid arthritis model and application to disease treatment. Immunology. 130 (2), 296-306 (2010).
  9. Tudhope, S. J., Delwig, A. V., Falconer, J., Pratt, A., Ng, W. F. Profound invariant natural killer t-cell deficiency in inflammatory arthritis. Annals of the Rheumatic Diseases. 69 (10), 1873-1879 (2010).
  10. Ming, M., et al. Effects on immunoregulation of iNKT cells in RA by novel synthetic immunostimulator CH1b. Chinese Journal of Immunology. 32 (02), 218-222 (2016).
  11. Ming, M., et al. Study of the correlation between the percentage of iNKT cells and the ratio of IFN-γ/IL-4 in patients with rheumatoid arthritis. Chinese Journal of Microbiology Immunology. 35 (3), 213-218 (2015).
  12. Sharif, S., et al. Activation of natural killer T cells by α-galactosylceramide treatment prevents the onset and recurrence of autoimmune Type 1 diabetes. Nature Medicine. 7, 1057-1062 (2010).
  13. Gapin, L. Development of invariant natural killer T cells. Current Opinion in Immunology. 39, 68-74 (2016).
  14. Kwon, D. I., Lee, Y. J. Lineage Differentiation Program of Invariant Natural Killer T Cells. Immune Network. 17 (6), (2017).
  15. Thapa, P., et al. The differentiation of ROR-γt expressing iNKT17 cells is orchestrated by Runx1. Scientific Reports. 7 (1), 7018(2017).
  16. Schurgers, E., Billiau, A., Matthys, P. Collagen-induced arthritis as an animal model for rheumatoid arthritis: focuson interferon-γ. Interferon Cytokine Research. 31 (12), 917-926 (2011).
  17. Van Haalen, H. G. M., Severens, J. L., Tran-Duy, A., Boonen, A. How cost-effectiveness A systematic review and stepwise approach for selecting a transferable health economic evaluation rheumatoid arthritis. Pharmacoeconomics. 32 (5), 429-442 (2014).
  18. Schubert, D., Maier, B., Morawietz, L., Krenn, V., Kamradt, T. Immunization with glucose-6-phosphate isomerase induces T cell-dependent peripheral polyarthritis in genetically unaltered mice. Journal of Immunology. 172, 4503-4509 (2004).
  19. Bockermann, R., Schubert, D., Kamradt, T., Holmdahl, R. Induction of a B-cell-dependent chronic arthritis with glucose-6-phosphate isomerase. Arthritis Research, Therapy. 7, 131613-131624 (2005).
  20. Kamradt, T., Schubert, D. The role and clinical implications of G6PI in experimental models of rheumatoid arthritis. Arthritis Research, Therapy. 7, 20-28 (2005).
  21. Horikoshi, M., et al. Activation of Invariant NKT Cells with Glycolipid Ligand α-Galactosylceramide Ameliorates Glucose-6-Phosphate Isomerase Peptide-Induced Arthritis. PlosOne. 7 (12), 51215(2012).
  22. Zhang, X. J., et al. Immunization with mixed peptides derived from glucose-6-phosphate isomerase induces rheumatoid arthritis in DBA /1 mice. Chinese Journal of Pathophysiology. 32 (3), 569-576 (2016).
  23. Motohashi, S., Nakayama, T. Invariant natural killer T cell-based immunotherapy for cancer. Immunotherapy. 1 (1), 73(2017).
  24. Jung, S., et al. The requirement of natural killer T-cells in tolerogenic APCs-mediated suppression of collagen-induced arthritis. Experimental and Molecular Medicine. 42 (8), 547-554 (2010).
  25. Luc, V. K., Lan, W. Therapeutic Potential of Invariant Natural Killer T Cells in Autoimmunity. Frontiers in Immunology. 9, 519-526 (2018).
  26. Chiba, A., et al. Suppression of collagen-induced arthritis by natural killer T cell activation with OCH, a sphingosine-truncated analog of α-galactosylceramide. Arthritis, Rheumatism. 50 (1), 305-313 (2004).
  27. Tudhope, S. J., Delwig, A. V., Falconer, J., Pratt, A., Ng, W. F. Profound invariant natural killer t-cell deficiency in inflammatory arthritis. Annals of the Rheumatic Diseases. 69 (10), 1873-1879 (2010).
  28. Bruns, L., et al. Immunization with an immunodominant self-peptide derived from glucose-6-phosphate isomerase induces arthritis in DBA/1 mice. Arthritis Research, Therapy. 11 (4), (2009).
  29. Parietti, V., et al. Rituximab treatment overcomes reduction of regulatory iNKT cells in patients with rheumatoid arthritis. Clinical Immunology. 134 (3), 331-339 (2010).
  30. Yoshida, Y., et al. Functional mechanism(s) of the inhibition of disease progression by combination treatment with fingolimod plus pathogenic antigen in a glucose-6-phosphate isomerase peptide-induced arthritis mouse model. Biological, Pharmaceutical Bulletin. 38 (8), 1120-1125 (2015).
  31. Chen, D., et al. Study of the adoptive immunotherapy on rheumatoid arthritis with Thymus-derived invariant natural killer T cells. International Immunopharmacology. 67, 427-440 (2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Model reumatoidalnego zapalenia stawówpeptydy G6PIoczyszczanie komórekcytometria przepływowasortowanie MACStoksyna krztuścaśledzenie IVISanaliza cytokin
Immunoterapia adoptywna komórek iNKT u myszy RZS indukowanych izomerazą glukozo-6-fosforanową (G6PI)
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.