Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Techniki spektrometrii ruchliwości jonów i mas do określania struktury i mechanizmów rozpoznawania jonów metali i aktywności redoks oligopeptydów wiążących metale

8.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/60102

⸱

7 września 2019

 ,  ,  ,  , 
1Department of Chemistry, Texas A&M University-Commerce

W tym artykule

Podsumowanie

Mobilność jonów-spektrometria mas i techniki modelowania molekularnego mogą scharakteryzować selektywną wydajność chelatacji metali zaprojektowanych peptydów wiążących metale oraz peptydu wiążącego miedź metanobaktyny. Opracowanie nowych klas peptydów chelatujących metale pomoże w opracowaniu metod leczenia chorób związanych z nierównowagą jonów metali.

Streszczenie

Jonizacja elektronatryskowa (ESI) może przenieść peptyd lub kompleks peptydowy w fazie wodnej do fazy gazowej, zachowując przy tym jego masę, ogólny ładunek, interakcje wiążące metale i kształt konformacyjny. Sprzężenie ESI ze spektrometrią ruchliwości jonów i mas (IM-MS) zapewnia technikę instrumentalną, która pozwala na jednoczesny pomiar masy do ładunku peptydu (m/z) i przekroju czynnego zderzenia (CCS), które odnoszą się do jego stechiometrii, stanu protonacji i kształtu konformacyjnego. Całkowity ładunek kompleksu peptydowego jest kontrolowany przez protonowanie 1) kwaśnych i zasadowych miejsc peptydu oraz 2) stopnia utlenienia jonów metali. Dlatego ogólny stan naładowania kompleksu jest funkcją pH roztworu, który wpływa na powinowactwo wiązania jonów metali peptydów. Do analiz ESI-IM-MS roztwory peptydów i jonów metali przygotowuje się z roztworów wodnych, których pH dostosuje się rozcieńczonym wodnym roztworem kwasu octowego lub wodorotlenku amonu. Pozwala to na określenie zależności pH i selektywności jonów metali dla określonego peptydu. Co więcej, m/z i CCS kompleksu peptydowego mogą być używane z modelowaniem molekularnym B3LYP/LanL2DZ w celu rozpoznania miejsc wiązania koordynacji jonów metali i trzeciorzędowej struktury kompleksu. Wyniki pokazują, w jaki sposób ESI-IM-MS może scharakteryzować selektywną wydajność chelatacyjną zestawu alternatywnych peptydów metanobaktyny i porównać je z peptydem wiążącym miedź metanobaktyną.

Wprowadzenie

Jony miedzi i są niezbędne dla organizmów żywych i mają kluczowe znaczenie dla procesów takich jak ochrona oksydacyjna, wzrost tkanek, oddychanie, cholesterol, metabolizm glukozy i odczytywanie genomu1. Aby umożliwić te funkcje, grupy takie jak tiolan Cys, imidazol klasy His2,3, (rzadziej) tioeter metioniny i karboksylan Glu i Asp selektywnie włączają metale jako kofaktory do miejsc aktywnych metaloenzymów. Podobieństwo tych grup koordynacyjnych rodzi intrygujące pytanie dotyczące tego, w jaki sposób ligandy His i Cys selektywnie włączają Cu(I/II) lub Zn(II), aby zapewnić prawidłowe funkcjonowanie.

Selektywne wiązanie jest często realizowane przez pozyskiwanie i transport peptydów, które kontrolują stężenia jonów Zn(II) lub Cu(I/II)4. Cu(I/II) jest wysoce reaktywny i powoduje uszkodzenia oksydacyjne lub przypadkowe wiązanie się z enzymami, więc jego wolne stężenie jest ściśle regulowane przez miedziane białka opiekuńcze i białka regulujące miedź, które bezpiecznie transportują go do różnych miejsc w komórce i ściśle kontrolują jego homeostazę5,6. Zakłócenie metabolizmu lub homeostazy miedzi jest bezpośrednio związane z chorobą Menkesa i Wilsona7, a także nowotworami7 i zaburzeniami neuronalnymi, takimi jak prion8 i choroba Alzheimera9.

Choroba Wilsona wiąże się ze zwiększonym poziomem miedzi w oczach, wątrobie i częściach mózgu, gdzie reakcje redoks Cu(I/II) wytwarzają reaktywne formy tlenu, powodując zwyrodnienie wątroby i neurologiczne. Istniejące terapie chelatacyjne to mały tiol, aminokwas, penicylamina i trietylenotetramina. Alternatywnie, metanotroficzne peptydy nabywające miedź metanobaktyna (mb)10,11 wykazują potencjał terapeutyczny ze względu na ich wysokie powinowactwo wiązania do Cu(I)12. Kiedy metanobaktyna (mb-OB3b) z Methylosinus trichosporium OB3b była badana na zwierzęcym modelu choroby Wilsona, miedź została skutecznie usunięta z wątroby i wydalona przez żółć13. Eksperymenty in vitro potwierdziły, że mb-OB3b może chelatować miedź z metalotioneiny miedzi zawartej w cytozolu wątrobowym13. Techniki obrazowania spektrometrii mas plazmy sprzężonej indukcyjnie z ablacją laserową zbadały przestrzenny rozkład miedzi w próbkach wątroby z chorobą Wilsona14,15,16 i wykazały, że mb-OB3b usuwa miedź za pomocą krótkich okresów leczenia wynoszących zaledwie 8 dni17.

mb-OB3b będzie również wiązać się z innymi jonami metali, w tym Ag(I), Au(III), Pb(II), Mn(II), Co(II), Fe(II), Ni(II) i Zn(II)18,19. Konkurencja o fizjologiczne miejsce wiązania Cu(I) jest wykazywana przez Ag(I), ponieważ może wypierać Cu(I) z kompleksu mb-OB3b, przy czym zarówno Ag(I), jak i Ni(II) wykazują również nieodwracalne wiązanie z Mb, które nie może być przemieszczone przez Cu(I)19. Ostatnio zbadano szereg alternatywnych oligopeptydów metanobaktyny (amb) z motywem wiązania 2His-2Cys20,21 i scharakteryzowano ich właściwości wiązania Zn(II) i Cu(I/II). Ich podstawowe sekwencje aminokwasów są podobne i wszystkie zawierają motyw 2His-2Cys, Pro i acetylowany N-koniec. Różnią się one od mb-OB3b przede wszystkim tym, że motyw 2His-2Cys zastępuje dwa miejsca wiązania entiolu oksazolonu mb-OB3b.

Jonizacja elektrorozpylania w połączeniu ze spektrometrią mas ruchliwości jonów (ESI-IM-MS) dostarcza potężnej techniki instrumentalnej do określania właściwości peptydów wiążących metale, ponieważ mierzy ich masę do ładunku (m/z) i przekrój zderzenia (CCS), zachowując jednocześnie ich masę, ładunek i kształt konformacyjny z fazy roztworu. M/z i CCS odnoszą się do stechiometrii peptydów, stanu protonacji i kształtu konformacyjnego. Stechiometria jest określana, ponieważ tożsamość i liczba każdego pierwiastka obecnego w gatunku jest wyraźnie zidentyfikowana. Całkowity ładunek kompleksu peptydowego odnosi się do stanu protonacji miejsc kwaśnych i zasadowych oraz stopnia utlenienia jonów metali. CCS dostarcza informacji o konformacyjnym kształcie kompleksu peptydowego, ponieważ mierzy uśredniony rozmiar rotacyjny, który odnosi się do trzeciorzędowej struktury kompleksu. Ogólny stan naładowania kompleksu jest również funkcją pH i wpływa na powinowactwo peptydu do wiązania jonów metali, ponieważ zdeprotonowane miejsca zasadowe lub kwasowe, takie jak karboksyl, His, Cys i Tyr, są również potencjalnymi miejscami wiązania jonu metalu. Do analiz peptyd i jon metalu przygotowuje się w roztworach wodnych o pH dostosowanym za pomocą rozcieńczonego wodnego kwasu octowego lub wodorotlenku amonu. Pozwala to na określenie zależności pH i selektywności jonów metali dla peptydu. Co więcej, m/z i CCS wyznaczone przez ESI-IM-MS mogą być wykorzystane z modelowaniem molekularnym B3LYP/LanL2DZ w celu odkrycia rodzaju koordynacji jonów metali i struktury trzeciorzędowej kompleksu. Wyniki przedstawione w tym artykule ujawniają, w jaki sposób ESI-IM-MS może scharakteryzować selektywną wydajność chelatacyjną zestawu peptydów amb i porównać je z peptydem wiążącym miedź mb-OB3b.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Przygotowanie odczynników

  1. Hodować Methylosinus trichosporium OB3b, wyizolować mb-OB3b wolny od Cu(I)18,2,23, liofilizować próbkę i przechowywać w temperaturze -80 °C do momentu użycia.
  2. Zsyntetyzować peptydy amb (czystość >98% dla amb1, amb2, amb4; czystość >70% dla amb7), liofilizować próbki i przechowywać je w temperaturze -80 °C do momentu użycia.
  3. Zakupić odczynniki o czystości >98%: chlorek manganu(II), chlorek kobaltu(II), chlorek niklu(II), chlorek miedzi(II), azotan miedzi(II), azotan srebra(I), chlorek cynku(II), chlorek żelaza(III) oraz chlorek ołowiu(II).
  4. Zakupić polimery poli-DL-alaniny stosowane jako kalibratory do pomiaru przekrojów czynnych zderzeń gatunków amb oraz wodorotlenek amonu, lodowaty kwas octowy i acetonitryl o czystości HPLC lub wyższej.

2. Przygotowanie roztworu zapasowego

  1. Roztwór zapasowy peptydów
    1. Odważ dokładnie, z dokładnością do co najmniej trzech cyfr znaczących, masę 10,0–20,0 mg mb-OB3b lub amb do plastikowej probówki o pojemności 1,7 mL.
      UWAGA: Odważona masa powinna pozwolić na otrzymanie roztworu o stężeniu 12,5 mM lub 1,25 mM, w zależności od rozpuszczalności peptydów, po dodaniu 1,0 mL wody dejonizowanej (DI).
    2. Za pomocą pipety dodaj 1,0 mL wody dejonizowanej (>17,8 MΩ cm) do odważonej próbki peptydów, aby otrzymać roztwór o stężeniu 12,5 mM lub 1,25 mM. Szczelnie zakręć probówkę i wymieszaj dokładnie, wykonując co najmniej 20 odwrócenia.
    3. Za pomocą mikropipety odmierz alikwoty po 50,0 μL z próbki peptydów do oddzielnie oznakowanych probówek o pojemności 1,5 mL i przechowuj je w temperaturze -80 °C do momentu użycia.
  2. Roztwory zapasowe jonów metali
    1. Odważ dokładnie, z dokładnością do co najmniej trzech cyfr znaczących, masę 10,0–30,0 mg chlorku metalu lub azotanu srebra do probówki o pojemności 1,7 mL.
      UWAGA: Odważona masa powinna pozwolić na otrzymanie stężenia 125 mM po dodaniu 1,0 mL wody DI.
    2. Dodaj 1,0 mL wody DI do odważonej próbki metalu w probówce 1,7 mL, aby otrzymać roztwór o stężeniu 125 mM. Szczelnie zakręć probówkę i wymieszaj dokładnie, wykonując co najmniej 20 odwrócenia.
  3. Roztwory zapasowe wodorotlenku amonu: przygotuj 1,0 M roztwór kwasu octowego, rozcieńczając 57 μL 9,5% roztworu kwasu octowego wodą DI do końcowej objętości 1,0 mL. Przygotuj 1,0 M roztwór wodorotlenku amonu, rozcieńczając 90 μL 21% roztworu wodorotlenku amonu wodą DI do końcowej objętości 1,0 mL. Wykonaj dwa kolejne rozcieńczenia każdego roztworu, pobierając 100 μL roztworów 1,0 M w celu przygotowania roztworów kwasu octowego i wodorotlenku amonu o stężeniach 0,10 M i 0,010 M.
  4. Roztwór zapasowy poli-DL-alaniny: przygotuj poli-DL-alaninę (PA), odważając 1,0 mg PA i rozpuszczając w 1,0 mL wody DI, aby uzyskać stężenie 1 0 ppm. Wymieszaj dokładnie. Za pomocą mikropipety odmierz alikwoty po 50,0 μL, umieść każdą z nich w probówce 1,7 mL i przechowuj w temperaturze -80 °C.

3. Analiza metodą spektrometrii mas z elektromizacją i mobilnością jonową

  1. Dokładnie oczyść przewód wlotowy ESI oraz kapilarę igłową, używając kolejno około 500 μL 0,1 M kwasu octowego lodowatego, 0,1 M wodorotlenku amonu, a na koniec wody DI.
  2. Rozmroź 50,0 μL alykwot roztworu zapasu PA o stężeniu 1 0 ppm i rozcieńcz go 450 μL wody DI, aby uzyskać PA o stężeniu 10 ppm. Pobierz pipetą 10,0 μL tego roztworu i rozcieńcz go do objętości 1,0 mL, dodając 50 μL wody DI i 50 μL acetonitrylu, aby otrzymać roztwór PA o stężeniu 10 ppm.
  3. Zarejestruj widma IM-MS dla jonów ujemnych i dodatnich roztworu PA 10 ppm przez 10 min każdy, stosując natywne warunki ESI-IM-MS opisane w sekcji dyskusji.
  4. Rozmroź 50,0 μL alykwot roztworu zapasu amb o stężeniu 12,5 mM lub 1,25 mM i wykonaj następujące rozcieńczenia wodą DI, aby uzyskać końcowe stężenie amb 0,125 mM. Każde rozcieńczenie dokładnie wymieszaj.
  5. Pobierz pipetą 10,0 μL roztworu zapasu jonów metali 125 mM, przelej do fiolki o pojemności 1,7 mL i rozcieńcz wodą DI do 1,00 mL, aby uzyskać stężenie jonów metali 12,5 mM. Powtórz czynność dla dwóch kolejnych rozcieńczeń, aby uzyskać końcowe stężenie jonów metali 0,125 mM. Każde rozcieńczenie dokładnie wymieszaj.
  6. Pobierz pipetą 20,0 μL amb o stężeniu 0,125 mM do fiolki 1,7 mL, rozcieńcz 50 μL wody DI i dokładnie wymieszaj roztwór.
  7. Dostosuj pH próbki do wartości 3,0, dodając 50 μL 1,0 M roztworu kwasu octowego.
  8. Dodaj 20,0 μL jonów metali o stężeniu 0,125 mM do próbki o dostosowanym pH. Dolej wodę DI do uzyskania końcowej objętości 1,0 mL próbki, dokładnie wymieszaj i pozostaw próbkę do wyrównania potencjałów przez 10 min w RT.
  9. Używając strzykawki z tępym końcem, pobierz 50 μL próbki i zarejestruj widma ES-IM-MS dla jonów ujemnych i dodatnich przez 5 min każde. Pozostałe 50 μL próbki wykorzystaj do pomiaru końcowego pH za pomocą skalibrowanej mikroelektrody pH.
  10. Powtórz kroki 3.6–3.9, modyfikując krok 3.7 w celu dostosowania pH do wartości 4,0, 5,0, 6,0, 7,0, 8,0, 9,0 lub 10,0 poprzez dodanie odpowiednich objętości roztworów 0,010 M, 0,10 M lub 1,0 M kwasu octowego bądź wodorotlenku amonu.
  11. Zarejestruj widma ESI-IM-MS dla jonów ujemnych i dodatnich roztworu PA 10 ppm przez 10 min każde.

4. Przygotowanie miareczkowania jonami metali próbek amb

  1. Postępuj zgodnie z instrukcjami opisanymi w krokach 3.1–3.5.
  2. Pipetuj 200,0 μL roztworu amb o stężeniu 0,125 mM do fiolki o pojemności 1,7 mL, rozcieńcz 50,0 μL wody DI i dokładnie wymieszaj roztwór.
  3. Dostosuj pH próbki do pH = 9,0, dodając 80 μL 0,010 M roztworu wodorotlenku amonu.
  4. Dodaj 28 μL 0,125 mM roztworu jonów metalu, aby uzyskać 0,14 równoważnika molowego jonów metalu, dodaj wodę DI do uzyskania końcowej objętości próbki 1,0 mL, wymieszaj dokładnie i pozostaw próbkę do osiągnięcia stanu równowagi przez 10 min w RT.
  5. Używając strzykawki z tępym końcem, pobierz 50 μL próbki i zarejestruj widma ESI-IM-MS dla jonów ujemnych i dodatnich przez 5 min każde. Pozostałe 50 μL próbki wykorzystaj do pomiaru końcowego pH za pomocą skalibrowanej mikroelektrody pH.
  6. Powtórz kroki 4.2–4.5, modyfikując krok 4.3 poprzez dodanie odpowiedniej objętości 0,125 mM roztworu jonów metalu, aby uzyskać odpowiednio 0,28, 0,42, 0,56, 0,70, 0,84, 0,98, 1,12, 1,26 lub 1,40 równoważnika molowego.
  7. Zarejestruj widma IM-MS dla jonów ujemnych i dodatnich dla roztworu PA o stężeniu 10 ppm przez 10 min każde.

5. Analiza danych z miareczkowania pH metodą ESI-IM-MS

  1. Na podstawie widm IM-MS zidentyfikuj, jakie naładowane formy amb są obecne, dopasowując je do teoretycznych rozkładów izotopowych m/z.
    1. Otwórz program MassLynx i kliknij Chromatogram, aby otworzyć okno chromatogramu.
    2. Przejdź do menu File, wybierz Open, aby zlokalizować i otworzyć plik danych IM-MS.
    3. Wyodrębnij widmo IM-MS, klikając prawym przyciskiem myszy i przeciągając kursor po chromatogramie, a następnie zwalniając przycisk. Otworzy się okno widma prezentujące widmo IM-MS.
    4. W oknie widma kliknij Tools, a następnie Isotope model. W oknie modelowania izotopowego wprowadź wzór cząsteczkowy formy amb, zaznacz pole Show charged ion i wprowadź stan naładowania. Kliknij OK.
    5. Powtórz czynność, aby zidentyfikować wszystkie formy w widmie IM-MS i zapisz zakres izotopowy m/z.
  2. Dla każdej formy amb oddziel ewentualne nakładające się formy o tym samym m/z i wyodrębnij ich rozkłady czasu przyletu (ATD), wykorzystując ich rozkłady izotopowe m/z do ich identyfikacji.
    1. W programie MassLynx kliknij DriftScope, aby otworzyć program. W DriftScope kliknij File, a następnie Open, aby zlokalizować i otworzyć plik danych IM-MS.
    2. Użyj myszy i lewego przycisku, aby powiększyć rozkład izotopowy m/z formy amb.
    3. Użyj narzędzia Selection tool i lewego przycisku myszy, aby zaznaczyć rozkład izotopowy. Kliknij przycisk Accept current selection.
    4. Aby oddzielić nakładające się formy m/z, użyj narzędzia Selection tool i lewego przycisku myszy, aby zaznaczyć ATD zsynchronizowane czasowo z rozkładem izotopowym formy amb. Kliknij przycisk Accept current selection.
    5. Aby wyeksportować ATD, przejdź do File | Export to MassLynx, wybierz Retain Drift Time i zapisz plik w odpowiednim folderze.
  3. Wyznacz centroid ATD i zintegruj pole pod krzywą ATD jako miarę populacji danej formy.
    1. W oknie chromatogramu programu MassLynx otwórz zapisany wyeksportowany plik. Z menu wybierz Process | Integrate. Zaznacz pole ApexTrack Peak Integration i kliknij OK.
    2. Zapisz wartość centroidu ATD (tA) oraz pole zintegrowane, widoczne w oknie Chromatogram. Powtórz czynność dla wszystkich zapisanych plików danych IM-MS dla amb i PA.
  4. Wykorzystaj zintegrowane ATD dla wszystkich wyodrębnionych form amb (jonów dodatnich lub ujemnych) dla każdego punktu miareczkowania, aby znormalizować je do względnej skali procentowej.
    1. Wprowadź tożsamość form amb oraz ich zintegrowane ATD dla każdego pH do arkusza kalkulacyjnego.
    2. Dla każdego pH wykorzystaj sumę zintegrowanych ATD, aby znormalizować ATD poszczególnych form amb do skali procentowej.
    3. Przedstaw intensywności procentowe każdej formy amb w funkcji pH na wykresie, aby pokazać, jak populacja każdej formy zmienia się w zależności od pH.

6. Przekroje czynne zderzeń

  1. Używając arkusza kalkulacyjnego, przelicz wartości CCS (Ω) jonów PA ujemnych25,26 i dodatnich27 zmierzonych w gazie buforowym He28 na skorygowane CCS (Ωc), korzystając z poniższego Równania 1, gdzie: z = ładunek jonu; ec = ładunek elektronu (1,602×10-19 C); mN2 = masa gazu N2 (Da); a mion = masa jonu.29

Równanie częstotliwości cyklotronowej, wzór na ruch cząstek w polach elektromagnetycznych, równanie.

  1. Przelicz średnie czasy dotarcia (tA) kalibrantów PA oraz gatunków amb na czasy dryfu (tD), korzystając z poniższego Równania 2, gdzie: c = współczynnik opóźnienia zwiększonego cyklu pracy (1,41), a m/z to stosunek masy do ładunku jonu peptydowego.

Wzór spektrometrii mas czasu przelotu służący do obliczania czasu dryfu jonów.

  1. Nanieś na wykres tD wzorców PA w funkcji ich Ωc. Następnie, wykorzystując dopasowanie regresji metodą najmniejszych kwadratów zgodnie z Równaniem 3 przedstawionym poniżej, wyznacz wartości A' i B, gdzie: A' jest poprawką na parametry temperatury, ciśnienia i pola elektrycznego, a B kompensuje nieliniowy efekt urządzenia IM.

Równanie stałej szybkości rozpadu, Omega = A' * t^B, w badaniach nad analizą szybkości rozpadu.

  1. Wykorzystując te wartości A' i B oraz wartość centroidu tD z ATD ambów, wyznacz ich Ωc za pomocą Równania 3 oraz Ω za pomocą Równania 1. Metoda ta pozwala na określenie CCS dla gatunków peptydowych z szacowanymi błędami bezwzględnymi wynoszącymi około 2%25,26,27.

7. Metody obliczeniowe

  1. Zastosuj poziom teorii B3LYP/LanL2DZ, obejmujący hybrydowe funkcjonały Becke z 3 parametrami30, bazę funkcyjna Dunninga31 oraz potencjały rdzenia elektronowego32,3,34, aby wyznaczyć zoptymalizowane geometrycznie konformery dla wszystkich możliwych typów koordynacji obserwowanych gatunków amb o danej wartości m/z35.
    UWAGA: Szczegółowe informacje na temat budowania i przesyłania obliczeń znajdują się w sekcji dotyczącej obsługi programu GaussView w Pliku uzupełniającym.
  2. Porównaj przewidywaną energię swobodną każdego z konformerów i oblicz ich teoretyczne wartości CCS, wykorzystując metodę Lennarda-Jonesa (LJ) ze skalowaniem jonowym z programu Sigma36.
  3. Na podstawie konformerów o najniższej energii swobodnej określ, który z nich wykazuje wartość LJ CCS zgodną z wartością CCS zmierzoną metodą IM-MS, aby zidentyfikować strukturę trzeciorzędową oraz typ koordynacji dla konformerów zaobserwowanych w eksperymencie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Wiązanie metali przez amb1
Badanie IM-MS20 amb1 (Rycyna 1A) wykazało, że zarówno jony miedzi, jak i cynku wiązały się z amb1 w sposób zależny od pH (Rycyna 2). Jednak miedź i cynk wiązały się z amb1 poprzez różne mechanizmy reakcji w różnych miejscach koordynacji. Na przykład dodanie Cu(II) do amb1 doprowadziło do utlenienia amb1 (amb

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Kroki krytyczne: zachowanie zachowań w fazie roztworu do zbadania za pomocą ESI-IM-MS
Należy użyć natywnych ustawień instrumentalnych ESI, które zachowują stechiometrię peptydów, stan ładunku i strukturę konformacyjną. W przypadku warunków natywnych warunki w źródle ESI, takie jak napięcia stożka, temperatury i przepływy gazów, muszą być zoptymalizowane. Ponadto należy sprawdzić ciśnienie i napięcia w źródle, pułapce, ruchliwości jonów i przenoszeniu fal przemieszczających (zwłaszcza polaryzacji puł...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ten materiał jest oparty na pracach wspieranych przez National Science Foundation w ramach 1764436, wsparciu instrumentów NSF (MRI-0821247), Fundacji Welch (T-0014) oraz zasobach obliczeniowych z Departamentu Energii (TX-W-20090427-0004-50) i L3 Communications. Dziękujemy grupie Bowera z Uniwersytetu Kalifornijskiego w Santa Barbara za udostępnienie programu Sigma i Ayobami Ilesanmi za zademonstrowanie techniki w filmie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
acetonitryl klasy HPLCFisher Scientific (www.Fishersci.com)A998SK-4
wodorotlenek amonu (klasa metali śladowych)Fisher Scientific (www.Fishersci.com)A512-P500
sześciowodny chlorek kobaltu(II) 99,99%Sigma-Aldrich (www.sigmaaldrich.com)255599-5G
chlorek miedzi(II) 99,999%Sigma-Aldrich (www.sigmaaldrich.com)203149-10G
hydrat azotanu miedzi(II) 99,99%Sigma-Aldrich (www.sigmaaldrich.com)229636-5G
zaprojektowane peptydy amb1,2,3,4,5,6,7przez Neo BioLab (neobiolab.com)zostały zsyntetyzowane na zamówienie
zaprojektowane peptydy AMB5B,C,D,E,FPeptydy zaprojektowane przez PepmicCo (www.pepmic.com)zostały zsyntetyzowane według kolejności
Driftscope 2.1 oprogramowanieWaters (www.waters.com)program do analizy oprogramowania
Liofilizowany, oczyszczony, wolny od Cu(I) mb-OB3bhodowany i izolowany w laboratorium dr DongWon Choi (Wydział Biologii, Texas A& M-Commerce)
lodowaty kwas octowy (klasa Optima)Fisher Scientific (www.Fishersci.com)A465-250
Chlorek żelaza(III) bezwodny 98% +Alfa Aesar (www.alfa.com)12357-09
azotan ołowiu(II) Klasa ACSAvantor (www.avantormaterials.com)128545-50G
czterowodny chlorek manganu(II) 99,99%Sigma-Aldrich (www.sigmaaldrich.com)203734-5G
MassLynx 4.1Waters (www.waters.com)program do analizy
oprogramowania chlorek niklu sześciowodny 99,99%Sigma-Aldrich (www.sigmaaldrich.com)203866-5G
poli-DL-alaninaSigma-Aldrich (www.sigmaaldrich.com)P9003-25MG
azotan srebra 99,9%+Alfa Aesar (www.alfa.com)11414-06
Waters Synapt G1 HDMSWaters (www.waters.com)kwadrupol - ruchliwość jonów - spektrometr masowy czasu przelotu
chlorek bezwodnyAlfa Aesar (www.alfa.com)A16281
Peptydy zaprojektowane

Bibliografia

  1. Dudev, T., Lim, C. Competition among Metal Ions for Protein Binding Sites: Determinants of Metal Ion Selectivity in Proteins. Chemical Reviews. 114 (1), 538-556 (2014).
  2. Sovago, I., Kallay, C., Varnagy, K. Peptides as complexing agents: Factors influencing the structure and thermodynamic stability of peptide complexes. Coordination Chemistry Reviews. 256 (19-20), 2225-2233 (2012).
  3. Sóvágó, I., Várnagy, K., Lihi, N., Grenács, Á Coordinating properties of peptides containing histidyl residues. Coordination Chemistry Reviews. 327, 43-54 (2016).
  4. Rubino, J. T., Franz, K. J. Coordination chemistry of copper proteins: How nature handles a toxic cargo for essential function. Journal of Inorganic Biochemistry. 107 (1), 129-143 (2012).
  5. Robinson, N. J., Winge, D. R. Copper Metallochaperones . Annual Review of Biochemistry. 79, 537-562 (2010).
  6. Scheiber, I. F., Mercer, J. F. B., Dringen, R. Metabolism and functions of copper in brain. Progress in Neurobiology. 116 (0), 33-57 (2014).
  7. Tisato, F., Marzano, C., Porchia, M., Pellei, M., Santini, C. Copper in Diseases and Treatments, and Copper-Based Anticancer Strategies. Medicinal Research Reviews. 30 (4), 708-749 (2010).
  8. Millhauser, G. L. Copper and the prion protein: Methods, structures, function, and disease. Annual Review of Physical Chemistry. 58, 299-320 (2007).
  9. Arena, G., Pappalardo, G., Sovago, I., Rizzarelli, E. Copper(II) interaction with amyloid-beta: Affinity and speciation. Coordination Chemistry Reviews. 256 (1-2), 3-12 (2012).
  10. Kim, H. J., et al. Methanobactin, a copper-acquisition compound from methane-oxidizing bacteria. Science. 305 (5690), 1612-1615 (2004).
  11. Di Spirito, A. A., et al. Methanobactin and the link between copper and bacterial methane oxidation. Microbiology Molecular Biology Reviews. 80 (2), 387-409 (2016).
  12. Kenney, G. E., Rosenzweig, A. C. Chemistry and biology of the copper chelator methanobactin. ACS Chemical Biology. 7 (2), 260-268 (2012).
  13. Summer, K. H., et al. The biogenic methanobactin is an effective chelator for copper in a rat model for Wilson disease. Journal of Trace Elements in Medicine and Biology. 25 (1), 36-41 (2011).
  14. Hachmoeller, O., et al. Investigating the influence of standard staining procedures on the copper distribution and concentration in Wilson's disease liver samples by laser ablation-inductively coupled plasma-mass spectrometry. Journal of Trace Elements in Medicine and Biology. 44, 71-75 (2017).
  15. Hachmoeller, O., et al. Spatial investigation of the elemental distribution in Wilson's disease liver after D-penicillamine treatment by LA-ICP-MS. Journal of Trace Elements in Medicine and Biology. 44, 26-31 (2017).
  16. Hachmoeller, O., et al. Element bioimaging of liver needle biopsy specimens from patients with Wilson's disease by laser ablation-inductively coupled plasma-mass spectrometry. Journal of Trace Elements in Medicine and Biology. 35, 97-102 (2016).
  17. Mueller, J. C., Lichtmannegger, J., Zischka, H., Sperling, M., Karst, U. High spatial resolution LA-ICP-MS demonstrates massive liver copper depletion in Wilson disease rats upon Methanobactin treatment. Journal of Trace Elements in Medicine and Biology. 49, 119-127 (2018).
  18. Choi, D. W., et al. Spectral and thermodynamic properties of Ag(I), Au(III), Cd(II), Co(II), Fe(III), Hg(II), Mn(II), Ni(II), Pb(II), U(IV), and Zn(II) binding by methanobactin from Methylosinus trichosporium OB3b. Journal of Inorganic Biochemistry. 100, 2150-2161 (2006).
  19. McCabe, J. W., Vangala, R., Angel, L. A. Binding Selectivity of Methanobactin from Methylosinus trichosporium OB3b for Copper(I), Silver(I), Zinc(II), Nickel(II), Cobalt(II), Manganese(II), Lead(II), and Iron(II). Journal of the American Society of Mass Spectrometry. 28, 2588-2601 (2017).
  20. Sesham, R., et al. The pH dependent Cu(II) and Zn(II) binding behavior of an analog methanobactin peptide. European Journal of Mass Spectrometry. 19 (6), 463-473 (2013).
  21. Wagoner, S. M., et al. The multiple conformational charge states of zinc(II) coordination by 2His-2Cys oligopeptide investigated by ion mobility - mass spectrometry, density functional theory and theoretical collision cross sections. Journal of Mass Spectrom. 51 (12), 1120-1129 (2016).
  22. Bandow, N. L., et al. Isolation of methanobactin from the spent media of methane-oxidizing bacteria. Methods in Enzymology. 495, 259-269 (2011).
  23. Choi, D. W., et al. Spectral and thermodynamic properties of methanobactin from γ-proteobacterial methane oxidizing bacteria: a case for copper competition on a molecular level. Journal of Inorganic Biochemistry. 104 (12), 1240-1247 (2010).
  24. Pringle, S. D., et al. An investigation of the mobility separation of some peptide and protein ions using a new hybrid quadrupole/travelling wave IMS/oa-ToF instrument. International Journal of Mass Spectrometry. 261 (1), 1-12 (2007).
  25. Forsythe, J. G., et al. Collision cross section calibrants for negative ion mode traveling wave ion mobility-mass spectrometry. Analyst. 14 (20), 6853-6861 (2015).
  26. Allen, S. J., Giles, K., Gilbert, T., Bush, M. F. Ion mobility mass spectrometry of peptide, protein, and protein complex ions using a radio-frequency confining drift cell. Analyst. 141 (3), 884-891 (2016).
  27. Bush, M. F., Campuzano, I. D. G., Robinson, C. V. Ion Mobility Mass Spectrometry of Peptide Ions: Effects of Drift Gas and Calibration Strategies. Analytical Chemistry. 84 (16), 7124-7130 (2012).
  28. Salbo, R., et al. Traveling-wave ion mobility mass spectrometry of protein complexes: accurate calibrated collision cross-sections of human insulin oligomers. Rapid Communications in Mass Spectrometry. 26 (10), 1181-1193 (2012).
  29. Smith, D. P., et al. Deciphering drift time measurements from travelling wave ion mobility spectrometry-mass spectrometry studies. European Journal of Mass Spectrometry. 15 (2), 113-130 (2009).
  30. Becke, A. D. Density-functional thermochemistry. III. The role of exact exchange. Journal of Chemical Physics. 98 (7), 5648-5652 (1993).
  31. Dunning, T. H., Hay, P. J. Gaussian basis sets for molecular calculations. Modern Theoretical Chemistry. 3, 1-27 (1977).
  32. Hay, P. J., Wadt, W. R. Ab initio effective core potentials for molecular calculations. Potentials for potassium to gold including the outermost core orbitals. Journal of Chemical Physics. 82 (1), 299-310 (1985).
  33. Hay, P. J., Wadt, W. R. Ab initio effective core potentials for molecular calculations. Potentials for the transition metal atoms scandium to mercury. Journal of Chemical Physics. 82 (1), 270-283 (1985).
  34. Wadt, W. R., Hay, P. J. Ab initio effective core potentials for molecular calculations. Potentials for main group elements sodium to bismuth. Journal of Chemical Physics. 82 (1), 284-298 (1985).
  35. Gaussian 09, Revision C.01. Gaussian, Inc. , Wallingford CT. (2012).
  36. Wyttenbach, T., von Helden, G., Batka, J. J., Carlat, D., Bowers, M. T. Effect of the long-range potential on ion mobility measurements. Journal of the American Society of Mass Spectrometry. 8 (3), 275-282 (1997).
  37. Choi, D., et al. Redox activity and multiple copper(I) coordination of 2His-2Cys oligopeptide. Journal of Mass Spectrometry. 50 (2), 316-325 (2015).
  38. Rigo, A., et al. Interaction of copper with cysteine: stability of cuprous complexes and catalytic role of cupric ions in anaerobic thiol oxidation. Journal of Inorganic Biochemistry. 98 (9), 1495-1501 (2004).
  39. Vytla, Y., Angel, L. A. Applying Ion Mobility-Mass Spectrometry Techniques for Explicitly Identifying the Products of Cu(II) Reactions of 2His-2Cys Motif Peptides. Analytical Chemistry. 88 (22), 10925-10932 (2016).
  40. Choi, D., Sesham, R., Kim, Y., Angel, L. A. Analysis of methanobactin from Methylosinus trichosporium OB3b via ion mobility mass spectrometry. European Journal of Mass Spectrometry. 18 (6), 509-520 (2012).
  41. Martell, A. E., Motekaitis, R. J. NIST Standard Reference Database 46. Institute of Standards and Technology. , Gaithersburg, MD. (2001).
  42. Pesch, M. L., Christl, I., Hoffmann, M., Kraemer, S. M., Kretzschmar, R. Copper complexation of methanobactin isolated from Methylosinus trichosporium OB3b: pH-dependent speciation and modeling. Journal of Inorganic Biochemistry. 116, 55-62 (2012).
  43. Amin, E. A., Truhlar, D. G. Zn Coordination Chemistry: Development of Benchmark Suites for Geometries, Dipole Moments, and Bond Dissociation Energies and Their Use To Test and Validate Density Functionals and Molecular Orbital Theory. Journal of Chemical Theory and Computation. 4 (1), 75-85 (2008).
  44. Sorkin, A., Truhlar, D. G., Amin, E. A. Energies, Geometries, and Charge Distributions of Zn Molecules, Clusters, and Biocenters from Coupled Cluster, Density Functional, and Neglect of Diatomic Differential Overlap Models. Journal of Chemical Theory and Computation. 5 (5), 1254-1265 (2009).
  45. Lillo, V., Galan-Mascaros, J. R. Transition metal complexes with oligopeptides: single crystals and crystal structures. Dalton Transactions. 43 (26), 9821-9833 (2014).
  46. Choutko, A., van Gunsteren, W. F. Conformational Preferences of a beta-Octapeptide as Function of Solvent and Force-Field Parameters. Helvetica Chimica Acta. 96 (2), 189-200 (2013).
  47. Angel, L. A. Study of metal ion labeling of the conformational and charge states of lysozyme by ion mobility mass spectrometry. European Journal of Mass Spectrometry. 17 (3), 207-215 (2011).
  48. Kelso, C., Rojas, J. D., Furlan, R. L. A., Padilla, G., Beck, J. L. Characterisation of anthracyclines from a cosmomycin D-producing species of Streptomyces by collisionally-activated dissociation and ion mobility mass spectrometry. European Journal of Mass Spectrometry. 15 (2), 73-81 (2009).
  49. El Ghazouani, A., et al. Copper-binding properties and structures of methanobactins from Methylosinus trichosporium OB3b. Inorganic Chemistry. 50 (4), 1378-1391 (2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

jonizacja rozpylnaprzekrój czynny zderzeńmodelowanie molekularnewiązanie zależne od pHpeptydy metanobaktynywiązanie miedzi i cynku
Techniki spektrometrii ruchliwości jonów i mas do określania struktury i mechanizmów rozpoznawania jonów metali i aktywności redoks oligopeptydów wiążących metale
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.