Method Article

Techniki spektrometrii ruchliwości jonów i mas do określania struktury i mechanizmów rozpoznawania jonów metali i aktywności redoks oligopeptydów wiążących metale

DOI:

10.3791/60102

⸱

September 7th, 2019

 ,  ,  ,  , 
1Department of Chemistry, Texas A&M University-Commerce

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mobilność jonów-spektrometria mas i techniki modelowania molekularnego mogą scharakteryzować selektywną wydajność chelatacji metali zaprojektowanych peptydów wiążących metale oraz peptydu wiążącego miedź metanobaktyny. Opracowanie nowych klas peptydów chelatujących metale pomoże w opracowaniu metod leczenia chorób związanych z nierównowagą jonów metali.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Jonizacja elektronatryskowa (ESI) może przenieść peptyd lub kompleks peptydowy w fazie wodnej do fazy gazowej, zachowując przy tym jego masę, ogólny ładunek, interakcje wiążące metale i kształt konformacyjny. Sprzężenie ESI ze spektrometrią ruchliwości jonów i mas (IM-MS) zapewnia technikę instrumentalną, która pozwala na jednoczesny pomiar masy do ładunku peptydu (m/z) i przekroju czynnego zderzenia (CCS), które odnoszą się do jego stechiometrii, stanu protonacji i kształtu konformacyjnego. Całkowity ładunek kompleksu peptydowego jest kontrolowany przez protonowanie 1) kwaśnych i zasadowych miejsc peptydu oraz 2) stopnia utlenienia jonów metali. Dlatego ogólny stan naładowania kompleksu jest funkcją pH roztworu, który wpływa na powinowactwo wiązania jonów metali peptydów. Do analiz ESI-IM-MS roztwory peptydów i jonów metali przygotowuje się z roztworów wodnych, których pH dostosuje się rozcieńczonym wodnym roztworem kwasu octowego lub wodorotlenku amonu. Pozwala to na określenie zależności pH i selektywności jonów metali dla określonego peptydu. Co więcej, m/z i CCS kompleksu peptydowego mogą być używane z modelowaniem molekularnym B3LYP/LanL2DZ w celu rozpoznania miejsc wiązania koordynacji jonów metali i trzeciorzędowej struktury kompleksu. Wyniki pokazują, w jaki sposób ESI-IM-MS może scharakteryzować selektywną wydajność chelatacyjną zestawu alternatywnych peptydów metanobaktyny i porównać je z peptydem wiążącym miedź metanobaktyną.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Jony miedzi i są niezbędne dla organizmów żywych i mają kluczowe znaczenie dla procesów takich jak ochrona oksydacyjna, wzrost tkanek, oddychanie, cholesterol, metabolizm glukozy i odczytywanie genomu1. Aby umożliwić te funkcje, grupy takie jak tiolan Cys, imidazol klasy His2,3, (rzadziej) tioeter metioniny i karboksylan Glu i Asp selektywnie włączają metale jako kofaktory do miejsc aktywnych metaloenzymów. Podobieństwo tych grup koordynacyjnych rodzi intrygujące pytanie dotyczące tego, w jaki sposób ligandy His i Cys selektywnie włączają Cu(I/II) lub Zn(II), aby zapewnić prawidłowe funkcjonowanie.

Selektywne wiązanie jest często realizowane przez pozyskiwanie i transport peptydów, które kontrolują stężenia jonów Zn(II) lub Cu(I/II)4. Cu(I/II) jest wysoce reaktywny i powoduje uszkodzenia oksydacyjne lub przypadkowe wiązanie się z enzymami, więc jego wolne stężenie jest ściśle regulowane przez miedziane białka opiekuńcze i białka regulujące miedź, które bezpiecznie transportują go do różnych miejsc w komórce i ściśle kontrolują jego homeostazę5,6. Zakłócenie metabolizmu lub homeostazy miedzi jest bezpośrednio związane z chorobą Menkesa i Wilsona7, a także nowotworami7 i zaburzeniami neuronalnymi, takimi jak prion8 i choroba Alzheimera9.

Choroba Wilsona wiąże się ze zwiększonym poziomem miedzi w oczach, wątrobie i częściach mózgu, gdzie reakcje redoks Cu(I/II) wytwarzają reaktywne formy tlenu, powodując zwyrodnienie wątroby i neurologiczne. Istniejące terapie chelatacyjne to mały tiol, aminokwas, penicylamina i trietylenotetramina. Alternatywnie, metanotroficzne peptydy nabywające miedź metanobaktyna (mb)10,11 wykazują potencjał terapeutyczny ze względu na ich wysokie powinowactwo wiązania do Cu(I)12. Kiedy metanobaktyna (mb-OB3b) z Methylosinus trichosporium OB3b była badana na zwierzęcym modelu choroby Wilsona, miedź została skutecznie usunięta z wątroby i wydalona przez żółć13. Eksperymenty in vitro potwierdziły, że mb-OB3b może chelatować miedź z metalotioneiny miedzi zawartej w cytozolu wątrobowym13. Techniki obrazowania spektrometrii mas plazmy sprzężonej indukcyjnie z ablacją laserową zbadały przestrzenny rozkład miedzi w próbkach wątroby z chorobą Wilsona14,15,16 i wykazały, że mb-OB3b usuwa miedź za pomocą krótkich okresów leczenia wynoszących zaledwie 8 dni17.

mb-OB3b będzie również wiązać się z innymi jonami metali, w tym Ag(I), Au(III), Pb(II), Mn(II), Co(II), Fe(II), Ni(II) i Zn(II)18,19. Konkurencja o fizjologiczne miejsce wiązania Cu(I) jest wykazywana przez Ag(I), ponieważ może wypierać Cu(I) z kompleksu mb-OB3b, przy czym zarówno Ag(I), jak i Ni(II) wykazują również nieodwracalne wiązanie z Mb, które nie może być przemieszczone przez Cu(I)19. Ostatnio zbadano szereg alternatywnych oligopeptydów metanobaktyny (amb) z motywem wiązania 2His-2Cys20,21 i scharakteryzowano ich właściwości wiązania Zn(II) i Cu(I/II). Ich podstawowe sekwencje aminokwasów są podobne i wszystkie zawierają motyw 2His-2Cys, Pro i acetylowany N-koniec. Różnią się one od mb-OB3b przede wszystkim tym, że motyw 2His-2Cys zastępuje dwa miejsca wiązania entiolu oksazolonu mb-OB3b.

Jonizacja elektrorozpylania w połączeniu ze spektrometrią mas ruchliwości jonów (ESI-IM-MS) dostarcza potężnej techniki instrumentalnej do określania właściwości peptydów wiążących metale, ponieważ mierzy ich masę do ładunku (m/z) i przekrój zderzenia (CCS), zachowując jednocześnie ich masę, ładunek i kształt konformacyjny z fazy roztworu. M/z i CCS odnoszą się do stechiometrii peptydów, stanu protonacji i kształtu konformacyjnego. Stechiometria jest określana, ponieważ tożsamość i liczba każdego pierwiastka obecnego w gatunku jest wyraźnie zidentyfikowana. Całkowity ładunek kompleksu peptydowego odnosi się do stanu protonacji miejsc kwaśnych i zasadowych oraz stopnia utlenienia jonów metali. CCS dostarcza informacji o konformacyjnym kształcie kompleksu peptydowego, ponieważ mierzy uśredniony rozmiar rotacyjny, który odnosi się do trzeciorzędowej struktury kompleksu. Ogólny stan naładowania kompleksu jest również funkcją pH i wpływa na powinowactwo peptydu do wiązania jonów metali, ponieważ zdeprotonowane miejsca zasadowe lub kwasowe, takie jak karboksyl, His, Cys i Tyr, są również potencjalnymi miejscami wiązania jonu metalu. Do analiz peptyd i jon metalu przygotowuje się w roztworach wodnych o pH dostosowanym za pomocą rozcieńczonego wodnego kwasu octowego lub wodorotlenku amonu. Pozwala to na określenie zależności pH i selektywności jonów metali dla peptydu. Co więcej, m/z i CCS wyznaczone przez ESI-IM-MS mogą być wykorzystane z modelowaniem molekularnym B3LYP/LanL2DZ w celu odkrycia rodzaju koordynacji jonów metali i struktury trzeciorzędowej kompleksu. Wyniki przedstawione w tym artykule ujawniają, w jaki sposób ESI-IM-MS może scharakteryzować selektywną wydajność chelatacyjną zestawu peptydów amb i porównać je z peptydem wiążącym miedź mb-OB3b.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Przygotowanie odczynników

  1. Kultura Methylosinus trichosporium OB3b, wyizolować wolną od Cu(I) mb-OB3b18,22,23, liofilizować próbkę i przechowywać w temperaturze -80 °C do momentu użycia.
  2. Zsyntetyzować peptydy amb (czystość >98% dla amb1, amb2, amb4; >70% czystości dla amb7), liofilizować próbki i przechowywać je w temperaturze -80 °C do momentu użycia.
  3. Kup >98% czystości chlorek manganu(II), chlorek kobaltu(II), chlorek niklu(II), chlorek miedzi(II), azotan miedzi(II), azotan srebra(I), chlorek(II), chlorek żelaza(III) i chlorek ołowiu(II).
  4. Zakup polimerów poli-DL-alaniny stosowanych jako kalibranty do pomiaru przekrojów czynnych zderzeń gatunków amb i wodorotlenku amonu klasy HPLC lub wyższej, lodowatego kwasu octowego i acetonitrylu.

2. Przygotowanie roztworu podstawowego

  1. Podstawowy roztwór peptydowy
    1. Zważyć dokładnie, używając co najmniej trzech cyfr znaczących, masę 10,0–20,0 mg mb-OB3b lub amb w plastikowej fiolce o pojemności 1,7 ml.
      UWAGA: Zważona masa powinna dawać 12,5 mM lub 1,25 mM, w zależności od rozpuszczalności peptydu, po dodaniu 1,00 ml wody dejonizowanej (DI).
    2. Za pomocą pipety dodać 1,00 ml wody dejonizowanej (>17,8 MΩ cm) do zważonej próbki peptydu, aby uzyskać roztwór o stężeniu 12,5 mM lub 1,25 mM. Umieść nakrętkę bezpiecznie i dokładnie wymieszaj z co najmniej 20 inwersjami.
    3. Za pomocą mikropipety dozować 50,0 μl porcji z próbki peptydu do indywidualnie oznakowanych fiolek o pojemności 1,5 ml i przechowywać je w temperaturze -80 °C do momentu użycia.
  2. Roztwory podstawowe dla jonów metali
    1. Zważyć dokładnie, używając co najmniej trzech cyfr znaczących, masę 10,0–30,0 mg chlorku metalu lub azotanu srebra w fiolce o pojemności 1,7 ml.
      UWAGA: Zważona masa powinna dać 125 mM po dodaniu 1,00 ml wody DI.
    2. Dodać 1,00 ml wody demineralizowanej do zważonej próbki metalu w fiolce o pojemności 1,7 ml, aby otrzymać 125 ml roztworu. Umieść nakrętkę bezpiecznie i dokładnie wymieszaj z co najmniej 20 inwersjami.
  3. Roztwory podstawowe wodorotlenku amonu: przygotować 1,0 M roztwór kwasu octowego, rozcieńczając 57 μl 99,5% roztworu kwasu octowego wodą demineralizowaną do końcowej objętości 1,00 ml. Przygotować 1,0 M roztwór wodorotlenku amonu, rozcieńczając 90 μl 21% roztworu wodorotlenku amonu wodą demineralizowaną do końcowej objętości 1,00 ml. Wykonać dwa kolejne rozcieńczenia każdego roztworu, pobierając 100 μl roztworów 1,0 M w celu przygotowania 0,10 M i 0,010 M roztworów kwasu octowego i wodorotlenku amonu.
  4. Roztwór podstawowy poli-DL-alaniny: przygotować poli-DL-alaninę (PA), ważąc 1,0 mg PA i rozpuszczając w 1,0 ml wody DI, aby uzyskać 1,000 ppm. Dokładnie wymieszaj. Za pomocą mikropipety dozować 50,0 μl porcji, umieścić każdą z nich w fiolce o pojemności 1,7 ml i przechowywać w temperaturze -80 °C.

3. Analiza mobilności jonów elektrorozpylanych i spektrometrii mas

  1. Dokładnie wyczyść rurkę wejściową ESI i kapilar igły około 500 μl 0,1 M lodowatego kwasu octowego, 0,1 M wodorotlenku amonu i na koniec wody DI.
  2. Rozmrozić 50,0 μl podwielokrotności roztworu podstawowego PA o stężeniu 1 000 ppm i rozcieńczyć go 450 μl wody DI, aby uzyskać 100 ppm PA. Odmierzyć pipetą 100,0 μl tego roztworu i rozcieńczyć go do 1,00 ml z 500 μl wody demineralizowanej i 500 μl acetonitrylu, aby uzyskać 10 ppm roztworu PA.
  3. Zbierz widma IM-MS jonów ujemnych i dodatnich roztworu PA 10 ppm przez 10 minut każde, używając natywnych warunków ESI-IM-MS, jak opisano w sekcji dyskusji.
  4. Rozmrozić 50,0 μl podwielokrotności roztworu podstawowego 12,5 mM lub 1,25 mM amb i wykonać kolejne rozcieńczenia wodą demineralizowaną, aby uzyskać końcowe stężenie 0,125 mM amb. Dokładnie wymieszać każde rozcieńczenie.
  5. Odmierzyć pipetą 100,0 μl roztworu podstawowego 125 mM jonów metali, umieścić w fiolce o pojemności 1,7 ml i rozcieńczyć do 1,00 ml wodą DI, aby uzyskać 12,5 mM jonów metali. Powtórz z dwoma kolejnymi rozcieńczeniami, aby uzyskać końcowe stężenie jonów metalu 0,125 mM. Każde rozcieńczenie należy dokładnie wymieszać.
  6. Odmierzyć pipetą 200,0 μl 0,125 mM amb do fiolki o pojemności 1,7 ml, rozcieńczyć 500 μl wody DI i dokładnie wymieszać roztwór.
  7. Doprowadzić pH próbki do 3,0, dodając 50 μl 1,0 M roztworu kwasu octowego.
  8. Dodać 200,0 μl 0,125 mM jonu metalu do próbki o dostosowanym pH. Dodać wodę demineralizowaną, aby uzyskać końcową objętość 1,00 ml próbki, dokładnie wymieszać i pozostawić próbkę do równowagi przez 10 minut w temperaturze suchej masy.
  9. Za pomocą strzykawki z noskiem pobrać 500 μl próbki i zbierać widma jonów ujemnych i dodatnich ES-IM-MS przez 5 minut każde. Użyj pozostałych 500 μl próbki, aby zarejestrować jej końcowe pH za pomocą skalibrowanej mikroelektrody pH.
  10. Powtórz kroki 3.6–3.9, modyfikując krok 3.7, aby dostosować pH do 4.0, 5.0, 6.0, 7.0, 8.0, 9.0 lub 10.0 poprzez dodanie nowych objętości roztworów kwasu octowego lub wodorotlenku amonu o stężeniu 0,010 M, 0,10 M lub 1,0 M.
  11. Zebrać widma jonów ujemnych i dodatnich ESI-IM-MS roztworu PA o stężeniu 10 ppm przez 10 minut każde.

4. Przygotowanie miareczkowania jonów metali w próbkach amb

  1. Wykonaj czynności opisane w krokach 3.1–3.5.
  2. Odmierzyć pipetą 200,0 μl 0,125 mM amb do fiolki o pojemności 1,7 ml, rozcieńczyć 500,0 μl wody demineralizowanej i dokładnie wymieszać roztwór.
  3. Doprowadzić pH próbki do pH = 9,0 przez dodanie 80 μl 0,010 M roztworu wodorotlenku amonu.
  4. Dodać 28 μl roztworu jonów metalu o stężeniu 0,125 mM, aby uzyskać 0,14 molowego odpowiednika jonu metalu, dodać wodę DI, aby uzyskać końcową objętość próbki 1,00 ml, dokładnie wymieszać i pozostawić próbkę do równowagi przez 10 minut w temperaturze pokojowej.
  5. Za pomocą strzykawki z noskiem pobrać 500 μl próbki i zbierać widma jonów ujemnych i dodatnich ESI-IM-MS przez 5 minut każde. Użyj pozostałych 500 μl próbki, aby zarejestrować jej końcowe pH za pomocą skalibrowanej mikroelektrody pH.
  6. Powtórz kroki 4.2–4.5, modyfikując krok 4.3, aby dodać odpowiednią objętość roztworu jonów metalu o stężeniu 0,125 mM, aby uzyskać odpowiedniki molowe 0,28, 0,42, 0,56, 0,70, 0,84, 0,98, 1,12, 1,26 lub 1,40.
  7. Zebrać widma IM-MS jonów ujemnych i dodatnich roztworu PA o stężeniu 10 ppm przez 10 minut każde.

5. Analiza danych miareczkowania pH ESI-IM-MS

  1. Na podstawie widm IM-MS zidentyfikuj, które naładowane gatunki amb są obecne, dopasowując je do ich teoretycznych wzorców izotopów m/z.
    1. Otwórz MassLynx i kliknij Chromatogram, aby otworzyć okno Chromatogram.
    2. Przejdź do menu Plik i Otwórz, aby zlokalizować i otworzyć plik danych IM-MS.
    3. Wyodrębnij widmo IM-MS, klikając prawym przyciskiem myszy i przeciągając po chromatogramie, a następnie zwalniając. Otworzy się okno widma pokazujące widmo IM-MS.
    4. W oknie widma kliknij Narzędzia i model izotopowy. W oknie modelowania izotopów wprowadź wzór cząsteczkowy gatunku amb, zaznacz pole Pokaż naładowany jon i wprowadź stan naładowania. Kliknij przycisk OK.
    5. Powtórzyć te czynności, aby zidentyfikować wszystkie gatunki w widmie IM-MS i zapisać ich zakres izotopów m/z.
  2. Dla każdego gatunku amb oddziel wszystkie przypadkowe gatunki m/z i wyodrębnij ich rozkłady czasu przybycia (ATD), używając ich wzorców izotopów m/z w celu ich identyfikacji.
    1. W MassLynx kliknij DriftScope, aby otworzyć program. W DriftScope kliknij Plik i Otwórz, aby zlokalizować i otworzyć plik danych IM-MS.
    2. Użyj myszki i kliknij lewym przyciskiem myszy, aby powiększyć wzór izotopów m/z gatunków amb.
    3. Użyj narzędzia Zaznaczanie i lewego przycisku myszy, aby wybrać wzór izotopowy. Kliknij przycisk Zaakceptuj bieżący wybór.
    4. Aby oddzielić przypadkowe gatunki m/z, użyj narzędzia Zaznaczanie i lewego przycisku myszy, aby wybrać ATD wyrównany w czasie ze wzorcem izotopowym gatunku amb. Kliknij przycisk Zaakceptuj bieżący wybór.
    5. Aby wyeksportować ATD, przejdź do punktu menu Plik | Eksportuj do MassLynx, a następnie wybierz Zachowaj czas dryfu i zapisz plik w odpowiednim folderze.
  3. Określ środek ciężkości ATD i zintegruj obszar pod krzywą ATD jako miarę populacji gatunku.
    1. W oknie Chromatogram programu MassLynx otwórz zapisany wyeksportowany plik. Kliknij Proces | Zintegruj z menu. Zaznacz pole ApexTrack Peak Integration i kliknij przycisk OK.
    2. Zapisać środek ciężkości ATD (tA) i obszar całkowany, jak pokazano w okienku chromatogramu. Powtórz te czynności dla wszystkich zapisanych plików danych amb i PA IM-MS.
  4. Zintegrowanego ATD należy użyć dla wszystkich wyekstrahowanych gatunków amb jonów dodatnich lub ujemnych w każdym punkcie miareczkowania, aby znormalizować do względnej skali procentowej.
    1. Wprowadź do arkusza kalkulacyjnego tożsamość gatunków amb i ich zintegrowane ATD przy każdym pH.
    2. Dla każdego pH użyj sumy zintegrowanych ATD, aby znormalizować ATD poszczególnych AMB do skali procentowej.
    3. Wykreśl procentową intensywność każdego gatunku amb w funkcji pH na wykresie, aby pokazać, jak zmienia się populacja każdego gatunku w funkcji pH.

6. Przekroje kolizyjne

  1. Korzystając z arkusza kalkulacyjnego, przekonwertuj CCS (Ω) PA negative25,26 i positive27 jonów zmierzonych w He buffer gas28 na skorygowany CCS (Ωc) za pomocą równania 1 poniżej, gdzie: z = ładunek jonowy; ec = ładunek elektronu (1,602×10-19 C); mN2 = masa gazu N2 (Da); i m jon = masa jonowa. 29

figure-protocol-1

  1. Przeliczyć średnie czasy przybycia (tA) kalibrów PA i gatunków amb na czasy dryftu (tD), korzystając z poniższego równania 2, gdzie: c = współczynnik opóźnienia wzmocnionego cyklu pracy (1,41), a m/z oznacza stosunek masy do ładunku jonu peptydowego.

figure-protocol-2

  1. Wykres tD calibrantów PA w porównaniu z ich Ωc. Następnie, korzystając z dopasowania regresji najmniejszych kwadratów z równania 3 pokazanego poniżej, wyznacz wartości A' i B, gdzie: A' jest poprawką parametrów temperatury, ciśnienia i pola elektrycznego; a B kompensuje efekt nieliniowy urządzenia IM.

figure-protocol-3

  1. Korzystając z tych wartości A' i B oraz wartości środka ciężkości tD z ATD amb, określ ich Ωc za pomocą równania 3 i ich Ω za pomocą równania 1. Ta metoda zapewnia CCS dla gatunków peptydów z szacowanymi błędami bezwzględnymi wynoszącymi około 2%25,26,27.

7. Metody obliczeniowe

  1. Użyj poziomu teorii B3LYP/LanL2DZ, składającego się z 3-parametrowych funkcjonałów hybrydowych Becke'a30 oraz zestawu podstawowego Dunninga31 i potencjałów rdzenia elektronowego32,33,34, aby zlokalizować zoptymalizowane pod kątem geometrii konformery dla wszystkich możliwych typów współrzędnych obserwowanych gatunków m/z amb35.
    UWAGA: Aby uzyskać szczegółowe informacje na temat tworzenia i przesyłania obliczeń, zapoznaj się z użyciem GaussView w pliku uzupełniającym.
  2. Porównaj przewidywaną energię swobodną każdego z konformistów i oblicz ich teoretyczne CCS za pomocą metody Lennarda-Jonesa (LJ) w skali jonowej z programu Sigma36.
  3. Spośród konformistów o najniższej energii swobodnej określ, który konformer wykazuje LJ CCS, który zgadza się z CCS zmierzonym przez IM-MS, aby zidentyfikować trzeciorzędową strukturę i rodzaj koordynacji dla konformerów obserwowanych w eksperymencie.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Metalowa oprawa amb1
Badanie IM-MS 20 z amb1 (Rysunek 1A) wykazało, że zarówno jony miedzi, jak i wiążą się z amb1 w sposób zależny od pH (Rysunek 2). Jednak miedź i wiążą się z amb1 poprzez różne mechanizmy reakcji w różnych miejscach koordynacji. Na przykład dodanie Cu(II) do amb1 spowodowało utlenienie amb1 (amb1ox) przez tworzenie mostka dwu...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kroki krytyczne: zachowanie zachowań w fazie roztworu do zbadania za pomocą ESI-IM-MS
Należy użyć natywnych ustawień instrumentalnych ESI, które zachowują stechiometrię peptydów, stan ładunku i strukturę konformacyjną. W przypadku warunków natywnych warunki w źródle ESI, takie jak napięcia stożka, temperatury i przepływy gazów, muszą być zoptymalizowane. Ponadto należy sprawdzić ciśnienie i napięcia w źródle, pułapce, ruchliwości jonów i przenoszeniu fal przemieszczających (zwłaszcza polaryzacji puł...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten materiał jest oparty na pracach wspieranych przez National Science Foundation w ramach 1764436, wsparciu instrumentów NSF (MRI-0821247), Fundacji Welch (T-0014) oraz zasobach obliczeniowych z Departamentu Energii (TX-W-20090427-0004-50) i L3 Communications. Dziękujemy grupie Bowera z Uniwersytetu Kalifornijskiego w Santa Barbara za udostępnienie programu Sigma i Ayobami Ilesanmi za zademonstrowanie techniki w filmie.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
acetonitryl klasy HPLCFisher Scientific (www.Fishersci.com)A998SK-4
wodorotlenek amonu (klasa metali śladowych)Fisher Scientific (www.Fishersci.com)A512-P500
sześciowodny chlorek kobaltu(II) 99,99%Sigma-Aldrich (www.sigmaaldrich.com)255599-5G
chlorek miedzi(II) 99,999%Sigma-Aldrich (www.sigmaaldrich.com)203149-10G
hydrat azotanu miedzi(II) 99,99%Sigma-Aldrich (www.sigmaaldrich.com)229636-5G
zaprojektowane peptydy amb1,2,3,4,5,6,7przez Neo BioLab (neobiolab.com)zostały zsyntetyzowane na zamówienie
zaprojektowane peptydy AMB5B,C,D,E,FPeptydy zaprojektowane przez PepmicCo (www.pepmic.com)zostały zsyntetyzowane według kolejności
Driftscope 2.1 oprogramowanieWaters (www.waters.com)program do analizy oprogramowania
Liofilizowany, oczyszczony, wolny od Cu(I) mb-OB3bhodowany i izolowany w laboratorium dr DongWon Choi (Wydział Biologii, Texas A& M-Commerce)
lodowaty kwas octowy (klasa Optima)Fisher Scientific (www.Fishersci.com)A465-250
Chlorek żelaza(III) bezwodny 98% +Alfa Aesar (www.alfa.com)12357-09
azotan ołowiu(II) Klasa ACSAvantor (www.avantormaterials.com)128545-50G
czterowodny chlorek manganu(II) 99,99%Sigma-Aldrich (www.sigmaaldrich.com)203734-5G
MassLynx 4.1Waters (www.waters.com)program do analizy
oprogramowania chlorek niklu sześciowodny 99,99%Sigma-Aldrich (www.sigmaaldrich.com)203866-5G
poli-DL-alaninaSigma-Aldrich (www.sigmaaldrich.com)P9003-25MG
azotan srebra 99,9%+Alfa Aesar (www.alfa.com)11414-06
Waters Synapt G1 HDMSWaters (www.waters.com)kwadrupol - ruchliwość jonów - spektrometr masowy czasu przelotu
chlorek bezwodnyAlfa Aesar (www.alfa.com)A16281
Peptydy zaprojektowane

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Dudev, T., Lim, C. Competition among Metal Ions for Protein Binding Sites: Determinants of Metal Ion Selectivity in Proteins. Chemical Reviews. 114 (1), 538-556 (2014).
  2. Sovago, I., Kallay, C., Varnagy, K. Peptides as complexing agents: Factors influencing the structure and thermodynamic stability of peptide complexes. Coordination Chemistry Reviews. 256 (19-20), 2225-2233 (2012).
  3. Sóvágó, I., Várnagy, K., Lihi, N., Grenács, Á Coordinating properties of peptides containing histidyl residues. Coordination Chemistry Reviews. 327, 43-54 (2016).
  4. Rubino, J. T., Franz, K. J. Coordination chemistry of copper proteins: How nature handles a toxic cargo for essential function. Journal of Inorganic Biochemistry. 107 (1), 129-143 (2012).
  5. Robinson, N. J., Winge, D. R. Copper Metallochaperones . Annual Review of Biochemistry. 79, 537-562 (2010).
  6. Scheiber, I. F., Mercer, J. F. B., Dringen, R. Metabolism and functions of copper in brain. Progress in Neurobiology. 116 (0), 33-57 (2014).
  7. Tisato, F., Marzano, C., Porchia, M., Pellei, M., Santini, C. Copper in Diseases and Treatments, and Copper-Based Anticancer Strategies. Medicinal Research Reviews. 30 (4), 708-749 (2010).
  8. Millhauser, G. L. Copper and the prion protein: Methods, structures, function, and disease. Annual Review of Physical Chemistry. 58, 299-320 (2007).
  9. Arena, G., Pappalardo, G., Sovago, I., Rizzarelli, E. Copper(II) interaction with amyloid-beta: Affinity and speciation. Coordination Chemistry Reviews. 256 (1-2), 3-12 (2012).
  10. Kim, H. J., et al. Methanobactin, a copper-acquisition compound from methane-oxidizing bacteria. Science. 305 (5690), 1612-1615 (2004).
  11. Di Spirito, A. A., et al. Methanobactin and the link between copper and bacterial methane oxidation. Microbiology Molecular Biology Reviews. 80 (2), 387-409 (2016).
  12. Kenney, G. E., Rosenzweig, A. C. Chemistry and biology of the copper chelator methanobactin. ACS Chemical Biology. 7 (2), 260-268 (2012).
  13. Summer, K. H., et al. The biogenic methanobactin is an effective chelator for copper in a rat model for Wilson disease. Journal of Trace Elements in Medicine and Biology. 25 (1), 36-41 (2011).
  14. Hachmoeller, O., et al. Investigating the influence of standard staining procedures on the copper distribution and concentration in Wilson's disease liver samples by laser ablation-inductively coupled plasma-mass spectrometry. Journal of Trace Elements in Medicine and Biology. 44, 71-75 (2017).
  15. Hachmoeller, O., et al. Spatial investigation of the elemental distribution in Wilson's disease liver after D-penicillamine treatment by LA-ICP-MS. Journal of Trace Elements in Medicine and Biology. 44, 26-31 (2017).
  16. Hachmoeller, O., et al. Element bioimaging of liver needle biopsy specimens from patients with Wilson's disease by laser ablation-inductively coupled plasma-mass spectrometry. Journal of Trace Elements in Medicine and Biology. 35, 97-102 (2016).
  17. Mueller, J. C., Lichtmannegger, J., Zischka, H., Sperling, M., Karst, U. High spatial resolution LA-ICP-MS demonstrates massive liver copper depletion in Wilson disease rats upon Methanobactin treatment. Journal of Trace Elements in Medicine and Biology. 49, 119-127 (2018).
  18. Choi, D. W., et al. Spectral and thermodynamic properties of Ag(I), Au(III), Cd(II), Co(II), Fe(III), Hg(II), Mn(II), Ni(II), Pb(II), U(IV), and Zn(II) binding by methanobactin from Methylosinus trichosporium OB3b. Journal of Inorganic Biochemistry. 100, 2150-2161 (2006).
  19. McCabe, J. W., Vangala, R., Angel, L. A. Binding Selectivity of Methanobactin from Methylosinus trichosporium OB3b for Copper(I), Silver(I), Zinc(II), Nickel(II), Cobalt(II), Manganese(II), Lead(II), and Iron(II). Journal of the American Society of Mass Spectrometry. 28, 2588-2601 (2017).
  20. Sesham, R., et al. The pH dependent Cu(II) and Zn(II) binding behavior of an analog methanobactin peptide. European Journal of Mass Spectrometry. 19 (6), 463-473 (2013).
  21. Wagoner, S. M., et al. The multiple conformational charge states of zinc(II) coordination by 2His-2Cys oligopeptide investigated by ion mobility - mass spectrometry, density functional theory and theoretical collision cross sections. Journal of Mass Spectrom. 51 (12), 1120-1129 (2016).
  22. Bandow, N. L., et al. Isolation of methanobactin from the spent media of methane-oxidizing bacteria. Methods in Enzymology. 495, 259-269 (2011).
  23. Choi, D. W., et al. Spectral and thermodynamic properties of methanobactin from γ-proteobacterial methane oxidizing bacteria: a case for copper competition on a molecular level. Journal of Inorganic Biochemistry. 104 (12), 1240-1247 (2010).
  24. Pringle, S. D., et al. An investigation of the mobility separation of some peptide and protein ions using a new hybrid quadrupole/travelling wave IMS/oa-ToF instrument. International Journal of Mass Spectrometry. 261 (1), 1-12 (2007).
  25. Forsythe, J. G., et al. Collision cross section calibrants for negative ion mode traveling wave ion mobility-mass spectrometry. Analyst. 14 (20), 6853-6861 (2015).
  26. Allen, S. J., Giles, K., Gilbert, T., Bush, M. F. Ion mobility mass spectrometry of peptide, protein, and protein complex ions using a radio-frequency confining drift cell. Analyst. 141 (3), 884-891 (2016).
  27. Bush, M. F., Campuzano, I. D. G., Robinson, C. V. Ion Mobility Mass Spectrometry of Peptide Ions: Effects of Drift Gas and Calibration Strategies. Analytical Chemistry. 84 (16), 7124-7130 (2012).
  28. Salbo, R., et al. Traveling-wave ion mobility mass spectrometry of protein complexes: accurate calibrated collision cross-sections of human insulin oligomers. Rapid Communications in Mass Spectrometry. 26 (10), 1181-1193 (2012).
  29. Smith, D. P., et al. Deciphering drift time measurements from travelling wave ion mobility spectrometry-mass spectrometry studies. European Journal of Mass Spectrometry. 15 (2), 113-130 (2009).
  30. Becke, A. D. Density-functional thermochemistry. III. The role of exact exchange. Journal of Chemical Physics. 98 (7), 5648-5652 (1993).
  31. Dunning, T. H., Hay, P. J. Gaussian basis sets for molecular calculations. Modern Theoretical Chemistry. 3, 1-27 (1977).
  32. Hay, P. J., Wadt, W. R. Ab initio effective core potentials for molecular calculations. Potentials for potassium to gold including the outermost core orbitals. Journal of Chemical Physics. 82 (1), 299-310 (1985).
  33. Hay, P. J., Wadt, W. R. Ab initio effective core potentials for molecular calculations. Potentials for the transition metal atoms scandium to mercury. Journal of Chemical Physics. 82 (1), 270-283 (1985).
  34. Wadt, W. R., Hay, P. J. Ab initio effective core potentials for molecular calculations. Potentials for main group elements sodium to bismuth. Journal of Chemical Physics. 82 (1), 284-298 (1985).
  35. Gaussian 09, Revision C.01. Gaussian, Inc. , Wallingford CT. (2012).
  36. Wyttenbach, T., von Helden, G., Batka, J. J., Carlat, D., Bowers, M. T. Effect of the long-range potential on ion mobility measurements. Journal of the American Society of Mass Spectrometry. 8 (3), 275-282 (1997).
  37. Choi, D., et al. Redox activity and multiple copper(I) coordination of 2His-2Cys oligopeptide. Journal of Mass Spectrometry. 50 (2), 316-325 (2015).
  38. Rigo, A., et al. Interaction of copper with cysteine: stability of cuprous complexes and catalytic role of cupric ions in anaerobic thiol oxidation. Journal of Inorganic Biochemistry. 98 (9), 1495-1501 (2004).
  39. Vytla, Y., Angel, L. A. Applying Ion Mobility-Mass Spectrometry Techniques for Explicitly Identifying the Products of Cu(II) Reactions of 2His-2Cys Motif Peptides. Analytical Chemistry. 88 (22), 10925-10932 (2016).
  40. Choi, D., Sesham, R., Kim, Y., Angel, L. A. Analysis of methanobactin from Methylosinus trichosporium OB3b via ion mobility mass spectrometry. European Journal of Mass Spectrometry. 18 (6), 509-520 (2012).
  41. Martell, A. E., Motekaitis, R. J. NIST Standard Reference Database 46. Institute of Standards and Technology. , Gaithersburg, MD. (2001).
  42. Pesch, M. L., Christl, I., Hoffmann, M., Kraemer, S. M., Kretzschmar, R. Copper complexation of methanobactin isolated from Methylosinus trichosporium OB3b: pH-dependent speciation and modeling. Journal of Inorganic Biochemistry. 116, 55-62 (2012).
  43. Amin, E. A., Truhlar, D. G. Zn Coordination Chemistry: Development of Benchmark Suites for Geometries, Dipole Moments, and Bond Dissociation Energies and Their Use To Test and Validate Density Functionals and Molecular Orbital Theory. Journal of Chemical Theory and Computation. 4 (1), 75-85 (2008).
  44. Sorkin, A., Truhlar, D. G., Amin, E. A. Energies, Geometries, and Charge Distributions of Zn Molecules, Clusters, and Biocenters from Coupled Cluster, Density Functional, and Neglect of Diatomic Differential Overlap Models. Journal of Chemical Theory and Computation. 5 (5), 1254-1265 (2009).
  45. Lillo, V., Galan-Mascaros, J. R. Transition metal complexes with oligopeptides: single crystals and crystal structures. Dalton Transactions. 43 (26), 9821-9833 (2014).
  46. Choutko, A., van Gunsteren, W. F. Conformational Preferences of a beta-Octapeptide as Function of Solvent and Force-Field Parameters. Helvetica Chimica Acta. 96 (2), 189-200 (2013).
  47. Angel, L. A. Study of metal ion labeling of the conformational and charge states of lysozyme by ion mobility mass spectrometry. European Journal of Mass Spectrometry. 17 (3), 207-215 (2011).
  48. Kelso, C., Rojas, J. D., Furlan, R. L. A., Padilla, G., Beck, J. L. Characterisation of anthracyclines from a cosmomycin D-producing species of Streptomyces by collisionally-activated dissociation and ion mobility mass spectrometry. European Journal of Mass Spectrometry. 15 (2), 73-81 (2009).
  49. El Ghazouani, A., et al. Copper-binding properties and structures of methanobactins from Methylosinus trichosporium OB3b. Inorganic Chemistry. 50 (4), 1378-1391 (2011).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Ion Mobility Mass SpectrometryMetal Ion RecognitionRedox ActivityMetal Binding OligopeptidesElectrospray IonizationCollision Cross SectionMolecular ModelingpH Dependent BindingMethanobactin PeptidesCopper Zinc Binding

Related Articles