Metoda ilościowego oznaczania stawonogów żyjących w liściach

Summary

Opisujemy, jak określić ilościowo stawonogi żyjące w liściach, zamykając liście i końce gałęzi w torbie, przycinając i zamrażając materiał w worku, a następnie płucząc wcześniej zamrożony materiał w wodzie, aby oddzielić stawonogi od podłoża w celu ilościowego określenia.

Abstract

Lądowe stawonogi odgrywają ważną rolę w naszym środowisku. Kwantyfikacja stawonogów w sposób, który pozwala na precyzyjny indeks lub oszacowanie zagęszczenia, wymaga metody o wysokim prawdopodobieństwie wykrycia i znanym obszarze pobierania próbek. Podczas gdy większość opisanych metod zapewnia jakościowe lub półilościowe oszacowanie odpowiednie do opisania obecności, bogactwa i różnorodności gatunków, niewiele z nich zapewnia odpowiednio spójne prawdopodobieństwo wykrycia oraz znane lub spójne obszary pobierania próbek, aby zapewnić indeks lub oszacowanie z odpowiednią precyzją do wykrycia różnic w liczebności zmiennych środowiskowych, przestrzennych lub czasowych. Opisujemy, jak określić ilościowo stawonogi żyjące w liściach poprzez uszczelnienie liści i końców gałęzi w torbie, przycinanie i zamrażanie zapakowanego materiału oraz płukanie wcześniej zamrożonego materiału w wodzie w celu oddzielenia stawonogów od podłoża i ich ilościowego określenia. Jak pokazujemy, metoda ta może być stosowana w skali krajobrazu do ilościowego określania stawonogów żyjących w liściach z odpowiednią precyzją, aby przetestować i opisać, w jaki sposób zmienne przestrzenne, czasowe, środowiskowe i ekologiczne wpływają na bogactwo i liczebność stawonogów. Metoda ta pozwoliła na wykrycie różnic w gęstości, zasobności i różnorodności stawonogów żyjących w liściach wśród 5 rodzajów drzew powszechnie występujących w południowo-wschodnich lasach liściastych.

Introduction

Stawonogi lądowe odgrywają ważną rolę w naszym ekosystemie. Oprócz tego, że są przedmiotem zainteresowania naukowego, stawonogi mogą być zarówno szkodliwe, jak i korzystne dla upraw, roślin ogrodniczych i naturalnej roślinności, a także pełnić ważną funkcję troficzną w sieciach pokarmowych. Dlatego zrozumienie czynników, które wpływają na rozwój i liczebność społeczności stawonogów, ma kluczowe znaczenie dla rolników, menedżerów ds. zwalczania szkodników, biologów roślin, entomologów, ekologów dzikiej przyrody i biologów zajmujących się ochroną przyrody, którzy badają dynamikę społeczności i zarządzają organizmami owadożernymi. Zrozumienie czynników, które wpływają na społeczności i liczebność stawonogów często wymaga schwytania osobników. Techniki chwytania można ogólnie podzielić na techniki jakościowe, które wykrywają obecność gatunku tylko w celu oszacowania zasięgu, bogactwa i różnorodności gatunków, lub techniki półilościowe i ilościowe, które pozwalają na indeks lub oszacowanie liczebności i zagęszczenia osobników w grupie taksonomicznej.

Techniki jakościowe, które pozwalają jedynie wnioskować o obecności gatunku lub struktury społeczności, mają nieznane lub wewnętrznie niskie prawdopodobieństwo wykrycia lub nie dostarczają wniosków dotyczących prawdopodobieństwa wykrycia i wielkości badanego obszaru. Ponieważ prawdopodobieństwo wykrycia za pomocą tych technik jest niskie, zmienność związana z wykrywaniem uniemożliwia odpowiednią precyzję wnioskowania, w jaki sposób zmienne objaśniające wpływają na wskaźniki populacji stawonogów. Techniki jakościowe stosowane do szacowania obecności obejmują pobieranie próbek ssących¹, pułapki świetlne², pułapki wynurzające³, wzorce żerowania na korzeniach⁴, rury solankowe5, baits⁶, pheromon³, pułapki pułapki⁷, pułapki na złe samopoczucie⁸, pułapki okienne⁹, pułapki ssące¹⁰, beat trays¹¹, spider webs¹², miny liściowe, frass¹³, galasy stawonogów¹⁴, uszkodzenia roślinności i korzeni¹⁵.

Alternatywnie, techniki półilościowe i ilościowe pozwalają badaczom oszacować lub przynajmniej konsekwentnie pobrać próbki z określonego obszaru próbki i oszacować prawdopodobieństwo wykrycia lub założyć, że prawdopodobieństwo wykrycia jest bezkierunkowe i wystarczające, aby nie przesłaniać badaczowi zdolności do wykrywania przestrzennych lub czasowych zmian w obfitości. Techniki półilościowe i ilościowe obejmują siatki zamiatające¹⁶, pobieranie próbek ssących lub próżniowych¹⁷, systematyczne liczenie widocznych stawonogów¹⁸, lepkie pułapki¹⁹, różne pułapki typu doniczkowego²⁰, otwory wejściowe lub wynurzające²¹, chemiczne knockdown²², lepkie i wypełnione wodą kolorowe pułapki²³, oraz branch pakowanie i przycinanie²⁴.

Ostatnie antropogeniczne zmiany klimatu i reżimy zakłóceń doprowadziły do dramatycznych zmian w zbiorowiskach roślinnych, sprawiając, że interakcje między składem gatunkowym społeczności roślinnych a zbiorowiskami stawonogów stały się aktywnym obszarem badań. Zrozumienie, w jaki sposób zbiorowiska stawonogów różnią się w zależności od składu gatunkowego roślin, jest kluczowym elementem zrozumienia potencjalnych skutków ekonomicznych i środowiskowych zmian w zbiorowiskach roślinnych. Potrzebne są półilościowe lub ilościowe metody ilościowego określania liczebności stawonogów z odpowiednią precyzją do wykrycia różnic między gatunkami roślin. W tym artykule opisujemy metodę indeksowania stawonogów żyjących w liściach, która przy rozsądnym wysiłku zapewniła odpowiednią precyzję do zidentyfikowania różnic w liczebności osobniczej i biomasie, różnorodności i bogactwie wśród 5 taksonów drzew powszechnie występujących w południowo-wschodnich lasach liściastych Ameryki Północnej²⁵. Podejście to zapewniło precyzję odpowiednią do oszacowania liczebności, aby umożliwić wnioskowanie, w jaki sposób zmiany w składzie gatunkowym zbiorowisk roślin leśnych spowodowane reżimami zakłóceń modyfikowanych antropicznie wpływają na skład stawonogów, potencjalnie wpływając na liczebność i rozmieszczenie wyższych troficznych ptaków i ssaków owadożernych. Mówiąc dokładniej, używając zmodyfikowanej techniki pakowania w worki, po raz pierwszy opisanej przez Crossleya i in.²⁴, oszacowaliśmy gęstość stawonogów żyjących na powierzchni liści i przetestowaliśmy przewidywanie, że wykryjemy różnice w różnorodności, bogactwie i obfitości stawonogów w liściach szybciej rosnących, bardziej kserycznych gatunków drzew w porównaniu z wolniej rosnącymi, bardziej mezologicznymi gatunkami. Celem tego artykułu jest przedstawienie szczegółowych instrukcji dotyczących tej techniki.

Przeprowadziliśmy badanie w Shawnee National Forest (SNF) w południowym Illinois. SNF to las o powierzchni 115 738 ha położony w regionie Central Hardwoods w naturalnych rejonach Ozarks i Shawnee Hills²⁶. Las składa się w 37% z drewna dębowego/hikorowego, w 25% z mieszanego górskiego drewna liściastego, w 16% bukowo-klonowego i w 10% z dolnego drewna liściastego. SNF jest zdominowany przez dąb dwuwzrostowy/orzesznik na wyżynnych obszarach kserycznych oraz klon cukrowy, buk amerykański i tulipanowiec (Liriodendron tulipifera) w osłoniętych dolinach mezyjskich^27,28.

Wybór miejsca dla tej metody będzie zależał od nadrzędnych celów badania. Na przykład głównym celem naszego pierwotnego badania było zapewnienie wglądu w to, w jaki sposób zmiany w zbiorowisku drzew mogą wpływać na organizmy troficzne o wyższych rozmiarach poprzez porównanie wskaźników społeczności stawonogów żyjących w liściach między zbiorowiskami drzew przystosowanych mezycznie i kserycznie. W związku z tym naszym głównym celem było ilościowe określenie populacji stawonogów na poszczególnych drzewach znajdujących się w zbiorowisku drzew kserycznych lub mezologicznych. Wybraliśmy 22 stanowiska badawcze wzdłuż gradientu zdominowanego przez dąb/hikora (kseryka) do buka/klonu (mezyjskiego), korzystając z map pokrycia drzewostanów USFS (allveg2008.shp) w oprogramowaniu ArcGIS 10.1.1. Aby zapobiec potencjalnym skutkom zakłócającym, wybraliśmy lokalizacje na podstawie następujących kryteriów: niepołożone na obszarach łęgowych o powierzchni ≥12 ha oraz położone w obrębie przyległego siedliska wyżynno-liściastego lasu liściastego (tj. na wysokości powyżej 120 m n.p.m.). Wszystkie stanowiska zawierały dojrzałe drzewa w wieku >50 lat w pagórkowatym terenie, a więc miały podobne zbocza i aspekty. Podczas gdy granice obszarów bukowo-klonowych zostały wyróżnione na podstawie przejścia zbiorowisk drzewiastych, granice obszarów dębowo-hikorowych zostały określone sztucznie za pomocą map pokrywy SNF i oprogramowania ArcGIS 10.1.1. Wszystkie stanowiska były dużymi blokami leśnymi na niezlodowaconym terenie; Różnice w składzie gatunkowym drzew nie wynikały z różnic w położeniu w krajobrazie, ale były reprezentatywne dla wcześniejszego użytkowania gruntów (np. zręby zupełne lub selektywne pozyskiwanie). Zweryfikowaliśmy mapy, przesyłając dyskretne pliki kształtów wielokątów każdego badanego miejsca do przenośnego Globalnego Systemu Pozycjonowania (GPS) i weryfikując skład gatunkowy drzew. Losowo wybraliśmy punkty poboru próbek (n = 5) w każdym miejscu. W każdym z tych punktów pobraliśmy próbki z trzech drzew w godzinach 0600-1400 w okresie od 23 maja do 25 czerwca 2014 r. Aby zlokalizować próbki drzew, szukaliśmy na zewnątrz w promieniu 30 m od punktów wegetacyjnych, aż do znalezienia dojrzałych drzew (>20 cm s.p.h.) z gałęziami wystarczająco niskimi, aby pobrać próbki. Zazwyczaj pobierano próbki z trzech dojrzałych drzew, które reprezentowały trzy z pięciu rodzajów (Acer, Carya, Fagus, Liriodendron i Quercus) i znajdowały się najbliżej punktu centralnego.

Protocol

1. Budowa urządzenia do pobierania próbek przed udaniem się w teren

1. Za pomocą nożyc do prętów, dużych przecinaków do drutu lub elektrycznej tarczy szlifierskiej usuń dolną 1/3 30-centymetrowej drucianej klatki na pomidory, tak aby miała około 55 cm długości.
2. Wytnij dwie szelki o długości 50 cm wykonane z aluminium lub podobnie sztywnego materiału, aby użyć ich jako prętów mocujących i klamer po każdej stronie największego końca klatki na pomidory. W odległości 38 cm od końca użyj imadła stołowego lub dużego narzędzia chwytającego, takiego jak zamki kanałów, aby zgiąć klamrę pod kątem około 30°. Przymocuj dłuższy koniec każdego z dwóch prętów mocujących do przeciwległych stron klatki na pomidory za pomocą opasek zaciskowych i taśmy zasilającej lub taśmy elektrycznej, upewniając się, że taśma jest owinięta wokół co najmniej 6 cm klatki i pręta. Pamiętaj, aby owinąć taśmę wokół klatki i pręta wiele razy, aby upewnić się, że klatka jest na stałe przymocowana do pręta.
3. Przymocuj drugi koniec każdego z dwóch prętów mocujących po przeciwnych stronach końca wysuwanego drążka za pomocą opasek zaciskowych i taśmy klejącej lub izolacyjnej. Tak jak poprzednio, owiń taśmę wiele razy, aby przymocować ją na stałe, upewniając się, że taśma zachodzi na tyczkę i pręty na co najmniej 6 cm. Upewnij się, że otwór klatki styka się z końcem drążka teleskopowego, gdy klatka jest zamocowana.
4. Przymocuj klatkę bezpośrednio do końca słupa za pomocą opasek zaciskowych i taśmy elektrycznej lub klejącej. Przymocuj paski mocujące na rzep w 3 punktach do otworu klatki pod kątem 90° od poprzednio przymocowanego słupka.
   UWAGA: Paski te zostaną użyte później, aby torba była otwarta.

2. Zamknięcie gałęzi

1. Przymocuj 2 sztuki zapięcia na rzep do zewnętrznego otworu torby tak, aby pokrywały się z zapięciem na rzep przymocowanym do otworu klatki. Będą one używane do przytrzymywania otworu worka na miejscu, gdy jest on przenoszony przez gałąź próbki. Upewnij się, że zapięcie na rzep jest wyrównane tak, aby po włożeniu i przymocowaniu torby otwór do sznurków ciągnących torby przebiegał równolegle do drążka teleskopowego.
2. Włóż kuchenny worek na śmieci o pojemności ~49 l do drucianej klatki na pomidory. Umieść po jednym klipsie aligatora po każdej odpowiedniej stronie dna worka i przymocuj klipsy zarówno do worka, jak i drucianej klatki, aby przytrzymać worek przy klatce. Powtórz tę samą procedurę dla górnej części torby z jednym zaciskiem aligatora przymocowanym do sznurka ciągnącego i drucianą klatką naprzeciwko słupa.
3. Przymocuj sznurek do sznurka do ściągania torby znajdującego się najbliżej słupka. Wytnij cztery kawałki plastikowej lub twardej gumowej rurki na odcinki 4 cm i przymocuj taśmą klejącą lub izolacyjną w czterech miejscach. Pierwszy z nich należy umieścić na wysuwanej części tyczki w odległości około 0,5 m od końca tyczki znajdującej się najbliżej klatki na pomidory. Pozostałe 3 należy umieścić w równej odległości wzdłuż dolnej części drążka, zaczynając około 5 cm od góry dolnej części (tj. po jednym wzdłuż góry, środek i dół). Przeciągnij koniec sznurka do para, który nie jest przymocowany do torby, przez plastikową rurkę.
4. Dla każdego drzewa próbki użyj generatora liczb losowych, aby wybrać wysokość próbki, która mieści się w wysokości przedłużacza, gdy jest wysunięta na maksymalną długość. Użyj generatora liczb losowych, aby wybrać odległość próbki od pnia drzewa. Zidentyfikuj gałąź, która zmieści się w torbie z minimalnym zakłóceniem liści, a jest to wysokość i odległość od pnia na podstawie liczb wygenerowanych przez generator liczb losowych.
5. Podnieś drążek do pobierania próbek na wysokość równoległą do żądanej gałęzi. Szybko nasuń torbę na gałąź, a następnie szybko pociągnij sznurki do sznurków para przymocowane do sznurków naciągowych na torbie, aby uszczelnić torbę. Przećwicz to kilka razy przed pierwszą próbą, aby skutecznie włączyć liście przy minimalnym naruszeniu liści.
6. Poproś drugą osobę, aby przypięła gałąź w miejscu przylegającym do otworu torby za pomocą sekatora z przedłużaczem. Ostrożnie przyłóż worek na próbkę do ziemi i szybko zawiąż sznurki ściągające worka. Spróbuj jak najszybciej wykonać etapy pakowania, cięcia i wiązania worków, aby zapobiec ucieczce owadów.
7. Przechowuj zapakowaną gałąź w zamrażarce, aż będzie gotowa do przeprowadzenia laboratoryjnej analizy stawonogów.

3. Analiza stawonogów

1. Trzymaj zamrożoną torbę i gałąź pionowo i potrząśnij gałązką próbki w torbie, aby usunąć stawonogi z torby. Ostrożnie usuń gałąź i spłucz w dużej misce zbiorczej, aby usunąć pozostałe stawonogi. Opróżnij pozostały materiał z worka do miski zbiorczej. Usuń wszelkie szczątki nienależące do stawonogówów.
2. Podziel stawonogi na żądane grupy taksonomiczne. Zwróć uwagę na różnice między larwami a osobnikami dorosłymi.
3. Określ ilościowo stawonogi zgodnie z potrzebami. Jeżeli przedmiotem zainteresowania jest biomasa, należy albo zmierzyć długość stawonogów i skorzystać z opublikowanej tabeli długości masy w celu oszacowania biomasy, albo umieścić stawonogi w małych suszarkach, suszyć w suszarce przez 24 godziny w temperaturze 45 °C i zważyć na wadze elektronicznej.

4. Szacowanie gęstości

1. W celu oszacowania zagęszczenia i kontroli zmienności struktury liści i gęstości liści między próbkami w obrębie gatunków drzew i między gatunkami drzew:
2. Policz i zmierz powierzchnię liści z każdej próbki.
3. Suszyć liście w suszarce przez 48 godzin w temperaturze 45 °C i zważyć liście na wadze elektronicznej.
4. Zmierz długość wszystkich zdrewniałych gałęzi w próbce.
   UWAGA: Różnice w stawonogach występują w zbiorowiskach stawonogów, dlatego pobieranie próbek powinno być prowadzone przez cały okres wnioskowania.

Results

Zebraliśmy 626 próbek z 323 pojedynczych drzew tworzących 5 grup drzew. W przypadku szacunków całkowitej biomasy stawonogów na metr pobranej gałęzi błąd standardowy wynosił od 12% do 18% średniej dla 5 grup drzew (tabela 1). Ten poziom precyzji był wystarczający do wykrycia zmienności między grupami drzew i kwadratowej zmiany biomasy za pomocą date²⁵. Technika ta zapewniła większą precyzję przy szacowaniu różnorodności cechowej, czego dowodem jest ...

Discussion

Dwie potrzeby dokładnego ilościowego określenia populacji stawonogów to stosunkowo wysokie prawdopodobieństwo wykrycia oraz znane lub spójne obszary pobierania próbek. Podczas pobierania próbek stawonogów prawdopodobieństwo wykrycia mniejsze niż 100% można przypisać pojedynczym stawonogom unikającym pułapek lub niektórym osobnikom, które zostały schwytane, niewykryciu podczas przetwarzania. Pułapki przechwytujące, które przechwytują latające stawonogi (pułapki Malaise/okienne, pułapki lepowe itp.) wydają się być najczęśc...

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
Worki na śmieci o pojemności 13 galonów	Glad	78374
Pręt aluminiowy	Grainger	48ku20
Sekator	Bartlet Dostawa arborystów	PP-125B-2STICK
Słup teleskopowy	BES	TPF620
Klatka pomidorowa	Gilbert i Bennet	42 cale ocynkowane