Artykuł metodologiczny

Zachowanie związane z budowaniem gniazda jako wczesny wskaźnik deficytów behawioralnych u myszy

23.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/60139

⸱

19 października 2019

 ,  ,  , 
1Department of Psychology, Cognitive Behavioral Neuroscience, George Mason University

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy protokół do ilościowego określania zachowań związanych z budowaniem gniazd u myszy, o których wiadomo, że są upośledzone w kilku zaburzeniach i chorobach neurologicznych. Protokół ten bada użyteczność czterech materiałów i oferuje możliwość ilościowego określenia zgodności oceniającego w punktacji, poprawiając ważność i wiarygodność testu.

Streszczenie

Budowanie gniazd jest wrodzonym zachowaniem u samców i samic gryzoni, nawet gdy są hodowane w warunkach laboratoryjnych. W związku z tym wielu badaczy dostarcza gryzoniom materiały syntetyczne i/lub naturalne (takie jak sznurek, tkanka, bawełna, papier i siano) jako miernik ich ogólnego samopoczucia i jako ocenę pomocniczą w celu przewidywania możliwego pogorszenia funkcji poznawczych. Zazwyczaj zmiany w zachowaniach związanych z zagnieżdżaniem, takie jak niepowodzenie w tworzeniu gniazda, wskazują na zmianę zdrowia lub dobrostanu. Ponadto zachowania gniazdowe są wrażliwe na wiele wyzwań środowiskowych i fizjologicznych, a także na wiele mutacji genetycznych leżących u podstaw patologicznych stanów chorobowych. Poniższy protokół opisuje paradygmat zachowania zagnieżdżania, który bada użycie czterech rodzajów materiału do zagnieżdżania. Ponadto protokół wykorzystuje korelacje wewnątrzklasowe, aby wykazać, że niezawodność między oceniającymi jest wyższa, gdy gniazda są zbudowane z rozdrobnionego papieru w porównaniu z innymi popularnymi materiałami gniazdowymi, takimi jak bawełniane kwadraty, skręty papieru i miękka ściółka z kolb. Wybrana metodologia i względy statystyczne (tj. korelacja wewnątrzklasowa) dla tego testu mogą być interesujące dla osób przeprowadzających eksperymenty oceniające jakość życia myszy.

Wprowadzenie

Budowanie gniazd jest wrodzonym zachowaniem u wielu zwierząt, takich jak ptaki, ryby, gryzonie i małpy człekokształtne, i przyciąga coraz większą uwagę ze względu na swoją potencjalną użyteczność w badaniu chorób neurologicznych i zaburzeń charakteryzujących się pogorszeniem samopoczucia i upośledzonymi czynnościami życia codziennego1. Myszy, zarówno samce, jak i samice, budują gniazda podobnej wielkości w celach reprodukcyjnych, ochrony ciepła i schronienia; Co ważniejsze, robią to nawet wtedy, gdy są wychowywane w warunkach laboratoryjnych2. Hess, Pietrowicz i Goodwin3 twierdzą, że biologicznie odpowiednie bodźce są niezbędne do wywołania biologicznie odpowiednich zachowań, takich jak gniazdowanie; Jednak do oceny > Zmiany w tych zachowaniach zagnieżdżania (tj. niepowodzenie w tworzeniu gniazda z dostarczonego materiału) na ogół wskazują na zmianę zdrowia lub dobrostanu. W większości przypadków brak budowy gniazda przypisuje się kilku czynnikom, które negatywnie wpływają na samopoczucie. Takie przykłady, które skutecznie obniżyły jakość budowy gniazd u myszy, obejmują ekstremalne temperatury; bolesna stymulacja; wywołane choroby i infekcje; mutacje genetyczne; oraz uszkodzenia mózgu w przyśrodkowych obszarach przedwzrokowych, przegrodzie i hipokampie4,5,6.

Choroba Alzheimera jest postępującą chorobą neurodegeneracyjną charakteryzującą się utratą tkanki mózgowej, nagromadzeniem zewnątrzkomórkowych blaszek β amyloidu i wewnątrzkomórkowych splątków neurofibrylarnych tworzących hiperfosforylowane białko związane z mikrotubulami, tau7. Dodatkowo choroba Alzheimera charakteryzuje się przede wszystkim deficytami w uczeniu się i pamięci oraz upośledzeniem czynności życia codziennego. U myszy czynności życia codziennego są zwykle badane za pomocą okołodobowego biegania na kołach8,9,10,11, chociaż nowe alternatywy, takie jak zagnieżdżanie, zyskują na popularności. Wykazano, że zagnieżdżanie jest wrażliwe na manipulacje (np. mutacje genetyczne, stresory środowiskowe), które zostały zidentyfikowane jako czynniki ryzyka i/lub przyczyny choroby Alzheimera. W związku z tym zagnieżdżanie może być stosowane jako dodatkowy lub uzupełniający test w wielu szczepach myszy, które modelują te cechy choroby Alzheimera. Na przykład Deacon i współpracownicy12 zmierzyli budowę gniazda myszy Tg2576 z mutacjami genetycznymi szwedzkiego białka prekursorowego amyloidu (APPswe) i preseniliny 1 (PS1). Jakość gniazd zbudowanych przez myszy Tg2576 trzymane w grupach była znacznie gorsza niż w grupie kontrolnej zarówno w wieku 3, jak i 12 miesięcy. Zgadzając się z tymi ustaleniami, Filali i in.13 stwierdzili, że samce myszy trzymane pojedynczo z APPswe/PS1, którym podano dwa kawałki bawełny o wymiarach 5 x 5 cm, budowały znacznie uboższe gniazda, jak oceniono w skali od 1 do 5 (1 = gniazdo nietknięte, 5 = prawie idealne gniazdo). Transgeniczne myszy konsekwentnie budowały gorsze gniazda w wieku 6, 9 i 12 miesięcy w porównaniu z ich odpowiednikami typu dzikiego, a w niektórych przypadkach myszy Appswe/PS1 całkowicie nie zbudowały gniazda z dostarczonej bawełny.

Poprzednie badania z naszego laboratorium wykazały, że myszy C57BL/6J typu dzikiego budują znacznie lepsze gniazda z bawełnianych kwadratów w porównaniu do myszy CRND8 i CRND8/E49. Jednak większość eksperymentów z użyciem prasowanych bawełnianych kwadratów wydaje się być zmienna, przy czym myszy typu dzikiego nie wykazują oczekiwanych wysokich wyników w porównaniu z myszami transgenicznymi, które powinny wykazywać bardzo niskie wyniki w nestinging2, co może częściowo prowadzić do braku różnic w szacowanych parametrach (tj. średnich różnicach) i istotności statystycznej. Brak różnic może wynikać częściowo z nieodpowiedniego starzenia się myszy lub czasu przeznaczonego na gniazdowanie. Alternatywnie, materiał do zagnieżdżania może być dodatkowym wyzwaniem, powodując większą zmienność ze względu na preferencje metodologiczne badaczy dotyczące ilości i rodzaju materiału, który może nawet wchodzić w interakcje ze szczepem myszy. Na przykład Robinson-Junker i współpracownicy14 dostarczyli przetworzony lub nieprzetworzony materiał ściółkowy o różnych rozmiarach (tj. małe lub duże płatki) myszom C3H/HeNCrl i myszom BALB/cAnNCrl, które są powszechnie obserwowane, odpowiednio, jako słabi i silni budowniczowie gniazd. Po dostarczeniu nieprzetworzonej ściółki, myszy C3H zbudowały mniej złożone, ale podobnej jakości gniazda w porównaniu do gniazd myszy BALB/c. Podobnie, Martin i współpracownicy15 porównali złożoność gniazd różnych materiałów gniazdowych podawanych myszom jeleniowatym, dalekim krewnym gatunków Mus musculus, które mają wyraźne różnice ewolucyjne (tj. częściej grzebią się w drzewach i zaroślach oraz są bardziej aktywne w niewoli), ale otrzymują podobną opiekę hodowlaną jak zwykłe myszy laboratoryjne i budują gniazda z dowolnego dostępnego miękkiego, włóknistego materiału16,17,18. Samice i hodowcy z młodymi w klatce domowej budowali bardziej złożone gniazda niż samce, a autorzy sugerują, że te różnice w zachowaniu mogą wynikać z powiązanych zmian w stężeniach progesteronu u myszy jeleni15. Co ważniejsze, myszy budowały bardziej złożone gniazda składające się z brązowego papieru, a następnie bawełnianych kwadratów i bawełnianych cylindrów, a najmniej złożone gniazda były budowane z białego papieru i rozproszonych mini-bawełnianych kwadratów.

Pomimo rosnącej popularności zagnieżdżania, rozważania dotyczące naukowo uzasadnionych, opłacalnych i wrażliwych na czas praktyk są minimalnie omawiane. Biorąc pod uwagę wyżej wymienione wyzwania metodologiczne i ekonomiczne, w niniejszym protokole zbadano użyteczność różnych materiałów do zagnieżdżania – kwadratów bawełnianych, skrętów papieru, rozdrobnionego papieru i przetworzonej ściółki – w zachowaniu gniazdowania. W szczególności dostarczyliśmy wszystkie materiały do gniazdowania zarówno starszym myszom C57BL / 6J typu dzikiego, jak i myszom APOE e4 z chorobą Alzheimera, w celu zbadania wszelkich potencjalnych interakcji genotypu przez materiał w jakości gniazdowania. Ponadto eksperyment miał na celu ocenę niezawodności gniazd zbudowanych z różnych materiałów. Podsumowując, protokół ten wykazuje wyższość jednego materiału zagnieżdżającego w tej próbce – rozdrobnionego papieru – pod względem jakości gniazda i zgodności punktora, z zamiarem poprawy ważności i wiarygodności testu zagnieżdżania.

Protokół

Wszystkie procedury zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Uniwersytetu George Mason i są zgodne z wytycznymi określonymi przez Assessment and Accreditation of Laboratory Animal Care.

1. Zwierzęta i kwestie do rozważenia przed oceną

  1. W tym protokole należy wykorzystać dorosłe myszy C57BL/6J typu dzikiego w wieku 9–12 miesięcy (n = 10) (numer linii 000664) oraz myszy APOE e4 (n = 11) pochodzące z krzyżówki hemizygotycznych J20 (numer linii 006293) i homozygotycznych APOE e4 (numer linii 012307).
  2. W pomieszczeniu dla zwierząt myszy należy utrzymywać w grupach z rodzeństwem tej samej płci, zapewniając odpowiednie wzbogacenie środowiskowe (np. w tym protokole myszy otrzymały kołowrotek, igloo oraz małą nylonową zabawkę do gryzienia). W klatce domowej o wymiarach 356 mm L x 485 mm W x 218 mm H należy umieścić od 4 do 6 samic lub 4 samców.
    UWAGA: Badacze mogą rozważyć wdrożenie strategii przed i/lub po testach gniazdowania w celu uniknięcia agresji między współlokatorami klatki po ponownym połączeniu myszy. Strategie te mogą obejmować, między innymi, codzienne obchodzenie się z myszami przed testami behawioralnymi w celu lepszej aklimatyzacji zwierząt do manipulacji podczas testów, do badaczy oraz personelu opiekuńczego19, oddzielenie i indywidualne kwaterowanie agresywnych osobników lub zmniejszenie liczby myszy w klatce domowej20, w zależności od nasilenia walk w klatce, zaobserwowanych ran21 itp.

2. Przygotowanie pomieszczenia i gniazd

  1. Należy upewnić się, że każda mysz przejdzie cztery próby (1 materiał na próbę). Kolejność materiałów do budowy gniazd należy zrandomizować dla każdej myszy, aby uniknąć efektu kolejności.
  2. Klatki należy przygotować w oddzielnym pomieszczeniu testowym. Należy odnotować warunki środowiskowe (np. 22,2 – 22,3°C, 45-47% wilgotności, światło włączone od 9:00 do 21:00) w taki sposób, aby były one spójne we wszystkich próbach i identyczne z warunkami w pomieszczeniu chownym. Paszę i wodę należy zapewnić ad libitum.
    1. Każdej myszy należy przypisać losowy numer lub literę identyfikacyjną (ID). Kartę z losowym identyfikatorem należy przymocować do klatki o wymiarach 29,2 x 18,4 cm.
    2. Oryginalny identyfikator/znaczniki zwierzęcia oraz inne niezbędne dane identyfikacyjne należy zapisać w rejestrze kolonii, aby asystenci i personel opieki nad zwierzętami pozostali zaślepieni na warunki doświadczalne.
  3. Rozmieszczenie klatek w pomieszczeniu testowym należy ustalić losowo w taki sposób, aby myszy typu dzikiego i transgeniczne nie były niewłaściwie odseparowane (np. po przeciwnych stronach pomieszczenia, na osobnych półkach itp.).
  4. Materiały do budowy gniazd należy przygotować, wystarczająco zakrywając dno klatki. W próbach z kwadratem, skręconym papierem i pociętym papierem należy użyć około 100 g (suchej masy) ściółki z kolb kukurydzy, a w próbie ze ściółką soft cob około 100 g ściółki soft cob.
  5. W przypadku użycia zlewki do rozprowadzania materiału do gniazd, zlewkę należy wypełnić ściółką z kolb kukurydzy lub ściółką soft cob do poziomu nieprzekraczającego 100 mL.
  6. Pierwszy materiał do gniazd z sekwencji należy umieścić w klatce przed wprowadzeniem do niej myszy. W niniejszym protokole wykorzystano (1) pojedynczy prasowany kwadrat bawełniany, (2) pojedynczy skręcony pasek papieru, (3) wyłącznie 100 g ściółki soft cob (tj. bez dodawania żadnej dodatkowej ściółki ani materiału do gniazd) oraz (4) 2,5 g czystego (bez tuszu), pociętego białego papieru drukarskiego w paski o długości 5 – 7 cm. Materiały do gniazd należy rozprowadzić zgodnie z Rysunkiem 1 (linia bazowa).

Układ eksperymentu rozkładania; skręcony papier, kwadrat z bawełny, rozdrobniony papier, ściółka z kolb kukurydzy w tackach.
Rycina 1: Konfiguracja klatek dla każdego materiału. Wszystkie myszy przeszły jedną próbę z każdym rodzajem materiału, co łącznie dało cztery próby. Ściółka z kolb kukurydzy wyścielała całe dno klatek zawierających skręcony papier, prasowany kwadrat z bawełny oraz rozdrobniony papier. Miękka ściółka z kolb kukurydzy została równomiernie rozprowadzona w klatce, aby zachęcić myszy do oddzielania małych kwadratów bawełny od kolb kukurydzy. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

3. Próba gniazdowania

  1. Rozpocznij pierwszą próbę budowania gniazda o tej samej porze dnia, na początku cyklu świetlnego (np. o 9:00).
  2. Przenieś klatki domowe z myszami do pomieszczenia testowego. Wyjmij każdą mysz z klatki domowej i umieść ją w przypisanej klatce do gniazdowania, w której znajduje się już materiał. Zwróć klatki domowe do pomieszczenia bytowego.
  3. Pozostaw myszy na jedną próbę przez 24 h bez zakłóceń.
  4. Po 24 h od rozpoczęcia pierwszej próby wróć do pomieszczenia testowego.
  5. Ostrożnie zdejmij pokrywę klatki i sfotografuj gniazdo każdej myszy, uwieczniając na zdjęciu przypisany identyfikator i minimalizując widoczność materiałów poza klatką.
    UWAGA: Poczekaj, aż mysz zejdzie z gniazda, zanim spróbujesz wyjąć ją z klatki. Zdecydowanie zaleca się fotografowanie gniazda, gdy mysz znajduje się w klatce, ale poza gniazdem. Próba wyjęcia myszy z klatki przed zrobieniem zdjęcia może spowodować jej spłoszenie, co może doprowadzić do wejścia na materiały gniazdowe i ich rozproszenia.
  6. Delikatnie wyjmij mysz z klatki do gniazdowania i umieść ją w tymczasowej klatce przetrzymującej. Usuń ściółkę i wszelkie materiały gniazdowe, wymień ściółkę, dostarcz kolejny materiał gniazdowy zgodnie z sekwencją i wprowadź mysz z powrotem do klatki do gniazdowania.
  7. Powtarzaj czynności tak długo, aż uzyskasz wyniki dla wszystkich 4 prób. Zaleca się stosowanie pociętego papieru oraz towarzyszących mu kryteriów punktacji, choć badacze mogą być zainteresowani użyciem alternatywnych materiałów omówionych w tym protokole.
  8. Po zakończeniu wszystkich prób zwróć myszy do ich klatek domowych. Obserwuj myszy pod kątem potencjalnych zachowań agresywnych. Agresja może wystąpić u starszych samców typu dzikiego.
    UWAGA: Na potrzeby tego protokołu myszy były badane raz, w wieku około 9–12 miesięcy. Testy gniazdowania powinny być przeprowadzane w kilku przedziałach wiekowych (tj. w wieku wcześniejszym, zależnie od wybranego szczepu, przed wystąpieniem cech fenotypowych), aby udokumentować spadek zdolności do gniazdowania w czasie i wykazać prawdopodobną przyczynową rolę neurodegeneracji.

4. Punktowanie i ocena niezawodności między sędziami

  1. Przedstaw obrazy bazowe dla każdego materiału gniazdowego co najmniej dwóm osobom nieznającym szczegółów badania (ślepa próba). Choć nie jest to wymagane, należy upewnić się, że oceniający są zaznajomieni z koncepcją budowania gniazd. Podczas szkolenia oceniających należy przedstawić serię przykładowych gniazd (np. Rysunek 2 dla pociętego papieru), aby zapoznać ich z każdym rodzajem materiału (jeśli dotyczy) oraz kryteriami oceny.
    1. Oceń każde gniazdo w skali od 1 do 5, korzystając z poniższych informacji dotyczących skali (adaptacja z Deacon, 2006)2. Przykładową ocenę z wykorzystaniem pociętego papieru przedstawiono na Rysunku 2.
    2. Przypisz ocenę 1, gdy pocięty papier lub małe kwadraty pozostały rozproszone w całej klatce, lub gdy kwadrat z bawełny bądź sznurek z bawełny pozostały nietknięte;
    3. Przypisz ocenę 2, gdy część materiału została wykorzystana do zbudowania gniazda, ale ponad 50% materiału nie zostało użyte do jego konstrukcji (tzn. pozostało rozproszone lub większość pierwotnego materiału pozostała nietknięta);
    4. Przypisz ocenę 3, gdy zbudowano wyraźnie zauważalne gniazdo, ale kilka elementów wciąż pozostało rozproszonych;
    5. Przypisz ocenę 4, gdy prawie cały materiał został wykorzystany do budowy gniazda, ale kilka fragmentów materiału pozostało rozproszonych lub znajdowało się w pobliżu gniazda;
    6. Przypisz ocenę 5, gdy cały materiał został wykorzystany do stworzenia możliwego do zidentyfikowania gniazda.
      UWAGA: Oceniający powinni robić przerwy i ponownie analizować zdjęcia bazowe, aby uniknąć zmęczenia i błędu systematycznego podczas procedury oceny. Oceniający nie powinni omawiać wyników między sobą, aby uniknąć stronniczości. Dyskusja nad ocenami powinna odbyć się po zakończeniu procesu oceniania lub w przypadku konieczności dalszej analizy w celu zmiany ocen, co może potencjalnie rozwiązać problemy z korelacjami wewnątrzklasowymi (ICC). Korelacje wewnątrzklasowe zostaną przeprowadzone zgodnie z krokami opisanymi w sekcji 4.2.

Układ do obserwacji zachowania gryzoni; sekwencja zachowań myszy w pojemnikach wypełnionych ściółką.
Rycina 2: Przykład punktacji z zastosowaniem kryteriów dla pociętego papieru, materiału preferowanego. Od lewej do prawej: 1 – pocięty papier pozostał nietknięty; 2 – część papieru została wykorzystana do budowy gniazda, ale większość kawałków pozostała rozproszona; 3 – zbudowano wyraźne gniazdo, lecz kilka kawałków wciąż było rozproszonych; 4 – większość kawałków została wykorzystana do budowy gniazda, ale niektóre znajdowały się w jego pobliżu; 5 – wszystkie kawałki zostały wykorzystane do zbudowania gniazda. Należy zauważyć, że na zdjęciach widoczny jest przypisany zwierzęciu numer, aby uniknąć ujawnienia próby. Kolor karty jest przypadkowy. Badacze powinni pozwolić myszy pozostać w klatce, aby uniknąć jej wystraszenia, co mogłoby potencjalnie doprowadzić do rozrzucenia materiału z gniazda. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

  1. Zebrać i wprowadzić oceny oraz sformatować plik z danymi w taki sposób, aby oceny każdego oceniającego dla każdego materiału znajdowały się w osobnych kolumnach.
    UWAGA: W przypadku korzystania z Supplementary File 1 należy pamiętać, że skrypt kodujący dla tej analizy wymaga darmowego oprogramowania open source (np. pakietu irr w RStudio)22,23. Skrypt usuwa nagłówki i zmienne podmiotu (tj. górny wiersz i identyfikatory zwierząt), aby przeprowadzić analizę korelacji wewnątrzklasowej (ICC). Aby przeprowadzić dwuczynnikową analizę ICC dla zgodności średnich miar, należy zaznaczyć wyznaczoną sekcję kodu i nacisnąć Ctrl+Enter lub Command+Enter.
  2. Porównać wartość ICC z istniejącymi kryteriami24,25,26. Zazwyczaj wartości ICC powyżej 0.80 odpowiadają silnej niezawodności międzyoceniającymi, co uzasadnia uśrednienie ocen w danym punkcie czasowym (Supplementary File 2).
  3. Zastosować te same kryteria ICC dla niezawodności wewnątrzoceniającej, co może być istotne dla osób oceniających po raz pierwszy.
    OSTRZEŻENIE: Oceniający powinni ocenić te same sfotografowane gniazda w ciągu tygodnia od wstępnej oceny. Należy zachować ostrożność przy uśrednianiu danych, gdy wartość ICC jest niska, ponieważ może to zniekształcić dane lub doprowadzić do wyników nieistotnych. Jeśli wartości ICC są niskie, wówczas (1) może być wymagane dodatkowe szkolenie dla oceniających, (2) oceniający mogą musieć omówić uzasadnienie przyznanych ocen gniazd, (3) może być potrzebny inny niezależny recenzent w celu rozstrzygnięcia kwestii spornych dotyczących ocen lub (4) może być konieczna ocena niezawodności wewnątrzoceniającej. Jeśli niezawodność wewnątrzoceniająca jest słaba, może być wymagane dodatkowe szkolenie lub zmiana osoby oceniającej.

5. Rozważania statystyczne

  1. Przeprowadź odpowiednie analizy statystyczne. W przypadku danych, które nie naruszają założeń o normalności rozkładu, ale wykorzystują wiele materiałów dla każdej myszy (tj. efekt wewnątrzobiektowy), zastosuj mieszaną analizę wariancji (ANOVA).
    1. W przypadku korzystania z kodów dostarczonych w plikach uzupełniających, należy pobrać dodatkowe pakiety rozszerzeń określone w skrypcie27,28,29,30.
    2. Jeśli przeprowadzasz mieszaną analizę ANOVA przy użyciu dostarczonego skryptu, uruchom go, aby przekonwertować pliki danych z formatu szerokiego na format długi (tj. zamiast zmiennych powtarzanych w kolumnach, przekonwertuj komórki tak, aby powtarzały się w wierszach). W niniejszym manuskrypcie dołączono przykładowy plik danych, aby zademonstrować sposób konwersji pliku z formatu szerokiego na długi.
    3. Przeprowadź mieszaną analizę ANOVA zgodnie z instrukcjami w skrypcie. Należy pamiętać, że jeśli test sferyczności Mauchly'ego zostanie naruszony, należy zastosować współczynniki korekcyjne, takie jak korekta Greenhouse-Geissera.
    4. Przeprowadź niezbędne testy post hoc w celu zbadania różnic między czynnikami mającymi więcej niż 2 poziomy, zgodnie z treścią skryptu kodującego. W tym przykładzie przeprowadź testy post hoc Bonferroniego, aby porównać różne rodzaje materiałów do gniazdowania.
      UWAGA: Jeśli używasz tylko jednego materiału do gniazdowania, nie wprowadzaj czynnika wewnątrzobiektowego. Jeśli jednak zbierasz dane w wielu punktach czasowych, uwzględnij te pomiary powtarzane jako poziomy czynnika wewnątrzobiektowego.
      UWAGA: W niektórych przypadkach myszy typu dzikiego mogą osiągać maksymalne wyniki, co prowadzi do wystąpienia efektu sufitowego i w konsekwencji do rozkładu nienormalnego2. Podczas analizy danych rozważ zastosowanie odpowiednich testów statystycznych (np. testów nieparametrycznych z alternatywnymi miarami tendencji centralnej i dyspersji), metod normalizacji lub podejść odpornych (modelowanie efektów mieszanych dla pomiarów powtarzanych).

Wyniki

Wyniki dla czterech różnych materiałów do budowy gniazd dostarczonych myszom typu dzikiego oraz myszom APOE e4 przedstawiają się następująco. W oparciu o istniejące kryteria, współczynnik ICC wykazał silną zgodność pomiędzy wszystkimi trzema koderami dla wszystkich czterech materiałów do gniazdowania (podarte papier ICC = 0.94; kwadrat ICC = 0.91; ściółka ICC = 0.87; skręt ICC = 0.87); w związku z tym trzy oceny uśredniono, aby uzyskać pojedynczą ocenę dla każdego dostarczonego materiału. Mieszana analiza wariancji (ANOVA) 2 x 4 wykazała istotny główny efekt genotypu, F(1, 19) = 31.30, p < 0.01, ηp2 = 0.62. Dla wszystkich czterech dostarczonych materiałów myszy typu dzikiego uzyskały wyższe oceny jakości gniazd (3.18 ± 0.20) w porównaniu do myszy APOE e4 (1.98 ± 0.16). Ponadto mieszana ANOVA wykazała istotny główny efekt materiału, F(3, 57) = 57.48, p < 0.01, ηp2 = 0.75. Porównania parowe z korektą Bonferroniego wykazały, że podarty papier (4.11 ± 0.20) został oceniony istotnie wyżej (p < 0.05) pod względem jakości niż kwadrat (1.95 ± 0.21), ściółka (2.21 ± 0.21) lub skręt (1.94 ± 0.20), przy czym nie stwierdzono różnic pomiędzy kwadratem, ściółką a skrętem (wszystkie p > 0.99). Nie stwierdzono istotnej interakcji między genotypem a materiałem. Dane przedstawiono na Rysunku 3.

Inne eksperymenty przeprowadzone w naszym laboratorium przyniosły podobne wyniki w modelach wczesnej postaci choroby Alzheimera. Na przykład, jak pokazano na Rysunku 4, 5,5-miesięczne myszy P301L rTg4510 (htau) budowały znacznie gorsze gniazda z posiekanego papieru w porównaniu do odpowiadających im wiekiem myszy typu dzikiego31. Podobnie, myszy z podwójną transgenią J20 (hAPP)/htau oraz z pojedynczą transgenią htau budowały gorsze gniazda z posiekanego papieru w porównaniu do myszy typu dzikiego oraz myszy z samym promotorem CAMKIIa, zarówno w wieku 3,5, jak i 7 miesięcy32 (dane nie zostały przedstawione).

Wykres słupkowy średnich ocen gniazd dla myszy typu dzikiego w porównaniu do myszy APOE e4 z wykorzystaniem różnych materiałów.
Rysunek 3: Ocena jakości gniazd wykonanych z różnych materiałów dostarczonych myszom typu dzikiego oraz APOE e4. Główny efekt genotypu (*p < 0.01) wykazał, że myszy typu dzikiego konsekwentnie budowały lepsze gniazda z pociętego papieru, prasowanych kwadratów bawełny, skręconego papieru oraz miękkiej ściółki z łusek kukurydzy w porównaniu do myszy APOE e4. Główny efekt materiału (**p < 0.01) wykazał również, że gniazda zbudowane z pociętego papieru oceniano wyżej pod względem jakości w porównaniu do trzech pozostałych materiałów. Pocięty papier charakteryzował się najwyższą miarą niezawodności między sędziami, ocenianą za pomocą ICC. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Zachowania gniazdowania myszy; wykres porównawczy; analiza myszy typu dzikiego i htau pijących wodę z cynkiem.
Rycina 4: Gniazda z poszarpanego papieru zbudowane przez myszy typu dzikiego i htau, z dostępem do wody z cynkiem lub bez. (A) Reprezentatywne gniazda zbudowane przez 5,5-miesięczne myszy typu dzikiego i htau, pijące wodę kontrolną (kranową) lub wodę wzbogaconą o 10 ppm cynku (biometalu powiązanego z chorobą Alzheimera). Gniazda oceniano w skali od 1 do 5 zgodnie z określonymi kryteriami. Od lewej do prawej: typ dziki + woda z cynkiem (4,54±0,52); typ dziki + woda kontrolna (4,15±0,80); htau + woda kontrolna (3,08 ± 0,64); htau + woda z cynkiem (2,46±0,97). (B) Interakcja genotyp*woda wykazała, że myszy htau pijące wodę z cynkiem budowały gniazda o istotnie gorszej jakości w porównaniu z pozostałymi grupami (*); ponadto analiza efektów prostych wykazała, że myszy htau pijące wodę z cynkiem budowały gniazda gorsze niż myszy htau pijące wodę kontrolną. Myszy typu dzikiego pijące wodę kontrolną oraz wodę z cynkiem budowały gniazda o wyższej i podobnej jakości w porównaniu do swoich odpowiedników htau. Przedruk z Journal of Alzheimer’s Disease, Vol 64, Craven, KM, Kochen WR, Hernandez CM, Flinn JM, Zinc Exacerbates Tau Pathology in a Tau Mouse Model, 671-630, Copyright (2018), za zgodą IOS Press31. Publikacja jest dostępna w IOS Press pod adresem http://dx.doi.org/10.3233/JAD-180151. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Skrypt Pythona do analizy statystycznej; zawiera deklaracje zmiennych, importy plików i metody statystyczne.
Plik uzupełniający 1: Dodatkowy plik z kodem – nesting.R Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

Tabela klasyfikacji genotypów przedstawiająca dane identyfikacyjne zwierząt wraz z wynikami liczbowymi.
Plik uzupełniający 2: AD Study nesting scores.csv Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

Dyskusja

Gniazdowanie jest ewolucyjnie ważnym zachowaniem gryzoni i zostało wykorzystane do oceny aktywności codziennego życia i ogólnego samopoczucia myszy2. Łatwość przeprowadzenia testu, jego wiarygodność i trafność twarzy sprawiają, że zagnieżdżanie jest praktycznym uzupełnieniem wielu testów behawioralnych, takich jak kopanie, rytm okołodobowy i pielęgnacja. Jednak w miarę jak zagnieżdżanie staje się coraz powszechniej stosowane w laboratorium, zwiększa się liczba różnych kombinacji do przeprowadzania, ilościowego określania i interpretowania zagnieżdżania. W związku z tym potrzebne są dalsze badania w celu zbadania najlepszych metodologicznie i praktycznie uzasadnionych procedur zagnieżdżania, tak aby ważność i wiarygodność testu nie były poświęcane na rzecz kosztów, czasu testowania i innych procedur, które zmniejszają obciążenie testami.

Jakość budowy gniazda jest rzeczywiście wrażliwa na rodzaj dostarczanej ściółki, a także genotyp. Ogólnie rzecz biorąc, myszy typu dzikiego budowały znacznie lepsze gniazda w porównaniu z myszami APOE e4, niezależnie od materiału gniazdowego; jednak zarówno myszy typu dzikiego, jak i APOE e4 budują znacznie wyższej jakości gniazda z rozdrobnionego papieru w porównaniu z trzema innymi materiałami gniazdowymi. Inne badania dostarczają dowodów potwierdzających rozdrobniony papier: myszy zbudowały bardziej złożone gniazda z rozdrobnionych pasków papieru niż z prasowanych bawełnianych kwadratów, chusteczek higienicznych i osikowej ściółki. Co więcej, gniazda zbudowane z rozdrobnionych pasków papieru zostały jakościowo ocenione jako bardziej "naturalistyczne" niż te wykonane z innych materiałów, które charakteryzują się kształtem samego gniazda i wysokością ścian wokół jamy gniazdowej w celu utworzenia kopuły 6,33. W związku z tym wybór odpowiedniego materiału do tego testu ma kluczowe znaczenie dla lepszej obserwacji naturalnego zachowania w stosunkowo kontrolowanym środowisku, tj. w warunkach laboratoryjnych. Co ważniejsze, chociaż w tym protokole oceniano gniazdowanie raz w wieku 9 – 12 miesięcy, podkreślamy, że gniazdowanie powinno być prowadzone w kilku grupach wiekowych. Prostota tego protokołu pozwala na jego kilkukrotne przeprowadzenie, najlepiej przed wystąpieniem deficytów towarzyszących neurodegeneracji. Powtarzające się pomiary dają możliwość udokumentowania prawdopodobnej przyczynowej roli neurodegeneracji w zmniejszonej zdolności do gniazdowania.

Wykazano, że naturalne budowanie gniazd różni się między myszami o różnym tle tła34, a zatem ogólna jakość i kształt gniazda mogą się różnić nie ze względu na interesujący nas transgen, ale ze względu na szczep tła. Na przykład przodkowie myszy C57BL/6 byli uważani za gniazdowników "dziurowych", podczas gdy przodkowie myszy BALB/C byli uważani za gniazdowników "powierzchniowych"35. Myszy na tle C3H lub krzyżówki z tym szczepem, takie jak hybryda C3H/He-C57BL/6 z E4 użyta w Graybeal et al.9 , są również uważane za słabe gniazdowniki; W związku z tym naukowcy powinni zdecydowanie rozważyć użycie myszy kontrolnych na tym samym tle, co myszy transgeniczne, co ogólnie poprawiłoby bezpośrednią, sprawczą rolę transgenu (transgenów), a nie tła, w neurodegeneracji i późniejszych deficytach w zachowaniach związanych z budowaniem gniazd.

Niektóre eksperymenty często wykorzystują jednego punktora, aby jakościowo ocenić złożoność gniazda; Argumentujemy jednak, aby uwzględnić więcej strzelców, a co ważniejsze, strzelców ślepych na warunki eksperymentalne. Dzięki takiemu podejściu wykorzystaliśmy trzech niezależnych, ślepych punktatorów i korelację wewnątrzklasową, aby ocenić zgodność między punktatorami, którzy po podstawowym szkoleniu uzyskali wysokie korelacje wewnątrzklasowe, które wskazywały na wysoką wiarygodność między oceniającymi i silną zgodność dotyczącą jakości gniazda. Co więcej, dziesiątki gniazd składających się z rozdrobnionego papieru i kwadratów bawełny miały najwyższe korelacje wewnątrzklasowe, co wskazuje na większą zgodność i większą spójność wśród osób oceniających. Silna zgodność stanowi również uzasadnienie dla uśredniania wielu wyników razem, strategii przypadkowo wdrażanej w badaniach behawioralnych. Chociaż strategia ta wymaga większej liczby osobników i, przypuszczalnie, więcej czasu na ocenę gniazd, skutecznie zmniejsza stronniczość w ocenach jakościowych, takich jak zagnieżdżanie.

Materiały gniazdowe użyte w tym teście były w przybliżeniu równe pod względem ceny, z wyjątkiem miękkiej ściółki z kolb. Komercyjna ściółka do gniazdowania może być ekonomicznie opłacalna dla niektórych eksperymentatorów; jednak Martin i wsp.15 zauważają, że kwadraty bawełniane, w porównaniu z innymi materiałami, takimi jak papier marszczony, są jednym z najdroższych materiałów dostępnych do kupienia. Może to wynikać z łatwej dostępności, przechowywania i administracji, ale inni badacze mogą zdecydować się na podobnie ważne i niezawodne materiały, zwłaszcza gdy wyzwaniem jest duża liczba zwierząt w obiekcie, liczba prób gniazdowania, ograniczenia czasowe dotyczące punktacji gniazd i wysokie koszty klatek. W związku z tym rozdrobniony papier może być bardziej wykonalną i odpowiednią opcją. Ponadto zbieranie danych dla naszej metody może być przeprowadzone natychmiast (tj. ocena osobista), chociaż fotografie powinny być bardzo przemyślane w celu zarejestrowania, zapisania i ponownego ilościowego określenia gniazd, jeśli jest to pożądane w celu oceny wiarygodności między i wewnątrz oceniających w późniejszym czasie. Jak już wspomniano, zdecydowanie kładziemy nacisk na włączenie wielu osób punktujących do praktyk "test, ponowny test" w celu oceny pod kątem zgodności, ponieważ te metodologicznie poprawne procedury są często pomijane.

Podsumowując, uważamy, że metodologia i względy statystyczne (tj. korelacja wewnątrzklasowa) dla tego testu mogą być interesujące dla eksperymentów oceniających jakość życia, ogólne samopoczucie i czynności codziennego życia u myszy.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Chcielibyśmy podziękować Kevinowi Quantowi, Mario Martinezowi i Edwinowi Portillo za skomponowanie gniazd, Rachel Barkey za pomoc w przygotowaniach do kręcenia filmu, oraz Stephenowi Lippiemu i Deborah Neely za korektę tego rękopisu. Dziękujemy również Zakładowi Psychologii za pokrycie kosztów klatek na potrzeby tego eksperymentu oraz opiekunom Zakładu dla Zwierząt Instytutu Krasnow za wsparcie.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Ściółka z kolb kukurydzyEnvigo70921/8 cala pościel do kwadratów bawełny, rozdrobnionego papieru i prób skręcania papieru
Kwadraty bawełnianeEnvigoIso-Blox
Diamond TwistsEnvigo7979C.CSSkręty papieru używane w protokole
Mysz - APOE4 e4Jackson Laboratories#012307Homozygotyczna mysz APEO4 e4 wyhodowana z myszą
Mysz - C57BL/6JJackson Laboratories#000664Mysz typu dzikiego do sterowania
Mysz - J20Jackson Laboratories#006293Mysz hemizygoczna wyhodowana z homozygotyczną myszą APOE e4 w celu wygenerowania krzyżówki
RstudioR Core TeamV1.1.463Uruchom z wersją R 3.5.3 (2019-03-11) - "Wielka prawda". Uwaga: dodatkowe pakiety R są zawarte w dostarczonym kodzie i można je zainstalować z CRAN
Soft CobEnvigo7087C
hemizyous J20

Bibliografia

  1. Torres-Lista, V., Gimenez-Llorta, L. Impairment of nesting behavior in 3cTg-AD mice. Behavioural Brain Research. 247, 153-157 (2013).
  2. Deacon, R. Assessing nest building in mice. Nature Protocols. 1 (3), 1117-1119 (2006).
  3. Hess, E., Petrovich, S., Goodwin, E. Induction of Parental Behavior in Japanese Quail. Journal of Comparative and Physiological Psychology. 90 (3), 244-251 (1976).
  4. Deacon, R. Hippocampal cytotoxic lesion effects on species-typical behaviors in mice. Behavioural Brain Research. 132, 203-213 (2002).
  5. Deacon, R. Effects of medial prefrontal cortex cytotoxic lesions in mice. Behavioural Brain Research. 139, 139-155 (2003).
  6. Gaskill, B. N., Karas, A. Z., Garner, J. P., Pritchett-Corning, K. R. Nest building as an indicator of health and welfare in laboratory mice. Journal of Visualized Experiments. (82), 51012(2013).
  7. Mayeux, R., Stern, Y. Epidemiology of Alzheimer Disease. Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 2 (8), 006239(2012).
  8. Boggs, K. N., Kakalec, P. A., Smith, M. L., Howell, S. N., Flinn, J. M. Circadian wheel running behavior is altered in an APP/E4 mouse model of late onset Alzheimer's disease. Physiology and Behavior. 182, 137-142 (2017).
  9. Graybeal, J. J., et al. Human ApoE ε4 alters circadian rhythm activity, IL-1β, and GFAP in CRND8 mice. Journal of Alzheimer's Disease. 43 (3), 823-834 (2015).
  10. Leng, Y., Musiek, E. S., Hu, K., Cappuccio, F. P., Yaffe, K. Association between circadian rhythms and neurodegenerative diseases. The Lancet Neurology. 18 (3), 307-318 (2019).
  11. Zhou, L., Gao, Q., Nie, M., Gu, J. L., Hao, W., Wang, L., Cao, J. M. Degeneration and energy shortage in the suprachiasmatic nucleus underlie the circadian rhythm disturbance in ApoE-/- mice: Implications for Alzheimer's disease. Scientific Reports. 6, 36335(2016).
  12. Deacon, R., et al. Age-dependent and -independent behavioral deficits in Tg2576 mice. Behavioural Brain Research. 189, 126-138 (2008).
  13. Filali, M., Lalonde, R., Riverst, S. Cognitive and non-cognitive behaviors in an APPswe/PS1 begenic model of Alzheimer's disease. Genes, Brain and Behavior. 8, 143-148 (2009).
  14. Robinson-Junker, A., Morin, A., Protchett-Corning, K., Gaskill, B. Sorting it out: Bedding particle size and nesting material processing method affects nest complexity. Laboratory Animals. 51 (2), 170-180 (2017).
  15. Martin, T., Balser, S., Young, G., Lewis, S. Cost and effectiveness of commercially available nesting substrates for Deer Mice (Peromyscus maniculatus). Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 55 (4), 412-418 (2016).
  16. Crossland, J. P., et al. Caring for Peromyscus spp. in research environments. Lab Animal. 43 (5), 162-166 (2014).
  17. Eisenberg, J. Studies on the Behavior of Peromyscus maniculatus gambelii and Peromyscus californicus parasiticus. Behaviour. 19 (3), 177-207 (1962).
  18. Joyner, C. P., Myrick, L. C., Crossland, J. P., Dawson, W. D. Deer mice as laboratory animals. ILAR Journal. 39 (4), 322-330 (1998).
  19. Neely, C., Lane, C., Torres, J., Flinn, J. The Effect of gentle handling on depressive-like behavior in adult male mice: Considerations for human and rodent interactions in the laboratory. Behavioural Neurology. , 2976014(2018).
  20. Van Loo, P. L., Mol, J. A., Koolhaas, J. M., Van Zutphen, B. F., Baumans, V. Modulation of aggression in male mice: Influence of group size and cage size. Physiology & Behavior. 72 (5), 675-683 (2001).
  21. Kappel, S., Hawkins, P., Mendl, M. T. To group or not to group? Good practice for housing male laboratory mice. Animals. 7 (12), 88(2017).
  22. Gamer, M., Lemon, J., Fellows, I., Singh, P. Irr: Various coefficients of interrater reliability and agreement. R package version 0.84. , Available from: http://CRAN.R-project.org/package=irr (2012).
  23. RStudio Team. RStudio: Integrated Development for R. RStudio, Inc. , Boston, MA. Available from: http://www.rstudio.com/ (2016).
  24. Cicchetti, D. V. Guidelines, criteria, and rules of thumb for evaluating normed and standardized assessment instruments in psychology. Psychological Assessment. 6 (4), 284-290 (1994).
  25. Hallgren, K. A. Computing inter-rater reliability for observational data: An overview and tutorial. Tutorials in Quantitative Methods for Psychology. 8 (1), 23-34 (2012).
  26. McGraw, K. O., Wong, S. P. Forming inferences about some intraclass correlation coefficients. Psychological Methods. 1 (1), 30-46 (1996).
  27. Ahlmann-Eltze, C. ggsignif: Significance Brackets for 'ggplot2'. R package version 0.5.0. , Available from: https://CRAN.R-project.org/package=ggsignif (2019).
  28. Lawrence, M. A. ez: Easy Analysis and Visualization of Factorial Experiments. R package version 4.4-0. , Available from: https://CRAN.R-project.org/package=ez (2016).
  29. Lenth, R. V. Least-Squares Means: The R Package lsmeans. Journal of Statistical Software. 69 (1), 1-33 (2016).
  30. Wickham, H. Ggplot2: Elegant Graphics for Data Analysis. , Springer-Verlag. New York. (2016).
  31. Craven, K. M., Kochen, W. R., Hernandez, C. M., Flinn, J. M. Zinc exacerbates tau pathology in a tau mouse model. Journal of Alzheimer's Disease. 64, 617-630 (2018).
  32. Lippi, S. L., Smith, M. L., Flinn, J. M. A novel hAPP/htau mouse model of Alzheimer's Disease: Inclusion of APP with tau exacerbates behavioral deficits and zinc administration heightens tangle pathology. Frontiers in Aging Neuroscience. 10, 382(2018).
  33. Hess, S. E., et al. Home improvement: C57BL/6J mice given more naturalistic nesting materials build better nests. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 47 (6), 25-31 (2008).
  34. Jirkof, P. Burrowing and nest building behavior as indicators of well-being in mice. Journal of Neuroscience Methods. 234, 139-146 (2014).
  35. Van Oortmerssen, G. Biological significance, genetics and evolutionary origin of variability in behaviour within and between strains of mice (Mus musculus). A behavior genetic study. Behaviour. 38 (1), 1-92 (1971).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Ocena behawioralna myszyanaliza materia u gniazdowegobudowanie gniazd z posiekanego papieruniezawodno mi dzyoceniaj cakorelacja wewn trzklasowaocena pogorszenia funkcji poznawczychczynno ci ycia codziennegomyszy typu dzikiego i transgeniczneprotok oceny gniazd
Zachowanie związane z budowaniem gniazda jako wczesny wskaźnik deficytów behawioralnych u myszy
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.