Artykuł metodologiczny

Opracowanie szczurzego modelu ostrej niewydolności wątroby poprzez połączenie 70% częściowej hepatektomii i paracetamolu

DOI:

10.3791/60146

⸱

27 listopada 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1National Institute of Immunology, 2Center for Cellular and Molecular Biology

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Model zwierzęcy ostrej niewydolności wątroby, opracowany w obecnym badaniu, stanowi realną alternatywę dla badania potencjalnych terapii. Obecny model wykorzystuje łączny efekt fizycznego i polekowego uszkodzenia wątroby i zapewnia odpowiednie okno czasowe do zbadania potencjału nowych terapii.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ostra niewydolność wątroby (ALF) jest stanem klinicznym spowodowanym różnymi etiologiami, powodującymi utratę funkcji metabolicznych, biochemicznych, syntezy i detoksykacji wątroby. W większości przypadków nieodwracalnego uszkodzenia wątroby jedynym dostępnym sposobem leczenia pozostaje ortotropowy przeszczep wątroby (OLT). Aby zbadać potencjał terapeutyczny leczenia ALF, niezbędne jest jego wcześniejsze przetestowanie na zwierzęcym modelu ALF. W obecnym badaniu model ALF u szczurów został opracowany poprzez połączenie 70% częściowej hepatektomii (PHx) i wstrzyknięć paracetamolu (APAP), co zapewnia okno terapeutyczne 48 godzin. Środkowy i lewy płat boczny wątroby usunięto w celu wycięcia 70% masy wątroby, a APAP podawano 24 godziny po operacji przez 2 dni. Stwierdzono, że przeżywalność u zwierząt z indukcją ALF była znacznie zmniejszona. Rozwój ALF potwierdzono zmienionym stężeniem w surowicy enzymów aminotransferazy alaninowej (ALT), aminotransferazy asparaginianowej (AST), fosfatazy alkalicznej (ALP); zmiany czasu protrombinowego (PT); oraz ocena międzynarodowego współczynnika znormalizowanego (INR). Badanie profilu ekspresji genów metodą qPCR wykazało wzrost poziomu ekspresji genów zaangażowanych w apoptozę, stan zapalny i postęp uszkodzenia wątroby. Na podstawie oceny histologicznej obserwowano rozlane zwyrodnienie hepatocytów i naciek komórek odpornościowych. Odwracalność ALF została potwierdzona przez przywrócenie przeżycia i poziomów ALT, AspAT i ALP w surowicy po dośledziony przeszczepieniu syngenicznych zdrowych hepatocytów szczura. Model ten stanowi wiarygodną alternatywę dla dostępnych modeli zwierzęcych ALF do badania patofizjologii ALF, a także do oceny potencjału nowej terapii ALF. Zastosowanie dwóch różnych podejść umożliwia również zbadanie łącznego wpływu fizycznego i polekowego uszkodzenia wątroby. Powtarzalność i wykonalność obecnej procedury jest dodatkową zaletą modelu.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ostra niewydolność wątroby (ALF) jest zdefiniowana przez American Association for the Study of Liver Diseases jako szybki rozwój ostrego uszkodzenia wątroby bez żadnych wcześniejszych oznak uszkodzenia i charakteryzuje się poważnym upośledzeniem funkcji syntetycznych, metabolicznych i detoksykacyjnych klasy wątroba1. ALF różni się od przewlekłej niewydolności wątroby, w której niewydolność występuje w wyniku uszkodzenia wątroby spowodowanego przez długi okres czasu oraz od ostrej przewlekłej niewydolności wątroby (ACLF), gdzie nagłe uszkodzenie wątroby następuje w wyniku przewlekłych chorób wątroby2,3,4. Jedynym dostępnym lekarstwem na ALF jest ortotopowy przeszczep wątroby (OLT), w przeciwnym razie może dojść do śmierci. Ze względu na niedobór dawców wątroby śmiertelność u pacjentów cierpiących na ALF jest bardzo wysoka.

Aby zbadać potencjał alternatywnych podejść terapeutycznych i lepiej zrozumieć patofizjologię ALF, potrzebne są modele zwierzęce, które mogą odzwierciedlać ALF występujący u ludzi. Wiele z dostępnych już modeli zwierzęcych ALF ma kilka wad. Efekty działania paracetamolu (APAP) są trudne do odtworzenia, ale mają najbliższe podobieństwa pod względem parametrów czasowych, klinicznych, biochemicznych i patologicznych. Modele zwierzęce indukowane przez APAP często napotykają problemy z powodu obecności methemoglobinemii spowodowanej utlenianiem hemoglobiny przez APAP i jej produkty pośrednie5,6,7. Innym problemem jest brak odtwarzalności, który znajduje odzwierciedlenie w nieprzewidywalnych reakcjach na dawkę i czasie zgonu. Modele zwierzęce ALF wykonane przy użyciu tetrachlorku węgla (CCl4) mają słabą odtwarzalność8,9,10,11. Modele zwierzęce ALF indukowane koncavaliną A (Con A) i lipoplizacharydem (LPS) nie odzwierciedlają klinicznego wzorca choroby ludzkiej, chociaż mają przewagę w badaniu mechanizmów komórkowych zaangażowanych w autoimmunologiczne choroby wątroby i w badaniu sepsy odpowiednio12,13,14,15. Podobnie, tioacetamid (TAA) również wymaga biotransformacji do aktywnego metabolitu sulfotlenku tioacetamidu i wykazuje zmienność gatunkową16,17,18,19. D-galaktozamina (D-Gal) wywołuje pewne zmiany biochemiczne, metaboliczne i fizjologiczne podobne do ALF, ale nie jest w stanie odzwierciedlić całego stanu patologicznego ALF20,21,22,23. Było bardzo niewiele prób połączenia dwóch lub więcej z tych metod w celu opracowania modelu ALF, który jest w stanie lepiej odzwierciedlić zespół ALF13. W związku z tym konieczne są dalsze badania w celu opracowania modelu, który może odzwierciedlać parametry choroby, ma lepszą odtwarzalność i zapewnia wystarczająco dużo czasu na zbadanie efektów interwencji terapeutycznej.

W obecnym badaniu, alternatywny model ALF u szczurów został stworzony poprzez połączenie efektów częściowej hepatektomii (PHx) i niższych dawek odczynnika hepatotoksycznego. APAP ma ugruntowaną rolę w powodowaniu uszkodzeń wątroby5,24,25. Jest szeroko stosowanym lekiem przeciwbólowym i działa toksycznie na wątrobę w dawkach ponadterapeutycznych poprzez tworzenie toksycznych metabolitów. APAP jest przyczyną wielu zgonów w krajach rozwiniętych. Uraz fizyczny spowodowany częściową hepatektomią inicjuje aktywację różnych procesów związanych ze stanem zapalnym, a także regeneracją wątroby. Wstrzyknięcie środka hepatotoksycznego APAP powoduje nieprzyjazne środowisko w wątrobie, zapobiegając proliferacji hepatocytów. Skraca to okres stresu u zwierzęcia, co w połączeniu z mniejszymi dawkami hepatotoksyny prowadzi do lepszej powtarzalności zabiegu. Dlatego przy użyciu tego modelu zbadano łączny efekt dwóch rodzajów uszkodzeń wątroby. W celu scharakteryzowania opracowanego modelu zwierzęcego ALF zbadano parametry fizjologiczne i biochemiczne. Skuteczna odwracalność ALF została potwierdzona przez przeszczepienie syngenicznych zdrowych hepatocytów szczura.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Procedura opisana poniżej została zatwierdzona przez Instytucjonalną Komisję Etyki Zwierząt Narodowego Instytutu Immunologii w New Delhi. Numer seryjny zatwierdzenia to IAEC#355/14.

1. Przygotowanie

  1. Przygotuj się do zabiegu chirurgicznego zgodnie z wcześniejszym opisem Das B et al.26.
  2. Użyj 6–8-tygodniowych wsobnych szczurów Wistar o masie ciała 200–250 g.
  3. Trzymaj zwierzęta w standardowych warunkach opieki nad zwierzętami i karm je karmą dla szczurów i libitum przed i po zabiegu.
  4. Podczas wykonywania 70% PHx należy użyć standardowej mieszanki koktajlowej chlorowodorku ketaminy (100 mg/kg masy ciała) i ksylazyny (10 mg/kg masy ciała), którą wstrzykuje się dootrzewnowo.
    UWAGA: Rodzaj zastosowanego środka znieczulającego może mieć pooperacyjny wpływ na śmiertelność i zachorowalność.
  5. Podczas przeszczepu komórek należy zastosować znieczulenie wziewne Isofluran (2-chloro-2-(difluorometoksy)-1,1,1-trifluoro-etan), aby skrócić czas rekonwalescencji zwierzęcia po operacji przeszczepu.
  6. Indukuj i utrzymuj znieczulenie wziewne za pomocą dostosowanego systemu znieczulenia. Utrzymuj przepływ tlenu na poziomie 4 l/min. Do indukcji należy stosować izofluran w dawce 4%, a do leczenia podtrzymującego 2–3% podczas zabiegu chirurgicznego.

2. Procedury przedoperacyjne

  1. Znieczulić szczura, wstrzykując dootrzewnowo mieszaninę ketaminy i ksylazyny opisaną w kroku 3.1. Potwierdź całkowite znieczulenie, szczypiąc palec u nogi zwierzęcia. Dalsze procedury są wykonywane tylko wtedy, gdy nie ma odruchu pedałowania.
  2. Aby zapobiec wysuszeniu rogówki, nałóż krople do oczu na bazie karboksymetylocelulozy na oba oczy.
  3. Przymocuj znieczulone zwierzę do deski chirurgicznej za pomocą białej taśmy. Umieść zwierzę stroną brzuszną skierowaną do góry, upewniając się, że pysk znajduje się po dalszej stronie od osoby wykonującej operację.
  4. Usuń włosy z prawego górnego obszaru chirurgicznego brzucha za pomocą elektrycznej maszynki do strzyżenia.
  5. Zdezynfekuj miejsce operacyjne za pomocą trzech naprzemiennych peelingów jodu powidonu i 70% etanolu za pomocą wysterylizowanych wacików w ruchach okrężnych.

3. Częściowa hepatektomia (PHx) w celu usunięcia 70% masy wątroby

UWAGA: Wykonaj całą procedurę chirurgiczną w sterylnym środowisku w kapturze z przepływem laminarnym. Używaj tylko sterylnych narzędzi chirurgicznych, aby zminimalizować ryzyko infekcji pooperacyjnej. Usunięcie 70% masy wątroby, nazwane 70% częściową hepatektomią (70% PHx), przeprowadzono zgodnie z opisem C. Mitchella i H. Willenbringa, 200827.

  1. Przed rozpoczęciem operacji należy potwierdzić całkowite znieczulenie zwierzęcia, szczypiąc go w palec u nogi. Dalsze procedury są wykonywane tylko wtedy, gdy nie ma odruchu pedałowania.
  2. Zaznacz skórę do przecięcia tuż pod mostkiem, prostopadle do mieczykowatej i równolegle do klatki piersiowej.
  3. Umieść sterylny arkusz serwetki z otworem o wymiarach około 3 cm x 1 cm na zaznaczonej skórze.
  4. Wykonaj skalpelem poprzeczne nacięcie o długości około 2–3 cm wzdłuż zaznaczonej linii. Użyj ostrza chirurgicznego nr 22. Delikatnie usuń przyczep skóry do leżącej poniżej warstwy mięśniowej w pobliżu naciętego obszaru za pomocą sterylnych, zwilżonych bawełnianych końcówek.
  5. Następnie wykonaj poprzeczne nacięcie przez warstwę otrzewnej tuż pod wyrostkiem mieczykowatym.
  6. Za pomocą dwóch zwilżonych solą fizjologiczną bawełnianych końcówek odsłoń lewy płat wątroby, delikatnie uciskając klatkę piersiową. Umieść jedną bawełnianą końcówkę na obszarze przepony naciętej części, a drugą bawełnianą końcówkę poniżej naciętego obszaru, aby podnieść płat wątroby do góry.
  7. Wsuń sterylną nylonową pętelkę z nici o długości 8–10 cm (rozmiar 4–0, średnica 0,15 mm) wokół odsłoniętego płata wątroby. Weź pętlę do podstawy płata w pobliżu wnęki za pomocą kleszczy do mikropreparowania lub zwilżonych patyczków kosmetycznych.
  8. Za pomocą uchwytu na igłę do mikrochirurgii i mikrokleszczyków zawiąż dwa końce pętli, umieszczając węzeł jak najbliżej podstawy płata, aby zwęzić naczynie krwionośne i zmniejszyć krwawienie po usunięciu płata wątroby. Zawiąż dwa dodatkowe węzły po drugiej stronie.
  9. Zachowaj ostrożność, aby nie wiązać węzła zbyt blisko pobliskich naczyń krwionośnych, co w przeciwnym razie może spowodować niedrożność żylną (zwężenie).
  10. Użyj nożyczek mikrochirurgicznych, aby przeciąć zawiązany płat tuż nad węzłem, który pozostawia przebarwioną masę tkanki zwaną kikutem niedokrwiennym w miejscu płata.
    UWAGA: Wątroba szczura, podobnie jak wątroba myszy, jest podzielona na cztery odrębne płaty: płat środkowy, prawy płat boczny, lewy płat boczny i płat ogoniasty, które stanowią odpowiednio około 40%, 20%, 30% i 7% całkowitej masy wątroby. Każda kombinacja tych płatów może zostać usunięta, aby wyciąć 70% masy wątroby. W niniejszym badaniu usunięto płat środkowy i lewe płaty boczne.
  11. Ostrożnie zlokalizuj płat środkowy, nie uszkadzając pozostałego kikuta lewego płata bocznego. Delikatnie wyciągnij go z jamy brzusznej, a u podstawy płata zawiąż węzeł nylonowej nici o długości 8–10 cm (rozmiar 4–0), jak wspomniano wcześniej. Zawiąż dwa dodatkowe węzły po drugiej stronie. Ostrożnie wyciąć i usunąć zawiązany płat środkowy, zachowując wszystkie wymienione środki ostrożności.
  12. Po usunięciu płatów należy zszyć otrzewną za pomocą wchłanialnego chromowego szwu 4–0 z ciągłymi szwami, a następnie zszyć skórę szwem przerywanym.
  13. Nałóż jod powidonu na skórę otaczającą szwy, aby zapobiec infekcji.
  14. Zdejmij arkusz zasłony i usuń zwierzę z deski operacyjnej.

4. Opieka pooperacyjna u zwierząt

  1. Dootrzewnowo wstrzyknąć zwierzęciu dawkę 12 mg antybiotyku cefotaksymowego w 1 ml 5% roztworu glukozy za pomocą strzykawki o pojemności 1 ml, aby chronić je przed ryzykiem zakażenia pooperacyjnego.
  2. Należy podać podskórne wstrzyknięcie przeciwbólowego meloksykamu (1 mg/kg masy ciała) w celu złagodzenia bólu po zabiegu chirurgicznym, a następnie podać dwie kolejne dawki, utrzymując schemat jako jedną dawkę na dobę.
  3. Trzymanie operowanych zwierząt w standardowych warunkach 12-godzinnego cyklu światła/ciemności i monitorowanie w regularnych odstępach czasu.

5. Wstrzykiwanie leku zwierzętom częściowo poddanym hepatektomii w celu wywołania niewydolności wątroby

  1. Po 24 godzinach od operacji, gdy zwierzęta pomyślnie wyzdrowieją z 70% PHx, należy zmierzyć masę ciała zwierzęcia, a następnie wykonać zastrzyki.
  2. Wstrzyknąć 750 mg/kg masy ciała APAP dootrzewnowo zwierzętom częściowo poddanym hepatektomii 24 godziny po 70% PHx po pomyślnym wyzdrowieniu zwierząt po zabiegu chirurgicznym. Powtórzyć dawkę ponownie po 24 godz.
    UWAGA: Zwierzęciu podaje się dwie dawki APAP dootrzewnowo (tj. odpowiednio 24 godziny i 48 godzin po zabiegu 70% PHx).
  3. W każdym punkcie czasowym po wstrzyknięciu APAP należy zmierzyć masę ciała powracającego do zdrowia zwierzęcia.
    UWAGA: APAP (biocetamol) jest wstrzykiwany zwierzętom w postaci roztworu o stężeniu 150 mg/ml w 2% alkoholu benzylowym.

6. Przeszczepianie zdrowych hepatocytów w modelach zwierzęcych ALF

UWAGA: Aby zbadać odwracalność ALF u szczurów, przeszczep zdrowe syngeniczne hepatocyty szczurów dopełnieniowo zwierzętom z indukcją ALF wraz z 1. dawką APAP. W obecnym badaniu, aby zapewnić wystarczająco dużo czasu przeszczepionym komórkom na naprowadzanie i wszczepienie, przeszczep wykonano tuż po podaniu 1. dawki APAP. Hepatocyty szczurów są izolowane za pomocą protokołu opublikowanego po raz pierwszy przez Berry and Friends et al.28, a następnie zaadaptowany w różnych innych badaniach29,30,31 z pewnymi modyfikacjami. W przypadku dośledzionowego przeszczepu komórek w modelu zwierzęcym ALF należy postępować zgodnie z poniższymi krokami.

  1. Umieść szczura w komorze poli (metakrylanu metylu) w celu indukcji znieczulenia 4% izofluranem i przepływem tlenu 4 l/min dla szczura o masie ciała 250-350 g. Sprawdź głębokość znieczulenia przez brak odruchów pedałowania podczas szczypania palca u nogi zwierzęcia.
  2. Umieść znieczulonego szczura na desce operacyjnej tak, aby jego lewa boczna część była skierowana do góry. Utrzymuj znieczulenie na poziomie 2-3% inhalacji izofluranu przez odpowiedni ustnik.
  3. Ogol skórę w lewej bocznej okolicy i wysterylizuj ją roztworem jodu powidonu.
  4. Wykonaj poprzeczne nacięcie na ogolonym obszarze skóry.
  5. Wykonaj 1–2 cm nacięcie w warstwie otrzewnej, aby odsłonić śledzionę.
  6. Delikatnie wyjmij śledzionę z jamy otrzewnej i unieś ją za pomocą dwóch zwilżonych bawełnianych końcówek.
  7. Komórki (zwykle 10-7 na zwierzę) przeznaczone do przeszczepu należy przechowywać zawieszone w pożywce IMDM o pojemności 50 μl w strzykawce insulinowej o pojemności 1 ml z igłą 29 G.
  8. Delikatnie wkłuć igłę w korę śledziony i w ciągu 2–3 minut uwolnić zawiesinę komórkową do śledziony.
  9. Po zakończeniu przeszczepu komórek ostrożnie wyjmij igłę i przetrzyj obszar nakłucia igły zwilżoną bawełnianą końcówką, aby uniknąć wycieku zawiesiny komórek z miejsca.
  10. Zamknij otrzewną i skórę szwem wchłanialnym 4–0 z szyciem ciągłym i nieciągłym.
  11. Roztwór jodu powidonu nanieść na skórę w miejscu szwów, aby zapobiec infekcji w miejscu operowanym.
  12. Dootrzewnowo wstrzyknąć 1 ml objętości 12 mg/ml roztworu antybiotyku (np. cefotaksymu) i podskórnie wstrzyknąć zwierzęciu środek przeciwbólowy (np. meloksykam) 1 mg/kg masy ciała w ramach opieki pooperacyjnej. Przenieś zwierzę do ciepłej klatki do rekonwalescencji.
  13. Operowane zwierzę należy przechowywać w izolacji w normalnych warunkach 12-godzinnego cyklu światła/ciemności, aż do całkowitego zagojenia się ran pooperacyjnych. Może to potrwać 3-4 dni.

7. Charakterystyka rozwoju ALF

  1. Poddać zwierzęta eutanazji przez przedawkowanie roztworu ketaminy i ksylazyny 2 godziny po drugiej dawce leczenia APAP i pobrać próbki krwi i tkanek.
  2. Zbierz surowicę z krwi do badań biochemicznych32.
  3. Przetwarzanie próbek tkanki wątroby do badań histologicznych i ekspresji genów33,34,35.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Procent przeżycia w modelach zwierzęcych ALF
Optymalna dawka APAP do wywołania ALF w połączeniu z 70% PHx została standaryzowana na 750 mg/kg masy ciała. Schemat leczenia rozpoczął się 24 godziny po 70% PHx, kiedy zwierzęta całkowicie wyzdrowiały po operacji, i składał się z dwóch dawek APAP w odstępach 24 godzin. Śmiertelność obserwowano na poziomie 80% po podaniu drugiej dawki APAP, 48 godzin po operacji. Procent przeżycia przeanalizowano i wykreślono za pomocą metody Kaplana-Meiera (

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opracowanie odpowiedniego modelu zwierzęcego dla ALF ma zasadnicze znaczenie dla lepszego zrozumienia patogenezy i progresji ALF. Dobrze scharakteryzowany model zwierzęcy ALF daje również możliwość opracowania i przetestowania nowych podejść terapeutycznych przeciwko ALF. Podjęto wiele prób opracowania klinicznie istotnego modelu ALF 6,12,21,23,46,47,48.<...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez grant otrzymany od Departamentu Biotechnologii Rządu Indii dla Narodowego Instytutu Immunologii w New Delhi.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Paracetamol (Biocetamol)EG PharmaceuticalsBrak określonego numeru katalogowego (zamówienia lokalne
)Zestaw fosfatazy alkalicznej (DEA)Coral Clinical System, IndieBrak określonego numeru katalogowego (zamówienia lokalne)
Automatyczny analizatorTulip, Alto Santracruz, IndieScreen Maaster 3000Analizator biochemiczny do testu czynnościowego wątroby
Betadine ( Povidon-Jod Solution)Win-Medicare; IndieBrak konkretnego numeru katalogowego (zamówienia lokalne)
Szafa bezpieczeństwa biologicznego (klasa I)Kartos międzynarodowy; IndieBrak konkretnego numeru katalogowego (zamówienia lokalne)
Mikroskop jasnego polaOlympus, JaponiaLX51
Cefotaxime (Taxim®)AlKem; Indiecefotaksym do wstrzykiwań sodu, brak określonego numeru katalogowego (zamówienia lokalne)
Sitko komórkoweSigma; USCLS431752
Kolagenaza typu IGibco firmy Life Technologies17100-017
Patyczki kosmetycznePure Swabs Pvt Ltd; IndieBrak określonego numeru katalogowego (zamówienia lokalne)
Drape SheetJSD Surgicals, Delhi, IndieBrak określonego numeru katalogowego (zamówienia lokalne)
DPX MountantSigma; US6522
Roztwór eozyny Y, alkoholowaSigma; Kleszcze HT110132
duże chirurgiczne; IndieBrak konkretnego numeru katalogowego (zamówienia lokalne)
System znieczulenia gazowegoUgo Basile; Włochy211000
GlucoseHimedia, IndieGRM077
Krem do depilacji (Veet®)Reckitt Benckiser, IndieBrak określonego numeru katalogowego (zamówienia lokalne)
Roztwór hematoksyliny, Mayer'sSigma; USMHS16
Heparyna sól sodowaHimedia; IndieRM554
Hialuronidaza z jąder owiecSigma; USH6254
I.V. Kaniula (plusflon)Mediplus, IndieRef 1732411420
Strzykawki insulinoweBD; Nr ref. US 303060
Izofluran (foran®)Asecia QueenboroughNo B506Wziewny środek znieczulający
Ketamina (Ketamax®)Troikaa Pharmaceuticals Sp. z o.o.Chlorowodorek ketaminy IP, Brak konkretnego numeru katalogowego (zamówienia lokalne)
Meloksykam (Melonex®)Intas Pharmaceuticals Sp. z o.o.; IndieBrak konkretnego numeru katalogowego (zamówienia lokalne)
Mikrouchwyty igieł proste i
zakrzywiony		Mercian; AngliaBS-13-8
Mikro uchwyty igłowe proste &
zakrzywiony		Mercian; AngliaBS-13-8
MicrotomeHisto-Line Laboratories, WłochyMRS3500
Nylon ThreadMighty; IndieBrak konkretnego numeru katalogowego (zamówienia lokalne)
ParaformaldehydHimedia; IndieGRM 3660
Percoll®GE Healthcare17-0891-01
Odświeżanie łez/mgiełki do oczu w żeluAllergan India Private Limited/Sun Pharma, IndieP3060Brak konkretnego numeru katalogowego
RPMIHimedia; IndieBrak konkretnego numeru katalogowego (zamówienia lokalne)
SkalpelMajor Surgicals; IndieBrak konkretnego numeru katalogowego (zamówienia lokalne)
NożyczkiGłówne chirurgiczne; IndieBrak określonego numeru katalogowego (zamówienia lokalne)
SGOT (ASAT) KITCoral Clinical System, IndieBrak określonego numeru katalogowego (zamówienia lokalne)
SGPT (ALAT) KITCoral Clinical System, IndieBrak określonego numeru katalogowego (zamówienia lokalne)
Shandon Cryotome E CryostatThermo Electron Corporation; USBrak konkretnego numeru katalogowego
SacharozaSigma; USS0389
Ostrze chirurgiczne nr 22La Medcare, IndieBrak określonego numeru katalogowego (zamówienia lokalne)
Rada chirurgicznawyprodukowanaBrak określonego numeru katalogowego (zamówienia lokalne)
Biała taśma chirurgiczna3M Indie; Indie1530-1Nici chirurgiczne z mikroporami
Ethicon, Johnson & Johnson, IndieNW 5047
Strzykawki (1 ml, 26 g)Dispo Van; IndieBrak konkretnego numeru katalogowego (zamówienia lokalne)
Trymer (maszynka do strzyżenia)PhilipsNL9206AD-4 DRACHTEN QT9005
WagaBraunBrak określonego numeru katalogowego (zamówienia lokalne)
William's E MediaHimedia; IndieAT125
Ksylazyna (Xylaxin®)Indian Immunologicals LimitedŚrodek uspokajający, przedznieczulający, przeciwbólowy i zwiotczający mięśnie
amerykańskie lokalnie

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Polson, J., Lee, W. M. AASLD position paper: the management of acute liver failure. Hepatology. 41, 1179-1197 (2005).
  2. Chung, R. T., et al. Pathogenesis of liver injury in acute liver failure. Gastroenterology. 143, 1-7 (2012).
  3. Fyfe, B., Zaldana, F., Liu, C. The Pathology of Acute Liver Failure. Clinical Liver Disease. 22, 257-268 (2018).
  4. Lefkowitch, J. H. The Pathology of Acute Liver Failure. Advances in Anatomic Pathology. 23, 144-158 (2016).
  5. Mitchell, J. R., et al. Acetaminophen-induced hepatic necrosis. I. Role of drug metabolism. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 187, 185-194 (1973).
  6. Rahman, T. M., Hodgson, H. J. Animal models of acute hepatic failure. International Journal of Clinical and Experimental Pathology. 81, 145-157 (2000).
  7. Rahman, T. M., Selden, A. C., Hodgson, H. J. A novel model of acetaminophen-induced acute hepatic failure in rabbits. Journal of Surgical Research. 106, 264-272 (2002).
  8. Dashti, H., et al. Thioacetamide- and carbon tetrachloride-induced liver cirrhosis. European Surgical Research. 21, 83-91 (1989).
  9. Demirdag, K., et al. Role of L-carnitine in the prevention of acute liver damage-induced by carbon tetrachloride in rats. Journal of Gastroenterology and Hepatology. 19, 333-338 (2004).
  10. Sheweita, S. A., Abd El-Gabar, M., Bastawy, M. Carbon tetrachloride-induced changes in the activity of phase II drug-metabolizing enzyme in the liver of male rats: role of antioxidants. Toxicology. 165, 217-224 (2001).
  11. Sinicrope, R. A., Gordon, J. A., Little, J. R., Schoolwerth, A. C. Carbon tetrachloride nephrotoxicity: a reassessment of pathophysiology based upon the urinary diagnostic indices. American Journal of Kidney Diseases. 3, 362-365 (1984).
  12. Takada, Y., Ishiguro, S., Fukunaga, K. Large-animal models of fulminant hepatic failure. Journal of Artificial Organs. 6, 9-13 (2003).
  13. Takada, Y., et al. Increased intracranial pressure in a porcine model of fulminant hepatic failure using amatoxin and endotoxin. Journal of Hepatology. 34, 825-831 (2001).
  14. Leist, M., Wendel, A. A novel mechanism of murine hepatocyte death inducible by concanavalin A. Journal of Hepatology. 25, 948-959 (1996).
  15. Mizuhara, H., et al. Strain difference in the induction of T-cell activation-associated, interferon gamma-dependent hepatic injury in mice. Hepatology. 27, 513-519 (1998).
  16. Bruck, R., et al. Hypothyroidism minimizes liver damage and improves survival in rats with thioacetamide-induced fulminant hepatic failure. Hepatology. 27, 1013-1020 (1998).
  17. Chieli, E., Malvaldi, G. Role of the microsomal FAD-containing monooxygenase in the liver toxicity of thioacetamide S-oxide. Toxicology. 31, 41-52 (1984).
  18. Fontana, L., et al. Serum amino acid changes in rats with thioacetamide-induced liver cirrhosis. Toxicology. 106, 197-206 (1996).
  19. Peeling, J., et al. Cerebral metabolic and histological effects of thioacetamide-induced liver failure. American Journal of Physiology. 265, 572-578 (1993).
  20. Blitzer, B. L., et al. A model of fulminant hepatic failure in the rabbit. Gastroenterology. 74, 664-671 (1978).
  21. Diaz-Buxo, J. A., Blumenthal, S., Hayes, D., Gores, P., Gordon, B. Galactosamine-induced fulminant hepatic necrosis in unanesthetized canines. Hepatology. 25, 950-957 (1997).
  22. Maezono, K., Mawatari, K., Kajiwara, K., Shinkai, A., Maki, T. Effect of alanine on D-galactosamine-induced acute liver failure in rats. Hepatology. 24, 1211-1216 (1996).
  23. Patzer, J. F., et al. D-galactosamine based canine acute liver failure model. Hepatobiliary & Pancreatic Diseases International. 1, 354-367 (2002).
  24. Newsome, P. N., Plevris, J. N., Nelson, L. J., Hayes, P. C. Animal models of fulminant hepatic failure: a critical evaluation. Liver Transplantation. 6, 21-31 (2000).
  25. Yoon, E., Babar, A., Choudhary, M., Kutner, M., Pyrsopoulos, N. Acetaminophen-Induced Hepatotoxicity: a Comprehensive Update. Journal of Clinical and Translational Hepatology. 4, 131-142 (2016).
  26. Das, B., et al. Intrasplenic Transplantation of Hepatocytes After Partial Hepatectomy in NOD.SCID Mice. Journal of Visualized Experiments. , (2018).
  27. Mitchell, C., Willenbring, H. A reproducible and well-tolerated method for 2/3 partial hepatectomy in mice. Nature Protocols. 3, 1167-1170 (2008).
  28. Berry, M. N., Friend, D. S. High-yield preparation of isolated rat liver parenchymal cells: a biochemical and fine structural study. Journal of Cell Biology. 43, 506-520 (1969).
  29. Fry, J. R., Jones, C. A., Wiebkin, P., Bellemann, P., Bridges, J. W. The enzymic isolation of adult rat hepatocytes in a functional and viable state. Analytical Biochemistry. 71, 341-350 (1976).
  30. Green, C. J., et al. The isolation of primary hepatocytes from human tissue: optimising the use of small non-encapsulated liver resection surplus. Cell Tissue Bank. 18, 597-604 (2017).
  31. Ismail, T., et al. Growth of normal human hepatocytes in primary culture: effect of hormones and growth factors on DNA synthesis. Hepatology. 14, 1076-1082 (1991).
  32. Greenfield, E. A. Sampling and Preparation of Mouse and Rat Serum. Cold Spring Harbor Protocols. 11, (2017).
  33. Walsh, K. M., Timms, P., Campbell, S., MacSween, R. N., Morris, A. J. Plasma levels of matrix metalloproteinase-2 (MMP-2) and tissue inhibitors of metalloproteinases -1 and -2 (TIMP-1 and TIMP-2) as noninvasive markers of liver disease in chronic hepatitis C: comparison using ROC analysis. Digestive Diseases and Sciences. 44, 624-630 (1999).
  34. Thiele, N. D., et al. TIMP-1 is upregulated, but not essential in hepatic fibrogenesis and carcinogenesis in mice. Scientific Reports. 7, 714(2017).
  35. Li, C. P., Li, J. H., He, S. Y., Li, P., Zhong, X. L. Roles of Fas/Fasl, Bcl-2/Bax, and Caspase-8 in rat nonalcoholic fatty liver disease pathogenesis. Genetics and Molecular Research. 13, 3991-3999 (2014).
  36. Kim, W. R., Flamm, S. L., Di Bisceglie, A. M., Bodenheimer, H. C. Serum activity of alanine aminotransferase (ALT) as an indicator of health and disease. Hepatology. 47, 1363-1370 (2008).
  37. Henry, L. Serum transaminase levels in liver disease. Journal of Clinical Pathology. 12, 131-137 (1959).
  38. Giannini, E. G., Testa, R., Savarino, V. Liver enzyme alteration: a guide for clinicians. Canadian Medical Association Journal. 172, 367-379 (2005).
  39. Hammam, O., et al. The role of fas/fas ligand system in the pathogenesis of liver cirrhosis and hepatocellular carcinoma. Hepatitis Monthly. 12, 6132(2012).
  40. Prystupa, A., et al. Activity of MMP-2, MMP-8 and MMP-9 in serum as a marker of progression of alcoholic liver disease in people from Lublin Region, eastern Poland. The Annals of Agricultural and Environmental Medicine. 22, 325-328 (2015).
  41. Sekiyama, K. D., Yoshiba, M., Thomson, A. W. Circulating proinflammatory cytokines (IL-1 beta, TNF-alpha, and IL-6) and IL-1 receptor antagonist (IL-1Ra) in fulminant hepatic failure and acute hepatitis. Clinical and Experimental Immunology. 98, 71-77 (1994).
  42. Schwabe, R. F., Brenner, D. A. Mechanisms of Liver Injury. I. TNF-alpha-induced liver injury: role of IKK, JNK, and ROS pathways. American Journal of Physiology-Gastrointestinal and Liver Physiology. 290, 583-589 (2006).
  43. Ataseven, H., et al. The levels of ghrelin, leptin, TNF-alpha, and IL-6 in liver cirrhosis and hepatocellular carcinoma due to HBV and HDV infection. Mediators of Inflammation. 2006, 78380(2006).
  44. Ambrosino, G., et al. Cytokines and liver failure: modification of TNF- and IL-6 in patients with acute on chronic liver decompensation treated with Molecular Adsorbent Recycling System (MARS). Acta Bio Medica Atenei Parmensis. 74, Suppl 2 7-9 (2003).
  45. Robert, A., Chazouilleres, O. Prothrombin time in liver failure: time, ratio, activity percentage, or international normalized ratio. Hepatology. 24, 1392-1394 (1996).
  46. Francavilla, A., et al. A dog model for acetaminophen-induced fulminant hepatic failure. Gastroenterology. 96, 470-478 (1989).
  47. Terblanche, J., Hickman, R. Animal models of fulminant hepatic failure. Digestive Diseases and Sciences. 36, 770-774 (1991).
  48. Tunon, M. J., et al. Rabbit hemorrhagic viral disease: characterization of a new animal model of fulminant liver failure. Journal of Laboratory and Clinical Medicine. 141, 272-278 (2003).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Acute Liver FailurePartial HepatectomyAcetaminophen HepatotoxicityRat ModelSurgical ProcedureBiochemical AnalysisHistological EvaluationGene ExpressionHepatocyte TransplantationSurvival Assessment

Powiązane artykuły