Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Ocena skutków metabolicznych izokalorycznego postu przerywanego 2:1 u myszy

9.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/60174

⸱

27 listopada 2019

 ,  ,  ,  , 
1University of Ottawa Heart Institute, 2Department of Cellular and Molecular Medicine, University of Ottawa, 3Translational Medicine Program, The Hospital for Sick Children, 4Department of Laboratory Medicine and Pathobiology, University of Toronto, 5Banting and Best Diabetes Centre, University of Toronto

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Obecny artykuł opisuje szczegółowy protokół przerywanego postu izokalorycznego 2:1 w celu ochrony i leczenia przed otyłością i upośledzonym metabolizmem glukozy u myszy typu dzikiego i ob/ob.

Streszczenie

Przerywany post (IF), interwencja dietetyczna polegająca na okresowym ograniczeniu energii, została uznana za przynoszącą liczne korzyści i przeciwdziałającą nieprawidłowościom metabolicznym. Do tej pory udokumentowano różne typy modeli IF z różnym czasem trwania postu i okresów karmienia. Jednak interpretacja wyników jest trudna, ponieważ wiele z tych modeli obejmuje wieloczynnikowy wkład zarówno strategii ograniczania czasu, jak i kalorii. Na przykład model postu alternatywnego dnia, często stosowany jako schemat IF dla gryzoni, może powodować niedożywienie, co sugeruje, że korzyści zdrowotne wynikające z tej interwencji są prawdopodobnie pośredniczone zarówno przez cykle ograniczania kalorii, jak i cyklu postu i ponownego karmienia. Ostatnio z powodzeniem wykazano, że IF: 2:1, składający się z 1 dnia postu, a następnie 2 dni karmienia, może zapewnić ochronę przed otyłością wywołaną dietą i poprawę metaboliczną bez zmniejszania ogólnego spożycia kalorii. Przedstawiono tutaj protokół tej izokalorycznej interwencji IF 2:1 u myszy. Opisano również protokół karmienia w parach (PF) wymagany do zbadania modelu myszy ze zmienionymi zachowaniami żywieniowymi, takimi jak hiperfagia. Stosując schemat IF 2:1, wykazano, że izokaloryczny IF prowadzi do zmniejszenia przyrostu masy ciała, poprawy homeostazy glukozy i zwiększonego wydatku energetycznego. W związku z tym ten schemat może być przydatny do zbadania wpływu IF na zdrowie różnych stanów chorobowych.

Wprowadzenie

Współczesny styl życia wiąże się z dłuższym codziennym przyjmowaniem pokarmów i krótszymi okresami postu1. Przyczynia się to do obecnej globalnej epidemii otyłości, z niekorzystnymi warunkami metabolicznymi obserwowanymi u ludzi. Post był praktykowany w całej historii ludzkości, a jego różnorodne korzyści zdrowotne obejmują wydłużenie życia, zmniejszenie uszkodzeń oksydacyjnych i zoptymalizowaną homeostazę energetyczną2,3. Wśród kilku sposobów praktykowania postu, okresowa deprywacja energetyczna, określana jako post przerywany (IF), jest popularną metodą dietetyczną, która jest szeroko praktykowana przez ogół populacji ze względu na łatwy i prosty schemat. Ostatnie badania na modelach przedklinicznych i klinicznych wykazały, że IF może zapewnić korzyści zdrowotne porównywalne z przedłużonym postem i ograniczeniem kalorii, co sugeruje, że IF może być potencjalną strategią terapeutyczną w przypadku otyłości i chorób metabolicznych2,3,4,5.

Schematy IF różnią się pod względem czasu trwania postu i częstotliwości. Post co drugi dzień (tj. 1 dzień karmienia/1 dzień postu; 1:1 IF) jest najczęściej stosowanym schematem IF u gryzoni w celu zbadania jego korzystnego wpływu na zdrowie otyłości, chorób sercowo-naczyniowych, chorób neurodegeneracyjnych itp.2,3. Jednak, jak wykazano w poprzednich badaniach6,7, i dalej mechanicznie potwierdzone w naszej analizie spożycia energii8, 1:1 IF powoduje niedożywienie (~80%) z powodu braku wystarczającej ilości czasu na karmienie, aby zrekompensować straty energii. To sprawia, że nie jest jasne, czy korzyści zdrowotne wynikające z IF 1:1 są pośredniczone przez ograniczenie kalorii lub modyfikację wzorców żywieniowych. W związku z tym opracowano nowy schemat IF, który jest pokazany tutaj, składający się ze schematu 2 dni karmienia / 1 dnia postu (2:1 IF), który zapewnia myszom wystarczająco dużo czasu na skompensowanie spożycia pokarmu (~ 99%) i masy ciała. Myszy te są następnie porównywane z grupą ad libitum (AL). Schemat ten umożliwia zbadanie skutków izokalorycznego IF przy braku redukcji kalorii u myszy typu dzikiego.

Przeciwnie, w modelu myszy, który wykazuje zmienione zachowanie żywieniowe, karmienie AL może nie być odpowiednim warunkiem kontrolnym do porównania i zbadania efektów 2:1 IF. Na przykład, ponieważ myszy ob / ob (powszechnie stosowany model genetyczny otyłości) wykazują hiperfagię z powodu braku leptyny regulującej apetyt i sytość, te z IF 2: 1 wykazują ~ 20% zmniejszone spożycie kalorii w porównaniu z myszami ob / ob z karmieniem AL. W związku z tym, aby właściwie zbadać i porównać działanie IF u myszy ob / ob, należy zastosować grupę karmiącą parami jako odpowiednią kontrolę.

Ogólnie, dostarczony jest kompleksowy protokół do przeprowadzenia izokalorycznego IF-a 2:1, w tym użycie kontroli karmienia parami. Ponadto wykazano, że izokaloryczny IF 2:1 chroni myszy przed otyłością wywołaną dietą wysokotłuszczową i / lub dysfunkcją metaboliczną zarówno u myszy typu dzikiego, jak i myszy typu ob / ob. Protokół ten może być wykorzystany do zbadania korzystnego wpływu 2:1 IF na różne stany patologiczne, w tym zaburzenia neurologiczne, choroby sercowo-naczyniowe i raka.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie metody i protokoły tutaj zostały zatwierdzone przez Komitety ds. Opieki nad Zwierzętami w Służbie Opieki nad Zwierzętami i Służbie Weterynaryjnej (ACVS) Uniwersytetu w Ottawie oraz Centrum Fenogenomiki (TCP) i są zgodne ze standardami Kanadyjskiej Rady ds. Opieki nad Zwierzętami. Należy zauważyć, że wszystkie opisane tutaj procedury powinny być wykonywane za zgodą instytucji i rządu, a także przez personel biegły technicznie. Wszystkie myszy trzymano w standardowych, wentylowanych klatkach w pomieszczeniach o kontrolowanej temperaturze i wilgotności z cyklami światła/ciemności 12 godzin/12 godzin (21–22 °C, wilgotność 30%–60% w normalnych warunkach) i swobodnym dostępem do wody. Samce myszy C57BL/6J i ob/ob uzyskano z Jackson Laboratory.

1. 2:1 Izokaloryczny schemat IF

  1. W przypadku modeli myszy z otyłością szczupłą i wywołaną dietą przygotuj normalną dietę (17% tłuszczu, ND) lub dietę wysokotłuszczową (45% tłuszczu, HFD).
    UWAGA: 60% HFD może być stosowany do wywoływania ciężkiej otyłości wywołanej dietą; Jednak ze względu na miękkość granulatu spożywczego stosunkowo trudno jest dokładnie zmierzyć dzienne spożycie pokarmu. Zautomatyzowany system pomiarów ciągłych może zwiększyć wszechstronność dla wielu rodzajów diet.
  2. Zmierz wyjściową masę ciała i skład ciała każdej myszy w wieku 7 tygodni za pomocą odpowiednio wagi i EchoMRI.
    nuta: Patrz rozdział 3, aby zapoznać się z pomiarem składu ciała.
  3. Na podstawie wyników masy ciała i składu ciała losowo i równo podziel 7-tygodniowych samców myszy C57BL/6J na dwie grupy: grupy ad libitum (AL) i grupy przerywanego postu (IF).
  4. Umieść dwie do trzech myszy w klatce i zapewnij swobodny dostęp do wody pitnej.
    nuta: Liczba myszy w klatce może wpływać na zachowanie związane z przyjmowaniem pokarmu. Zaleca się utrzymanie równej liczby myszy w klatce we wszystkich grupach podczas badania.
  5. Zapewnij 1 tydzień aklimatyzacji do nowego środowiska klatki i diety przed rozpoczęciem schematu IF.
  6. Okres postu: przenieś myszy do czystej klatki ze świeżą ściółką o godzinie 12:00. Nie należy dodawać pokarmu dla grupy IF, dostarczając jednocześnie zważoną ilość pokarmu grupie AL.
    nuta: Dla każdego cyklu postu ważne jest, aby zmieniać klatki zarówno dla grupy AL, jak i IF, aby zapewnić, że obie grupy są narażone na taką samą ilość czasu na karmienie.
  7. Po 24 godzinach zmierz wagę myszy w obu grupach i resztki jedzenia w klatkach AL.
    nuta: Upewnij się, że uwzględniłeś ciężar okruchów jedzenia na zbiorniku na żywność i dnie klatki, zwłaszcza podczas korzystania z HFD, ponieważ myszy często usuwają małe granulki lub fragmenty jedzenia z leja i trzymają je w pobliżu miejsc gniazdowania. Średnie spożycie energii na mysz pod koniec każdego cyklu 2:1 (3 dni) wynosi około 35 kcal, co odpowiada ~10 g dla normalnej diety (3,3 kcal/g) i ~7 g dla HFD (4,73 kcal/g).
  8. Okres karmienia: o godzinie 12:00 należy podać zważoną ilość pokarmu zarówno dla grupy AL, jak i IF.
  9. Po 48 godzinach od podania pokarmu zmierz wagę resztek jedzenia i myszy.
  10. Powtórz kroki 1.6–1.10 przez cały czas trwania badania (np. 16 tygodni).

2. Grupa kontrolna karmienia parami (PF)

UWAGA: Dla eksperymentu IF, w którym obserwuje się zmienione zachowanie żywieniowe w modelu mysim (np. hiperfagia u myszy ob/ob), konieczne jest posiadanie grupy karmiącej parami jako kontroli dla prawidłowego porównania niezależnego od kalorii do IF.

  1. Dla grupy kontrolnej PF rozłożyć harmonogram eksperymentu tak, aby taka sama ilość jedzenia spożywanego przez grupę IF była oferowana grupie PF (Rysunek 2).
  2. Zmierz ilość pokarmu spożywanego przez grupę IF w ciągu 2 dni okresu ponownego karmienia.
  3. Podziel tę ilość spożywanego pokarmu w grupie IF równo na trzy proporcje i dostarczaj ją codziennie grupie PF o godzinie 12:00.
    nuta: Zapewnienie takiej samej ilości pożywienia dziennie ma kluczowe znaczenie. W przypadku myszy z hiperfagią, jeśli myszy karmione w parach otrzymają ilość pokarmu mniejszą niż ich dobrowolne spożycie na raz, prawdopodobnie spożyją cały dostarczony pokarm i staną się skutecznie poszczeni. Może to następnie uniemożliwić prawidłowe porównanie z myszami leczonymi IF i zakłócić wynik.
  4. Powtórz kroki 2.1–2.3 przez cały czas trwania badania.

3. Analiza składu ciała

UWAGA: Ponieważ długotrwały IF wpływa na masę ciała u myszy, skład ciała może być mierzony w odpowiednich cyklach (np. co 3 lub 4 cykle) za pomocą analizatora składu ciała do ilościowego określenia tkanki tłuszczowej i beztłuszczowej masy u żywych, nieznieczulonych myszy.

  1. Włącz analizator składu ciała.
    nuta: Przed rozpoczęciem programu pozostaw maszynę włączoną na co najmniej 2–3 godziny, aby się rozgrzała.
  2. Uruchom test systemu na analizatorze składu ciała, aby sprawdzić jego dokładność pomiaru. W razie potrzeby skalibruj system, używając próbek oleju rzepakowego i wody.
  3. Zmierz masę ciała każdej myszy.
  4. Umieść mysz w cylindrycznym uchwycie dla małych zwierząt.
  5. Wstaw ogranicznik, aby ograniczyć fizyczny ruch myszy podczas pomiaru i umieść uchwyt w analizatorze składu ciała.
  6. Uruchom program skanujący.
    nuta: Analiza zajmuje około 90–120 sekund.
  7. Po pomiarze wyjmij uchwyt z urządzenia i umieść mysz z powrotem w klatce.
    nuta: Bardziej szczegółowy protokół można znaleźć w poprzedniej publikacji9.

4. Testy tolerancji glukozy i insuliny

  1. W przypadku testu tolerancji glukozy (GTT) zmierz masę ciała i skład ciała każdej myszy przed poddaniem jej postowi i zaznacz ogon trwałym markerem, aby ułatwić i przyspieszyć indeksowanie.
  2. Umieść myszy w nowych klatkach bez jedzenia o godzinie 19:00 na nocny post.
    nuta: Post nocny jest standardowym protokołem, jednak ze względu na fizjologię myszy (np. zwiększone wykorzystanie glukozy po długotrwałym poście10,11), krótszy post (~6 h) może być stosowany zgodnie z opisem dla ITT.
  3. Po poście trwającym 14–16 godzin (9:00 następnego ranka) zmierz masę ciała i skład ciała każdej myszy i oblicz ilość dawki glukozy na podstawie masy ciała.
    nuta: Aby uniknąć przeszacowania nietolerancji glukozy u otyłych myszy, do obliczenia dawki glukozy można wykorzystać beztłuszczową masę uzyskaną z analizy składu ciała12,13.
  4. Dla każdej myszy odetnij czubek ogona (0,5–1,0 mm) za pomocą czystych nożyczek chirurgicznych. Po wytarciu pierwszej kropli krwi pobierz świeżą kroplę krwi z ogona i zmierz wyjściowy poziom glukozy we krwi na czczo za pomocą glukometru.
    nuta: Dodatkowe obcinanie ogona nie jest wymagane przy każdym pomiarze stężenia glukozy we krwi podczas GTT lub ITT. Ranę można odświeżyć, ścierając ją gazą, aby pobrać kroplę krwi.
  5. Poddaj myszy dootrzewnowemu (i.p.) wstrzyknięciu glukozy (1 mg/g masy ciała).
    nuta: W zależności od celu eksperymentu (np. badanie efektów inkretynowych), doustne podawanie glukozy może odbywać się za pomocą doustnego zgłębnika. Protokół doustnego GTT (OGTT) można znaleźć w innym badaniu14.
  6. Zmierz poziom glukozy we krwi od ogona po 0, 5, 15, 30, 60 i 120 minutach po wstrzyknięciu glukozy.
  7. Po zakończeniu GTT zapewnij odpowiednią ilość jedzenia.
  8. W przypadku testu tolerancji insuliny (ITT) usuń pokarm o godzinie 9:00
    nuta: Ponieważ zarówno GTT, jak i ITT są doświadczeniami wywołującymi stres u myszy, które mogą podnosić poziom glukozy we krwi i zmieniać fizjologię, zaleca się wykonanie ITT po zapewnieniu co najmniej 2-3 dni rekonwalescencji po eksperymencie GTT.
  9. Po poście przez 6 godzin (15:00) zmierz wyjściowy poziom glukozy we krwi z ogona, jak opisano w kroku 4.4.
  10. Poddaj myszy wstrzyknięciu dożylnie insuliny (0,65 mU/g masy ciała).
  11. Zmierz poziom glukozy we krwi od ogona po 0, 15, 30, 60, 90 i 120 minutach po wstrzyknięciu insuliny.
  12. Po zakończeniu ITT należy zapewnić odpowiednią ilość jedzenia.

5. Kalorymetria pośrednia

UWAGA: Metabolizm energetyczny myszy leczonych IF-em może być dalej oceniany za pomocą kalorymetrii pośredniej w pojedynczym cyklu IF. Będzie on mierzył zużycie tlenu (VO2), produkcję dwutlenku węgla (VCO2), współczynnik wymiany oddechowej (RER) i ciepło (kcal/h).

  1. Włącz zasilanie systemu kalorymetru pośredniego co najmniej 2 godziny przed rozpoczęciem eksperymentu.
    nuta: To rozgrzanie systemu jest ważne dla dokładnego pomiaru.
  2. Przygotuj klatki z czystą ściółką, napełnij butelki z wodą i dodaj wstępnie zważoną ilość karmy do pojemników na żywność.
  3. Sprawdź stan Drierite i sody wapiennej. Jeśli kolorowy wskaźnik Drierite jest różowy, co oznacza, że Drierite wchłonął dużą ilość wilgoci, konieczne jest zastąpienie lub uzupełnienie świeżym Drierite.
  4. Skalibruj system za pomocą gazu o określonym składzie (0,5% CO2, 20,5% O2).
  5. Zmierz masę ciała i skład ciała każdej myszy, które zostaną użyte do normalizacji danych VO2 i VCO2.
  6. Delikatnie umieść jedną mysz w klatce.
  7. Zmontuj klatki metaboliczne, umieść je w komorze środowiskowej o kontrolowanej temperaturze i podłącz do przewodów gazowych i czujnika aktywności.
  8. Po skonfigurowaniu profilu eksperymentu poprzez dodanie odpowiednich parametrów eksperymentalnych za pomocą oprogramowania, należy uruchomić program do pomiaru. Celem pomiaru pierwszego dnia jest zapewnienie okresu aklimatyzacji i zmierzenie wyjściowego metabolizmu energetycznego.
  9. O godzinie 12:00 następnego dnia poddaj myszy 24-godzinnemu postowi, usuwając jedzenie i okruchy z leja i dna klatki. W razie potrzeby wymień na czystą pościel.
  10. Po 24 godzinach dodaj wstępnie zważoną ilość karmy do zbiornika na żywność na okres ponownego karmienia.
  11. Kontynuuj pomiar przez następne 48 godzin. Regularnie sprawdzaj, czy system działa bez przerw w działaniu sprzętu lub oprogramowania.
  12. Po zakończeniu pomiaru zakończ program i przywróć myszy do ich pierwotnych klatek. Zmierz ilość resztek jedzenia, aby zbadać spożycie pokarmu.
  13. Szczegółowy protokół kalorymetrii pośredniej można znaleźć w poprzednim badaniu9.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Rysunek 1 przedstawia analizy żywieniowe po 24 h głodówki oraz porównanie postu przerywanego w schematach 1:1 i 2:1. Okres 24 h głodówki spowodował redukcję masy ciała o ok. 10%, która została w pełni odzyskana po 2 dniach dokarmiania (Rysunek 1A). Okres 24 h głodówki wywołał hiperfagię podczas następnych 2 dni dokarmiania (Rysunek 1B). Niemniej jednak, porównanie spożycia energii pomiędzy postem na...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Zostało dobrze udokumentowane, że IF zapewnia korzystny wpływ na zdrowie w różnych chorobach zarówno u ludzi, jak i zwierząt 8,15,16,17,18,19. Mechanizmy leżące u jego podstaw, takie jak autofagia i mikrobiom jelitowy, zostały niedawno wyjaśnione. Przedstawiony protokół opisuje izokaloryczny schemat IF 2:1 u myszy w celu zbad...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

K.-H.K był wspierany przez Heart and Stroke Foundation of Canada Grant-in-Aid (G-18-0022213), J. P. Bickell Foundation oraz University of Ottawa Heart Institute Start-up fund; Projekt H.-K.S. był wspierany przez granty Kanadyjskiego Instytutu Badań nad Zdrowiem (PJT-162083), Reuben and Helene Dennis Scholar oraz Sun Life Financial New Investigator Award for Diabetes Research od Banting & Best Diabetes Centre (BBDC) oraz Natural Sciences and Engineering Research Council (NSERC) z Kanady (RGPIN-2016-06610). Projekt R.Y.K. był wspierany przez stypendium z University of Ottawa Cardiology Research Endowment Fund. J.H.L. był wspierany przez stypendium doktoranckie NSERC i stypendium dla absolwentów Ontario. Y.O. był wspierany przez UOHI Endowed Graduate Award i Queen Elizabeth II Graduate Scholarship in Science and Technology.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Kompleksowy system monitorowania zwierząt laboratoryjnych (CLAMS)Columbus InstrumentsKalorymetr pośredni
D-(+)-Roztwór glukozySigma-AldrichG8769Do GTT
EchoMRI 3 w 1EchoMRIEchoMRI 3 w 1Analiza składu ciała
Glukometr i paskiBayerContour NASTĘPNYSą przeznaczone do eksperymentów
GTT i ITTDieta wysokotłuszczowa (45% Kcal% tłuszczu)Research Diets Inc.#D124513,3 kcal/g
Dieta wysokotłuszczowa (60% Kcal% tłuszczu)Research Diets Inc.#D124524,73 kcal/g
InsulinaEl LillyHumulin Rmyszy ITT
: B6. Cg-Lepob/JThe Jackson Laboratory#000632Mysz Ob/Ob
Szczep myszy: C57BL/6JThe Jackson Laboratory#000664
Normalna karma (17% Kcal% tłuszczu)Waga Harlan#2918
Mettler ToledoPomiar masy ciała i spożycia pokarmu
dla szczepu

Bibliografia

  1. Gill, S., Panda, S. A Smartphone App Reveals Erratic Diurnal Eating Patterns in Humans that Can Be Modulated for Health Benefits. Cell Metabolism. 22 (5), 789-798 (2015).
  2. Longo, V. D., Panda, S. Fasting, Circadian Rhythms, and Time-Restricted Feeding in Healthy Lifespan. Cell Metabolism. 23 (6), 1048-1059 (2016).
  3. Longo, V. D., Mattson, M. P. Fasting: molecular mechanisms and clinical applications. Cell Metabolism. 19 (2), 181-192 (2014).
  4. Patterson, R. E., et al. Intermittent Fasting and Human Metabolic Health. Journal of the Academy of Nutrition and Dietetics. 115 (8), 1203-1212 (2015).
  5. Fontana, L., Partridge, L. Promoting health and longevity through diet: from model organisms to humans. Cell. 161 (1), 106-118 (2015).
  6. Boutant, M., et al. SIRT1 Gain of Function Does Not Mimic or Enhance the Adaptations to Intermittent Fasting. Cell Reports. 14 (9), 2068-2075 (2016).
  7. Gotthardt, J. D., et al. Intermittent Fasting Promotes Fat Loss With Lean Mass Retention, Increased Hypothalamic Norepinephrine Content, and Increased Neuropeptide Y Gene Expression in Diet-Induced Obese Male Mice. Endocrinology. 157 (2), 679-691 (2016).
  8. Kim, K. H., et al. Intermittent fasting promotes adipose thermogenesis and metabolic homeostasis via VEGF-mediated alternative activation of macrophage. Cell Research. 27 (11), 1309-1326 (2017).
  9. Lancaster, G. I., Henstridge, D. C. Body Composition and Metabolic Caging Analysis in High Fat Fed Mice. Journal of Visualized Experiments. (135), (2018).
  10. Ayala, J. E., et al. Standard operating procedures for describing and performing metabolic tests of glucose homeostasis in mice. Disease Models & Mechanisms. 3 (9-10), 525-534 (2010).
  11. Heijboer, A. C., et al. Sixteen h of fasting differentially affects hepatic and muscle insulin sensitivity in mice. Journal of Lipid Research. 46 (3), 582-588 (2005).
  12. McGuinness, O. P., Ayala, J. E., Laughlin, M. R., Wasserman, D. H. NIH experiment in centralized mouse phenotyping: the Vanderbilt experience and recommendations for evaluating glucose homeostasis in the mouse. American Journal of Physiology: Endocrinology and Metabolism. 297 (4), 849-855 (2009).
  13. Jorgensen, M. S., Tornqvist, K. S., Hvid, H. Calculation of Glucose Dose for Intraperitoneal Glucose Tolerance Tests in Lean and Obese Mice. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 56 (1), 95-97 (2017).
  14. Nagy, C., Einwallner, E. Study of In Vivo Glucose Metabolism in High-fat Diet-fed Mice Using Oral Glucose Tolerance Test (OGTT) and Insulin Tolerance Test (ITT). Journal of Visualized Experiments. (131), 56672(2018).
  15. Kim, Y. H., et al. Thermogenesis-independent metabolic benefits conferred by isocaloric intermittent fasting in ob/ob mice. Scientific Reports. 9 (1), 2479(2019).
  16. Li, G., et al. Intermittent Fasting Promotes White Adipose Browning and Decreases Obesity by Shaping the Gut Microbiota. Cell Metabolism. 26 (4), 672-685 (2017).
  17. Mitchell, S. J., et al. Daily Fasting Improves Health and Survival in Male Mice Independent of Diet Composition and Calories. Cell Metabolism. 29 (1), 221-228 (2019).
  18. Cignarella, F., et al. Intermittent Fasting Confers Protection in CNS Autoimmunity by Altering the Gut Microbiota. Cell Metabolism. 27 (6), 1222-1235 (2018).
  19. Martinez-Lopez, N., et al. System-wide Benefits of Intermeal Fasting by Autophagy. Cell Metabolism. 26 (6), 856-871 (2017).
  20. Lo Martire, V., et al. Changes in blood glucose as a function of body temperature in laboratory mice: implications for daily torpor. American Journal of Physiology: Endocrinology and Metabolism. 315 (4), 662-670 (2018).
  21. Chaix, A., Zarrinpar, A., Miu, P., Panda, S. Time-restricted feeding is a preventative and therapeutic intervention against diverse nutritional challenges. Cell Metabolism. 20 (6), 991-1005 (2014).
  22. Chaix, A., Lin, T., Le, H. D., Chang, M. W., Panda, S. Time-Restricted Feeding Prevents Obesity and Metabolic Syndrome in Mice Lacking a Circadian Clock. Cell Metabolism. 29 (2), 303-319 (2019).
  23. Wang, B., Chandrasekera, P. C., Pippin, J. J. Leptin- and leptin receptor-deficient rodent models: relevance for human type 2 diabetes. Current Diabetes Reviews. 10 (2), 131-145 (2014).
  24. Pan, W. W., Myers, M. G. Leptin and the maintenance of elevated body weight. Nature Reviews: Neuroscience. 19 (2), 95-105 (2018).
  25. Jackson, D. S., Ramachandrappa, S., Clark, A. J., Chan, L. F. Melanocortin receptor accessory proteins in adrenal disease and obesity. Frontiers in Neuroscience. 9, 213(2015).
  26. Tolson, K. P., et al. Postnatal Sim1 deficiency causes hyperphagic obesity and reduced Mc4r and oxytocin expression. Journal of Neuroscience. 30 (10), 3803-3812 (2010).
  27. Shimada, M., Tritos, N. A., Lowell, B. B., Flier, J. S., Maratos-Flier, E. Mice lacking melanin-concentrating hormone are hypophagic and lean. Nature. 396 (6712), 670-674 (1998).
  28. Reitman, M. L. Of mice and men - environmental temperature, body temperature, and treatment of obesity. FEBS Letters. 592 (12), 2098-2107 (2018).
  29. Chvedoff, M., Clarke, M. R., Irisarri, E., Faccini, J. M., Monro, A. M. Effects of housing conditions on food intake, body weight and spontaneous lesions in mice. A review of the literature and results of an 18-month study. Food and Cosmetics Toxicology. 18 (5), 517-522 (1980).
  30. Toth, L. A., Trammell, R. A., Ilsley-Woods, M. Interactions Between Housing Density and Ambient Temperature in the Cage Environment: Effects on Mouse Physiology and Behavior. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 708-717 (2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

post izokalorycznyprzyrost masy cia ahomeostaza glukozywydatek energetycznykarmienie paroweanaliza sk adu cia atest tolerancji glukozykalorymetria po redniadieta wysokot uszczowa
Ocena skutków metabolicznych izokalorycznego postu przerywanego 2:1 u myszy
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.