Artykuł metodologiczny

Chirurgia stereotaktyczna do implantacji układów mikroelektrod w marmozecie zwyczajnej (Callithrix jacchus)

9.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/60240

⸱

29 września 2019

 ,  ,  ,  ,  , 
1Edmond and Lily Safra International Institute of Neuroscience, Santos Dumont Institute, 2Neuroscience Program, University of Colorado Anschutz Medical Campus, 3Department of Physiological Sciences, Health Sciences Center, Federal University of Espírito Santo

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Ta praca przedstawia protokół do przeprowadzenia stereotaktycznego, neurochirurgicznego wszczepienia matryc mikroelektrod u marmozety pospolitej. Metoda ta umożliwia zapisy elektrofizjologiczne u swobodnie zachowujących się zwierząt, ale może być łatwo dostosowana do każdej innej podobnej interwencji neurochirurgicznej u tego gatunku (np. kaniula do podawania leków lub elektrody do stymulacji mózgu).

Streszczenie

Marmozety (Callithrix jacchus) to małe naczelne, które zyskują popularność w badaniach biomedycznych i przedklinicznych, w tym w neuronaukach. Filogetycznie zwierzęta te są znacznie bliższe ludziom niż gryzonie. Wykazują również złożone zachowania, w tym szeroki zakres wokalizacji i interakcji społecznych. W tym artykule opisano skuteczną stereotaktyczną procedurę neurochirurgiczną polegającą na wszczepieniu matryc elektrod rejestrujących w marmozecie pospolitej. Protokół ten wyszczególnia również przed- i pooperacyjne etapy opieki nad zwierzętami, które są wymagane do pomyślnego przeprowadzenia takiej operacji. Wreszcie, protokół ten pokazuje przykład lokalnego potencjału pola i zapisów aktywności skoków u swobodnie zachowującej się marmozety 1 tydzień po zabiegu chirurgicznym. Ogólnie rzecz biorąc, metoda ta daje możliwość zbadania funkcji mózgu u rozbudzonych i swobodnie zachowujących się marmozet. Ten sam protokół może być z łatwością stosowany przez badaczy pracujących z innymi małymi naczelnymi. Ponadto można go łatwo zmodyfikować, aby umożliwić inne badania wymagające implantów, takie jak elektrody stymulujące, mikroiniekcje, implantacja optrodów lub kaniul prowadzących lub ablacja dyskretnych obszarów tkanki.

Wprowadzenie

Marmozety zwyczajne (Callithrix jacchus) zyskują uznanie jako ważny organizm modelowy w wielu dziedzinach badań, w tym w neurobiologii. Te naczelne z Nowego Świata stanowią ważny uzupełniający model zwierzęcy zarówno dla gryzoni, jak i innych naczelnych innych niż ludzie (NHP), takich jak makak rezus. Podobnie jak gryzonie, zwierzęta te są małe, łatwe w obsłudze i stosunkowo ekonomiczne w utrzymaniu i hodowli1,2,3,4, w porównaniu z większymi NHP. Co więcej, zwierzęta te mają skłonność do bliźniaków i wysoką płodność w porównaniu z innymi NHPs1,2,3. Kolejną przewagą marmozety nad wieloma innymi naczelnymi jest to, że nowoczesne narzędzia biologii molekularnej3,4,5,6,7 and a sequenced genome2,3,4,5,8 zostały wykorzystane do ich genetycznej modyfikacji. Zarówno zwierzęta knock-in używające lentivirus5, jak i zwierzęta knock-out używające nukleaz z palcami cynkowymi (ZFNs) i aktywatorów transkrypcji z efektorowymi nukleazami (TALENS)7, dały zdolne do życia zwierzęta założycielskie.

Zaletą w stosunku do gryzoni jest to, że marmozety, jako naczelne, są filogenetycznie bliższe ludziom3,5,6,9,10,11. Podobnie jak ludzie, marmozety są zwierzętami dziennymi, które polegają na wysoko rozwiniętym systemie wzrokowym, który kieruje większością ich zachowań10. Co więcej, marmozety wykazują złożoność behawioralną, w tym szeroki zakres zachowań społecznych, takich jak użycie różnych wokalizacji3, co pozwala naukowcom odpowiedzieć na pytania, które nie są możliwe u innych gatunków. Z perspektywy neurobiologicznej, marmozety mają mózgi lissencefalii, w przeciwieństwie do częściej używanych makaków rezusów9. Co więcej, marmozety mają ośrodkowy układ nerwowy podobny do ludzkiego, w tym bardziej rozwiniętą korę przedczołową9. Wszystkie te cechy razem sprawiają, że marmozety są cennym modelem do badania funkcji mózgu w zdrowiu i chorobie.

Powszechna metoda badania funkcji mózgu polega na wszczepianiu elektrod w anatomicznie określonych miejscach za pomocą stereotaktycznej neurochirurgii. Pozwala to na chroniczne rejestrowanie aktywności neuronalnej w różnych obszarach docelowych u obudzonych i swobodnie zachowujących się zwierząt12,13. Neurochirurgia stereotaktyczna jest nieodzowną techniką wykorzystywaną w wielu dziedzinach badań, ponieważ umożliwia precyzyjne celowanie w obszary neuroanatomiczne. W porównaniu z literaturą dotyczącą makaków i gryzoni opublikowano mniej badań opisujących neurochirurgię stereotaktyczną specyficzną dla marmozety i zwykle dostarczają one skąpych szczegółów na temat etapów operacji. Co więcej, te, które są bardziej szczegółowe, koncentrują się głównie na procedurach zapisu elektrofizjologii u zwierząt z krępowaną głową14,15,16,17.

Aby ułatwić szersze zastosowanie marmozet jako organizmu modelowego w badaniach neurobiologicznych, obecna metoda definiuje konkretne kroki niezbędne do udanej neurochirurgii stereotaktycznej u tego gatunku. Oprócz wszczepienia matryc rejestrujących, jak opisano w niniejszej metodzie, ta sama technika może być zaadaptowana do wielu innych celów eksperymentalnych, w tym do wszczepienia elektrod stymulujących do leczenia chorób18 lub przyczynowo napędzającego zachowanie obwodu19; Implantacja kaniul prowadzących do ekstrakcji i kwantyfikacji neuroprzekaźników20, wstrzyknięcia odczynników, w tym do indukowania modeli choroby12 lub do badań śledzenia obwodów15; ablacja dyskretnych obszarów tkankowych21; implantacja optrodów do badań optogenetycznych22; implantacja okien optycznych do korowej analizy mikroskopowej23; oraz implantacja matryc elektrokortykograficznych (ECoG)24. W związku z tym ogólnym celem tej procedury jest nakreślenie kroków chirurgicznych związanych z implantacją układów mikroelektrod do przewlekłych zapisów elektrofizjologicznych u swobodnie zachowujących się marmozet.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Eksperymenty na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z Przewodnikiem National Institutes of Health dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych oraz zatwierdzone przez Komitet Etyki Instytutu Santos Dumont (protokół 02/2015AAS).

1. Przygotowanie do operacji

  1. Przymocuj każdy układ elektrod do uchwytu elektrod kompatybilnego z ramą stereotaktyczną, która ma być używana.
  2. Podłącz jeden uchwyt elektrody do stereotaktycznego mikromanipulatora i ustaw jeden mikroprzewód na współrzędne międzyuszne. W razie potrzeby powtórz to dla dodatkowych matryc elektrod i uchwytów.
    UWAGA: Współrzędne międzyuszne dowolnego mikroprzewodu można wykorzystać do obliczenia współrzędnych implantacji dla całej macierzy, ponieważ względna odległość między mikrodrutami jest stała. Gdy tablica składa się z wiązek o różnych długościach, współrzędna międzyuszna najdłuższego przewodu jest najwygodniejsza w użyciu do ustawiania zera międzyusznego.
  3. Odłącz uchwyty elektrod od mikromanipulatora stereotaktycznego i sterylizuj zespoły (elektroda przymocowana do uchwytu elektrody) w komorze ze światłem ultrafioletowym (UV) przez co najmniej 2 godziny.
  4. Przymocuj igłę 24 G do uchwytu sondy stereotaktycznej, podłącz ją do mikromanipulatora i ustaw współrzędne międzyuszne dla końcówki igły.
    UWAGA: Przed zabiegiem współrzędne wszystkich kraniotomii muszą być wstępnie zdefiniowane jako obwód o 200μm2 większy niż przednio-tylne (AP) i przyśrodkowe (ML) położenie docelowego miejsca implantacji matrycy. Użyj zespołu uchwytu igły i sondy 24 G, aby określić położenie kraniotomii w czaszce na podstawie zerowych współrzędnych międzyusznych.
  5. Odłącz uchwyt sondy od mikromanipulatora i sterylizuj zespół w komorze UV przez co najmniej 2 godziny.
  6. Zbierz 6−8 tytanowych lub ze stali nierdzewnej. przewód uziemiający do połowy z nich.
  7. Uporządkuj i wysterylizuj wszystkie pozostałe narzędzia, sprzęt i materiały jednorazowego użytku wymagane do operacji.

2. Procedury przedoperacyjne

UWAGA: W tym badaniu wykorzystano dwa dorosłe samce marmozet (Callithrix jacchus) o wadze 320–370 g. Upewnij się, że zwierzę nie jadło przez 6 godzin przed indukcją znieczulenia.

  1. Znieczulić zwierzę domięśniowym wstrzyknięciem atropiny (0,05 mg/kg) w celu zmniejszenia wydzielania śliny i oskrzeli. Sprawdź, czy nie ma reakcji pedału.
  2. Po 5 minutach nanieść ketaminę (10−20 mg/kg) domięśniowo.
  3. Ogol głowę zwierzęcia za pomocą elektrycznej maszynki do strzyżenia fryzjera.
  4. Tramadol (2 mg/kg) należy podawać domięśniowo jako ogólny środek przeciwbólowy.
  5. Zaintubuj zwierzę.
    1. Za pomocą maski wystawij marmozetę na działanie izofluranu w 1-2% tlenu o natężeniu przepływu 1-5 l/min, aby wywołać głębokie znieczulenie. Gdy zwierzę jest głęboko znieczulone, zmniejsz i utrzymuj izofluran na poziomie 1-3 l/min.
    2. Przymocuj elastyczną opaskę do stołu operacyjnego za pomocą taśmy.
    3. Ustaw marmozetę w pozycji leżącej na plecach z głową skierowaną w stronę technika i umieść elastyczną opaskę w pysku marmozety za jej kłami.
      UWAGA: Najlepiej ustawić głowę tak, aby powierzchnia grzbietowa była skierowana w stronę podłogi, a jej twarz była skierowana w stronę technika.
    4. Za pomocą sondy z bawełnianą końcówką wytrzyj wymaz język marmozety i chwyć go jedną ręką, aby usta były otwarte.
    5. Rozpyl 10% lidokainy na końcówkę rurki dotchawiczej.
    6. Włóż rurkę dotchawiczą bez mankietu o średnicy 2.0 mm do tchawicy, aż oznaczenie 4.0 cm znajdzie się przy wejściu do tchawicy.
    7. Przymocuj rurkę do zespołu anestezjologicznego ze sztucznym respiratorem ustawionym na 40 oddechów/min i potwierdź prawidłowe rozszerzanie i kurczenie się klatki piersiowej.
      UWAGA: W tym czasie izofluran i tlen powinny być dostarczane przez rurkę dotchawiczą, a nie przez maskę.
    8. Zdejmij elastyczną opaskę z ust marmozety, aby rurkę dotchawiczą można było przykleić do szczęki.
  6. Ustaw marmozetę w pozycji leżącej w jednej linii z ramą stereotaktyczną i przymocuj głowę zwierzęcia do ramy stereotaktycznej.
    1. Najpierw włóż końcówkę prawego paska słuchowego do prawego kanału słuchowego zwierzęcia.
    2. Następnie włóż końcówkę lewego paska słuchowego do lewego przewodu słuchowego.
    3. Wyśrodkuj głowę zwierzęcia na środku ramy stereotaktycznej i zamocuj nauszniki na miejscu.
    4. Włóż ustnik do pyska zwierzęcia i dostosuj jego wysokość tak, aby dotykał podniebienia zwierzęcia. W tym samym czasie umieść pręty oczodołu na dolnej powierzchni kości oczodołu.
    5. Upewnij się, że dolna powierzchnia kości oczodołu jest wyrównana poziomo ze środkiem nauszników.
  7. Podłącz przenośny pulsoksymetr do ręki marmozety. Upewnij się, że tętno mieści się w granicach 154-180 uderzeń/min (bpm) przez cały czas trwania zabiegu; Często tętno powyżej 200 uderzeń na minutę sugeruje, że zwierzę się budzi. Upewnij się, że nasycenie tlenem przekracza 95%. Czasami może spaść do 90% bez szkody.
    UWAGA: Jeśli tętno spadnie poniżej 154 uderzeń na minutę, zmniejsz poziom izofluranu.
  8. Umieść sondę temperatury doodbytniczej podłączoną do homeotermicznej poduszki grzewczej w odbycie, z żądaną temperaturą ustawioną na 37 °C. Przyklej ten czujnik do ogona, aby utrzymać go na miejscu.
  9. Nałóż sterylny lubrykant okulistyczny na oczy.
  10. Oczyść i zdezynfekuj głowę zwierzęcia chlorheksydyną i jodonem powidonu przed pokryciem zwierzęcia polem operacyjnym.
    UWAGA: Wszystkie poniższe zabiegi chirurgiczne należy wykonywać w warunkach aseptycznych.

3. Zabiegi chirurgiczne

  1. Miejscowy środek przeciwbólowy należy zastosować podskórnie (np. lidokainę 20 mg/ml, 0,1 ml) w miejscu zamierzonego nacięcia. Wykonaj nacięcie w linii środkowej skóry głowy.
  2. Odsłoń i przygotuj powierzchnię czaszki.
    1. Ostrożnie odłącz mięsień skroniowy od czaszki. Najpierw użyj skalpela, aby przeciąć powięź w momencie jej wprowadzenia do czaszki. Następnie delikatnie oddziel mięsień skroniowy od czaszki za pomocą okostnej.
    2. Usuń okostną ze wszystkich odsłoniętych czaszk za pomocą okostnej raspatory.
    3. W razie potrzeby zatamować krwawienie sterylnym wacikiem.
    4. Oczyść powierzchnię kości wodą utlenioną.
  3. Nakreśl położenie kraniotomii, zaznaczając jej rogi płytkimi otworami w powierzchni kości. Następnie wywierć obwód kraniotomii za pomocą wiertła dentystycznego z maksymalną prędkością (tj. 350 000 obr./min). Dodaj kilka kropli sterylnej soli fizjologicznej na czaszkę podczas wiercenia, aby zapobiec przegrzaniu. Zmierz położenie kraniotomii i współrzędne implantu elektrody w stosunku do współrzędnych międzyusznych.
  4. Implant wkręca się w czaszkę.
    1. Wywierć 6−8 otworów na w czaszce.
    2. Wszczepić w taki sposób, aby każda śruba z bezpiecznikiem przewodu uziemiającego przylegała i znajdowała się w pobliżu niezmienionej (tj. bez podłączonego do niej przewodu uziemiającego).
    3. Nawiń każdy przewód uziemiający wokół sąsiedniej, niezmienionej.
    4. Dodaj kroplę srebrnej farby między przewód uziemiający a każdą.
  5. Usuń kość w środku kraniotomii za pomocą kleszczy z zakrzywioną końcówką (np. kleszczy McPhersona). Utrzymuj oponę twardą nawodnioną sterylną solą fizjologiczną.
  6. Usuń oponę twardą. Użyj sterylnej igły podskórnej (25 lub 26 G) ze skosem zgiętym pod kątem około 90°, aby nakłuć i podnieść powierzchnię opony twardej od powierzchni mózgu. Następnie przetnij oponę twardą mikronożyczkami. Utrzymuj odsłonięty mózg nawodniony solą fizjologiczną.
    UWAGA: Jeśli zaobserwuje się znaczne krwawienie opony twardej, użyj kauteryzacyjnych lub sterylnych chłonnych gąbek żelatynowych nasączonych trombiną25.
  7. Matryce mikroelektrod implantów.
    1. Przymocuj wysterylizowany uchwyt elektrody i układ elektrod do stereotaktycznego mikromanipulatora.
    2. Ustaw mikromanipulator tak, aby elektroda znajdowała się w żądanej współrzędnej przednio-tylnej i przyśrodkowej.
    3. Obniż układ elektrod, aż końcówka najdłuższej wiązki dotknie powierzchni mózgu.
    4. Powoli wprowadzaj matrycę do tkanki mózgowej, aż osiągnie współrzędne grzbietowo-brzuszne.
    5. Przykryj odsłoniętą korę małymi kawałkami sterylnych, chłonnych gąbek żelatynowych.
    6. Przymocuj elektrodę do czaszki, nakładając akryl dentystyczny na odsłoniętą czaszkę, jedną i elektrodę.
    7. Odłącz uchwyt elektrody i wyjmij go z mikromanipulatora.
  8. W razie potrzeby powtórzyć procedurę implantacji od kroku 3.7 z dodatkowymi matrycami.
  9. Nawiń razem i przyspawaj przewody uziemiające oddzielnych układów i. Użyj srebrnej farby, aby utworzyć most wokół spoiny, aby upewnić się, że osiągnięto połączenie elektryczne.
  10. Używając akrylu dentystycznego, wykonaj solidną nasadkę głowicy wokół bocznego zakresu matryc i całkowicie zakryj przewody uziemiające oraz odsłoniętą czaszkę i.
  11. W razie potrzeby włóż listwę nośną do nasadki. Może to być solidny plastikowy cylinder, taki jak te z wacika. Uszczelnij go na miejscu za pomocą akrylu dentystycznego.
    UWAGA: Może to być pomocne w zabezpieczeniu złączy elektrofizjologicznych na miejscu, ale może być niepotrzebne w zależności od używanego sprzętu. W obecnej metodzie podobny pręt nośny jest przymocowany do stopnia głowicy, tak aby elastyczna taśma mogła solidnie utrzymać stopnie głowicy na miejscu na łącznikach.
  12. Zszyj skórę wokół nasadki.

4. Rekonwalescencja pooperacyjna

  1. Nałóż roztwór antyseptyczny (np. chlorheksydynę) wokół rany.
  2. Wyłącz dopływ izofluranu, ale nie tlenu, i usuń zwierzę z ramki stereotaktycznej.
  3. Umieść zwierzę na poduszce grzewczej z tlenem utrzymywanym przez rurkę dotchawiczą.
  4. Usuń rurkę dotchawiczą, gdy zaobserwuje się pierwsze oznaki odruchów neurogennych, takich jak skurcze krtani.
  5. Kontynuuj dostarczanie tlenu za pomocą maski, aż zwierzę wykaże wyraźne oznaki powrotu do zdrowia po znieczuleniu, takie jak odruchy ochronne, ton posturalny i próby poruszania się.
  6. Umieść zwierzę w czystej klatce w pomieszczeniu pooperacyjnym na 24−48 godzin przed przeniesieniem zwierzęcia do klatki domowej. Trzymaj każde wszczepione zwierzę indywidualnie.
    UWAGA: Ponieważ marmozety mają tendencję do wspinania się po ścianach klatki, użyj klatki o gładkich ścianach lub przykryj ściany klatki gładką powierzchnią, aby zapobiec upadkowi zwierzęcia.
  7. W pierwszej godzinie po zabiegu należy obserwować zwierzę, aby zwrócić uwagę na oznaki niepokoju lub nieskoordynowany kontakt głowy z bokiem klatki.
  8. Podawać antybiotyki (np. enrofloksacynę 5 mg/kg podskórnie raz dziennie przez 5-7 dni), leki przeciwbólowe (np. doustny tramadol 1 mg/kg, co 8 godzin przez 3-5 dni) i leki przeciwzapalne (np. deksametazon 0,5-1,5 mg/kg, podskórnie, raz dziennie przez 1-3 dni).
    UWAGA: Po udanej operacji zwierzęta będą w pełni wyleczone w ciągu 3-5 dni.

5. Przewlekłe zapisy elektrofizjologiczne u swobodnie zachowujących się marmozet

  1. Sesje rejestracji elektrofizjologicznej należy rozpocząć co najmniej 1 tydzień po zabiegu.
    UWAGA: Przyzwyczaj zwierzęta do środowiska badawczego i doświadczalnego przed rozpoczęciem wszystkich procedur eksperymentalnych przez co najmniej 1 miesiąc.
  2. Na początku każdej sesji lekko znieczulij zwierzę za pomocą izofluranu (1−5 l/min, 1% O2).
    UWAGA: Postępuj zgodnie z wytycznymi odpowiedniej instytucji dotyczącymi sedacji małych naczelnych. Jeśli sesje nagraniowe są bardzo częste, przyzwyczaj zwierzęta, które mają być obsługiwane, aby można było podłączyć bez znieczulenia.
  3. Podłącz matryce elektrod do komercyjnego systemu rejestracji neuronowej.
  4. Umieść zwierzę w komorze doświadczalnej.
    UWAGA: Użyta tutaj komora doświadczalna to sześcienne pudełko akrylowe (0,45 m x 0,45 m x 0,45 m) przeznaczone do oceny ilości i wzorca spontanicznej aktywności motorycznej26,27.
  5. Odczekaj 30 minut przed rozpoczęciem nagrywania, aby upewnić się, że zwierzę jest w pełni wyleczone ze znieczulenia.
    UWAGA: Izofluran ma szybkie działanie początkowe i przesunięte, co pozwala na szybkie uspokojenie i przebudzenie28. Po odłączeniu dopływu izofluranu zwierzę zacznie się budzić. Zwierzę jest przytomne, gdy pozostaje w pozycji pionowej i może swobodnie poruszać się w komorze doświadczalnej bez upadku. Zajmuje to mniej niż 15 minut. Aby upewnić się, że nie ma żadnych efektów uspokajających, należy rozpocząć zapisy 30 minut po odstawieniu izofluranu.
  6. Potwierdź położenie implantów matrycy mikroelektrod post mortem poprzez barwienie NISSL po utrwaleniu i podziale tkanki29.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Celem niniejszego badania był opis stereotaksyjnego zabiegu neurochirurgicznego służącego do implantacji macierzy mikroelektrod do rejestracji elektrofizjologicznej u sajemcy zwyczajnego. Typowa operacja (od indukcji znieczulenia do wybudzenia) trwa około 5−7 h, w zależności od liczby implantowanych macierzy. W tym przypadku symetrycznie implantowano dwie macierze, po jednej w każdej półkuli mózgu. Każda macierz zawierała 32 mikrodruty ze stali nierdzewnej ułożone w siedmiu wiązkach celujących w kilka struktur obwodu prą...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Praca ta zawiera szczegółowy opis procedur związanych z implantacją matryc rejestrujących mikroelektrody w mózgu marmozety. Ten sam protokół może być z łatwością stosowany podczas wszczepiania elektrod, zarówno domowych, jak i dostępnych na rynku, innym małym naczelnym. Dodatkowo można go łatwo dostosować do innych celów eksperymentalnych, które wymagają precyzyjnego celowania w struktury mózgu. Dlatego ten protokół jest celowo niejasny w odniesieniu do współrzędnych stereotaktycznych i technik wiercenia czaszki, poniewa...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy chcieliby podziękować Bernardo Luizowi za pomoc techniczną przy filmowaniu i montażu. Prace te były wspierane przez Instytut Santosa Dumonta (ISD), brazylijskie Ministerstwo Edukacji (MEC) oraz Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Equipments
683 Wentylator dla małych zwierzątHarvard Apparatus, Inc.55-0000
Zespół anestezjologicznyBRASMEDCOLIBRI
Maszynki do strzyżenia fryzjeraMundialHC-SERIES
NorgenB07-201-M1KG
Homeotermiczna podkładka grzewcza i monitorHarvard Apparatus, Inc.50-7212
Marmozetka Stereotaktyczna ramaNarishige Scientific Instrument LabSR-6C-HT
Monitor pacjenta i pulsoksymetrBionet Co., LtdBM3
Stereotaktyczny mikromanipulatorNarishige Scientific Instrument LabSM-15R
Mikroskop chirurgicznyOptoSM PLUS IBZ
Instruments
Allis kleszczyki do tkanekSklar36-2275
Alm Retraktor, zaokrąglony koniec, zęby 4x4RhosseRH11078
Kątowe kleszcze McPhersonaOftalmologiabr11301A
Zakrzywione nożyczki chirurgiczneHarvard Apparatus, Inc.72-8422
Zakrzywione kleszczyki do tkanekSklar47-1186
Delikatne kleszcze preparacyjneWPIWP5015
Wiertło dentystyczneMicrodontISO.806.314.001.524.010
Kleszczyki do tkanek EssringSklar19-2460
FG 1/4 Wiertło dentystyczneMicrodontISO.700.314.001.006.005
Uchwyt igły HalseyWPI15926-G
Halstead Kleszcze do komarówWPI503724-12
Kleszcze hemostatyczne, prosteSklar17-1260
Kleszcze do żużuteriiSklar66-7436
McPherson-Vannas Mikroskop optatalmiczny, 3 mm punktowyArgos InstrumentalARGOS-4004
Pereosteal RaspatoryGolgran38-1
Rękojeść skalpalowaHarvard Apparatus, Inc.72-8354
WkrętakiEurotoolSCR-830.00
Sodering IronHikari21K006
Nożyczki chirurgiczneHarvard Apparatus, Inc.72-8400
Kleszcze zębateWPI501266-G
Jednorazowe/Jednorazowe
1 ml sterylna strzykawka z igłą 26 GDescarpack7898283812785
pole operacyjne 130 cm x 140 cm, wstępnie sterylizowaneProtDesc7898467276344
Igła 24G, wstępnie sterylizowanaDescarpack7898283812846
pole operacyjne 50 cm x 50 cm, wstępnie sterylizowaneEsterili-med110100236
z bawełnianą końcówką, wstępnie sterylizowaneJiangsu Suyun Medical Materials Co. LTD23007
Bawełniane końcówki QutipsHigie Topp7898095296063
Elektroda domowejroboty
Rurka dotchawicza bez mankietu, średnica wewnętrzna 2,0 mm, średnica zewnętrzna 2,9 mmSolidor7898913077201
Drut miedziany cynowany, średnica
M1,4x3 ze stali nierdzewnejUSMICROSCREWM14-30M-SS-P
Taśma medycznaMissner7896544910102
Nylonowe szwy chirurgiczneShalonN540CTI25
Ostrze skalpalowe, wstępnie sterylizowaneAdvantiVe1037
lutKesterSN63PB37
Sterylna sól fizjologiczna 0,9%Isofarma7898361700041
Sterylne rękawice chirurgiczneMaxitex7898949349051
Sterylny fartuch chirurgicznyProtDesc7898467281208
Gaza chirurgiczna, 15 cm x 26 cm wstępnie sterylizowanyHé ika7898488470315
GelfoamPfizer
Leki/Chemikalia
0,25 mg/ml AtropineIsofarma
wsprayu Produtos Quí micos Farmacê uticos Sp. z o.o.
2,5% Enrofloxacino antybiotyk weterynaryjnyChemitec0137-02
Dexametasona Weterynaryjny przeciwzapalnyMSDR06177091A-00-15
Nadtlenek wodoruFarmax7896902211537
IzoflouranBioChimico7897406113068
Jet Roztwórdo polimeryzacji akrylowejArtigos Odontoló gicos Clá ssico
Jet Auto Polimeryzacja akrylowaArtigos Odontoló gicos Clá ssico
Ketamina 10%Syntec
Lidokaina i Fenylefryna 1,8 ml znieczulenie miejscoweSS Biały7892525041049
roztwór powidonowo-jodowyFarmax7896902234093
Riohex 2% mydło chirurgiczneRioquí mica7897780209418
Farba srebrna SPISupplies05002-AB
Chlorek tramadolu 50 mg/mlUniã o Quí mica7896006245452
Żel odświeżający (kwas poliakrylowy)Allergan
Wiertło dentystyczne sondy 0,15 mm 10% lidokaina 7896676405644

Bibliografia

  1. Okano, H., Hikishima, K., Iriki, A., Sasaki, E. The common marmoset as a novel animal model system for biomedical and neuroscience research applications. Seminars in Fetal and Neonatal Medicine. 17 (6), 336-340 (2012).
  2. Harris, R. A., et al. Evolutionary genetics and implications of small size and twinning in callitrichine primates. Proceedings of the National Academy of Sciences. 111 (4), 1467-1472 (2014).
  3. Kishi, N., Sato, K., Sasaki, E., Okano, H. Common marmoset as a new model animal for neuroscience research and genome editing technology. Development, Growth & Differentiation. 56 (1), 53-62 (2014).
  4. Sasaki, E. Prospects for genetically modified non-human primate models, including the common marmoset. Neuroscience Research. 93, 110-115 (2015).
  5. Sasaki, E., et al. Generation of transgenic non-human primates with germline transmission. Nature. 459 (7246), 523-527 (2009).
  6. Sasaki, E. Creating Genetically Modified Marmosets. The Common Marmoset in Captivity and Biomedical Research. , 335-353 (2019).
  7. Sato, K., et al. Generation of a Nonhuman Primate Model of Severe Combined Immunodeficiency Using Highly Efficient Genome Editing. Cell Stem Cell. 19 (1), 127-138 (2016).
  8. Sato, K., et al. Resequencing of the common marmoset genome improves genome assemblies and gene-coding sequence analysis. Scientific Reports. 5, 16894(2015).
  9. Chaplin, T. A., Yu, H. H., Soares, J. G. M., Gattass, R., Rosa, M. G. P. A Conserved Pattern of Differential Expansion of Cortical Areas in Simian Primates. Journal of Neuroscience. 33 (38), 15120-15125 (2013).
  10. Mitchell, J. F., Leopold, D. A. The marmoset monkey as a model for visual neuroscience. Neuroscience Research. 93, 20-46 (2015).
  11. Brok, H. P. M., et al. Non-human primate models of multiple sclerosis: Non-human primate models of MS. Immunological Reviews. 183 (1), 173-185 (2001).
  12. Santana, M. B., et al. Spinal Cord Stimulation Alleviates Motor Deficits in a Primate Model of Parkinson's disease. Neuron. 84 (4), 716-722 (2014).
  13. Ribeiro, M., Santana, M. B., Araujo, M. Neuronal signal description after chronic stainless-steel microelectrode array implants in marmosets. , Available from: http://www.canal6.com.br/cbeb/2014/artigos/cbeb2014_submission_766.pdf (2014).
  14. MacDougall, M., et al. Optogenetic manipulation of neural circuits in awake marmosets. Journal of Neurophysiology. 116 (3), 1286-1294 (2016).
  15. Wakabayashi, M., et al. Development of stereotaxic recording system for awake marmosets (Callithrix jacchus). Neuroscience Research. 135, 37-45 (2018).
  16. Johnston, K. D., Barker, K., Schaeffer, L., Schaeffer, D., Everling, S. Methods for chair restraint and training of the common marmoset on oculomotor tasks. Journal of Neurophysiology. 119 (5), 1636-1646 (2018).
  17. Sedaghat-Nejad, E., et al. Behavioral training of marmosets and electrophysiological recording from the cerebellum. Journal of Neurophysiology. , (2019).
  18. Kringelbach, M. L., Owen, S. L., Aziz, T. Z. Deep-brain stimulation. Future Neurology. 2 (6), 633-646 (2007).
  19. Talakoub, O., Gomez Palacio Schjetnan, A., Valiante, T. A., Popovic, M. R., Hoffman, K. L. Closed-Loop Interruption of Hippocampal Ripples through Fornix Stimulation in the Non-Human Primate. Brain Stimulation. 9 (6), 911-918 (2016).
  20. Oddo, M., Hutchinson, P. J. Understanding and monitoring brain injury: the role of cerebral microdialysis. Intensive Care Medicine. 44 (11), 1945-1948 (2018).
  21. Metz, G. A., Whishaw, I. Q. Cortical and subcortical lesions impair skilled walking in the ladder rung walking test: a new task to evaluate fore- and hindlimb stepping, placing, and co-ordination. Journal of Neuroscience Methods. 115 (2), 169-179 (2002).
  22. Gradinaru, V., Mogri, M., Thompson, K. R., Henderson, J. M., Deisseroth, K. Optical Deconstruction of Parkinsonian Neural Circuitry. Science. 324, 354-359 (2009).
  23. Hammer, D. X., et al. Longitudinal vascular dynamics following cranial window and electrode implantation measured with speckle variance optical coherence angiography. Biomedical Optics Express. 5 (8), 2823-2836 (2014).
  24. Komatsu, M., Kaneko, T., Okano, H., Ichinohe, N. Chronic Implantation of Whole-cortical Electrocorticographic Array in the Common Marmoset. Journal of Visualized Experiments. (144), (2019).
  25. Oliveira, L. M. O., Dimitrov, D. Surgical Techniques for Chronic Implantation of Microwire Arrays in Rodents and Primates. , CRC Press/Taylor & Francis. (2008).
  26. Santana, M. B., et al. Spinal Cord Stimulation Alleviates Motor Deficits in a Primate Model of Parkinson's disease. Neuron. 84 (4), 716-722 (2014).
  27. Santana, M., Palmér, T., Simplício, H., Fuentes, R., Petersson, P. Characterization of long-term motor deficits in the 6-OHDA model of Parkinson's disease in the common marmoset. Behavioural Brain Research. 290, 90-101 (2015).
  28. Misra, S., Koshy, T. A review of the practice of sedation with inhalational anaesthetics in the intensive care unit with the AnaConDa device. Indian Journal of Anaesthesia. 56 (6), 518-523 (2012).
  29. Freire, M. A. M., et al. Distribution and Morphology of Calcium-Binding Proteins Immunoreactive Neurons following Chronic Tungsten Multielectrode Implants. PLOS ONE. 10 (6), 0130354(2015).
  30. Budoff, S., et al. Astrocytic Response to Acutely- and Chronically Implanted Microelectrode Arrays in the Marmoset (Callithrix jacchus) Brain. Brain Sciences. 9 (2), 19(2019).
  31. Dzirasa, K., Fuentes, R., Kumar, S., Potes, J. M., Nicolelis, M. A. L. Chronic in vivo multi-circuit neurophysiological recordings in mice. Journal of Neuroscience Methods. 195 (1), 36-46 (2011).
  32. Nicolelis, M. A. L., et al. Chronic, multisite, multielectrode recordings in macaque monkeys. Proceedings of the National Academy of Sciences. 100 (19), 11041-11046 (2003).
  33. Lehew, G., Nicolelis, M. A. L. State-of-the-Art Microwire Array Design for Chronic Neural Recordings in Behaving Animals. , CRC Press/Taylor & Francis. (2008).
  34. Paxinos, G., Watson, C., Petrides, M., Rosa, M., Tokuno, H. The Marmoset Brain in Stereotaxic Coordinates. , Elsevier Science Publishing Co Inc. San Diego. (2012).
  35. Brown, M. J., Pearson, P. T., Tomson, F. N. Guidelines for animal surgery in research and teaching. American Journal of Veterinary Research. 54 (9), 1544-1559 (1993).
  36. Flecknell, P. A. Anaesthesia of Animals for Biomedical Research. British Journal of Anaesthesia. 71 (6), 885-894 (1993).
  37. Kurihara, S., et al. A Surgical Procedure for the Administration of Drugs to the Inner Ear in a Non-Human Primate Common Marmoset (Callithrix jacchus). Journal of Visualized Experiments. (132), (2018).
  38. Boer, R. A., de Vries, A. M. O., Louwerse, A. L., Sterck, E. H. M. The behavioral context of visual displays in common marmosets (Callithrix jacchus). American Journal of Primatology. 75 (11), 1084-1095 (2013).
  39. Kudo, C., Nozari, A., Moskowitz, M. A., Ayata, C. The impact of anesthetics and hyperoxia on cortical spreading depression. Experimental Neurology. 212 (1), 201-206 (2008).
  40. Ghomashchi, A., et al. A low-cost, open-source, wireless electrophysiology system. 2014 36th Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. , 3138-3141 (2014).
  41. Fu, T. M., Hong, G., Viveros, R. D., Zhou, T., Lieber, C. M. Highly scalable multichannel mesh electronics for stable chronic brain electrophysiology. Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (47), 10046-10055 (2017).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Implantacja macierzy mikroelektrodrejestracja elektrofizjologicznakonstrukcja nak adki na g owprocedura kraniotomiiusuwanie opony twardejaplikacja akrylu dentystycznegoopieka pooperacyjna

Powiązane artykuły