Artykuł metodologiczny

Określenie relacji między sobą i między (nie)zgodnością w moreli za pomocą zapylania ręcznego, mikroskopii i analiz genetycznych

DOI:

10.3791/60241

⸱

16 czerwca 2020

 ,  ,  , 
1Unidad de Hortofruticultura, Centro de Investigación y Tecnología Agroalimentaria de Aragón (CITA), 2Instituto Agroalimentario de Aragón - IA2 (CITA-Universidad de Zaragoza), 3Instituto de Hortofruticultura Subtropical y Mediterránea La Mayora (IHSM La Mayora-UMA-CSIC)

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiamy metodologię ustalania wymagań dotyczących zapylania odmian moreli (Prunus armeniaca L.), łącząc określenie samo(nie)zgodności za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej z identyfikacją genotypu S za pomocą analizy PCR.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Samoniezgodność u Rosaceae jest determinowana przez Gametofityczny System Samoniezgodności (GSI), który jest głównie kontrolowany przez multialleliczny locus S. U moreli określenie relacji między sobą i między (nie)kompatybilnościami jest coraz ważniejsze, ponieważ wypuszczenie dużej liczby nowych odmian spowodowało wzrost liczby odmian o nieznanych wymaganiach dotyczących zapylania. W tym miejscu opisujemy metodologię, która łączy określenie samo(nie)zgodności za pomocą ręcznego zapylania i mikroskopii z identyfikacją genotypu S za pomocą analizy PCR. W celu określenia samo(nie)zgodności, kwiaty każdej odmiany w fazie balonu zebrano na polu, ręcznie zapylono w laboratorium, utrwalono i zabarwiono błękitem anilinowym w celu obserwacji zachowania łagiewki pyłkowej pod mikroskopią fluorescencyjną. W celu ustalenia relacji niezgodności między odmianami, DNA z każdej odmiany wyekstrahowano z młodych liści, a allele S zidentyfikowano metodą PCR. Takie podejście pozwala na ustalenie grup niezgodności i wyjaśnienie zależności niezgodności między odmianami, co dostarcza cennych informacji do wyboru odpowiednich zapylaczy przy projektowaniu nowych sadów oraz doboru odpowiednich rodziców w programach hodowlanych.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Samoniezgodność to strategia roślin kwitnących mająca na celu zapobieganie samozapyleniu i promowanie krzyżowania się1. U Rosaceae mechanizm ten jest determinowany przez Gametophytic Self-Incompatibility System (GSI), który jest głównie kontrolowany przez locus multialleliczny S2. W stylu gen RNazy koduje determinantę S-stylar, RNase3, podczas gdy białko F-box, które określa determinant S-pyłku, jest skodyfikowane przez gen SFB4. Interakcja samoniezgodności odbywa się poprzez hamowanie wzrostu łagiewki pyłkowej wzdłuż stylu, zapobiegając zapłodnieniu owlężki5,6.

W przypadku moreli, w ciągu ostatnich dwóch dekad na całym świecie miała miejsce odnowa odmianowa7,8. Wprowadzenie znacznej liczby nowych odmian, pochodzących z różnych publicznych i prywatnych programów hodowlanych, spowodowało wzrost liczby odmian moreli o nieznanych wymaganiach dotyczących zapylania8.

Różne metodologie zostały użyte do określenia wymagań dotyczących zapylania moreli. W terenie samo(nie)kompatybilność można ustalić poprzez kontrolowane zapylanie drzew w klatkach lub w wykastrowanych kwiatach, a następnie rejestrowanie procentu owoców set9,10,11,12. Ponadto w laboratorium przeprowadzono kontrolowane zapylenia poprzez pół-in vivo hodowlę kwiatów i analizę zachowania łagiewki pyłkowej pod mikroskopią fluorescencyjną8,13,14,15,16,17. Ostatnio techniki molekularne, takie jak analiza PCR i sekwencjonowanie, pozwoliły na scharakteryzowanie relacji niezgodności w oparciu o badanie genów RNazy i SFB18,19. U moreli zgłoszono trzydzieści trzy allele S (S1 do S20, S22 do S30, S52, S53, Sv, Sx), w tym jeden allel związany z samozgodnością (Sc)12,18,20,21,22,23,24. Do tej pory ustalono 26 grup niezgodności u tego gatunku zgodnie z genotypem S8,9,17,25,26,27. Odmiany z tymi samymi allelami S są wzajemnie niezgodne, podczas gdy odmiany z co najmniej jednym różnym allelem S, a w konsekwencji przyporządkowane do różnych niekompatybilnych grup, są wzajemnie zgodne.

Aby określić wymagania dotyczące zapylania odmian moreli, opisujemy metodologię, która łączy określanie samo(nie)zgodności za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej z identyfikacją genotypu S za pomocą analizy PCR w odmianach moreli. Takie podejście pozwala na ustalenie grup niezgodności i wyjaśnienie zależności niezgodności między odmianami.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Określenie samo(nie)zgodności

  1. Spróbuj kwiatów na polu. Konieczne jest zbieranie kwiatów na etapie balonu (Rysunek 1A), odpowiadający etapowi 58 w skali BBCH dla moreli28, aby uniknąć niepożądanego wcześniejszego zapylenia.
  2. Samozapylenie i zapylenie krzyżowe w laboratorium
    1. Usuń pylniki kwiatów na etapie balonu i umieść je na kartce papieru do wyschnięcia w temperaturze laboratoryjnej.
    2. Po 24 godzinach przesiej ziarna pyłku za pomocą drobnej siatki (0,26 mm) (Rysunek 1B).
    3. Wykastruj grupę 30 kwiatów na tym samym etapie balonu dla każdego samozapylenia i zapylenia krzyżowego, a następnie umieść słupki na piance florystycznej w wodzie o temperaturze laboratoryjnej (Rysunek 1C).
    4. Słupki należy zapylać ręcznie za pomocą pędzla pyłkiem z kwiatów tej samej odmiany 24 godziny po kastracji. Dodatkowo, zapyl inny zestaw słupków każdej odmiany pyłkiem z kwiatów kompatybilnego zapylacza jako kontrolę (Rysunek 1D).
    5. Po upływie 72 godzin utrwalić słupki w roztworze utrwalającym etanolu/kwasu octowego (3:1) przez co najmniej 24 godziny w temperaturze 4 °C29. Następnie wyrzuć utrwalacz i dodaj 75% etanolu, upewniając się, że próbki są całkowicie zanurzone w roztworze. Próbki można przechowywać w tym roztworze w temperaturze 4 °C do momentu use8,17,30,31,32.
  3. Ocena żywotności pyłku poprzez kiełkowanie pyłku in vitro
    1. Aby przygotować pożywkę do kiełkowania, należy ważyć 25 g sacharozy, 0,075 g kwasu borowego (H3,BO3) i 0,075 g azotanu wapnia (Ca(NO3)2)<sup class="xref">33.
    2. Dodać składniki pożywki do 250 ml wody destylowanej i całkowicie rozpuścić.
    3. Zestalić podłoże, dodając 2 g agarozy i mieszając.
    4. Sprawdź pH pożywki za pomocą pH-metru i dostosuj wartość do 7,0 za pomocą roztworu NaOH lub HCl.
    5. Mieszaninę należy sterylizować w autoklawie, aby wysterylizować pożywkę.
    6. Po autoklawowaniu ostudzić pożywkę i rozprowadzić ją na szalkach Petriego w sterylnym okapie z przepływem laminarnym.
    7. Rozsyp ziarna pyłku tych samych odmian, które są używane do kontrolowanych zapyleń, w pożywce do kiełkowania zestalonego pyłku i obserwuj je pod mikroskopem po 24 h6.
      UWAGA: Aby wysterylizować okap z przepływem laminarnym, oczyść powierzchnię 70% etanolem i włącz lampę UV na 10 minut.
    8. Przechowywać szalki Petriego w lodówce w temperaturze 4 °C do czasu użycia.
  4. Obserwacje mikroskopowe
    1. Słupki umyć trzykrotnie przez 1 godzinę wodą destylowaną i pozostawić w 5% siarczynach sodu w temperaturze 4 °C. Po 24 godzinach sterylizuj je w autoklawie w ilości 1 kg/cm2 przez 10 minut w siarczynach sodu, aby zmiękczyć tkanki34.
    2. Umieść autoklawowane słupki na szklanym szkiełku i za pomocą skalpela usuń trichomy wokół jajnika, aby uzyskać lepszą wizualizację łagiewek pyłkowych. Następnie zmiażdż słupki szkłem nakrywkowym.
    3. Przygotować barwienie błękitem anilinowym o stężeniu 0,1% (v/v): zmieszać 0,1 ml błękitu anilinowego w 100 ml 0,1 N fosforanu potasu trójzasadowego (K3PO4). Nałóż kroplę błękitu anilinowego na preparaty, aby zabarwić osady kalozy podczas wzrostu łagiewki pyłkowej.
    4. Obserwuj łagiewki pyłkowe wzdłuż fryzury za pomocą mikroskopu z epifluorescencją UV przy użyciu filtrów pasmowych 340-380 i 425 filtrów długoprzepustowych.

2. Ekstrakcja DNA

  1. Pobranie próbki 2-3 liści na polu wiosną. Zaleca się pobieranie próbek liści w młodym stadium, ponieważ uzyskane DNA jest wyższej jakości i ma niższy poziom związków fenolowych w porównaniu ze starymi liśćmi.
  2. Wyodrębnij genomowe DNA, postępując zgodnie z krokami opisanymi w dostępnym na rynku zestawie (patrz tabela materiałów).
  3. Analizuj ilość i jakość stężeń DNA za pomocą spektrofotometru UV-vis (260 nm).

3. Identyfikacja allelu S

  1. Ustawianie reakcji PCR
    1. Przygotować rozcieńczenie 50 ng/μl w wodzie destylowanej każdej próbki do ekstrakcji DNA.
    2. Powoli rozmrażaj odczynniki PCR i trzymaj je na lodzie. Pozostaw polimerazę DNA w zamrażarce, aż będzie potrzebna.
    3. Przygotuj reakcje amplifikacji, używając różnych kombinacji starterów. Utwórz mieszaninę reakcyjną PCR, łącząc składniki z tabeli 1. Dobrze wymieszaj reakcję PCR i rozprowadź objętość wskazaną dla różnych kombinacji starterów do każdego dołka płytki PCR. Następnie dodać 1 μl rozcieńczonego DNA do każdej studzienki.
    4. Umieść płytkę PCR w termocyklerze i uruchom odpowiedni program PCR pokazany w Tabeli 1.
  2. Przeanalizuj wzmocnione fragmenty. Istnieją głównie dwa różne sposoby analizy amplifikowanych fragmentów PCR: elektroforeza kapilarna (CE) ze starterami znakowanymi fluorescencyjnie lub jako wizualizacja amplikonów elektroforezy w żelu agarozowym z nieznakowanymi starterami.
    1. Elektroforeza kapilarna
      1. Aby przygotować bufor ładujący, należy zmieszać 35 μl dejonizowanego formamidu z 0,45 μl oznakowanego wzorca wielkości. Odczynnik należy wymieszać w wirze, aby dobrze wymieszać, a następnie dozować 35,5 μl do dołka płytki czytnika.
      2. Dodać 1 μl produktu PCR do dołka. Dodatkowo dodaj kroplę oleju mineralnego, aby zapobiec parowaniu wody.
      3. Przygotować płytkę separacyjną, dodając bufor separacyjny.
      4. Należy korzystać z komercyjnego oprogramowania dołączonego do analizatora genów (patrz tabela materiałów). Utwórz nową płytkę próbki i zapisz nazwy próbek dla wszystkich studzienek na płycie.
      5. Wybierz metodę analizy. W takim przypadku próbki należy poddać denaturacji w temperaturze 90 °C przez 120 s, wstrzykiwać pod napięciem 2,0 kV przez 30 s i rozdzielać przy napięciu 6,0 kV przez 35 minut.
      6. Włóż dwie płytki do analizatora genów. Napełnij układ kapilarny wodą destylowaną.
      7. Załaduj opatentowany liniowy żel poliakryloamidowy (LPA). Na koniec kliknij Uruchom.
    2. Elektroforeza żelowa
      1. Przygotuj 1% żel agarozowy, dodając 1,5 g agarozy klasy biologii molekularnej w 150 ml 1x buforu do elektroforezy TAE (Tris-acetate-EDTA) (40 mM Tris, 20 mM kwasu octowego i 1 mM EDTA przy pH 8,0). Rozpuść agarozę w ogrzewaniu mikrofalowym przez 2-3 minuty.
      2. Aby uwidocznić DNA, dodaj 4 μl barwnika kwasem nukleinowym (patrz tabela materiałów) i delikatnie wymieszaj.
      3. Dodaj grzebień żelowy z wystarczającą ilością dołków na drabinki, kontrole i próbki do tacki na żel. Następnie powoli wlej mieszankę na środek tacki na żel i unikaj bąbelków.
      4. Pozostaw żel do ostygnięcia przez 30-45 minut w temperaturze pokojowej, aż żel całkowicie stwardnieje. Wprowadzić żel do komory elektroforetycznej, wyjąć grzebień żelowy i napełnić komorę wystarczającą ilością bufora TAE 1x, aby pokryć żel.
        UWAGA: Sprawdź rozmieszczenie żelu. Studzienki należy umieścić blisko bieguna ujemnego, ponieważ ujemnie naładowane DNA migruje w kierunku katody.
      5. Dodać 5 μl buforu ładującego (0,1% (v/v) błękitu bromofenolowego) do produktów PCR i dobrze wymieszać.
      6. Aby oszacować rozmiar prążków, należy załadować 5 μl drabinki masy cząsteczkowej DNA (patrz Tabela materiałów).
      7. Załaduj próbki do dodatkowych dołków żelu.
      8. Po załadowaniu wszystkich próbek i drabinki masy cząsteczkowej DNA, uruchom żel pod napięciem 90 V przez 1-1,5 godziny, aż niebieska linia barwnika znajdzie się w przybliżeniu na 75% długości żelu.
      9. Wizualizuj pasma w transiluminatorze dla kwasów nukleinowych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Badania zapylania moreli wymagają użycia kwiatów w późnym stadium balonu na dzień przed wybuchem (Rysunek 1A). Ten etap jest uważany za najkorzystniejszy zarówno dla zbierania pyłku, jak i słupków, ponieważ struktury kwiatowe są prawie dojrzałe, ale rozejście się pylników jeszcze nie nastąpiło. Zapobiega to przenikaniu niepożądanego pyłku, nie tylko pyłku z tego samego kwiatu, ale także z innych kwiatów, ponieważ zamknięte płatki utrudniają przybycie owadów przenoszących pyłek zewnętr...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tradycyjnie, większość komercyjnych europejskich odmian moreli była samokompatybilna36. Niemniej jednak, wykorzystanie samoniezgodnych odmian północnoamerykańskich jako rodziców w programach hodowlanych w ostatnich dziesięcioleciach spowodowało wypuszczenie na rynek coraz większej liczby nowych odmian samoniezgodnych o nieznanych wymaganiach dotyczących zapylania 7,8,37. W związku z tym coraz ważniejsze s...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie zostało sfinansowane przez Ministerio de Ciencia, Innovación y Universidades-Europejski Fundusz Rozwoju Regionalnego, Unię Europejską (AGL2016-77267-R, oraz AGL2015-74071-JIN); Instituto Nacional de Investigación y Tecnología Agraria y Alimentaria (RFP2015-00015-00, RTA2017-00003-00); Gobierno de Aragón – Europejski Fundusz Społeczny, Unia Europejska (Grupo Consolidado A12_17R), Fundación Biodiversidad i Agroseguro S.A.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Agaroza D1 Low EEOConda8010.22
BIOTAQ Zestaw polimerazy DNABiolineBIO-21060
Mikroskop jasnego polaLeica MicrosystemsDM2500
CEQ Oprogramowanie systemoweBeckman Coulter
DNeasy Plant Mini KitZestaw QIAGEN69106
dNTP, 4 x 25 i mikro; molBiolineBIO-39025
Zestaw wzorcowy rozmiaru DNA GenomeLab - 400Beckman Coulter608098
System analizy genetycznej GenomeLab GeXP BuforBeckman Coulter
GenomeLabBeckman Coulter608012
Żel separacyjny GenomeLab LPA-1Beckman Coulter391438
HyperLadder 100bpBiolineBIO-33029
HyperLadder 1kbBiolineBIO-33025
System analizy obrazuLeica Microsystems
System VersaDoc MP 4000 Bio-Rad170-8640
NanoDrop OneThermo Fisher Scientific13-400-518
pH-metr BASIC 20Crison
Phusion  Zestaw do PCR o wysokiej wiernościThermo Fisher ScientificF553S
Power Pack P 25 TBiometra
Primer ForwardIsogen Life Science
Primer ReverseIsogen Life Science
ilość 1 oprogramowanieBio-Rad
Mikroskop stereoskopowyLeica MicrosystemsMZ-16
Sub-Cell GTBio-Rad
SYBR Safe DNA Gel StainThermo Fisher ScientificS33102
T100 Thermal CyclerBio-Rad1861096
Taq DNA PolimerazaQIAGEN201203
Pionowy autoklawstojący JP Selecta
separacyjny Obrazowanie molekularne Spektrofotometr

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Silva, N. F., Goring, D. R. Mechanisms of self-incompatibility in flowering plants. Cellular and Molecular Life Sciences. 58, 1988-2007 (2001).
  2. Charlesworth, D., Vekemans, X., Castric, V., Glémin, S. Plant self-incompatibility systems: A molecular evolutionary perspective. New phytologist. 168, 61-69 (2005).
  3. Tao, R., et al. Identification of stylar RNases associated with gametophytic self-incompatibility in almond (Prunus dulcis). Plant and Cell Physiology. 38, 304-311 (1997).
  4. Ushijima, K., et al. Structural and transcriptional analysis of the self-incompatibility locus of almond: Identification of a pollen-expressed F-box gene with haplotype-specific polymorphism. The Plant cell. 15, 771-781 (2003).
  5. Bedinger, P. A., Broz, A. K., Tovar-Mendez, A., McClure, B. Pollen-Pistil Interactions and Their Role in Mate Selection. Plant Physiology. 173, 79-90 (2017).
  6. Guerra, M. E., Rodrigo, J. Japanese plum pollination: A review. Scientia Horticulturae. 197, 674-686 (2015).
  7. Zhebentyayeva, T., Ledbetter, C., Burgos, L., Llacer, G. Apricot. Fruit Breeding. Badenes, M. L., Byrne, D. , Springer. Boston, MA. 415-458 (2012).
  8. Herrera, S., Lora, J., Hormaza, J. I., Herrero, M., Rodrigo, J. Optimizing Production in the New Generation of Apricot Cultivars: Self-incompatibility, S-RNase Allele Identification, and Incompatibility Group Assignment. Frontiers in Plant Science. 9, 527(2018).
  9. Egea, J., Burgos, L. Detecting Cross-incompatibility of Three North American Apricot Cultivars and Establishing the First Incompatibility Group in Apricot. Journal of the American Society for Horticultural Science. 121, 1002-1005 (1996).
  10. Rodrigo, J., Herrero, M. Effects of pre-blossom temperatures on flower development and fruit set in apricot. Scientia Horticulturae. 92, 125-135 (2002).
  11. Julian, C., Herrero, M., Rodrigo, J. Flower bud differentiation and development in fruiting and non-fruiting shoots in relation to fruit set in apricot (Prunus armeniaca). Trees. 24, 833-841 (2010).
  12. Muñoz-Sanz, J. V., Zuriaga, E., López, I., Badenes, M. L., Romero, C. Self-(in)compatibility in apricot germplasm is controlled by two major loci, S and M. BMC Plant Biology. 17, 82(2017).
  13. Burgos, L., Berenguer, T., Egea, J. Self- and Cross-compatibility among Apricot Cultivars. HortScience. 28, 148-150 (1993).
  14. Rodrigo, J., Herrero, M. Evaluation of pollination as the cause of erratic fruit set in apricot "Moniqui". Journal of Horticultural Science. 71, 801-805 (1996).
  15. Milatović, D., Nikolić, D., Krška, B. Testing of self-(in)compatibility in apricot cultivars from European breeding programmes. Horticultural Science. 40 (2), 65-71 (2013).
  16. Milatović, D., Nikolić, D., Fotirić-Aksić, M., Radović, A. Testing of self-(in)compatibility in apricot cultivars using fluorescence microscopy. Acta Scientiarum Polonorum, Hortorum Cultus. 12 (6), 103-113 (2013).
  17. Herrera, S., Rodrigo, J., Hormaza, J. I., Lora, J. Identification of Self-Incompatibility Alleles by Specific PCR Analysis and S-RNase Sequencing in Apricot. Int J Mol Sci. 19, 3612(2018).
  18. Romero, C., et al. Analysis of the S-locus structure in Prunus armeniaca L. Identification of S-haplotype specific S-RNase and F-box genes. Plant Molecular Biology. 56, 145-157 (2004).
  19. Halász, J., Pedryc, A., Hegedus, A. Origin and dissemination of the pollen-part mutated SC haplotype which confers self-compatibility in apricot (Prunus armeniaca). New Phytologist. 176, 792-803 (2007).
  20. Halász, J., Hegedus, A., Hermán, R., Stefanovits-Bányai, É, Pedryc, A. New self-incompatibility alleles in apricot (Prunus armeniaca L.) revealed by stylar ribonuclease assay and S-PCR analysis. Euphytica. 145, 57-66 (2005).
  21. Vilanova, S., Romero, C., Llacer, G., Badenes, M. L., Burgos, L. Identification of Self-(in)compatibility Alleles in Apricot by PCR and Sequence Analysis. Journal of the American Society for Horticultural Science. 130, 893-898 (2005).
  22. Feng, J., et al. Detection and transcript expression of S-RNase gene associated with self-incompatibility in apricot (Prunus armeniaca L.). Molecular Biology Reports. 33, 215-221 (2006).
  23. Zhang, L., et al. Identification of self-incompatibility (S-) genotypes of Chinese apricot cultivars. Euphytica. 160, 241-248 (2008).
  24. Wu, J., et al. Identification of S-haplotype-specific S-RNase and SFB alleles in native Chinese apricot (Prunus armeniaca L). Journal of Horticultural Science and Biotechnology. 84, 645-652 (2009).
  25. Szabó, Z., Nyéki, J. Blossoming, fructification and combination of apricot varieties. Acta Horticulturae. 293, 295-302 (1991).
  26. Halász, J., Pedryc, A., Ercisli, S., Yilmaz, K. U., Hegedűs, A. S-genotyping supports the genetic relationships between Turkish and Hungarian apricot germplasm. Journal of the American Society for Horticultural Science. 135, 410-417 (2010).
  27. Lachkar, A., et al. Identification of self-(in)compatibility S-alleles and new cross-incompatibility groups in Tunisian apricot (Prunus armeniaca L.) cultivars. The Journal of Horticultural Science and Biotechnology. 88, 497-501 (2013).
  28. Pérez-Pastor, A., Ruiz-Sánchez, M. C., Domingo, R., Torrecillas, A. Growth and phenological stages of Búlida apricot trees in South-East. Agronomie. 24, 93-100 (2004).
  29. Williams, J. H., Friedman, W. E., Arnold, M. L. Developmental selection within the angiosperm style: using gamete DNA to visualize interspecific pollen competition. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 96, 9201-9206 (1999).
  30. Julian, C., Herrero, M., Rodrigo, J. Anther meiosis time is related to winter cold temperatures in apricot (Prunus armeniaca L.). Environmental and Experimental Botany. 100, 20-25 (2014).
  31. Guerra, M. E., López-Corrales, M., Wünsch, A., Rodrigo, J. Lack of Fruit Set Caused by Ovule Degeneration in Japanese Plum. Journal of the American Society for Horticultural Science. 136 (6), 375-381 (2011).
  32. Guerra, M. E., Wünsch, A., López-Corrales, M., Rodrigo, J. Flower Emasculation as the Cause for Lack of Fruit Set in Japanese Plum Crosses. Journal of the American Society for Horticultural Science. 135 (6), 556-562 (2010).
  33. Hormaza, J. I., Pinney, K., Polito, V. S. Correlation in the tolerance to ozone between sporophytes and male gametophytes of several fruit and nut tree species (Rosaceae). Sexual Plant Reproduction. 9, 44-48 (1996).
  34. Alcaraz, M. L., Hormaza, J. I., Rodrigo, J. Pistil Starch Reserves at Anthesis Correlate with Final Flower Fate in Avocado (Persea americana). PLOS ONE. 8 (10), 78467(2013).
  35. Tao, R., et al. Molecular typing of S-alleles through Identification, Characterization and cDNA cloning for S-RNases in Sweet Cherry. Journal of the American Society for Horticultural Science. 124, 224-233 (1999).
  36. Burgos, L., et al. The self-compatibility trait of the main apricot cultivars and new selections from breeding programmes. Journal of Horticultural Science. 72, 147-154 (1997).
  37. Hormaza, J. I., Yamane, H., Rodrigo, J. Apricot. Genome Mapping and Molecular Breeding in Plants, Volume 4 Fruits and Nuts. Kole, C. , Springer. New York, NY. 171-187 (2007).
  38. Benmoussa, H., Ghrab, M., Ben Mimoun, M., Luedeling, E. Chilling and heat requirements for local and foreign almond (Prunus dulcis Mill.) cultivars in a warm Mediterranean location based on 30 years of phenology records. Agricultural and Forest Meteorology. 239, 34-46 (2017).
  39. Rodrigo, J., Herrero, M., Hormaza, J. I. Pistil traits and flower fate in apricot (Prunus armeniaca). Annals of Applied Biology. 154, 365-375 (2009).
  40. Williams, R. R. Techniques used in fruit-set experiments. Towards Regulated Cropping. Williams, R. R., Wilson, D. , Grower Books. London. 57-61 (1970).
  41. Sutherland, B. G., Robbins, T. P., Tobutt, K. R. Primers amplifying a range of Prunus S-alleles. Plant Breeding. 123, 582-584 (2004).
  42. Murray, M. G., Thompson, W. F. Rapid isolation of high molecular weight plant DNA. Nucleic Acids Research. 8, 4321-4325 (1980).
  43. Porebski, S., Bailey, L. G., Baum, B. R. Modification of a CTAB DNA Extraction Protocol for Plants Containing High Polysaccharide and Polyphenol Components. Plant Molecular Biology Reporter. 15 (1), 8-15 (1997).
  44. Rogers, S. O., Bendich, A. J. Extraction of DNA from milligram amounts of fresh, herbarium and mummified plant tissues. Plant Molecular Biology. 5 (2), 69-76 (1985).
  45. Hormaza, J. I. Molecular characterization and similarity relationships among apricot (Prunus armeniaca L.) genotypes using simple sequence repeats. Theoretical and Applied Genetics. 104, 321-328 (2002).
  46. Sonneveld, T., Tobutt, K. R., Robbins, T. P. Allele-specific PCR detection of sweet cherry self-incompatibility (S) alleles S1 to S16 using consensus and allele-specific primers. Theoretical and Applied Genetics. 107, 1059-1070 (2003).
  47. Hegedus, A., Lénárt, J., Halász, J. Sexual incompatibility in Rosaceae fruit tree species: molecular interactions and evolutionary dynamics. Biologia Plantarum. 56 (2), 201-209 (2012).
  48. Fernández i Martí, A., Gradziel, T. M., Socias i Company, R. Methylation of the Sf locus in almond is associated with S-RNase loss of function. Plant Molecular Biology. 86, 681-689 (2014).
  49. Company, R. S. i, Kodad, O., Martí, A. F. i, Alonso, J. M. Mutations conferring self-compatibility in Prunus species: From deletions and insertions to epigenetic alterations. Scientia Horticulturae. 192, 125-131 (2015).
  50. Boskovic, R., Tobutt, K. R. Correlation of stylar ribonuclease zymograms with incompatibility alleles in sweet cherry. Euphytica. 90, 245-250 (1996).
  51. Cachi, A. M., Wünsch, A. S-genotyping of sweet cherry varieties from Spain and S-locus diversity in Europe. Euphytica. 197 (2), 229-236 (2014).
  52. Zuriaga, E., et al. An S-locus Independent Pollen Factor Confers Self-Compatibility in "Katy" Apricot. PLoS ONE. 8 (1), 53947(2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Self IncompatibilityHand PollinationFluorescence MicroscopyPCR AnalysisS Allele IdentificationCapillary ElectrophoresisAniline Blue StainingPollen Tube GrowthIncompatibility GroupsApricot Cultivars

Powiązane artykuły