Artykuł metodologiczny

Szybka produkcja niestandardowych urządzeń mikroprzepływowych do zastosowań badawczych i edukacyjnych

DOI:

10.3791/60307

⸱

20 listopada 2019

 ,  ,  ,  , 
1Department of Chemical and Biomolecular Engineering, University of Notre Dame, 2Bioengineering Graduate Program, University of Notre Dame, 3Biology Department, St. John Fisher College

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj prezentujemy protokół do projektowania i produkcji niestandardowych urządzeń mikroprzepływowych przy minimalnym nakładzie finansowym i czasowym. Celem jest ułatwienie przyjęcia technologii mikroprzepływowych w biomedycznych laboratoriach badawczych i placówkach edukacyjnych.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Urządzenia mikroprzepływowe pozwalają na manipulowanie płynami, cząsteczkami, komórkami, mikroorganami lub organizmami w kanałach od skali nano do submilimetrowej. Gwałtowny wzrost wykorzystania tej technologii w naukach biologicznych spowodował zapotrzebowanie na metody, które są dostępne dla szerokiego grona grup badawczych. Obecne standardy produkcyjne, takie jak klejenie PDMS, wymagają kosztownych i czasochłonnych technik litograficznych i spajania. Realną alternatywą jest użycie sprzętu i materiałów, które są łatwo dostępne, wymagają minimalnej wiedzy specjalistycznej i pozwalają na szybką iterację projektów. W niniejszej pracy opisujemy protokół projektowania i produkcji laminatów PET (PETL), urządzeń mikroprzepływowych, które są niedrogie, łatwe do wytworzenia i zużywają znacznie mniej czasu niż inne podejścia do technologii mikroprzepływowej. Składają się z termicznie połączonych arkuszy folii, w których kanały i inne elementy są definiowane za pomocą noża rzemieślniczego. PETL rozwiązują specyficzne dla danej dziedziny wyzwania techniczne, jednocześnie znacznie zmniejszając przeszkody w ich wdrożeniu. Takie podejście ułatwia dostęp do urządzeń mikroprzepływowych zarówno w warunkach badawczych, jak i edukacyjnych, zapewniając niezawodną platformę dla nowych metod badawczych.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Microfluidics umożliwia kontrolę płynów w małych skalach, o objętościach od mikrolitrów (1 x 10-6 L) do pikolitrów (1 x 10-12 L). Kontrola ta była możliwa częściowo dzięki zastosowaniu technik mikroprodukcji zapożyczonych z branży mikroprocesorowej1. Zastosowanie mikro sieci kanałów i komór pozwala użytkownikowi na wykorzystanie wyraźnych zjawisk fizycznych charakterystycznych dla małych wymiarów. Na przykład w skali mikrometrycznej płynami można manipulować za pomocą przepływu laminarnego, w którym siły lepkości dominują nad siłami bezwładności. W rezultacie, transport dyfuzyjny staje się główną cechą mikrofluidyki i może być badany ilościowo i eksperymentalnie. Układy te można właściwie zrozumieć za pomocą praw Ficka, teorii ruchów Browna, równania ciepła i/lub równań Naviera-Stokesa, które są ważnymi wyprowadzeniami w dziedzinie mechaniki płynów i zjawisk transportowych2.

Ponieważ wiele grup w naukach biologicznych bada złożone systemy na poziomie mikroskopowym, początkowo sądzono, że urządzenia mikroprzepływowe będą miały natychmiastowy i znaczący wpływ na zastosowania badawcze w biologii2,3. Wynika to z faktu, że dyfuzja dominuje w transporcie małych cząsteczek przez błony lub wewnątrz komórki, a wymiary komórek i mikroorganizmów są idealnie dopasowane do systemów i urządzeń submilimetrowych. W związku z tym istniał znaczny potencjał w zakresie ulepszenia sposobu prowadzenia eksperymentów komórkowych i molekularnych. Jednak szerokie zastosowanie technologii mikroprzepływowych przez biologów pozostaje w tyle za oczekiwaniami4. Prostą przyczyną braku transferu technologii mogą być granice dyscyplinarne dzielące inżynierów i biologów. Projektowanie i produkcja urządzeń na zamówienie pozostają poza możliwościami większości biologicznych grup badawczych, co czyni je zależnymi od zewnętrznej wiedzy i urządzeń. Brak znajomości potencjalnych zastosowań, koszt i czas potrzebny na iterację projektu są również istotnymi barierami dla nowych użytkowników. Jest prawdopodobne, że bariery te spowodowały zakłócenie innowacji i uniemożliwiły powszechne zastosowanie mikrofluidyki w celu sprostania wyzwaniom w naukach biologicznych.

Przykład: Od końca lat 90-tych miękka fotolitografia jest najczęściej wybieraną metodą produkcji urządzeń mikroprzepływowych. PDMS (polidimetylosiloksan, organiczny polimer na bazie silikonu) jest szeroko stosowanym materiałem ze względu na swoje właściwości fizyczne, takie jak przezroczystość, odkształcalność i biokompatybilność5. Technika ta odniosła wielki sukces, a urządzenia lab-on-a-chip i organ-on-a-chip są stale rozwijane na tej platformie6. Większość grup pracujących nad tymi technologiami znajduje się jednak w działach inżynieryjnych lub ma z nimi silne powiązania4. Litografia zwykle wymaga pomieszczeń czystych do produkcji form i specjalistycznego sprzętu do klejenia. Dla wielu grup sprawia to, że standardowe urządzenia PDMS są dalekie od ideału ze względu na ich koszty kapitałowe i czas realizacji, szczególnie gdy istnieje potrzeba dokonywania powtarzających się modyfikacji konstrukcji. Co więcej, technologia ta jest w większości niedostępna dla przeciętnego biologa i studentów bez dostępu do specjalistycznych laboratoriów inżynierskich. Zaproponowano, że aby urządzenia mikroprzepływowe mogły być powszechnie stosowane, muszą naśladować niektóre cechy materiałów powszechnie stosowanych przez biologów. Na przykład polistyren używany do hodowli komórkowych i testów biologicznych jest niedrogi, jednorazowy i podatny na masową produkcję. W przeciwieństwie do tego, przemysłowa produkcja mikrofluidyki opartej na PDMS nigdy nie została zrealizowana ze względu na jej mechaniczną miękkość, niestabilność obróbki powierzchni i przepuszczalność gazów5. Ze względu na te ograniczenia oraz mając na celu rozwiązywanie problemów technicznych przy użyciu niestandardowych urządzeń zbudowanych "wewnętrznie", opisujemy alternatywną metodę, która wykorzystuje protokoły xurography7,8,9 i laminowanie termiczne. Tę metodę można zastosować przy niewielkich nakładach kapitałowych i czasowych.

PETL są wytwarzane przy użyciu folii z politereftalanu etylenu (PET), pokrytej termoadhezyjnym octanem etylenu i winylu (EVA). Oba materiały są szeroko stosowane w produktach konsumenckich, są biokompatybilne i łatwo dostępne przy minimalnych kosztach10. Folię PET/EVA można uzyskać w postaci woreczków do laminowania lub rolek. Za pomocą sterowanego komputerowo cuttera rzemieślniczego, powszechnie spotykanego w sklepach hobbystycznych lub rzemieślniczych, kanały są wycinane z pojedynczego arkusza folii, aby zdefiniować architekturę urządzenia11. Kanały są następnie uszczelniane poprzez nałożenie dodatkowych warstw folii (lub szkła), które są łączone za pomocą (biurowego) laminatora termicznego (Rysunek 1A). Dodano perforowane, samoprzylepne odbojniki winylowe, aby ułatwić dostęp do kanałów. Czas produkcji waha się od 5 do 15 minut, co pozwala na szybką iterację projektu. Wszystkie urządzenia i materiały użyte do produkcji PETL są dostępne na rynku i przystępne cenowo (koszt początkowy <350 USD w porównaniu do tysięcy USD w przypadku litografii). W związku z tym PETL stanowią nowatorskie rozwiązanie dwóch głównych problemów związanych z konwencjonalną mikrofluidyką: przystępności cenowej i efektywności czasowej (patrz porównanie PDMS/PETL w tabelach uzupełniających 1, 2).

Oprócz zapewnienia badaczom możliwości projektowania i produkcji własnych urządzeń, PETL mogą być łatwo stosowane w klasie, ponieważ są proste i intuicyjne w użyciu. PETL mogą być włączone do programów nauczania w szkołach średnich i na studiach8, gdzie są używane, aby pomóc uczniom lepiej zrozumieć pojęcia fizyczne, chemiczne i biologiczne, takie jak dyfuzja, przepływ laminarny, mikromieszanie, synteza nanocząstek, tworzenie gradientów i chemotaksja.

W tej pracy ilustrujemy ogólny przepływ pracy przy produkcji modelowych chipów PETLs o różnych poziomach skomplikowania. Pierwsze urządzenie służy do ułatwienia obrazowania komórek i mikroorganów w małej komorze. Drugie, bardziej złożone urządzenie składa się z kilku warstw i materiałów i jest używane do badań w mechanobiologii9. Na koniec zbudowaliśmy urządzenie, które wyświetla kilka koncepcji dynamiki płynów (ogniskowanie hydrodynamiczne, przepływ laminarny, transport dyfuzyjny i mikromieszanie) w celach edukacyjnych. Przedstawione tutaj projekty przepływu pracy i urządzeń można łatwo dostosować do szerokiego zakresu celów, zarówno w warunkach badawczych, jak i w klasie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Projektowanie

  1. Zidentyfikuj zastosowanie dla urządzeń i wymień komponenty kanału/komory, które będą wymagane.
    UWAGA: Wszystkie urządzenia będą wymagały kanałów wejściowych i wyjściowych. Urządzenia używane do mikroskopii będą wymagały komory obrazowania. Bardziej złożone urządzenia będą wymagały kanałów i komór umieszczonych w wielu warstwach.
  2. Zacznij od ręcznego narysowania każdej warstwy, rozważając, jak na funkcjonalność urządzenia wpływa nakładanie się warstw.
  3. Narysuj ostateczne projekty na komputerze za pomocą dowolnego oprogramowania, które pozwala na rysowanie linii i kształtów.
    1. Narysuj każdą warstwę osobno, używając czarnych, ciągłych linii i kształtów pozbawionych odcieni. Zalecana grubość linii wynosi 6 lub więcej punktów. Na tym etapie wymiary elementów kanału i studzienki są mniej ważne niż ogólne proporcje.
    2. Funkcji kopiowania i wklejania należy używać podczas tworzenia obiektów i nakładania warstw. Zobacz Rysunek 1B dla przykładów rysunków warstw.
  4. Zaimportuj każdą warstwę do oprogramowania do cięcia rzemieślniczego (Rysunek 1C). Zrób to, wykonując zrzut ekranu narysowanego projektu i używając podejścia przeciągnij i upuść.
    1. Utwórz nowy dokument w oprogramowaniu do cięcia rzemieślniczego (do pobrania bezpłatnie). Upuść plik obrazu na wyświetloną matę. Oprogramowanie rozpozna większość plików graficznych.
    2. Powiększ obraz, aby ułatwić przetwarzanie, pociągając go od rogu. Projekt może być teraz rozpoznany przez oprogramowanie za pomocą funkcji trace.
      UWAGA: Użytkownicy mogą tworzyć projekty de novo bezpośrednio w tym oprogramowaniu (użyj narzędzi do rysowania w palecie projektów).
  5. Aby prześledzić projekt, wybierz ikonę Śledź (kształt motyla) po prawej stronie okna i całkowicie zaznacz zaimportowane projekty.
    1. Wybierz opcję Podgląd śledzenia oznaczoną etykietą konspekt. Dostosuj (w razie potrzeby) ustawienia Próg i Skala, aby dostosować żółty ślad do projektu.
    2. Wybierz opcję Śledź z menu Śledź, gdy żółty ślad będzie pasował do projektu. Kanały są teraz wyświetlane jako czerwony kontur. Jeśli czerwony kontur pasuje do projektu, zaimportowany obraz można wybrać i usunąć. Projekt jest teraz zaimportowany i gotowy do zmiany rozmiaru.
  6. Zwymiaruj urządzenie, wybierając śledzony projekt i korzystając z siatki dostarczonej przez oprogramowanie. Pociągnij, aby zmienić szerokość i długość kanałów i komór.
    UWAGA: Oprogramowanie zapewnia pomiary, a małe linie można tymczasowo narysować (użyj palety projektu po lewej stronie okna), aby zmierzyć wymiary w urządzeniu. Funkcjonalne wymiary szerokości kanału mieszczą się w zakresie od 100 μm do 900 μm. Wymiary mogą wymagać dostosowania po przetestowaniu wstępnych prototypów. Ważne jest, aby wszystkie warstwy były zwymiarowane proporcjonalnie, aby zapewnić prawidłowe wyrównanie podczas montażu.
    1. Po odpowiednim rozmiarze projektu wybierz narzędzie kwadrat w menu rysowania kształtów, aby narysować kwadrat/prostokąt wokół każdej warstwy urządzenia. Ten kształt powinien mieć ten sam rozmiar dla wszystkich warstw. Zobacz Rysunek 1C dla przykładów.
  7. Utwórz oddzielną warstwę górną zawierającą porty dostępu do kanałów. Proste konstrukcje będą składać się z głównej (środkowej) warstwy kanału, dolnej warstwy uszczelniającej (często szkła) i górnej warstwy, która powinna zawierać okrągłe perforacje, aby uzyskać dostęp do kanałów (wlotów/wylotów).
    UWAGA: Projekty zawierające więcej niż trzy warstwy będą wymagały perforacji wlotu/wylotu w wielu warstwach (patrz Rysunek 1C, Rysunek 5A). Perforacje te mogą być już uwzględnione w projekcie lub mogą być dodane w tym momencie.
    1. Wybierz narzędzie do rysowania po lewej stronie ekranu. Narysuj okręgi nad portami wlotowymi i wylotowymi wzoru.
    2. Skopiuj i wklej zarówno oryginalny projekt, jak i okręgi. Wymaż kanały z urządzenia bazowego.
      UWAGA: Spowoduje to pozostawienie portów wlotowych/wylotowych we właściwej pozycji odpowiadającej oryginalnemu projektowi. Kształty mogą być również dodawane na obrzeżach każdej warstwy, aby ułatwić wyrównanie.
  8. Ułóż wszystkie warstwy do wycięcia na wyświetlanej macie. Urządzenie jest teraz gotowe do cięcia.

2. Cięcie

  1. Nałóż pojedynczą folię PET/EVA (lub inny materiał) o preferowanej grubości (standardowo 3 mil) na samoprzylepną matę do cięcia. Upewnij się, że strona samoprzylepna (matowa) jest skierowana do góry, a strona plastikowa (błyszcząca) do dołu.
    UWAGA: Używaj czystych rękawiczek, aby uniknąć wprowadzania olejów i mikrocząsteczek do warstw
    2. .
  2. Rozpłaszcz folię na macie (Rysunek 1D), usuwając całe powietrze, które mogło zostać uwięzione. Można to zrobić za pomocą dłoni w rękawiczkach lub wałka.
  3. Dopasuj krawędź maty do cięcia do linii wskazanej na nożu. Załaduj matę, naciskając przycisk Załaduj matę na nożu. Utrzymuj ustawienie na ostrzu tnącym między 3 a 5, w zależności od grubości folii.
  4. Podłącz USB noża do komputera.
    1. Wybierz zakładkę WYŚLIJ i wybierz ustawienie cięcia.
      UWAGA: W menu kaskadowym dostępnych jest wiele ustawień. -Sticker Paper, Clear- to ustawienie, które dobrze współpracuje z folią PET/EVA o grubości 3–5 mil (75–125 μm). Modyfikuj ustawienia dla różnych materiałów i zapisuj ustawienia niestandardowe do wykorzystania w przyszłości.
  5. Kliknij przycisk Wyślij. Rozpocznie się cięcie (Rysunek 1E). Upewnij się, że z tyłu noża jest wystarczająco dużo miejsca, aby mata mogła się swobodnie poruszać. Gdy nóż zakończy pracę, rozładuj matę, wybierając opcję Rozładuj na nożu. Nie wyciągaj maty przed rozładunkiem.

3. Wyrównanie

  1. Umieść matę do cięcia obok czystej powierzchni. Rękami w rękawiczkach użyj pęsety, aby podnieść każdą warstwę urządzenia mikroprzepływowego z maty do cięcia (Rysunek 1F). Zachowaj szczególną ostrożność wokół zakrętów i zakrętów kanału; Są one szczególnie delikatne i podatne na rozdarcia i wypaczenia.
  2. Umieść warstwy urządzenia mikrofluidycznego na czystej powierzchni. Uporządkuj je zgodnie z ich pozycją od góry do dołu w urządzeniu (Rysunek 1G, Rysunek 2A, Rysunek 5A i Rysunek 7A).
  3. Wytnij małe (~3 mm x 10 mm) kawałki taśmy dwustronnej, które posłużą do tymczasowego połączenia warstw ze sobą.
  4. Nakładaj warstwy jedna po drugiej, zaczynając od dolnej warstwy. Dodaj mały kawałek taśmy dwustronnej do rogu między warstwami, z dala od jakichkolwiek kanałów lub wlotów/wylotów (Rysunek 1G, strzałka). Taśma, choć nie jest wymagana, unieruchamia warstwy i zapewnia, że nie będą się one przesuwać podczas laminowania. Użyj przyrządu do drutu, aby ułatwić wyrównanie warstw w urządzeniach z więcej niż 4 warstwami (Rysunek uzupełniający 3).
  5. Upewnij się, że strona folii z kleju (matowa pianka EVA) jest zawsze skierowana do wnętrza (część wewnątrzwarstwowa) urządzenia.
    UWAGA: Odsłonięty klej stopi się z wewnętrznymi częściami laminatora i przylgnie do nich, powodując nie tylko utratę urządzenia, ale także wpływając na przyszłą wydajność laminatora.
  6. Po nałożeniu wszystkich warstw sprawdź urządzenie. Pomiędzy wszystkimi warstwami powinna znajdować się co najmniej jedna strona EVA i żadna EVA nie powinna być odsłonięta. Przy wprowadzaniu materiałów niepokrytych pianką EVA (np. folia z polichlorku winylu (PVC), szkło) może być potrzebna folia pokryta pianką EVA po obu stronach, szczególnie w przypadku bardziej złożonych urządzeń (Rysunek 5).

4. Laminowanie

  1. Włącz i ustaw laminator na żądane ustawienie grubości. Niektóre laminatory oferują ustawienia 3 i 5 mil, podczas gdy inne nie. W przypadku każdego urządzenia z 4 lub więcej warstwami użyj ustawienia 5 mil.
  2. Gdy laminator jest gotowy, przeprowadź urządzenie przez rolki laminujące (Rysunek 1H–I). Umieść koniec, do którego dodano taśmę dwustronną, aby uzyskać najlepsze wyniki.
    UWAGA: W przypadku wytwarzania urządzeń składających się z pięciu lub więcej warstw, mogą one być przepuszczane przez laminator więcej niż jeden raz.
  3. Odzyskaj laminowane urządzenie.
    UWAGA: Zaleca się, aby urządzenia były na tyle duże, aby można je było łatwo wyjąć z laminatora. Ten wzgląd nie wpływa na rozmiar kanałów ani architekturę chipa, po prostu wymaga "ramy", która może łatwo przejść przez laminator bez pozostawania w środku.

5. Porty wlotowe/wylotowe

  1. Użyj narzędzia obrotowego i wiertła 1/32 cala, aby wyciąć mały otwór w środku zderzaka mebla. Alternatywnie, użyj stempla do biopsji 1 mm, aby perforować zderzaki.
    UWAGA: Zalecana jest wiertarka. Chociaż rozmiary są różne, zalecane są zderzaki o średnicy 2 mm x 6 mm. Unikaj po prostu "dźgania" zderzaka. Jeśli materiał nie zostanie usunięty, zderzak ponownie się uszczelni (rysunek uzupełniający 1). Perforacje, jak wskazano powyżej, są przeznaczone do łączenia się z rurkami z polieteroeteroketonu (PEEK), pipetą i końcówką lub igłą igłą (16–18 G). Większe perforacje można uzyskać za pomocą obrotowych szczypiec do dziurkacza (rysunek uzupełniający 1). Są one przydatne, gdy zderzak jest używany jako "zbiornik" na płyny lub inne środki biologiczne.
  2. Upewnij się, że otwór jest całkowicie czysty, usuwając wszelkie zanieczyszczenia (spowodowane wierceniem lub dziurkaniem) za pomocą małej pęsety.
  3. Po pomyślnym oczyszczeniu portów wlotowych/wylotowych ostrożnie wyrównaj zderzaki z portami wlotowymi/wylotowymi w laminowanym urządzeniu (Rysunek 1J–K). Ten krok jest niezbędny do prawidłowego przepływu cieczy do i z urządzenia. Przytrzymaj zderzak za urządzeniem, ustaw powierzchnię przylepną skierowaną w stronę otwartego wlotu/wylotu urządzenia, a następnie wyrównaj i przyklej. Montaż urządzenia został zakończony.

6. Testowanie

  1. Uzyskaj dostęp do architektury kanału/studzienki przez perforowane zderzaki (porty). Istnieje kilka opcji dotyczących sposobu wprowadzania płynów i środków biologicznych do urządzeń.
  2. Używaj rurki laboratoryjnej lub medycznej/chirurgicznej, podłączając ją do plastikowego łącznika (np. adapterów Luer) lub do igły. Można również użyć standardowej pipety i końcówki lub rurki PEEK bez adapterów (rysunek uzupełniający 2).
  3. Infuzję lub pobieranie płynów należy wykonywać za pomocą strzykawek i rurek za pomocą strzykawek lub pomp perystaltycznych.
    UWAGA: Na rynku dostępnych jest wiele opcji, zaczynających się od ~300 USD w momencie pisania tego tekstu.
  4. Ustaw różne ustawienia natężenia przepływu w zależności od urządzenia i eksperymentu.
    UWAGA: Rutynowo stosujemy ustawienia natężenia przepływu w zakresie 0,01–100 μl/min, ale można zastosować inne szybkości.

figure-protocol-1
Rysunek 1: Produkcja. (A) Laminator biurowy i nóż rzemieślniczy to jedyne dwa elementy wyposażenia wymagane do produkcji. Oba są dostępne online lub w sklepach z artykułami rzemieślniczymi/biurowymi. Inne wymagane narzędzia to nożyczki i pęseta. (B) Architektury kanałów i komór mogą być komponowane cyfrowo za pomocą dowolnego oprogramowania, które zawiera narzędzia do rysowania (grafika wektorowa może być preferowana przez niektórych użytkowników, ale nie jest wymagana). Linie i kształty są rysowane w kolorze czarnym na białym tle. Plik lub zrzut ekranu projektu można zaimportować do oprogramowania do cięcia rzemieślniczego, przeciągając i upuszczając. (C) Oprogramowanie do cięcia łodzi jest dostępne do pobrania bezpłatnie i jest wymagane do sterowania nożem. Oprogramowanie przejmuje projekt i pozwala na modyfikacje, takie jak rozmiar. Zapewnia również narzędzia do rysowania. (D) Mata do cięcia przenosi folię do cięcia. Jest lekko przyczepny, co pozwala na unieruchomienie ciętych materiałów. Rysunek przedstawia cztery różne materiały gotowe do załadunku: folię PET/EVA o grubości 3 mili (u góry), folię PET/EVA o grubości 5 mili (w środku), folię EVA/PET/EVA o grubości 6 mili (u dołu po lewej) i folię PVC (u dołu po prawej). (E) Nóż jest otwarty na wyświetlaczu zespołu ostrza (w kolorze czarnym) i załadowanej maty. (F) Po cięciu, poszczególne warstwy są podnoszone za pomocą pęsety. Wycięcia kanałów i komór pozostają przymocowane do maty, a następnie są usuwane i wyrzucane. (G) Poszczególne warstwy są wyrównywane i nakładane w celu laminowania. Małe kawałki taśmy dwustronnej (strzałka) są często używane, aby pomóc w wyrównaniu i zapobiec przesuwaniu się warstwy podczas laminowania. (H, I) Urządzenie jest podawane w górnej części laminatora i odzyskiwane przez szczelinę. Laminowanie zapewnia solidne uszczelnienie, pozostawiając otwarte ścieżki kanałów. (J, K) Aby uzyskać dostęp do kanałów, konieczne jest dodanie perforowanych, samoprzylepnych odbojników winylowych. Rysunek w (J) przedstawia "odwrotne" podejście do wyrównania, w którym zderzak jest umieszczony od tyłu, co umożliwia wizualne wyrównanie wlotu/wylotu z perforacją zderzaka. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Oprócz niskich kosztów i szybkiej iteracji, technologia PETL może być łatwo dostosowana do rozwiązywania konkretnych wyzwań. Po pierwsze, opisujemy proste urządzenie składające się ze szklanego szkiełka nakrywkowego, warstwy komory, warstwy kanałowej i warstwy wlotowej/wylotowej (Rysunek 2). Urządzenie to zostało zaprojektowane w celu ułatwienia obrazowania komórek i mikronarządów w ciągłym przepływie. Pożywka hodowlana jest uzupełniana przy niskich natężeniach przepływu, aby pobudzić wymianę składnik...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chociaż mikrofluidyka jest coraz częściej obecna w laboratoriach na całym świecie, tempo jej wdrażania jest rozczarowujące, biorąc pod uwagę potencjał jej pozytywnego wpływu16. Niski koszt i wysoka wydajność wytwarzania urządzeń mikroprzepływowych są niezbędne do przyspieszenia przyjęcia tej technologii w przeciętnym laboratorium badawczym. Opisana tutaj metoda wykorzystuje wiele warstw folii do tworzenia dwu- i trójwymiarowych urządzeń za ułamek czasu i kosztów wymaganych metodami litograficznymi...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Fernando Ontiveros jest w trakcie uruchamiania PETL FLUIDICS (LLC), firmy, która będzie komercjalizować i świadczyć usługi konsultingowe w zakresie tej technologii. Współautorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Praca nad tym rękopisem była częściowo wspierana przez National Science Foundation (NSF) (Grant No. CBET-1553826) (i powiązany suplement ROA) oraz National Institutes of Health (NIH) (grant nr R35GM124935) dla J.Z. oraz fundusz Visiting Faculty Notre Dame Melchor dla F.O. Chcielibyśmy podziękować Jennie Sjoerdsmie i Basar Bilgiçer za dostarczenie komórek ssaków i protokołów hodowlanych oraz Fabio Sacco za pomoc w przygotowaniu dodatkowych danych liczbowych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Dziurkacz do biopsji (1 mm)Miltex33-31AAOpcjonalnie, zastępuje zestaw narzędzi obrotowych
igłyJanel, Inc.JEN JG18-0.5X-90Usuń plastik i przymocuj do rurki Tygon
Szkiełka nakrywkowePreferowane są dowolne24 x 60 mm
Mata do cięcia i ostrzaSilhouette America lub Nicapawww.silhouetteamerica.com/shop/blades-and-matsPonowne użycie/Jednorazówki
Taśma dwustronnaScotch/3M667Małe ilości, dowolna szerokość lub marka
Rurki PEEKIDEX/dowolne1581LDostępne różne konfiguracje. Rozważ użycie rurki Tygon, jeśli jeszcze nie używasz
termicznej folii laminowanej PEEK PET/EVA Scotch/3M & TranscendiaTP3854-200, TP5854-100 i transcendia.com/products/trans-kote-pet3 - 6 mil (mil = 1/1000 cala) woreczki lub rolki do laminowania.
Folia PVC - Folia spożywczaGlad / DowolnaPakowanie żywności
Wiertarka rotacyjnaDremel/Dowolnewiertła 200-121 lub inneWiertła 1/32 i 3/64" firmy Dremel zalecane
Wałek gumowySpeedball4126Aby ułatwić przyczepność, sprawdzi się każda marka
Nożyczki i pęsetyDowolneFiskars-Cal-Titanium-Softgrip-Nożyczki |Cole-Parmer  –# UX-07387-12Polecane są marki wysokiej jakości
Silhouette CAMEO Craft cutterSilhouette Americawww.silhouetteamerica.com/shop/cameo/SILHOUETTE-CAMEO-3-4TPreferowany nóż rzemieślniczy
Oprogramowanie Silhouette StudioSilhouette Americawww.silhouetteamerica.com/softwareKontroluje nóż rzemieślniczy i zapewnia narzędzia do rysowania (do pobrania za darmo MAC i PC)
PompastrzykawkowaAparatura Harvarda lub pompy New Era70-4504 lub NE-300są idealne, można używać pipet lub biuret.
StrzykawkiDowolna1-3mL
Laminator termicznyScotch/3MTL906Standardowy model domowy/biurowy
Rurki Tygon (E-3603)Cole-ParmerEW-06407-70Używaj z końcówkami igieł
Odbojniki meblowe winyloweDerBlue/3M/ EverbiltPrzezroczyste, samoprzylepne (6 x 2 mm i 8 x 3 mm)Zalecane są okrągłe zderzaki

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Xia, Y., Whitesides, G. M. SOFT LITHOGRAPHY. Annual Review of Materials Science. 28 (1), 153-184 (1998).
  2. Beebe, D. J., Mensing, G. A., Walker, G. M. Physics and Applications of Microfluidics in Biology. Annual Review of Biomedical Engineering. 4 (1), 261-286 (2002).
  3. Whitesides, G. M., Ostuni, E., Takayama, S., Jiang, X., Ingber, D. E. Soft Lithography in Biology and Biochemistry. Annual Review of Biomedical Engineering. 3 (1), 335-373 (2001).
  4. Sackmann, E. K., Fulton, A. L., Beebe, D. J. The present and future role of microfluidics in biomedical research. Nature. 507 (7491), 181-189 (2014).
  5. Berthier, E., Young, E. W. K., Beebe, D. Engineers are from PDMS-land, Biologists are from Polystyrenia. Lab on a Chip. 12 (7), 1224(2012).
  6. Zhang, B., Korolj, A., Lai, B. F. L., Radisic, M. Advances in organ-on-a-chip engineering. Nature Reviews Materials. 3 (8), 257-278 (2018).
  7. Bartholomeusz, D. A., Boutte, R. W., Andrade, J. D. Xurography: rapid prototyping of microstructures using a cutting plotter. Journal of Microelectromechanical Systems. 14 (6), 1364-1374 (2005).
  8. Martínez-Hernández, K. J., Rovira-Figueroa, N. D., Ontiveros, F. Implementation and Assessment of Student-Made Microfluidic Devices in the General Chemistry Laboratory. , (2016).
  9. Levis, M., et al. Microfluidics on the fly: Inexpensive rapid fabrication of thermally laminated microfluidic devices for live imaging and multimodal perturbations of multicellular systems. Biomicrofluidics. 13 (2), 024111(2019).
  10. Subramaniam, A., Sethuraman, S. Chapter 18 - Biomedical Applications of Nondegradable Polymers. Natural and Synthetic Biomedical Polymers. , 301-308 (2014).
  11. Yuen, P. K., Goral, V. N. Low-cost rapid prototyping of flexible microfluidic devices using a desktop digital craft cutter. Lab Chip. 10 (3), 384-387 (2010).
  12. Oya, K., et al. Surface Characteristics of Polyethylene Terephthalate (PET) Film Exposed to Active Oxygen Species Generated via Ultraviolet (UV) Lights Irradiation in High and Low Humidity Conditions. Journal of Photopolymer Science and Technology. 27 (3), 409-414 (2014).
  13. Narciso, C. E., Contento, N. M., Storey, T. J., Hoelzle, D. J., Zartman, J. J. Release of Applied Mechanical Loading Stimulates Intercellular Calcium Waves in Drosophila Wing Discs. Biophysical Journal. 113 (2), 491-501 (2017).
  14. Suh, Y. K., Kang, S. A Review on Mixing in Microfluidics. Micromachines. 1 (3), 82-111 (2010).
  15. Jahn, A., Vreeland, W. N., Gaitan, M., Locascio, L. E. Controlled Vesicle Self-Assembly in Microfluidic Channels with Hydrodynamic Focusing. Journal of the American Chemical Society. 126 (9), 2674-2675 (2004).
  16. Weibel, D., Whitesides, G. Applications of microfluidics in chemical biology. Current Opinion in Chemical Biology. 10 (6), 584-591 (2006).
  17. Chen, X., Li, T., Shen, J. CO2 Laser Ablation of Microchannel on PMMA Substrate for Effective Fabrication of Microfluidic Chips. International Polymer Processing. 31 (2), 233-238 (2016).
  18. Chen, X., Shen, J., Zhou, M. Rapid fabrication of a four-layer PMMA-based microfluidic chip using CO2-laser micromachining and thermal bonding. Journal of Micromechanics and Microengineering. 26 (10), 107001(2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Laminaty PETploter wycinaj cywytwarzanie urz dzeprojektowanie kana wproces laminowaniaporty wlotowe i wylotoweobrazowanie kultur kom rkowychorgany Drosophila

Powiązane artykuły