Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Wywoływanie padaczki pourazowej w mysim modelu powtarzalnego rozlanego urazowego uszkodzenia mózgu

10.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/60360

⸱

10 lutego 2020

 , 
1Fralin Biomedical Research Institute at Virginia Tech Carilion, 2School of Neuroscience, Virginia Tech, 3Department of Biological Sciences, Virginia Tech

W tym artykule

Podsumowanie

Ten systematyczny protokół opisuje nowy zwierzęcy model padaczki pourazowej po powtarzającym się łagodnym urazowym uszkodzeniu mózgu. Pierwsza część szczegółowo opisuje etapy indukcji urazowego uszkodzenia mózgu przy użyciu zmodyfikowanego modelu spadku masy ciała. Druga część zawiera instrukcje dotyczące podejścia chirurgicznego dla jedno- i wielokanałowych systemów akwizycji danych elektroencefalograficznych.

Streszczenie

Urazowe uszkodzenie mózgu (TBI) jest główną przyczyną padaczki nabytej. TBI może spowodować ogniskowe lub rozlane uszkodzenie mózgu. Uraz ogniskowy jest wynikiem działania bezpośrednich sił mechanicznych, czasami przenikających przez czaszkę, tworząc bezpośrednie uszkodzenie w tkance mózgowej. Są one widoczne podczas obrazowania mózgu jako obszary z stłuczeniami, ranami szarpanymi i krwotokami. Zmiany ogniskowe indukują śmierć neuronów i tworzenie się blizn glejowych i są obecne u 20%-25% wszystkich osób, u których występuje TBI. Jednak w większości przypadków TBI uraz jest spowodowany siłami przyspieszania i zwalniania, a następnie ścinaniem tkanek, co skutkuje nieogniskowym, rozproszonym uszkodzeniem. Subpopulacja pacjentów z TBI nadal rozwija padaczkę pourazową (PTE) po okresie utajenia trwającym miesiące lub lata. Obecnie nie można przewidzieć, u których pacjentów rozwinie się PTE, a napady padaczkowe u pacjentów z PTE są trudne do opanowania, co wymaga dalszych badań. Do niedawna dziedzina ta ograniczała się tylko do dwóch modeli zwierzęcych/gryzoni z potwierdzonymi spontanicznymi napadami pourazowymi, z których oba charakteryzowały się dużymi zmianami ogniskowymi z masywną utratą tkanki w korze mózgowej, a czasem w strukturach podkorowych. W przeciwieństwie do tych podejść ustalono, że rozlane TBI wywołane przy użyciu zmodyfikowanego modelu spadku masy ciała jest wystarczające do zainicjowania rozwoju spontanicznych napadów konwulsyjnych i niedrgawkowych, nawet przy braku zmian ogniskowych lub utraty tkanki. Podobnie jak u pacjentów z nabytą padaczką pourazową, model ten charakteryzuje się okresem utajenia po urazie przed wystąpieniem napadu. W tym protokole społeczność otrzyma nowy model padaczki pourazowej, szczegółowo opisujący, jak wywołać rozlane TBI bez zmian chorobowych, a następnie ciągłe, długoterminowe monitorowanie zwierząt metodą wideo-elektroencefalograficzną przez kilka miesięcy. Protokół ten szczegółowo omówi obchodzenie się ze zwierzętami, procedurę spadku masy ciała, rozmieszczenie elektrod w dwóch systemach akwizycji oraz częste wyzwania napotykane podczas każdego z etapów operacji, monitorowania pooperacyjnego i pozyskiwania danych.

Wprowadzenie

Każdego roku TBI dotyka około 60 milionów ludzi na całym świecie. Osoby dotknięte chorobą są bardziej narażone na rozwój padaczki, która może objawiać się wiele lat po początkowym urazie. Chociaż ciężkie TBI wiążą się z wyższym ryzykiem wystąpienia padaczki, nawet łagodne TBI zwiększa ryzyko rozwoju padaczki1,2,3,4. Wszystkie TBI można sklasyfikować jako ogniskowe, rozproszone lub kombinację obu. Rozlane uszkodzenie mózgu, obecne w wielu, jeśli nie we wszystkich TBI, jest wynikiem ścinania tkanek mózgowych o różnej gęstości z powodu sił przyspieszania-zwalniania i rotacji. Z definicji, rozlane uszkodzenie występuje tylko w izolacji w łagodnym/wstrząsowym, niepenetrującym uszkodzeniu mózgu, w którym na skanach tomografii komputerowej nie widać żadnych zmian w mózgu5.

Obecnie występują dwa krytyczne problemy w leczeniu pacjentów, którzy mają lub są zagrożeni rozwojem padaczki pourazowej (PTE). Pierwszym z nich jest to, że po wystąpieniu PTE, napady są oporne na dostępne leki przeciwpadaczkowe (AED)6. Po drugie, defibrylatory AED są równie nieskuteczne w zapobieganiu padaczce i nie ma skutecznych alternatywnych metod terapeutycznych. Aby rozwiązać ten problem i znaleźć lepsze cele terapeutyczne i kandydatów do leczenia, konieczne będzie zbadanie nowych mechanizmów komórkowych i molekularnych leżących u podstaw PTE6.

Jedną z charakterystycznych cech epilepsji pourazowej jest utajony okres między początkowym traumatycznym wydarzeniem a początkiem spontanicznych, niesprowokowanych, nawracających napadów. Wydarzenia, które mają miejsce w tym oknie czasowym, są naturalnym celem badaczy, ponieważ to okno czasowe może pozwolić na całkowite leczenie i zapobieganie PTE. Modele zwierzęce są najczęściej wykorzystywane w tych badaniach, ponieważ oferują kilka różnych korzyści, z których nie najmniej ważną jest to, że ciągłe monitorowanie pacjentów byłoby zarówno niepraktyczne, jak i kosztowne w tak potencjalnie długich okresach czasu. Ponadto mechanizmy komórkowe i molekularne leżące u podstaw epileptogenezy można badać tylko w modelach zwierzęcych.

Modele zwierzęce z spontanicznymi napadami pourazowymi i epilepsją są preferowane w stosunku do modeli, w których napady są wywoływane po TBI za pomocą mniej fizjologicznie istotnych środków, takich jak chemoconvulsants lub stymulacja elektryczna ostro, przewlekle lub przez rozpalanie. Modele spontanicznych napadów pourazowych sprawdzają, w jaki sposób TBI modyfikuje zdrową sieć mózgową, prowadząc do epileptogenezy. W badaniach z zastosowaniem dodatkowej stymulacji po TBI oceniono, w jaki sposób ekspozycja na TBI zmniejsza próg drgawkowy i wpływa na podatność na napady. Zaletą modeli zwierzęcych z napadami padaczkowymi wywołanymi chemicznie lub stymulacją elektryczną jest testowanie specyficznych mechanizmów oporności na defibrylatory AED oraz skuteczności istniejących i nowych defibrylatorów AED. Jednak stopień istotności i translacji tych danych dla ludzi może być niejednoznaczny7 z następujących powodów: 1) mechanizmy napadu mogą różnić się od tych wywołanych przez samo TBI; 2) Nie wszystkie te modele prowadzą do napadów samoistnych7; 3) Zmiany powstałe przez sam czynnik drgawkowy, z kaniulą wymaganą do jego dostarczenia, lub przez stymulację umieszczenia elektrod w strukturach głębinowych (np. hipokampie lub ciele migdałowatym) mogą już powodować zwiększoną podatność na napady, a nawet potencjały pola padaczkowego hipokampa7. Ponadto niektóre czynniki drgawkowe (tj. kwas kainowy) powodują bezpośrednie zmiany w hipokampie i stwardnienie rozsiane, co nie jest typowe po rozlanym TBI.

Do niedawna istniały tylko dwa zwierzęce modele padaczki pourazowej: kontrolowane uderzenie korowe (CCI, ogniskowe) lub płynne uszkodzenie perkusyjne (FPI, ogniskowe i rozproszone)8. Oba modele skutkują dużymi zmianami ogniskowymi wraz z utratą tkanek, krwotokiem i glejozą u gryzoni8. Modele te naśladują padaczkę pourazową wywołaną dużymi zmianami ogniskowymi. Niedawne badanie wykazało, że powtarzające się (3x) rozlane TBI jest wystarczające do rozwoju spontanicznych napadów padaczkowych i epilepsji u myszy nawet przy braku zmian ogniskowych9, dodając trzeci model PTE gryzonia z potwierdzonymi spontanicznymi nawracającymi napadami. Ten nowy model naśladuje zmiany komórkowe i molekularne wywołane przez rozlane TBI, lepiej reprezentując populację ludzką z łagodnymi, wstrząsowymi TBI. W tym modelu utajony okres trzech tygodni lub więcej przed wystąpieniem napadu i pojawienie się późnych, spontanicznych, nawracających napadów pozwala na zbadanie pierwotnych przyczyn padaczki pourazowej, przetestowanie skuteczności podejść zapobiegawczych i nowych kandydatów terapeutycznych po wystąpieniu napadu oraz ma potencjał do rozwoju biomarkerów padaczki pourazowej, ponieważ u około połowy zwierząt rozwija się padaczka pourazowa.

Wybór modelu zwierzęcego do badania padaczki pourazowej zależy od pytania naukowego, rodzaju badanego uszkodzenia mózgu oraz od tego, jakie narzędzia zostaną użyte do określenia podstawowych mechanizmów komórkowych i molekularnych. Ostatecznie każdy model padaczki pourazowej musi wykazać zarówno pojawienie się spontanicznych napadów po TBI, jak i początkowy okres utajenia w podgrupie zwierząt z TBI, ponieważ nie wszyscy pacjenci, u których wystąpi TBI, rozwijają padaczkę. W tym celu w tym protokole stosuje się elektroencefalografię (EEG) z jednoczesną akwizycją wideo. Zrozumienie technicznych aspektów sprzętu i podejść do pozyskiwania danych ma kluczowe znaczenie dla dokładnej interpretacji danych. Krytyczne aspekty sprzętowe obejmują rodzaj systemu nagrywania, rodzaj elektrod (śruba lub drut) i materiał, z którego są wykonane, zsynchronizowaną akwizycję wideo (jako część systemu EEG lub strony trzeciej) oraz właściwości systemu komputerowego. Konieczne jest ustawienie odpowiednich parametrów akwizycji w każdym typie systemu w zależności od celu badania, interesujących zdarzeń EEG, metody dalszej analizy i trwałości przechowywania danych. Na koniec należy wziąć pod uwagę metodę konfiguracji (montażu) elektrod, ponieważ każda z nich ma zalety i wady i będzie miała wpływ na interpretację danych.

Ten protokół szczegółowo opisuje, jak używać zmodyfikowanego modelu spadku wagi Marmarou10,11 do wywołania rozproszonego uszkodzenia skutkującego spontanicznymi, niesprowokowanymi, nawracającymi napadami u myszy, opisuje metody chirurgiczne w celu uzyskania jedno- i wielokanałowego ciągłego i zsynchronizowanego wideo EEG za pomocą montażu monopolarnego, dwubiegunowego lub mieszanego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury na zwierzętach opisane w tym protokole zostały przeprowadzone zgodnie z Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) z Virginia Tech oraz zgodnie z 'Przewodnikiem National Institutes of Health 'Guide for the Care and Use of Laboratory Animals'.

1. Protokół postępowania ze zwierzętami

UWAGA: Ten protokół ma na celu przyzwyczajenie zwierząt zamówionych od sprzedawcy do placówki po przybyciu i przyzwyczajenie ich do zajmowania się nimi przez eksperymentatora. Poprawia to dobrostan zwierząt poprzez zmniejszenie stresu i niepokoju oraz upraszcza niektóre procedury, które wymagają obchodzenia się ze zwierzętami, w tym wywoływanie TBI, monitorowanie pooperacyjne i podłączenie zwierzęcia do systemu przejęcia.

  1. Gdy od sprzedawcy otrzyma się wiele zwierząt, należy je załączyć do grupy eksperymentalnej (TBI) lub grupy kontrolnej (chirurgia pozorowana), łącząc je w klatkach po 2-5 zwierząt. Zwierzęta domowe TBI oddzielnie od zwierząt pozorowanych, ponieważ myszy pozorowane czasami zachowują się agresywnie w stosunku do myszy, które przeszły TBI.
  2. Dzień obchodzenia się z uszami 1 (24−48 godzin po kolczykowaniu): Przygotuj tabelę do rejestrowania kolczyków dla zwierząt, datę urodzenia, daty obchodzenia się, wagę zwierzęcia w dniach obchodzenia się, czas trwania obchodzenia się oraz sekcję na komentarze i spostrzeżenia.
  3. Delikatnie obejmij zwierzę obiema rękami. Nie chwytaj zwierzęcia za ogon, ponieważ wywołuje to mechanizmy obronne i reakcję na stres.
  4. Sprawdź i zapisz kolczyk zwierzęcia.
  5. Umieść zwierzę w pojemniku na wadze i zapisz swoją wagę.
  6. Ponownie delikatnie obejmij zwierzę obiema rękami i dotykaj go przez 1 minutę, pozwalając mu poruszać się i badać w dłoniach. Wykonaj to nad ławką w sali zabiegowej i uważaj, aby nie upuścić zwierzęcia na podłogę.
  7. Po 1 minucie obchodzenia się z dzieckiem umieść zwierzę z powrotem w klatce.
  8. Powtórz kroki 1.3−1.7 dla pozostałych zwierząt w klatce.
  9. Postępowanie w dniu 2 (następnego dnia): Powtórz kroki 1.2−1.5.
  10. Ponownie delikatnie obejmij zwierzę obiema rękami i dotykaj go przez 2 minuty, pozwalając mu poruszać się i eksplorować w dłoniach. Wykonaj to nad ławką w sali zabiegowej i uważaj, aby nie upuścić zwierzęcia na podłogę.
  11. Po 2 minutach obchodzenia się z dzieckiem umieść zwierzę z powrotem w klatce.
  12. Powtórz kroki 1.10−1.11 dla innych zwierząt w klatce.
  13. Postępowanie w dniu 3 (następnego dnia): Powtórz kroki 1,2−1,5.
  14. Ponownie delikatnie obejmij zwierzę obiema rękami i dotykaj go przez 4 minuty, pozwalając mu poruszać się i badać w dłoniach. Wykonaj to nad ławką w sali zabiegowej i uważaj, aby nie upuścić zwierzęcia na podłogę.
  15. Po 4 minutach obchodzenia się z dzieckiem umieść zwierzę z powrotem w klatce.
  16. Powtórz kroki 1.14−1.15 dla pozostałych zwierząt w klatce.
  17. Dzień obsługi 4 (dzień kontrolny, 1 tydzień od dnia obsługi 1): Powtórz kroki 1,2−1,5.
  18. Ponownie delikatnie obejmij zwierzę obiema rękami i dotykaj go przez 4 minuty, pozwalając mu poruszać się i badać w dłoniach. Wykonaj to nad ławką w sali zabiegowej i uważaj, aby nie upuścić zwierzęcia na podłogę.
  19. Po 4 minutach obchodzenia się z dzieckiem umieść zwierzę z powrotem w klatce.
  20. Powtórz kroki 1.18-1.19 dla pozostałych zwierząt w klatce.
    UWAGA: Dzień obsługi kontrolnej testuje zachowanie spokojnego zachowania po trzydniowym protokole obsługi.

2. Procedura spadku masy

ciała
  1. Umieść mysz w komorze indukcyjnej. Ustaw przepływ tlenu i podciśnienie zarówno na 1 l/min, jak i poziom izofluranu na 3%−5%. Znieczulaj mysz przez 5 minut.
  2. Wyjmij mysz z komory indukcyjnej i umieść ją na podkładce piankowej. Sprawdź, czy nie ma reakcji na uszczypnięcie palca u nogi lub ogona.
  3. Lek przeciwbólowy (0,1 mg/kg buprenorfiny) należy podawać podskórnie. Jeśli operacja EEG jest wykonywana tego samego dnia, buprenorfinę należy podawać podskórnie w połączeniu z niesteroidowym karprofenem przeciwzapalnym (5 mg/kg).
  4. Roztwór mleczanu sodu (3 μl na gram masy ciała zwierzęcia) należy podawać podskórnie przed lub po ostatnim uderzeniu. Roztwór mleczanu sodu można mieszać z lekami przeciwbólowymi w celu szybkiego podania w jednym wstrzyknięciu.
    UWAGA: Roztwór mleczanu sodu zawiera mieszaninę chlorku sodu, chlorku potasu, chlorku wapnia i mleczanu sodu w wodzie. Ten krok pomaga zastąpić płyny i elektrolity, wspomagając regenerację.
  5. Umieść głowę myszy pod rurką zrzutową (Rysunek 1A) i umieść płaską tarczę ze stali nierdzewnej (1,3 cm średnicy, 1 mm grubości i 880 mg wagi) na środku głowy, między linią oczu i uszu.
    UWAGA: Ten dysk rozprasza uderzenie na powierzchni czaszki (Rysunek 1B).
  6. Wyjmij kołek w rurze zrzutowej obciążnika, aby zwolnić pręt o wadze 100 g z wysokości 50 cm. Aby wywołać pozorowane obrażenia u myszy kontrolnych, usuń pręt obciążnikowy z rurki, aby zapobiec przypadkowemu zwolnieniu szpilki i spadkowi wagi.
    UWAGA: Głowa zwierzęcia musi być ustawiona płasko, tak aby pręt swobodnie opadał na całą powierzchnię dysku.
  7. Połóż nieprzytomne zwierzę na grzbiecie w celu odzyskania zdrowia na poduszce grzewczej pokrytej sterylnym ręcznikiem chłonnym z polietylem. Czas odzyskiwania odruchu prostującego (tj. czas, w którym mysz prostuje się od grzbietu) może być mierzony jako odczyt czasu spędzonego bez przytomności.
  8. Kiedy zwierzę odzyska przytomność, umieść je w czystej klatce, która została podgrzana na poduszce grzewczej, z żelem regeneracyjnym i kilkoma zwilżonymi kawałkami karmy, aby dojść do siebie przez 45 minut. Upewnij się, że jest wystarczająco dużo ściółki, aby klatka nie uległa przegrzaniu. Przegrzanie zwierzęcia może okazać się równie wielką przeszkodą w powrocie do zdrowia, jak pozwolenie, aby mysz stała się zbyt zimna.
  9. Po 45 minutach powtórz kroki 2.1−2.8 dwukrotnie, pomijając krok 2.3 (tj. podanie leków przeciwbólowych i przeciwzapalnych).
  10. Pozwól zwierzętom dojść do siebie przez 1-2 godziny, jeśli operacja wszczepienia elektrody EEG zostanie wykonana tego samego dnia.

3. Przygotowanie pola operacyjnego do wszczepienia elektrod EEG

UWAGA: Autoklawuj narzędzia chirurgiczne i przed operacją. Rękawice chirurgiczne należy czyścić, spryskując i nacierając 70% etanolem przed i po dotknięciu zwierzęcia, materiałów niesterylnych oraz pomiędzy kontaktem ze zwierzętami. Sterylizuj narzędzia chirurgiczne przez 2-3 minuty w sterylizatorze perełkowym (patrz Tabela materiałów) między zwierzętami. Zmień sterylną serwetę przed umieszczeniem nowego zwierzęcia w aparacie stereotaktycznym. Upewnij się, że pole operacyjne zawiera wszystkie niezbędne elementy do operacji (Rysunek 2). Brak inwazyjnego zabiegu chirurgicznego w celu wywołania TBI w tym modelu ma kilka zalet: 1) implantacja elektrod jest elastyczna i może być wykonana tego samego dnia co TBI lub po określonym czasie; 2) czas rekonwalescencji zwierzęcia jest szybszy; 3) Czaszka pozostaje nienaruszona, co pozwala na większą powierzchnię i elastyczność do wszczepiania elektrod.

  1. Znieczulić mysz w 3%-5% gazie izofluranowym w komorze indukcyjnej przez 5 minut.
  2. Przenieś mysz z komory indukcyjnej do aparatu stereotaktycznego i umieść ją na sterylnej serwety na poduszce grzewczej z gazem izofluranowym i rurkami próżniowymi podłączonymi do stożka nosowego.
  3. Utrzymuj temperaturę ciała na poziomie 37 °C przez cały czas trwania zabiegu. Umieść czujnik temperatury tak, aby stykał się ze ścianą klatki piersiowej lub brzucha myszy.
  4. Zamocuj głowę zwierzęcia na miejscu za pomocą nauszników.
  5. Utrzymuj znieczulenie na poziomie 1,5%-3,5% izofluranu lub na poziomie ~60 oddechów/min w płaszczyźnie operacyjnej (bez reakcji na szczypanie palca u nogi lub ogona).
  6. Nałóż maść do oczu na oczy zwierzęcia, aby utrzymać je nawilżone przez cały czas trwania operacji.
  7. Mieszaninę leków przeciwbólowych (0,1 mg/kg buprenorfiny) i niesteroidowego leku przeciwzapalnego (5 mg/kg karprofenu) należy podać w jednym wstrzyknięciu podskórnym, chyba że TBI zostało wykonane wcześniej w ciągu dnia, w którym to przypadku zwierzę otrzymało już leki przeciwbólowe i przeciwzapalne.
    UWAGA: Buprenorfinę należy podać ponownie, jeśli czas między pierwszym zabiegiem TBI a założeniem EEG przekracza 8 godzin lub jeśli zwierzę wykazuje objawy bólu po 8 godzinach od pierwszego podania, ale należy ją podawać bez dodatku karprofenu.
  8. Podawać podskórnie roztwór mleczanu sodu (3 μl na gram masy ciała zwierzęcia) w celu uzupełnienia płynów i elektrolitów u zwierzęcia.
    UWAGA: Jeśli operacja jest wykonywana bezpośrednio po TBI, ten krok musi być odpowiednio zaplanowany. Roztwór mleczanu sodu należy podawać co 2 godziny w trakcie wykonywania zabiegów oraz raz po zabiegu, 2 godziny od poprzedniego wstrzyknięcia.
  9. Usuń włosy ze skóry głowy za pomocą kremu do depilacji.
  10. Przed wykonaniem nacięcia należy zdezynfekować skórę głowy chirurgicznym roztworem antyseptycznym z jodowidonem i 70% etanolem w naprzemiennych wacikach ze sterylnymi gazikami okrężnymi 3x (za każdym razem 20 s na roztwór).
  11. Za pomocą skalpela wykonaj nacięcie rostralno-ogonowe na linii środkowej skóry głowy od tuż nad oczami do tyłu głowy. Ta metoda otwierania skóry głowy jest preferowana w stosunku do odcinania skóry głowy, ponieważ płatki skóry mogą być uszczelnione nad lub wokół czepka EEG, co zapewnia większą stabilność.
    UWAGA: Podczas przygotowywania czaszki do wszczepienia headmounta 3-EEG wymagane jest odcięcie skóry głowy, ponieważ rozmiar headmounta nie pozwoli na zamknięcie płatów skórnych nad headmountem.
  12. Rozszerz obszar nacięcia, nakładając małe hemostatyki na otwarte granice skóry. Jeśli po nacięciu wystąpi krwawienie, wyczyść je sterylną bawełnianą gazą lub wacikiem.
  13. Delikatnie usuń okostną (tj. cienką błonę nad kością czaszki) za pomocą ostrza skalpela. Jeśli na tym etapie wystąpi krwawienie, dociśnij miejsce krwawienia sterylnym wacikiem, aż ustanie.
  14. Użyj sterylnych bawełnianych wacików do oczyszczenia czaszki nadtlenkiem wodoru, ale unikaj dotykania miękkiej tkanki otaczającej odsłonięty obszar czaszki. Powtarzaj ten krok, aż czaszka zostanie oczyszczona z tkanek miękkich i będzie miała białawy wygląd.
  15. Osusz czaszkę sterylną gazą lub wacikiem.
    UWAGA: Kroki 3.12−3.15 są ważne dla prawidłowego zamocowania elektrod i cementu dentystycznego. Wszelkie tkanki miękkie, niekauteryzowane krwawienie i zanieczyszczenia mogą powodować infekcję, niestabilne mocowanie głowy, zniekształcony lub brak sygnału oraz utratę implantu w ciągu kilku dni lub tygodni po zabiegu.

4. Umiejscowienie elektrod

  1. Wszczepić pojedynczy kanał EEG (1EEG) headmount.
    UWAGA: Skróty we współrzędnych stereotaktycznych reprezentują relacje przestrzenne i określają w milimetrach odległość celu od bregmy przy danej orientacji na głowie zwierzęcia: przednio-tylnej (AP) i przyśrodkowo-bocznej (ML). Grzbietowo-brzuszny nie ma zastosowania w tym protokole, ponieważ wszystkie elektrody są umieszczane w przestrzeni zewnątrzoponowej, a nie w określonej strukturze w mózgu (Ryc. 3). Vin+ jest elektrodą aktywną, a Vin- jest elektrodą odniesienia.
    1. Użyj wiertarki szybkoobrotowej ze stalowym wiertłem (0,5 mm, okrągły, 1/4 cala) przy ~5,000−6,000 rund na minutę (rpm), aby utworzyć sześć otworów na zadziory (trzy dla stabilizujących i trzy dla elektrod), używając podanych współrzędnych stereotaktycznych12. Dla dwóch przednich: AP = +1,5 mm, ML = ±1,5 mm; dla jednej tylnej: AP = -5,2 mm, ML = -1,5 mm; dla elektrody uziemiającej: AP = -5,2 mm, ML = +1,5 mm; dla elektrod rejestrujących: AP = -2,3 mm, ML = ±2,7 mm, z Vin+ po prawej i Vin- po lewej.
    2. Dodaj trzy, aby zwiększyć stabilność stopnia głównego. Za pomocą śrubokręta przekręć 1−1,5 x każda, aby stabilnie zamocować je w czaszce.
      UWAGA: Głębsze wkręcenie spowoduje uszkodzenie mózgu.
    3. Włóż uchwyt na głowę 1EEG do ramienia uchwytu stereotaktycznego i ustaw go tak, aby trzy elektrody znajdowały się wzdłuż linii środkowej czaszki. W tej konfiguracji elektroda uziemiająca i jej odpowiedni otwór w górnej części mocowania głowicy znajduje się z tyłu, elektroda Vin+ pośrodku, a elektroda Vin z przodu. Na uchwycie na głowę można wykonać znak za pomocą markera permanentnego.
    4. Zegnij każdą elektrodę pod kątem 90° tak, aby koniec każdego drutu był zagięty w dół i znajdował się nad odpowiednim otworem na zadziory. Następnie odmierz 1 mm długości części drutu, która jest teraz prostopadła do otworu zadziorów i odetnij nadmiar (Rysunek 3). Zapewni to znieczulenie zewnątrzoponowe elektrod. Elektrody powinny ledwo dotykać powierzchni opony twardej.
    5. Opuść mocowanie głowicy i wyreguluj wszystkie trzy elektrody tak, aby pasowały do odpowiedniego otworu na zadziory. W przypadku znieczulenia zewnątrzoponowego elektrody muszą być umieszczone powyżej opony twardej lub ledwo jej dotykać.
    6. Przygotuj cement dentystyczny do aplikacji, mieszając 1/2 miarki proszku z kilkoma kroplami rozpuszczalnika. Użyj szpatułki do mieszania i mieszaj, aż ostateczna mieszanina będzie podobna do szpachli, lepka, ale plastyczna i wystarczająco sztywna, aby mogła się odpowiednio zagęścić po umieszczeniu na czaszce zwierzęcia.
    7. Nałóż mieszankę cementu dentystycznego pokrywającą wszystkie i elektrody i odczekaj ~3−5 minut, aż zastygnie. Należy uważać, aby nie pokryć plastikowego postumentu cementem dentystycznym, ponieważ uniemożliwi to połączenie zwierzęcia z komutatorem za pomocą uwięzi.
    8. Zwolnij hemostatyki przytrzymujące płaty skóry i zamknij nacięcie, łącząc płatki skóry wokół plastikowego cokołu. Nałóż kilka kropli kleju tkankowego (patrz Tabela materiałów), aby uszczelnić płatki skóry.
    9. Nałóż środek antyseptyczny z chlorheksydyną na obszar wokół implantu, aby uniknąć infekcji. Jeśli zwierzę znajduje się pod narkozą dłużej niż 2 godziny po poprzednim wstrzyknięciu roztworu mleczanu sodu, podanego podczas indukcji TBI, należy podać kolejne wstrzyknięcie podskórnie. Aby utrzymać prawidłowe nawodnienie zwierzęcia, należy powtarzać iniekcję co 2 godziny, które zwierzę spędza w znieczuleniu.
    10. Po zabiegu należy wykonać ostatnie wstrzyknięcie roztworu mleczanu sodu 2 godziny po poprzednim wstrzyknięciu. Jeśli zabieg trwa krócej niż 2 godziny, ostatnią dawkę regeneracyjną roztworu mleczanu sodu należy podać po 2 godzinach od pierwszego wstrzyknięcia.
    11. Wyjmij zwierzę z aparatu stereotaktycznego i zmierz wagę zwierzęcia po operacji EEG jako odniesienie do przyszłego monitorowania. Dzięki implantowi waga zwierzęcia będzie większa niż przed operacją.
    12. Umieść zwierzę w czystej klatce na ciepłej poduszce grzewczej w celu regeneracji.
  2. Wszczepić dwa kanały EEG i jeden EMG (2EEG/1EMG) do montażu na głowie.
    1. Użyj bregmy jako punktu orientacyjnego do umieszczenia uchwytu na głowę. Nałóż niewielką ilość kleju tkankowego (patrz Tabela materiałów) na dolną stronę uchwytu na głowę 2EEG/1EMG, omijając cztery otwory na i umieść uchwyt na głowę 2EEG/1EMG na powierzchni czaszki.
      UWAGA: Nie ma konkretnych współrzędnych dla umieszczenia tego montażu na głowie. Headmount ma 8 mm długości i 5 mm szerokości, co obejmuje większość powierzchni czaszki. Ustawienie montażu głowy tak, aby jego przednia krawędź znajdowała się około 3,0 mm przed bregmą, jest optymalne i zapewnia dobrą jakość sygnału. Szybkie ręczne umieszczenie jest konieczne, zanim kropla kleju tkankowego utwardzi się. Odczekaj około 5 minut, aż klej tkankowy całkowicie się utwardzi.
    2. Użyj sterylnej igły 23 G, aby utworzyć otwory prowadzące dla przez cztery otwory w uchwycie głowy. Aby to osiągnąć, delikatnie popchnij igłę i powoli obracaj, aż końcówka igły przebije czaszkę, nie uszkadzając mózgu. Usuń krwawienie z otworów pilotowych za pomocą sterylnego bawełnianego wacika.
    3. Włóż 0,10 in w otworach prowadzących i obracaj je, aż każda z nich zostanie zamocowana w czaszce. Może to być do połowy długości, ale nie na całej długości, ponieważ uszkodziłoby to oponę twardą i korę. Jeśli mocowanie na głowę jest umieszczone w taki sposób, że między powierzchnią czaszki a tylnym końcem mocowania na głowę jest szczelina, użyj dwóch 0.12 cala w tylnej części.
    4. Wykonaj mały otwór po bokach dwuskładnikowej torebki z żywicy epoksydowej (srebrno-epoksydowej). Weź dwustronną szpatułkę i z każdej strony nabierz niewielką i równą ilość każdego składnika z saszetki i wymieszaj je ze sobą. Używaj tylko niewielkiej ilości wystarczającej na pojedynczy zabieg, ponieważ mieszanina krzepnie w ciągu 20 minut. Uszczelnij boki torebki, aby zapobiec wysuszeniu.
      UWAGA: Srebrno-epoksydowa pozwala na prawidłowy kontakt elektryczny między śrubą a mocowaniem głowicy i zwiększa stabilność.
    5. Nałóż niewielką ilość tej mieszanki między a otwór na, a następnie dokręć każdą, aż jej oprze się na podstawie implantu. Upewnij się, że żadna srebrna żywica epoksydowa nie styka się między dwiema, ponieważ każda śruba służy jako osobna elektroda i, aby zapewnić dokładny sygnał, nie powinna stykać się z drugą śrubą.
    6. Jeśli mieszanina srebra i żywicy epoksydowej została źle umieszczona, istnieje kilka sekund na ostrożne zgarnięcie nadmiaru w celu oddzielenia połączenia. Ostrożnie zegnij oba przewody EMG od tylnej krawędzi montażu na głowie, aby podążać za konturem głowy i szyi zwierzęcia, a następnie włóż je do mięśni karkowych.
    7. Przygotuj cement dentystyczny do aplikacji, mieszając 1/2 miarki proszku z kilkoma kroplami rozpuszczalnika. Użyj szpatułki do mieszania i mieszaj, aż ostateczna mieszanina będzie podobna do szpachli, lepka, ale plastyczna i wystarczająco sztywna, aby mogła się odpowiednio zagęścić po umieszczeniu na czaszce zwierzęcia.
    8. Nałóż mieszankę cementu dentystycznego pokrywającą całe mocowanie głowicy, unikając zakrywania sześciu otworów na piny, ponieważ uniemożliwi to podłączenie przedwzmacniacza. Odczekaj ~3−5 min, aż cement zastygnie. Upewnij się, że skóra nie jest uszczelniona do mocowania głowy za pomocą cementu dentystycznego.
    9. Zwolnij hemostatyki przytrzymujące płaty skóry i zamknij nacięcie, łącząc płatki skóry wokół plastikowego cokołu. Nałóż kilka kropli kleju tkankowego, aby uszczelnić płaty skóry.
      UWAGA: Jeśli nacięcie skóry zostało wydłużone, aby umożliwić wyprostowanie przewodów drucianych EMG, skórę można uszczelnić klejem tkankowym lub zszyć. Zwykle wystarcza uszczelnienie skóry klejem tkankowym. Jeśli jednak podczas monitorowania pooperacyjnego zaobserwuje się otwarcie nacięcia, zamiast tego zaleca się założenie szwów.
    10. Nałóż środek antyseptyczny z chlorheksydyną na obszar wokół implantu, aby uniknąć infekcji. Roztwór mleczanu sodu (3 μl na gram masy ciała zwierzęcia) należy podawać podskórnie w celu uzupełnienia płynów i elektrolitów, jeśli zwierzę jest pod narkozą dłużej niż 2 godziny po poprzednim wstrzyknięciu.
    11. Wyjmij zwierzę z aparatu stereotaktycznego i zmierz wagę zwierzęcia po operacji EEG jako odniesienie do przyszłego monitorowania. Dzięki implantowi waga zwierzęcia będzie większa niż przed operacją.
    12. Umieść zwierzę w czystej klatce na ciepłej poduszce grzewczej, z żelem regeneracyjnym i kilkoma zwilżonymi kawałkami karmy w celu regeneracji.
  3. Wszczepić trzy kanały EEG (3EEG) do montażu na głowie.
    1. Użyj wiertarki szybkoobrotowej ze stalowym wiertłem (0,5 mm, okrągły, 1/4) przy ~5,000−6,000 obr./min, aby utworzyć sześć otworów na zadziory (trzy na stabilizujące i trzy na elektrody) przy użyciu podanych współrzędnych stereotaktycznych12. Dla podłoża i wspólnego odniesienia dla EEG1 i EEG2: AP = 5,2 mm, ML = ±1,5 mm; dla EEG1 i EEG2: AP = -3,0 mm, ML = ±3,0 mm; dla niezależnego EEG3: AP = -1,4 mm, ML = ±1,5 mm.
    2. Umieść sześć elektrod śrubowych w otworach na żarna.
      UWAGA: Głębsze wkręcenie spowoduje znaczne uszkodzenie mózgu. Elektrody śrubowe zapewniają lepszą stabilność mocowania głowicy.
    3. Przygotuj cement dentystyczny do aplikacji, mieszając 1/2 miarki proszku z kilkoma kroplami rozpuszczalnika. Użyj szpatułki do mieszania i mieszaj, aż ostateczna mieszanina będzie podobna do szpachli, lepka, ale plastyczna i wystarczająco sztywna, aby mogła się odpowiednio zagęścić po umieszczeniu na czaszce zwierzęcia.
    4. Nałóż mieszankę cementu dentystycznego, pokrywając całą odsłoniętą powierzchnię czaszki i każdą elektrodę śrubową. Upewnij się, że skóra nie jest uszczelniona do mocowania głowy cementem dentystycznym. Odczekaj ~1−2 min, aż cement łagodnie zastygnie. Nie ma potrzeby czekać na pełne zestalenie przed przejściem do następnego kroku.
    5. Włącz lutownicę, aby ją podgrzać. Umieść uchwyt na głowę 3EEG w uchwycie stereotaktycznym.
      UWAGA: Ustaw uchwyt głowicy tak, aby sześć pozycji przewodów odpowiadało położeniu przewodów każdej elektrody śrubowej.
    6. Opuść uchwyt na głowę tak, aby jego brzuszna część spoczywała na cemencie dentystycznym.
    7. Skręć drut każdego przewodu z każdej z elektrod śrubowych z odpowiednim przewodem przewodu mocowania głowicy.
      UWAGA: Skręcenie niewłaściwych przewodów sprawi, że interpretacja danych będzie skomplikowana lub niemożliwa.
    8. Ostrożnie odetnij nadmiar drutu za pomocą nożyczek. każdą skręconą parę przewodów, aby zapewnić prawidłowe przewodzenie sygnału.
      UWAGA: Każda para przewodów musi stykać się z inną parą, w przeciwnym razie jakość sygnału i interpretacja danych będą zagrożone.
    9. Zegnij każdą przylutowaną parę przewodów wokół mocowania głowy, unikając kontaktu między każdą parą.
      UWAGA: Jeśli przewody nie są przycięte wystarczająco krótko, może być trudno zgiąć je wokół mocowania głowicy bez dotykania innego przewodu. W takim przypadku najpierw zegnij jedną parę, przykryj ją mieszanką cementu dentystycznego, odczekaj ~1−2 minuty do zastygnięcia, a następnie postępuj z następną parą w ten sam sposób.
    10. Zakończ pokrywanie całego drutu cementem dentystycznym, pozostawiając odsłoniętą tylko czarną część mocowania głowy.
      UWAGA: Uważaj, aby nie nakładać żadnego proszku ani mieszanki cementu dentystycznego na górną część odsłoniętej części mocowania głowy, ponieważ wszelkie zanieczyszczenia lub cement w otworach zablokują kontakt i doprowadzą do braku sygnału lub szumu.
    11. Uwolnić hemostatyki przytrzymujące płaty skóry. Nałóż środek antyseptyczny z chlorheksydyną na obszar wokół implantu, aby uniknąć infekcji.
    12. Roztwór mleczanu sodu (3 μl na gram masy ciała zwierzęcia) należy podawać podskórnie w celu uzupełnienia płynów i elektrolitów, jeśli zwierzę było pod narkozą dłużej niż 2 godziny po poprzednim wstrzyknięciu.
    13. Wyjmij zwierzę z aparatu stereotaktycznego i zmierz wagę zwierzęcia po operacji EEG jako odniesienie do przyszłego monitorowania. Dzięki implantowi waga zwierzęcia będzie większa niż przed operacją.
    14. Umieść zwierzę w czystej klatce na ciepłej poduszce grzewczej, z żelem regeneracyjnym i kilkoma zwilżonymi kawałkami karmy do regeneracji.
      UWAGA: Nadtlenek wodoru pomaga w usuwaniu wszelkich pozostałych tkanek miękkich z czaszki.

5. Łączenie zwierząt z systemem akwizycji

  1. Weź zwierzę obiema rękami, aby wyjąć je z klatki akwizycyjnej i przenieś do czystego miejsca o płaskiej powierzchni, takiego jak stacja przenoszenia zwierząt (ATS).
  2. Delikatnie chwyć mysz za skórę jej grzbietu. Nie chwytaj zwierzęcia za ogon, ponieważ powoduje to niepokój.
  3. Zidentyfikuj otwór w uchwycie głowy EEG odpowiadający elektrodzie uziemiającej i dopasuj odpowiedni pin linki w celu prawidłowego połączenia.
    UWAGA: Odwrotne połączenie linki od komutatora do mocowania na głowie zwierzęcia spowoduje inny odczyt z elektrod i potencjalnie zniekształcone przebiegi.
  4. Umieść zwierzę z powrotem w klatce akwizycyjnej i podłącz drugi koniec uwięzi (system EEG 1) lub pre-amplifier (system EEG 2) do komutatora.
    UWAGA: Podczas podłączania przedwzmacniacza (EEG System 2) do linki z komutatora, dopasuj białe oznaczenia na końcach obu uwięzi. Odwrotne podłączenie spowoduje trwałe uszkodzenie wzmacniacza i wymaga napraw ze strony producenta, które są kosztowne.
  5. Delikatnie obróć linkę łączącą zwierzę z komutatorem, aby upewnić się, że mechanizm działa prawidłowo, a zwierzę może się swobodnie poruszać.

6. Ustawienia akwizycji danych EEG

  1. Ustaw parametry akwizycji EEG System 1.
    1. Ustaw częstotliwość próbkowania na 500 Hz; wzmocnienie 5,000; tryb Norma 35 Hz; LPN wyłączony. Ustaw filtr górnoprzepustowy na 0,5 Hz.
      UWAGA: 100 Hz (dolnoprzepustowy) jest wbudowany i nie wymaga ręcznego wprowadzania.
  2. Ustaw parametry akwizycji EEG System 2.
    1. Ustaw częstotliwość próbkowania na 600 Hz; wzmocnienie przedwzmacniacza 100; wzmocnienie 1 (EEG1,2). Ustaw filtr dolnoprzepustowy na 100 Hz.
      UWAGA: 1 Hz (górnoprzepustowy) jest wbudowany i nie wymaga ręcznego wprowadzania.

7. Ustawienia akwizycji danych wideo

  1. Ustaw parametry akwizycji dla systemu EEG 1.
    UWAGA: Do jednoczesnego uzyskiwania danych wideo potrzebny jest system akwizycji wideo innej firmy.
    1. Ustaw liczbę klatek na sekundę w zakresie od 15 (zalecana minimalna) do 30 (maksymalna dostępna), aby uzyskać odpowiednią jakość wideo. Ustaw rozdzielczość na 640 x 640 pikseli. Ustaw typ kompresji na H.264H.
  2. Ustaw parametry akwizycji dla systemu EEG 2.
    UWAGA: Ten system EEG oferuje system wideo i oprogramowanie, które synchronizują dane wideo i EEG w jednym pliku dla maksymalnie czterech zwierząt (patrz Tabela materiałów).
    1. Ustaw liczbę klatek na sekundę w zakresie od 15 (zalecana minimalna) do 30 (maksymalna dostępna), aby uzyskać odpowiednią jakość wideo. Ustaw rozdzielczość na 640 x 480 pikseli. Ustaw typ kompresji na format pliku WebM.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Protokół opisany w niniejszym opracowaniu przedstawia metodę indukowania izolowanego uszkodzenia rozlanego (np. w przypadku braku zmiany ogniskowej) z wykorzystaniem modelu mysiego powtarzalnego rozlanego TBI (Rycina 1). Na Rycynie 1A przedstawiono urządzenie do zrzutu ciężaru oraz jego komponenty (Rycina 1A, a1−a5) wykorzystywane do indukowania TBI w tym modelu, a także kluczowe etapy procedury (

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W przeciwieństwie do modeli CCI i FPI indukujących ogniskowe lub kombinację uszkodzenia ogniskowego i rozlanego, model powtarzalnego rozproszonego TBI opisany w tym protokole pozwala na indukcję rozproszonego uszkodzenia przy braku ogniskowego uszkodzenia mózgu i nie wymaga otworów skóry głowy lub czaszki i związanego z tym stanu zapalnego. Dodatkową korzyścią wynikającą z braku kraniektomii w tym modelu jest to, że pozwala ona nie tylko na wszczepienie elektrod do przewlekłego ciągłego zapisu EEG, ale także na stworzeni...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez R01 NS105807/NS/NINDS NIH HHS/United States i CURE na podstawie grantu CURE otrzymanego od Dowództwa Badań Medycznych i Materiałowych Armii Stanów Zjednoczonych, Departamentu Obrony (DoD), w ramach Programu Badań nad Zdrowiem Psychologicznym i Urazowymi Uszkodzeniami Mózgu pod numerem nagrody W81XWH-15-2-0069. Ivan Zuidhoek jest bardzo ceniony za korektę manuskryptu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Śruba 0,10 calaPinnacle Technology Inc., KS, USA8209Śruba 0,10 cala ze stali nierdzewnej o długości
0,10 calaPinnacle Technology Inc., KS, USA84030,10 cala długości z wstępnie przylutowanym przewodem
Śruba 0,12Pinnacle Technology Inc., KS, USA82120,12 cala stal nierdzewna
1EEG headmountInvitro1 (spółka zależna Plastics One), VA, USAMS333/8-A/SPC3 indywidualnie izolowane teflonem druty platynowo-irydowe (skręcone lub nieskręcone, średnica 0,005 cala) wystające poniżej gwintowanego plastikowego cokołu
2EEG/1EMG do montażu na głowiePinnacle Technology Inc., KS, USA8201Kanały 2EEG/1EMG
3% nadtlenek wodoruApteka
3EEG headmountPinnacle Technology Inc., KS, USA8235-SM-Cniestandardowe 6-pinowe złącze dla kanałów 3EEG
BuprenorphinePar Pharmaceuticals, Cos. Inc., Spring Valley, NY, USA060969
BuprenorphinePar Pharmaceuticals, Cos. Inc., Spring Valley, NY, USA060969
myszy C57BL/6Harlan/Envigo Laboratories Incsamiec, 12-16 tygodni
Myszy C57BL/6Samiec Jackson Laboratory, 12-16 tygodni stary
CarprofenZoetis Services LLC, Parsippany, NJ, USA026357UWAGA: ten lek dodaje się podczas spadku masy ciała tylko wtedy, gdy implantacja elektrody stereotaktycznej zostanie wykonana tego samego dnia
Antyseptyczna chlorheksydynaApteka
Zestaw cementu dentystycznego i rozpuszczalnikaStoelting Co., USA51459
WiertarkaForedomHP4-917
WiertłoMeisinger USA, LLC, USAHM1-005-HP0,5 mm, okrągłe, 1/4, stalowe
Suchy sterylizatorCellpoint Scientific, USAGerminator 500
EEG System 1Biopac Systems, CA, USA
EEG System 2Pinnacle Technology Inc., KS, USA
Etanol ≥ 70%VWR, USA71001-652KOPTEC USP, klasa biotechnologiczna (140 Proof)
Maść do oczuPro Labs Ltd, USAPuralube Vet Maść Sterylny lubrykant do oczu dostępny w ogólnych sklepach internetowych i aptekach
Fluriso płyn do znieczulenia wziewnegoMWI Veterinary Supply Co., USA502017
Produkt do depilacjiKościół & Dwight Co., Inc., Stany ZjednoczoneKrem Nair
IsofluraneMWI Veterinary Supply Co., Stany Zjednoczone502017
Roztwór chirurgiczny z powidonem i jodemPurdue Products, USA004677Betadine
Rimadyl/CarprofenZoetis Services LLC, Parsippany, NJ, USA026357
Sklep z harawiamilutowniczymi
LutownicaWeller, Stany ZjednoczoneKońcówka WP35ST7, 0,8 mm
TarczaWykonane na zamówienie
Sterylne waciki
Sterylne gazikiFisher Scientific, USA22362178
Sterylne chłonne ręczniki z wyściółką poliestrowąCardinal Health, USA3520
Klej do tkanek3M Animal Care Products, USA1469SB powiedział:
" ze stali nierdzewnej bawełniane

Bibliografia

  1. Christensen, J., et al. Long-term risk of epilepsy after traumatic brain injury in children and young adults: a population-based cohort study. Lancet. 373 (9669), 1105-1110 (2009).
  2. Lowenstein, D. H. Epilepsy after head injury: an overview. Epilepsia. 50, Suppl 2 4-9 (2009).
  3. Ferguson, P. L., et al. A population-based study of risk of epilepsy after hospitalization for traumatic brain injury. Epilepsia. 51 (5), 891-898 (2010).
  4. Abou-Abbass, H., et al. Epidemiology and clinical characteristics of traumatic brain injury in Lebanon: A systematic review. Medicine (Baltimore). 95 (47), 5342(2016).
  5. Management of Concussion/mTBI Working Group. VA/DoD Clinical Practice Guideline for Management of Concussion/Mild Traumatic Brain Injury. The Journal of Rehabilitation Research and Development. 46 (6), 1-68 (2009).
  6. Piccenna, L., Shears, G., O'Brien, T. J. Management of post-traumatic epilepsy: An evidence review over the last 5 years and future directions. Epilepsia Open. 2 (2), 123-144 (2017).
  7. Loscher, W., Brandt, C. Prevention or modification of epileptogenesis after brain insults: experimental approaches and translational research. Pharmacological Reviews. 62 (4), 668-700 (2010).
  8. Ostergard, T., Sweet, J., Kusyk, D., Herring, E., Miller, J. Animal models of post-traumatic epilepsy. Journal of Neuroscience Methods. 272, 50-55 (2016).
  9. Shandra, O., et al. Repetitive Diffuse Mild Traumatic Brain Injury Causes an Atypical Astrocyte Response and Spontaneous Recurrent Seizures. Journal of Neuroscience. 39 (10), 1944-1963 (2019).
  10. Foda, M. A., Marmarou, A. A new model of diffuse brain injury in rats. Part II: Morphological characterization. Journal of Neurosurgery. 80 (2), 301-313 (1994).
  11. Marmarou, A., et al. A new model of diffuse brain injury in rats. Part I: Pathophysiology and biomechanics. Journal of Neurosurgery. 80 (2), 291-300 (1994).
  12. Paxinos, G., Keith, B. J., Franklin, M. The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates. , Elsevier Science. (2007).
  13. Shandra, O., Robel, S. Imaging and Manipulating Astrocyte Function In Vivo in the Context of CNS Injury. Methods in Molecular Biology. 1938, 233-246 (2019).
  14. Pitkanen, A., Immonen, R. Epilepsy related to traumatic brain injury. Neurotherapeutics. 11 (2), 286-296 (2014).
  15. Kharatishvili, I., Nissinen, J. P., McIntosh, T. K., Pitkanen, A. A model of posttraumatic epilepsy induced by lateral fluid-percussion brain injury in rats. Neuroscience. 140 (2), 685-697 (2006).
  16. Pitkanen, A., Bolkvadze, T., Immonen, R. Anti-epileptogenesis in rodent post-traumatic epilepsy models. Neuroscience Letters. 497 (3), 163-171 (2011).
  17. Gades, N. M., Danneman, P. J., Wixson, S. K., Tolley, E. A. The magnitude and duration of the analgesic effect of morphine, butorphanol, and buprenorphine in rats and mice. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 39 (2), 8-13 (2000).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

model upadku ciężaruimplantacja elektrod EEGwideoelektroencefalograficzny monitoringrozlane uszkodzenie mózgulatencja początku napaduelektrody śrubowecement dentystyczny
Wywoływanie padaczki pourazowej w mysim modelu powtarzalnego rozlanego urazowego uszkodzenia mózgu
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.