Staraliśmy się stworzyć świński model niewydolności serca wywołanej zablokowaniem lewej tętnicy obwodowej i szybką stymulacją, aby przetestować efekt i bezpieczeństwo domięśniowego podawania komórek macierzystych w terapiach komórkowych.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Opracowanie świńskiego modelu niewydolności serca po zawale mięśnia sercowego do leczenia komórkami macierzystymi
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Chociaż osiągnięto postęp w leczeniu niewydolności serca (HF) po zawale mięśnia sercowego (MI), HF po zawale mięśnia sercowego pozostaje jedną z głównych przyczyn śmiertelności i zachorowalności na całym świecie. Terapie komórkowe mające na celu naprawę serca i poprawę funkcji lewej komory po zawale mięśnia sercowego przyciągnęły znaczną uwagę. W związku z tym bezpieczeństwo i skuteczność tych przeszczepów komórek powinny być testowane na przedklinicznym dużym zwierzęcym modelu HF przed zastosowaniem klinicznym. Świnie są szeroko wykorzystywane do badań nad chorobami sercowo-naczyniowymi ze względu na ich podobieństwo do ludzi pod względem wielkości serca i anatomii naczyń wieńcowych. W związku z tym staraliśmy się przedstawić skuteczny protokół do ustalenia modelu przewlekłej niewydolności serca u świń przy użyciu zamkniętej klatki piersiowej zamknięcia balonu wieńcowego lewej tętnicy obwodowej (LCX), a następnie szybkiej stymulacji komorowej indukowanej implantacją rozrusznika serca. Osiem tygodni później komórki macierzyste podano we wstrzyknięciu domięśniowym w okolicę zawału. Następnie oceniano wielkość zawału, przeżywalność komórek i funkcję lewej komory (w tym echokardiografię, parametry hemodynamiczne i elektrofizjologię). Badanie to pomaga w ustaleniu stabilnego przedklinicznego modelu HF dla dużych zwierząt do leczenia komórkami macierzystymi.
Wprowadzenie
Choroby sercowo-naczyniowe, w szczególności choroba wieńcowa (CAD), pozostają główną przyczyną zachorowalności i śmiertelności w Hongkongu i na całym świecie1. W Hongkongu prognozowano 26% wzrost liczby pacjentów z CAD leczonych w ramach Hospital Authority w latach 2012-2017 2. Spośród wszystkich CAD ostry zawał mięśnia sercowego (MI) jest główną przyczyną zgonów i późniejszych powikłań, takich jak niewydolność serca (HF). Przyczyniają się one do znacznych obciążeń medycznych, społecznych i finansowych. U pacjentów z zawałem serca terapia trombolityczna lub pierwotna przezskórna interwencja wieńcowa (PCI) jest skuteczną terapią w zachowaniu życia, ale terapie te mogą jedynie zmniejszyć utratę kardiomiocytów (CM) podczas zawału serca. Dostępne metody leczenia nie są w stanie uzupełnić trwałej utraty CM, co prowadzi do zwłóknienia serca, przebudowy mięśnia sercowego, arytmii serca i ostatecznie niewydolności serca. Śmiertelność po 1 roku od zawału mięśnia sercowego wynosi około 7%, przy czym u ponad 20% pacjentów rozwija się HF3. U pacjentów ze schyłkową niewydolnością serca przeszczep serca jest jedyną dostępną skuteczną terapią, ale jest ograniczony przez niedobór dostępnych narządów. Nowatorskie terapie są niezbędne do odwrócenia rozwoju post-MI HF. W rezultacie, terapia komórkowa jest uważana za atrakcyjne podejście do naprawy upośledzonych CM i poprawy funkcji lewej komory (LV) w HF po zawale mięśnia sercowego. Nasze poprzednie badania wykazały, że przeszczep komórek macierzystych jest korzystny dla poprawy funkcji serca po bezpośrednim przeszczepie do mięśnia sercowego w małych modelach zwierzęcych klasy MI 4,< sup class = "xref">5. W związku z tym potrzebne są ustandaryzowane przedkliniczne protokoły HF dla dużych zwierząt, aby dalej testować skuteczność i bezpieczeństwo przeszczepu komórek macierzystych przed zastosowaniem klinicznym.
Ostatnie dziesięciolecia były świadkami powszechnego wykorzystywania świń w badaniach nad układem sercowo-naczyniowym do terapii komórkami macierzystymi. Świnie z niewydolnością serca są obiecującym modelem badań translacyjnych ze względu na ich podobieństwo do ludzi pod względem wielkości serca, wagi, rytmu, funkcji i anatomii tętnic wieńcowych. Co więcej, modele HF świń mogą naśladować pacjentów po zawale mięśnia sercowego pod względem metabolizmu CM, właściwości elektrofizjologicznych i zmian neuroendokrynnych w warunkach niedokrwiennych6. Przedstawiony tutaj protokół wykorzystuje taki ustandaryzowany model HF świni, wykorzystujący zamknięcie balonu wieńcowego lewej tętnicy obwodowej (LCX) w zamkniętej klatce piersiowej, po którym następuje szybka stymulacja wywołana wszczepieniem rozrusznika serca. Badanie optymalizuje również drogę domięśniowego podawania komórek macierzystych w leczeniu post-MI HF. Celem jest wyprodukowanie zwierzęcego modelu przewlekłego zawału mięśnia sercowego u świń, który może zostać wykorzystany do opracowania metod leczenia, które są klinicznie istotne dla pacjentów z ciężką postacią choroby wieńcowej.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z Przewodnikiem Opieki i Użytkowania Zwierząt Laboratoryjnych opublikowanym przez Narodowy Instytut Zdrowia USA oraz przepisami Uniwersytetu w Hongkongu, a protokół został zatwierdzony przez Komitet ds. Wykorzystania Żywych Zwierząt w Nauczaniu i Badaniach (CULTAR) na Uniwersytecie w Hongkongu.
UWAGA: Samice świń hodowlanych o wadze 35-40 kg (9-12 miesięcy) zostały użyte do tego badania. Schemat blokowy tego eksperymentu jest pokazany na Rysunek 1.
1. Zabiegi chirurgiczne
- Znieczulenie i przygotowanie zwierzęcia
- Pościć zwierzęta przez 12 godzin, a przed eksperymentem poddać je niedoborowi wody przez 4 godziny.
- Znieczulić świnie poprzez domięśniowe wstrzyknięcie tiletaminy + zolezepamu (2-7 mg / kg) i ksylazyny (0,5-1 mg / kg) przygotowanych w 20 ml soli fizjologicznej. Monitoruj odruchy powiekowe zwierzęcia, dopóki nie znikną.
- Usunąć sierść świni i wysterylizować skórę na szyi i pachwinie w punktach 1.3-1.5. Zdezynfekuj obszar operacyjny 3x za pomocą 70% etanolu i betadyny.
- Umieścić rurkę intubacyjną o średnicy 7 mm w tchawicy świni i umieścić igłę żylną 22 G w żyle ucha.
- Przenieś świnię na stół operacyjny i ułóż w pozycji leżącej. Podłączyć rurkę dotchawiczą do respiratora i przewietrzyć mechanicznie (stosunek czasu wdechu do wydechu 1:2) zwierzę izofluranem (1,5%-2,0% inhalacji) i tlenem (wdychanie 0,5-1,5 l/min).
- Monitoruj elektrokardiogram powierzchniowy i ciśnienie krwi oraz stale monitoruj tętno, rytm serca i ciśnienie tętnicze krwi za pomocą systemów rejestracji elektrofizjologicznej.
- Echokardiografia
- Przesuń świnię do lewej bocznej pozycji odleżynowej i przymocuj do stołu.
- Umieść sondę na obszarze osierdzia i wykonaj echokardiografię seryjną, w tym obrazowanie w trybie 2D i M, przy użyciu systemu echokardiograficznego o wysokiej rozdzielczości i przetwornika 3-9 MHz na linii wyjściowej, przed przeszczepem komórek i 8 tygodni po przeszczepie komórek (rysunek uzupełniający 1).
- Przeanalizuj wszystkie uzyskane obrazy za pomocą komercyjnego oprogramowania. Obliczyć wymiar końcoworozkurczowy LV (LVEDD), wymiar skurczowy LV (LVESD), objętość końcoworozkurczową LV (LVEDV), objętość końcowoskurczową LV (LVESV), frakcję wyrzutową lewej komory (LVEF) i grubość ścianki po uzyskaniu standardowych obrazów echokardiograficznych z widoku przymostkowego w osi długiej.
UWAGA: Wszystkie analizy off-line zostały przeprowadzone przez innego, niezależnego operatora przy użyciu stanowiska komputerowego. Zmienność pomiarów pomiędzy różnymi obserwatorami wynosiła 4% na podstawie 20 powtarzających się losowych obrazów. Wszystkie pomiary echokardiograficzne zostały wykonane zgodnie z zaleceniami Amerykańskiego Towarzystwa Echokardiografii.
- Wszczepienie rozrusznika serca
- Przesuń świnię do pozycji leżącej na plecach i przymocuj kończyny świni do stołu za pomocą pasów.
- Zlokalizuj prawą tętnicę szyjną i żyłę szyjną w trójkącie szyjnym (za mostkowo-obojczykowo-sutkowym i otoczonym przez rylcowo-obojczykowy, mięsień dwubrzuścowy i omohyoid) i odizoluj prawą tętnicę szyjną i żyłę szyjną za pomocą kleszczy hemostatycznych w sterylnych warunkach (rysunek uzupełniający 2). Podwiązaj dystalny koniec prawej tętnicy szyjnej i żyły szyjnej. Zszyj oba mięśnie za pomocą 2-0 Vicryl.
- Kankaniuluj prawą żyłę szyjną za pomocą angiocath i wprowadź przewód rozrusznika serca do prawej komory pod kontrolą rentgenowską (Ryc. 2).
- Odizoluj mięsień mostkowo-obojczykowo-sutkowy i mięsień pochyły przedni za pomocą kleszczy. Wszczep rozrusznik serca między dwoma mięśniami i zszyj oba mięśnie jedwabiem 2-0. Podłącz rozrusznik serca do przewodu.
- Przeprogramuj rozrusznik do trybu rezerwowego VVI (35 uderzeń na minutę) za pomocą generatora rozrusznika po przeszczepie.
- Zastosuj szybką stymulację komorową (150 uderzeń / min) w celu wywołania HF za pomocą generatora rozrusznika serca 4 tygodnie po indukcji zawału mięśnia sercowego. Następnie ustaw rozrusznik z powrotem w trybie kopii zapasowej VVI po 8 tygodniach.
- Inwazyjna analiza pętli objętościowej ciśnienia
UWAGA: Przeprowadzić inwazyjną ocenę hemodynamiczną na początku badania, przed przeszczepem komórek i 8 tygodni po przeszczepie komórek, aby ocenić zmiany w funkcji lewej komory.- Odizoluj prawą tętnicę udową i żyłę udową w trójkącie udowym (otoczonym więzadłem pachwinowym, mięśniem sartoriusa i mięśniem przywodziciela długiego) (rysunek uzupełniający 2).
- Kankaniutować prawą tętnicę udową za pomocą angiocath i umieścić prowadnik w tętnicy przez angiocath. Usuń angiocath i wprowadź osłonkę 9F do tętnicy pod kierunkiem prowadnika. Usuń prowadnicę.
- Kankanelować prawą żyłę udową za pomocą osłonki 12F, jak opisano w kroku 1.4.2. Wprowadzić cewnik balonowy z umieszczonej osłonki 12F do żyły głównej dolnej (IVC) pod kontrolą promieniowania rentgenowskiego.
- Skalibruj cewnik ciśnieniowo-objętościowy (PV) o sile fizjologicznej 7 Fr w izotonicznym roztworze soli fizjologicznej za pomocą procesora sygnału PV.
- Wprowadzić cewnik PV do wierzchołka lewej dawki z umieszczonej osłony 9F pod kontrolą promieniowania rentgenowskiego. Zawiesić wentylację i zmierzyć pochodną maksymalnego nadciśnienia w lewej komorze (+dP/dt), ciśnienie końcowoskurczowe (ESP) i ciśnienie końcoworozkurczowe (EDP) za pomocą procesora sygnału PV.
- Zmierz końcową zależność ciśnienia skurczowego od objętości (ESPVR) za pomocą procesora sygnału PV podczas okluzji IVC.
- Po zakończeniu procedury uruchom ponownie wentylację.
- Indukcja zawału mięśnia sercowego
- Należy podać dożylnie amiodaron (5 mg/kg dożylnie przez 1 godzinę) i lidokainę (1,5 mg/kg dożylnie w bolusie) zwierzęciu przed indukcją zawału mięśnia sercowego, aby zapobiec komorowym zaburzeniom rytmu serca.
- Kanulować prawą tętnicę szyjną za pomocą osłonki 8F, jak wspomniano w kroku 1.4.3.
- Wykonać koronarografię za pomocą cewnika prowadzącego 6F JR4 over-the-wire przez umieszczoną osłonkę pod kontrolą standardowego sprzętu do fluoroskopii ramienia C.
- Niedrożność lewej tętnicy wieńcowej obwodowej (LCX) dystalnej do pierwszej rozwartej gałęzi brzeżnej za pomocą przezskórnej transświetlnej angioplastyki wieńcowej (PTCA) dylatacji balonu napompowanego pod kontrolą promieniowania rentgenowskiego (Ryc. 2).
- Wstrzyknąć 1 ml mikrosfer gąbczastych o wielkości 700 μm zmieszanych z 3 ml soli fizjologicznej przygotowanej w strzykawce o pojemności 10 ml przez cewnik balonowy, aby zablokować LCX, a następnie opróżnić balon i wykonać angiogram w celu potwierdzenia okluzji.
- Powtórz procedurę wstrzykiwania, aby osiągnąć pomyślną całkowitą blokadę.
- Monitoruj tętno i rytm zwierzęcia w celu wykrycia arytmii serca. Jeśli doszło do migotania komór, użyj zewnętrznego, dwufazowego defibrylatora, aby przywrócić rytm zatokowy za pomocą wstrząsów 150-300 J.
- Iniekcja komórek macierzystych
- Losowo przypisz wszystkie zwierzęta ze znaczącym upośledzeniem czynności serca (LVEF < 40% po 8 tygodniach po indukcji zawału mięśnia sercowego) do dwóch różnych grup: jednej, która otrzyma domięśniowe podanie 2 x 108 ludzkich indukowanych pluripotencjalnych mezenchymalnych komórek macierzystych pochodzących z komórek macierzystych (hiPSC-MSC), a drugiej, która nie otrzyma hiPSC-MSC.
- Przygotować hiPSC-MSC w 2 ml soli fizjologicznej do przeszczepienia do mięśnia sercowego. Przed przeszczepieniem hiPSC-MSC do mięśnia sercowego należy powtórzyć czynności związane ze znieczuleniem i przygotowaniem zwierzęcia wymienione w punkcie 1.1, tym razem sterylizując 10 cm w okolicy wierzchołka. Wykonaj torakotomię lewą w przestrzeni międzyżebrowej 4-5 za pomocą retraktora. Wykonaj perikardiotomię, aby odsłonić boczną ścianę z zawałem.
UWAGA: Długość nacięcia wynosiła 10-12 cm. - Użyj 5-8 wstrzyknięć domięśniowych (~0,3 ml na wstrzyknięcie) wokół obszaru zawału, aby podać pożywkę hodowlaną (Tabela materiałów) do jednej grupy zwierząt lub 2 x 108 hiPSC-MSCs do drugiej grupy (Rysunek 3). Ostrożnie unikaj any uszkodzenia tętnic wieńcowych, aby zmniejszyć ryzyko krwotoku.
- Zamknij przestrzeń międzyżebrową drutem żelaznym i zamknij warstwę mięśniową jedwabiem 2-0. Zszyj tkankę podskórną i skórę za pomocą wikrylu 2-0.
- Wewnątrzsercowa programowana stymulacja elektryczna
- Wykonaj zaprogramowaną stymulację elektryczną za pomocą programowalnego stymulatora w celu oceny indukowalności tachyarytmii komorowej (VT) po terapii przeszczepu komórek.
- Wprowadzić cewnik elektrofizjologiczny 6F do wierzchołka prawej komory przez żyłę udową przed poświęceniem wszystkich zwierząt.
- Wyświetlanie zapisów wewnątrzsercowych z powierzchniowymi elektrokardiogramami I, II i III na elektrofizjologicznym systemie rejestracji z prędkością 200 mm/s. Dostarczyć impuls o szerokości 2 ms przy 2-krotności progu rozkurczowego za pomocą stymulatora.
- Dostarcz ciąg stymulacyjny składający się z ośmiu bodźców (S1) o dwóch długościach cyklu jazdy (200 ms i 300 ms), po których następuje jeden (S2) lub dwa (S2 i S3) przedwczesne dodatkowe bodźce.
- Kolejno skracaj odstępy między sprzęgami, aż do wywołania skutecznego okresu oporności na leczenie komorowego lub arytmii. Zwróć uwagę na obecność indukowalnej trwałej VT (>10 s).
2. Protokół pooperacyjny
- Medycyna pooperacyjna
- Wykonaj konwencjonalne terapie farmakologiczne w niewydolności serca. Krótko mówiąc, doustnie podawać bursztynian metoprololu (25 mg) i ramipryl (2,5 mg) wszystkim zwierzętom codziennie.
- Enrofloksacynę (5 mg/kg) i buprenorfinę (0,01 mg/kg) należy podawać domięśniowo wszystkim zwierzętom codziennie przez 1 tydzień po zabiegu, aby zapobiec zakażeniu i złagodzić ból.
- Aby zminimalizować odrzucenie immunologiczne, należy podawać doustnie steryd (40 mg / dobę doustnie) i cyklosporynę (200 mg / dobę doustnie) wszystkim zwierzętom od 3 dni przed przeszczepem komórek do 8 tygodni po.
- Ocena wielkości zawału
- Poddać zwierzęta eutanazji przez przedawkowanie dorminalu (pentobarbital sodu, 100 mg/kg, IV) pod koniec eksperymentu.
- Otwórz skrzynię i zbierz serce. Opłucz serce w 0,9% soli fizjologicznej.
- Próbki tkanek niskiego napięcia należy ciąć seryjnie skalpelem o grubości 1 cm w kierunku poprzecznym lewej komory.
- Wybierz części plasterków, które zawierają mięsień sercowy z zawałem, aby zmierzyć grubość ścianki i obszar zawału.
- Uchwyć obraz tych wycinków i przeanalizuj ilościowo grubość ścianki i obszar zawału za pomocą komercyjnego oprogramowania do analizy obrazu.
- Utrwal tkankę w 10% formalinie w temperaturze 4 °C przez miesiąc. Zanurz tkankę w środku, w sąsiedztwie i z dala od miejsc zawału (~1 cm2 sztuki) w parafinie. Podzielić na plastry o grubości 5 μm za pomocą mikrotomu do badania histologicznego.
- Przeżywalność komórek
- Wykryć wszczepienie przeszczepionych komórek za pomocą barwienia immunohistochemicznego anty-ludzkim antygenem jądrowym (HNA) zgodnie z protokołem dostarczonym przez producenta.
- Uchwyć obraz w trzech różnych sekcjach w pięciu losowych polach u każdego zwierzęcia i przeanalizuj ilościowo dodatnie komórki w strefie okołozawałowej.
UWAGA: System przechwytywania obrazu i oprogramowanie do analizy obrazu zostały wykorzystane do przechwytywania i analizowania obrazów odcinków serca.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Śmiertelność
W badaniu wykorzystano łącznie 24 świnie. Trzy z nich padły podczas indukcji MI z powodu utrzymującego się VT. Jedno zwierzę padło podczas operacji na otwartym sercu w celu wstrzyknięcia komórek z powodu krwawienia z rany. Dwa zwierzęta padły z powodu ciężkiej infekcji. Dwa zwierzęta zostały wykluczone z powodu niewielkiego spadku EF (spadek LVEF > 40% wartości wyjściowej). W rezultacie 16 zwierząt ukończyło cały protokół badania.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Standardowe modele zwierzęce mają ogromne znaczenie dla zrozumienia patofizjologii i mechanizmów chorób oraz przetestowania nowych metod leczenia. Nasz protokół ustanawia świński model niewydolności serca indukowany przez zablokowanie lewej tętnicy obwodowej i szybką stymulację. Osiem tygodni po indukcji zawału mięśnia sercowego u zwierząt rozwinęło się znaczne upośledzenie LVEF, LVEDD, LVESD, +dP/dt i ESPVR. W protokole tym testowana jest również metoda podawania terapii komórkami macierzystymi w celu regeneracji serca ...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Autorzy dziękują Alfredzie i Kung Tak Chung za doskonałe wsparcie techniczne podczas eksperymentów na zwierzętach.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Amiodarone | Mylan | - | |
| Aparaty anestezjologiczne i respirator | Dräger | Fabius plus XL-Angiocath | |
| Becton Dickinson | |||
| 381147-Anty-ludzki antygen jądrowy | abcam | abcam19118-System | |
| przechwytywania obrazu Axio Plus | Zeiss | Axioskop 2 PLUS | Axioskop 2 plus |
| Oprogramowanie AxioVision Rel. 4.5 | Zeiss | - | - |
| Baytril | |||
| Betadine | Mundipharma | - | |
| -CardioLab Electrophysiology Recording Systems | GE Healthcare | G220f-Pożywki | |
| hodowlane | MesenCult | 05420-Cyklosporyna | |
| Novartis | - | - | |
| Defibrylator | GE Healthcare | CardioServ-Dorminal | |
| TEVA | - | ||
| System echokardiograficzny | GE Vingmed | Vivid oprogramowanie | |
| i-EchoPac | GE Vingmed | - | |
| Cewnik elektrofizjologiczny | Cordis Corp | - | |
| Mikrosfera embozenu | Boston Scientific | 17020-S1 | 700 μ |
| m Rurka dotchawicza | Vet Care | VCPET70PCW | rozmiar 7 |
| Etanol | VWR chemikalia | 20821.33-Formalina | |
| Cewnik dylatacyjny | |||
| balonowy Sigma | HT501320 | 10% | |
| Cewnik prowadzący Mustang JR4 | Cordis Corp | 67208200 | |
| 6F Lidokaina | Quala | - | |
| -Mersilk | Ethicon | W584 | 2-0 |
| Bursztynian metoprololu | Wockhardt | - | - |
| Microtome | Leica | RM2125RT-Mobile | |
| Aparat do fluoroskopii ramienia C | GE Healthcare | OEC 9900 | Elite-Pacemaker |
| St Jude Medical | PM1272 | Assurity MRI rozrusznik | |
| sercaGenerator rozrusznika serca | St Jude Medical | Merlln model 3330-Cewnik | |
| ciśnieniowo-objętościowy | CD Leycom | CA-71103-PL | |
| 7F Ciśnienie– procesor sygnału głośności | CD Programowalny | SIGMA-M | |
| Medtronic Inc | 5328-PTCA | ||
| Cewnik balonowy | Boston Scientific | H7493919120250 | MAVERICK nad drutem |
| Ramipril | TEVA | - | |
| Wprowadzenie osłony | Cordis Corp | 504608X | 8F, 9F, 12F |
| Steroid | Przeciw zapaleniu stawów | - | |
| Temgesic | Nindivior-buprenorfina | ||
| Igła do zamieszkania dożylnego | TERUMO | SR+OX2225C | 22G |
| Vicryl | Ethicon | VCP320H | 2-0 |
| Xylazine | Alfasan International B.V. | - | - |
| Zoletil | Virbac Nowa Zelandia | Limited-tiletamina+zolezepam |
Bibliografia
- Mozaffarian, D., et al. Heart disease and stroke statistics-2015 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 131, e29(2015).
- Hospital Authority. Hospital Authority Statistical Report 2013. , Hong Kong. (2013).
- Cung, T. T., et al. Cyclosporine before PCI in Patients with Acute Myocardial Infarction. The New England Journal of Medicine. 373 (11), 1021-1031 (2015).
- Liao, S. Y., et al. Proarrhythmic risk of embryonic stem cell-derived cardiomyocyte transplantation in infarcted myocardium. Heart Rhythm. 7, 1852-1859 (2010).
- Liao, S. Y., et al. Overexpression of Kir2.1 channel in embryonic stem cell-derived cardiomyocytes attenuates posttransplantation proarrhythmic risk in myocardial infarction. Heart Rhythm. 10, 273-282 (2013).
- Liu, Y., et al. Thoracic spinal cord stimulation improves cardiac contractile function and myocardial oxygen consumption in a porcine model of ischemic heart failure. Journal of Cardiovascular Electrophysiology. 23, 534-540 (2012).
- Liao, S. Y., et al. Improvement of Myocardial Function Following Catheter-Based Renal Denervation in Heart Failure. JACC: Basic to Translational Science. 2 (3), 270-281 (2017).
- Liao, S. Y., et al. Remodelling of cardiac sympathetic re-innervation with thoracic spinal cord stimulation improves left ventricular function in a porcine model of heart failure. Europace. 17 (12), 1875-1883 (2015).
- Daehnert, I., Rotzsch, C., Wiener, M., Schneider, P. Rapid right ventricular pacing is an alternative to adenosine in catheter interventional procedures for congenital heart disease. Heart. 90 (9), 1047-1050 (2004).
- Hála, P., et al. Tachycardia-Induced Cardiomyopathy as a Chronic Heart Failure Model in Swine. Journal of Visualized Experiments. (132), e57030(2018).
- Santoso, T., et al. Endomyocardial implantation of autologous bone marrow mononuclear cells in advanced ischemic heart failure: a randomized placebo-controlled trial (END-HF). Journal of Cardiovascular Translational Research. 7, 545-552 (2014).
- Traverse, J. H., et al. Cardiovascular Cell Therapy Research Network. Effect of intracoronary delivery of autologous bone marrow mononuclear cells 2 to 3 weeks following acute myocardial infarction on left ventricular function: the LateTIME randomized trial. Journal of the American Medical Association. 306, 2110-2119 (2011).
- Traverse, J. H., et al. Cardiovascular Cell Therapy Research Network (CCTRN). Effect of the use and timing of bone marrow mononuclear cell delivery on left ventricular function after acute myocardial infarction: the TIME randomized trial. Journal of the American Medical Association. 308, 2380-2389 (2012).
- de Jong, R., Houtgraaf, J. H., Samiei, S., Boersma, E., Duckers, H. J. Intracoronary stem cell infusion after myocardial infarction. A meta-analysis and update on clinical trials. Circulation: Cardiovascular Interventions. 7, 156-167 (2014).
- Nowbar, A. N., et al. DAMASCENE writing group. Discrepancies in autologous bone marrow stem cell trials and enhancement of ejection fraction (DAMASCENE): weighted regression and meta-analysis. British Medical Journal. 348, g2688(2014).
- Kanelidis, A. J., Premer, C., Lopez, J., Balkan, W., Hare, J. M. Route of Delivery Modulates the Efficacy of Mesenchymal Stem Cell Therapy for Myocardial Infarction: A Meta-Analysis of Preclinical Studies and Clinical Trials. Circulation Research. 120 (7), 1139-1150 (2017).
- Hou, D., et al. Radiolabeled cell distribution after intramyocardial, intracoronary, and interstitial retrograde coronary venous delivery: implications for current clinical trials. Circulation. 112 (9 Suppl), I150-I156 (2005).
- Hu, X., et al. A Large-Scale Investigation of Hypoxia-Preconditioned Allogeneic Mesenchymal Stem Cells for Myocardial Repair in Nonhuman Primates: Paracrine Activity Without Remuscularization. Circulation Research. 118, 970-983 (2016).
- Chong, J. J., et al. Human embryonic-stem-cell-derived cardiomyocytes regenerate non-human primate hearts. Nature. 510, 273-277 (2014).
- Martens, A., et al. Substantial early loss of induced pluripotent stem cells following transplantation in myocardial infarction. Artificial Organs. 38, 978-984 (2014).
- Shiba, Y., et al. Allogeneic transplantation of iPS cell-derived cardiomyocytes regenerates primate hearts. Nature. 538, 388-391 (2016).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
