Artykuł metodologiczny

Stereologiczne oszacowanie długości włókien cholinergicznych w jądrze podstawnym Meynerta mózgu myszy

DOI:

10.3791/60405

⸱

5 lutego 2020

 ,  , 
1Laboratory for Alzheimer's Disease and Aging Research, Kansas City Veterans Affairs Medical Center, 2Department of Neurology, University of Kansas Medical Center, 3Department of Molecular and Integrative Physiology, University of Kansas Medical Center, 4The University of Kansas Alzheimer's Disease Center

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Długość włókien neuronalnych w trójwymiarowej strukturze obszaru mózgu jest wiarygodnym parametrem do ilościowego określenia specyficznej integralności strukturalnej neuronów lub zwyrodnienia. W tym artykule opisano na przykład stereologiczną metodę kwantyfikacji do pomiaru długości włókien cholinergicznych w jądrze podstawnym Meynerta u myszy.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Długość aksonów cholinergicznych lub innych neuronów w różnych obszarach mózgu jest często skorelowana z konkretną funkcją regionu. Stereologia jest przydatną metodą ilościowego określania profili neuronalnych różnych struktur mózgu. W tym miejscu przedstawiamy oparty na oprogramowaniu protokół stereologiczny do oszacowania całkowitej długości włókien cholinergicznych w jądrze podstawnym Meynerta (NBM) podstawy przodomózgowia. Metoda wykorzystuje sondę z kosmiczną kulą do oszacowania długości. Włókna cholinergiczne są wizualizowane za pomocą barwienia immunologicznego acetylotransferazy choliny (ChAT) za pomocą systemu wykrywania peroksydazy chrzanowej i diaminobenzydyny (HRP-DAB). Protokół barwienia jest również ważny do szacowania liczby włókien i komórek w różnych obszarach mózgu za pomocą oprogramowania stereologicznego. Protokół stereologiczny może być stosowany do szacowania dowolnych profili liniowych, takich jak włókna cholinoceptywne, włókna dopaminergiczne/katecholaminergiczne, włókna serotoninergiczne, procesy astrocytów, a nawet profile naczyniowe.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ilościowe szacunki długości i/lub gęstości włókien nerwowych w mózgu są ważnymi parametrami badań neuropatologicznych. Długość aksonów cholinergicznych, dopaminergicznych i serotoninergicznych w różnych regionach mózgu jest często skorelowana z określonymi funkcjami tego regionu. Ponieważ rozmieszczenie tych aksonów jest na ogół niejednorodne, stosuje się stereologię opartą na projekcie, aby uniknąć błędu systematycznego podczas pobierania próbek. Sonda kosmiczna typu space ball została zaprojektowana, aby zapewnić wydajne i wiarygodne pomiary struktur przypominających linie, takich jak włókna neuronalne w obszarze zainteresowania1. Sonda tworzy wirtualną kulę, która jest systematycznie nakładana w tkance w celu zmierzenia przecięć linii z powierzchnią sondy. Ponieważ niemożliwe jest umieszczenie sond sferycznych w tkance w celu analizy, dostępne na rynku oprogramowanie zapewnia wirtualną trójwymiarową (3D) sferę, która jest w zasadzie serią koncentrycznych okręgów o różnych średnicach, które reprezentują powierzchnię sondy sferycznej.

Selektywna neurodegeneracja cholinergiczna jest jedną ze stałych cech choroby Alzheimera (AD)2,3,4. Dysfunkcyjna transmisja cholinergiczna jest uważana za czynnik powodujący pogorszenie funkcji poznawczych w AD. Dysfunkcja cholinergiczna jest również widoczna w wielu innych zaburzeniach psychicznych, takich jak choroba Parkinsona, uzależnienie i schizofrenia. Różne aspekty neurodegeneracji cholinergicznej są badane w modelach zwierzęcych (np. zmniejszenie acetylocholiny5, ChAT protein6, neurodegeneracja włókien cholinergicznych w pobliżu blaszek amyloidowych6, oraz spadek włókien cholinergicznych i żylaków synaptycznych7,8). Uważa się, że zwyrodnienie włókien następuje wcześniej niż utrata neuronów, ponieważ cholinergiczny ubytek neuronów nie zawsze jest obserwowany w badaniach. Większość neuronów cholinergicznych znajduje się w podstawnej przodomózgowiu i pniu mózgu, a ich aksony rzutują do różnych obszarów mózgu, takich jak kora mózgowa i hipokamp. NBM znajduje się w podstawnej przodomózgowiu i okazuje się, że jest to jeden z często dotkniętych obszarów mózgu w chorobie Alzheimera.

Metoda frakcjonowania w stereologii opiera się na systematycznym losowym pobieraniu próbek tkanek na wielu poziomach. Frakcja próbkowania skrawków (SSF) to niekomputerowe systematyczne pobieranie próbek skrawków dla metody frakcjonowania w stereologii. Frakcja próbkowania obszarowego (ASF) to frakcjonowanie obszaru obszaru zainteresowania w sekcji. Frakcja próbkowania grubości (TSF) to frakcjonowanie grubości przekroju. Sonda z kosmiczną kulą pozwala nam na ilościowe określenie interesujących profili w sferze 3D w ułamkowanych lokalizacjach. Tutaj używamy sondy z kosmiczną kulą do oszacowania całkowitej długości włókien cholinergicznych w NBM mózgu myszy, aby zilustrować procedury. Obecny protokół zawiera szczegółowe informacje na temat przetwarzania tkanek, metod pobierania próbek do stereologii, barwienia immunohistochemicznego przy użyciu przeciwciała ChAT oraz bezstronnej stereologii w celu oszacowania długości włókien cholinergicznych i gęstości włókien w NBM mózgu myszy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury dotyczące korzystania z tych zwierząt zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt w Kansas City Veterans Affairs Medical Center. Do eksperymentów wykorzystano osiemnastomiesięczne myszy z nadekspresją szwedzkiego zmutowanego białka prekursorowego beta-amyloidu (APPswe) i ich rodzeństwo z miotu C57/BL6 WT. Szczegóły dotyczące hodowli i genotypowania znajdują się w He et al.8.

1. Perfuzja i przetwarzanie tkanek

  1. Znieczulenie myszy za pomocą wstrzyknięcia dootrzewnowego z ketaminą (100 mg/kg) i ksylazyną (10 mg/kg). Ściśnij palce u stóp, aby potwierdzić brak odpowiedzi, zanim przejdziesz dalej9.
  2. Perfuzja przezskórna z ~ 50 ml lodowatego 0,1 M soli fizjologicznej buforowanej fosforanem Dulbecco (DPBS), a następnie 4% paraformaldehydu (PFA) w 0,1 M buforze fosforanowym (PB) < sup class="xref">10,
    UWAGA: PFA jest toksyczny. Podczas pracy z PFA należy stosować środki ochrony osobistej (PPE).
  3. Usuń brains10 i zanurz w 4% PFA w 0,1 M PB w temperaturze 4 °C w celu postfiksacji na 24 godziny. Umyj DPBS 3x.
  4. Zmienić na 15% roztwór sacharozy w 0,1 DPBS na noc, a następnie 30% roztwór sacharozy w 0,1 M DPBS przez kolejne 48 godzin w temperaturze 4 °C.
  5. Usunąć tkankę z roztworu sacharozy i zamrozić w komorze kriotomicznej nastawionej na temperaturę -20 °C. Zamrożone próbki można przechowywać w szczelnie zamkniętych probówkach w temperaturze -80 °C do czasu ich podziału.
  6. Osadź tkanki w podłożu do zatapiania w optymalnej temperaturze cięcia (patrz Tabela materiałów) i zamontuj na tarczy z próbką. Wytnij seryjne odcinki o grubości 30 μm w płaszczyźnie koronalnej za pomocą kriotomimu i zbierz wszystkie skrawki następnie na 24-dołkowych płytkach hodowlanych wypełnionych roztworem krioprotektantu (30% glicerol, 30% glikol etylenowy, 40% DPBS; Rysunek 1A–C). Przechowywać w zamrażarce w temperaturze -20 °C.
    UWAGA: Grubsze sekcje (np. 50 μm) są preferowane, jeśli jest to możliwe. Upewnij się, że sekcje są utrzymane w kolejności cięcia, a wszystkie sekcje są całkowicie w krioprotektorencie. Płytka 96-dołkowa może być używana jako alternatywa dla płytek 24-dołkowych do pobierania skrawków.
  7. Przykryj studzienki uszczelniaczem do płyt, aby zapobiec parowaniu i wysychaniu. Przechowywać płytki w temperaturze -20 °C do czasu dalszego użycia. Skrawki przechowywane w temperaturze -20 °C są stabilne przez kilka miesięcy dla immunohistochemii ChAT.

2. Systematyczny wybór sekcji dla IHC

UWAGA: Należy przeprowadzić badanie pilotażowe, aby poznać całkowitą liczbę sekcji wymaganych do osiągnięcia akceptowalnego współczynnika błędu (CE). Wartość CE jest wyrazem całkowitego poziomu błędu w procedurze pobierania próbek. Najniższa wartość oznacza minimalny błąd, a wartość CE niższa niż 0,1 jest uważana za akceptowalną przez użyte tutaj oprogramowanie (patrz Tabela materiałów)11.

  1. Zidentyfikuj pierwszą i ostatnią sekcję dla każdego mózgu, porównując cechy morfologiczne ze standardowym atlasem mózgu myszy, takim jak Franklin i Paxinos. NBM zaczyna się od -0,0 mm i kończy na -1,6 mm. W związku z tym około 50 sekcji zawiera NBM. Całkowita liczba sekcji jest jednym z parametrów wymaganych podczas stereologii. Wybór co8-tej sekcji (SSF = 1/8) dał w sumie 6-7 sekcji do analizy i dał akceptowalne CE zarówno dla oszacowania objętości, jak i oszacowania długości włókien w naszym badaniu pilotażowym.
    2. Losowo zacznij od jednej z pierwszych ośmiu sekcji, a następnie systematycznie próbkuj co 8 sekcję, aż do ostatniej tylnej sekcji zawierającej NBM (Rysunek 1 C).

3. Immunohistochemia

  1. Przenieś kriokonserwowane skrawki do temperatury pokojowej w krioprotektantze, a następnie 0,1 M buforu fosforanowego (PB) na płytkach 6-dołkowych.
  2. Umyć 3x w PB.
  3. Inkubować w 0,3% H2O2 w metanolu przez 15 min.
  4. Umyć 3x w soli fizjologicznej buforowanej Tris (TBS).
  5. Inkubować w 0,25% Triton X-100 w TBS przez 30 min.
  6. Blok z 10% normalną surowicą bydlęcą (NBS) w 0,1% Triton X-100 w TBS przez 30 min.
  7. Inkubować z rozcieńczeniem 1:1 000 kozich przeciwciał pierwotnych przeciwko ludzkiemu ChAT (patrz tabela materiałów) w TBS z 0,1% Triton X-100 i 1% NBS przez 48 godzin w temperaturze 4 °C.
  8. Prać 3x w TBS w temperaturze pokojowej. Wykonaj dalszą inkubację i mycie w temperaturze pokojowej.
  9. Inkubować z biotynylowanym bydlęcym przeciwciałem drugorzędowym przeciwko kozom (patrz tabela materiałów) przez 1 godzinę.
  10. Umyć 3x w TBS.
  11. Inkubować z kompleksem awidyna-biotyna-peroksydaza (patrz tabela materiałów).
  12. Umyć 3x w TBS.
  13. Opracowywać przy użyciu ulepszonego roztworu substratu peroksydazy DAB (patrz tabela materiałów) zgodnie z zaleceniami producenta.
    UWAGA: DAB jest podejrzewany jako czynnik rakotwórczy. Jest toksyczny przez kontakt i wdychanie. Używaj środków ochrony osobistej podczas pracy z DAB.
  14. Umyj sekcję kilka razy wodą destylowaną i utrzymuj w pH Tris = 7,6.
  15. Zamontuj sekcje na żelowatych szkiełkach. Wszystkie wycinki z jednej tkanki można umieścić na tym samym szkiełku. Wysuszyć sekcje na powietrzu, odwodnić 2x po 5 minut za pomocą 70%, 90%, 95% i 100% etanolu, a następnie oczyścić sekcje dwoma 10-minutowymi płukankami ksylenu. Szkiełko nakrywkowe należy wykonać za pomocą środka montażowego (patrz Tabela Materiałów).
    UWAGA: Czas przetwarzania odwadniania i oczyszczania wpływa na grubość sekcji. Dlatego dla wszystkich sekcji należy stosować te same warunki. W niniejszym badaniu średnia wartość dla grubości końcowej wynosiła 21,11 ± 0,45 μm.
  16. Utrzymuj sekcje w dygestoriach do wyschnięcia. Suche sekcje są gotowe do badania stereologicznego.

4. Stereologia

UWAGA: Zapoznaj się z tabelą materiałów, aby zapoznać się z używanym mikroskopem i oprogramowaniem. Przydatny będzie obiektyw immersyjny z aperturą numeryczną (NA) > 1,2, którego należy używać w razie potrzeby. Preparaty powinny być pogrupowane według genotypu lub grupy leczonej i zakodowane. Pełna stereologia dla jednego badania powinna być wykonana przez tę samą osobę, a osoba wykonująca badanie stereologiczne powinna być ślepa na tożsamość poszczególnych preparatów lub badanej grupy1,12,13.

  1. Otwórz nowe badanie w oprogramowaniu. (Plik > nowego badania). Otworzy się okno dialogowe "Inicjalizacja badania". Wypełnij informacje o badaniu, korzystając z funkcji wielopoziomowej (opartej na ułamkach) (Rysunek 2A).
  2. Kliknij dwukrotnie "Głośność" w obszarze Parametry, co otworzy okno dialogowe Głośność. Nazwij interesującą Cię funkcję i wybierz sondę "Zliczanie punktów w regionie". Kliknij Dalej.
  3. Kliknij dwukrotnie następny parametr "Długość".
    1. Podaj nazwę funkcji (np. "L") Wybierz sondę "Sphere" i kliknij Dalej.
  4. Następnie kliknij okno dialogowe "Inicjalizacja badania", które otworzy okno "Inicjalizacja przypadku". Wypełnij informacje o sprawie. Grupy muszą zostać zakodowane przed rozpoczęciem badania. Łączna liczba sekcji to liczba sekcji, począwszy od pierwszej sekcji zawierającej obszar zainteresowania do ostatniej sekcji zawierającej obszar zainteresowania (zob. krok 2.1). Interwał próbkowania sekcji wynosi osiem, ponieważ co 8 sekcja została wybrana do barwienia IHC.
  5. Kliknięcie przycisku Dalej otwiera okno dialogowe "Inicjalizacja sondy", w którym automatycznie ustawione zostanie najmniejsze powiększenie dla wyboru obszaru i oszacowania objętości. Potwierdź ustawienia i sprawdź, czy obszar zainteresowania można zidentyfikować przy wybranym dolnym powiększeniu. Kliknij dwukrotnie "Objętość" i wypełnij 50 000 μm3 na punkt dla frakcji objętościowej regionu. Kliknij Gotowe.
  6. W obszarze Powiększenie obiektu (wysokie) ustaw Długość na 63x lub 100x. Kliknij dwukrotnie "Długość", aby otworzyć okno dialogowe Długość-Sfera i ustaw średnicę kuli na 10 μm. Kliknij Gotowe.
    UWAGA: Strefę ochronną należy określić na podstawie rzeczywistej grubości sekcji. Operator musi sprawdzić grubość sekcji w wielu miejscach, aby uniknąć uszkodzeń. W razie potrzeby dostosuj grubość strefy ochronnej na podstawie grubości przekroju.
  7. Ustaw odpowiednie wartości dla obszaru ramki, wysokości ramki, strefy ochronnej i odstępów między ramkami.
    UWAGA: Wartości te zależą od niejednorodności profili obiektów (włókien) w badanym obszarze. Powierzchnia ramy 400 μm2, wysokość ramy 10 μm, strefa ochronna 2 μm i odstęp między ramami 300 μm dają akceptowalne wartości CE do oszacowania długości włókien w NBM. Badanie pilotażowe musi zostać przeprowadzone z tymi wartościami przed przejściem do następnego przypadku.
  8. Postępuj zgodnie z instrukcjami dostarczonymi przez oprogramowanie po każdym kroku. Instrukcje są wyświetlane w postaci okna dialogowego i/lub u dołu ekranu.
  9. Wstawić sekcję 1.
  10. Przy małym powiększeniu (5x) zdefiniuj obszar zainteresowania, wyznaczając dowolną granicę wokół NBM. Kliknij przycisk Dalej w lewym rogu okna wideo. Postępuj zgodnie z instrukcjami i upewnij się, że wszystkie zielone punkty znajdują się w NBM. Punkty można uwzględnić lub wykluczyć, klikając na punkty.
    UWAGA: Nie ma określonej, ustalonej granicy wokół NBM. Selekcja jest w większości definiowana przez badaczy. Neurony cholinergiczne ChAT+ NBM można zaobserwować w torebce wewnętrznej (ic) i gałki bladej (GP). W tym protokole układ scalony z neuronami cholinergicznymi ChAT+ i ich projekcjami (włóknami) oraz całym GP jest zawarty w NBM (Rysunek 1D).
  11. Postępuj zgodnie z instrukcjami i zmień na 63x dla pomiarów włókien w bieżącej frakcji. Na ekranie pojawi się okno dialogowe 'Grubość przekroju'. Ustaw górną i dolną powierzchnię przekroju, aby zmierzyć rzeczywistą grubość przekroju. Należy stosować ręczny ruch osi Z. Kliknij Gotowe.
    UWAGA: Jeśli w okolicy nie ma światłowodu, krok można pominąć, aby przejść do następnej lokalizacji frakcji.
  12. Przesuwaj powoli oś Z od góry do dołu na wysokości ramy przekroju i zaznacz wszystkie przecinające się włókna na powierzchni wirtualnej sondy sferycznej (Rysunek 3). Po zakończeniu kliknij przycisk Dalej, aby przejść do następnej lokalizacji.
  13. Po zakończeniu wszystkich ułamków oprogramowanie poprosi o wstawienie następnej sekcji. Powtórz kroki 4.9–4.12 dla wszystkich sześciu lub siedmiu odcinków tkanki.
    1. Na koniec oprogramowanie wygeneruje wynik dla przypadku pokazujący wartości CE (Rysunek 4). Jeśli CE jest akceptowalny, przejdź do następnego przypadku. Plik > nowej sprawy. Jeśli CE nie jest akceptowalny (Rysunek 4A), oprogramowanie przedstawia zalecenia dotyczące zmiany niektórych parametrów. W wielu przypadkach zmniejszenie odstępów między ramkami powoduje zmniejszenie wartości CE do akceptowalnego zakresu (Rysunek 4B).
  14. Po zakończeniu wszystkich spraw wygeneruj wyniki dla każdej sprawy i grupy (Plik > Wyniki).

5. Analizy i statystyki

  1. Oprogramowanie dostarcza dane dla każdej próbki i każdej grupy. Samo oprogramowanie oblicza frakcje, takie jak SSF, ASF i TSF, i podaje całkowitą objętość referencyjną (VREF) i całkowitą długość (L) włókien w regionie odniesienia (w tym przypadku NBM) (Rysunek 4B). Eksportuj dane i zapisz lub skopiuj je do wybranego oprogramowania statystycznego w celu analizy między grupami. W tabeli 1 przedstawiono typowe dane wynikowe do celów analizy statystycznej. Analizuj gęstość włókien (Lv), dzieląc całkowitą długość włókna przez objętość referencyjną.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Reprezentatywne wyniki są pokazane w Tabeli 1 i Rysunek 5. Grupa C, która została zdekodowana jako grupa APPswe (APP), miała znacznie niższą długość włókien (Rysunek 5B) i gęstość długości włókien (Rysunek 5C) w porównaniu z ich dzikimi (DZIKIMI) rodzeństwem z miotu. Wyniki wykazały, że nie było znaczącej różnicy w objętości NBM między dwiema analizowanymi grupami (Rysunek 5...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj demonstrujemy metodę szacowania gęstości włókien cholinergicznych w NBM za pomocą sondy z kosmiczną kulą (kulą). Ta sonda szacuje całkowitą długość światłowodu w obszarze zainteresowania. Całkowitą długość można podzielić przez objętość regionu, aby uzyskać gęstość włókien. Do oszacowania objętości regionu wykorzystano metodę zliczania punktów Cavalieriego. Metoda zliczania punktów Cavalieriego jest bezstronnym i wydajnym estymatorem objętości referencyjnej 3D dla dowolnego regionu. Metoda oblicza oszacowanie powie...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez granty dla W.Z.S. z Służby Badań i Rozwoju Medycznego, Departamentu Spraw Weteranów (Merit Review 1I01 BX001067-01A2), Stowarzyszenia Alzheimera (NPSPAD-11-202149) oraz zasobów z Midwest Biomedical Research Foundation.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Zestaw ABCVector LaboratoriesPK6100
Przeciwciało anty-ChATMillipore, MA, USAAB144P
Bydlęca surowica anty-koziowa IgG-BSantacruz BiotechnologySC-2347
Surowica bydlęca, dorosłaSigma-Aldrich, St. Louis, MO, USAB9433
KriostatLieca Microsystems, Buffalo Grove, IL, USA
Dulbecco's Phosphate Buffered SalineSigma-Aldrich, St. Louis, MO, USAD5652
Glikol etylenowySigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA324558
GlycerolSigma-Aldrich, St. Louis, MO, USAG2025
Nadtlenek wodoruSigma-Aldrich, St. Louis, MO, USAH1009
Zestaw Immpact-DABVector LaboratoriesSK4105Ulepszony roztwór substratu peroksydazy DAB
KetamineWestward Pharmaceuticals, NJ, USA0143-9509-01
MikroskopLieca Microsystems, Buffalo Grove, IL, USAAF6000Wyposażony w zmotoryzowany stolik i kolorową kamerę cyfrową IMI-tech
Optymalna temperatura skrawania (O.C.T.) medium do zatapianiaMikroskopia elektronowa Sciences, PA, USA62550-12
ParaformaldehydSigma-Aldrich, St. Louis, MO, USAP6148
Podłoże montażowe PermountMikroskopia elektronowa Sciences, PA, USA17986-01
Oprogramowanie stereologiczneStereology Resource Center, Inc. St. Petersburg, FL, USAStereologer2000zainstalowany na komputerze stacjonarnym firmy Dell.
Triton X-100Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, StanyZjednoczone T8787
Trizma BaseSigma-Aldrich, St. Louis, MO, USAT1503Tris base Tris
, chlorowodorek TrizmaSigma-Aldrich, St. Louis, MO, USAT5941Tris chlorowodorek
KsylazynaBayer, Leverkusen, NiemcyKsyleny Rompun
stopień histologicznySigma-Aldrich, St. Louis, MO534056
,

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Mouton, P. R., Gokhale, A. M., Ward, N. L., West, M. J. Stereological length estimation using spherical probes. Journal of Microscopy. 206, Pt 1 54-64 (2002).
  2. Whitehouse, P. J., Price, D. L., Clark, A. W., Long Coyle, J. T., DeLong, M. R. Alzheimer disease: evidence for selective loss of cholinergic neurons in the nucleus basalis. Annals of Neurology. 10 (2), 122-126 (1981).
  3. Davies, P., Maloney, A. J. Selective loss of central cholinergic neurons in Alzheimer's disease. The Lancet. 2 (8000), 1403(1976).
  4. Bartus, R. T., Dean, R. L., Beer, B., Lippa, A. S. The cholinergic hypothesis of geriatric memory dysfunction. Science. 217 (4558), 408-414 (1982).
  5. Savonenko, A. Episodic-like memory deficits in the APPswe/PS1dE9 mouse model of Alzheimer's disease: relationships to beta-amyloid deposition and neurotransmitter abnormalities. Neurobiology of Disease. 18 (3), 602-617 (2005).
  6. Perez, S. E., Dar, S., Ikonomovic, M. D., DeKosky, S. T., Mufson, E. J. Cholinergic forebrain degeneration in the APPswe/PS1DeltaE9 transgenic mouse. Neurobiology of Disease. 28 (1), 3-15 (2007).
  7. Stokin, G. B. Axonopathy and transport deficits early in the pathogenesis of Alzheimer's disease. Science. 307 (5713), 1282-1288 (2005).
  8. He, M. GRK5 Deficiency Leads to Selective Basal Forebrain Cholinergic Neuronal Vulnerability. Scientific Reports. 6, 26116(2016).
  9. JoVE Science Education Database. Lab Animal Research. Anesthesia Induction and Maintenance. Journal of Visualized Experiments. , Cambridge, MA. (2019).
  10. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. Journal of Visualized Experiments. (65), e3564(2012).
  11. Mouton, P. R. Unbiased Stereology-A Concise Guide. , Johns Hopkins University Press. (2011).
  12. West, M. J. Getting started in stereology. Cold Spring Harbor Protocols. 2013 (4), 287-297 (2013).
  13. West, M. J. Space Balls Revisited: Stereological Estimates of Length With Virtual Isotropic Surface Probes. Frontiers in Neuroanatomy. 12, 49(2018).
  14. Nikolajsen, G. N., Kotynski, K. A., Jensen, M. S., West, M. J. Quantitative analysis of the capillary network of aged APPswe/PS1dE9 transgenic mice. Neurobiology of Aging. 36 (11), 2954-2962 (2015).
  15. Gutierrez-Jimenez, E. Disturbances in the control of capillary flow in an aged APP(swe)/PS1DeltaE9 model of Alzheimer's disease. Neurobiology of Aging. 62, 82-94 (2018).
  16. Gundersen, H. J., Jensen, E. B., Kieu, K., Nielsen, J. The efficiency of systematic sampling in stereology--reconsidered. Journal of Microscopy. 193, Pt 3 199-211 (1999).
  17. Zhang, Y. Quantitative study of the capillaries within the white matter of the Tg2576 mouse model of Alzheimer's disease. Brain and Behavior. 9 (4), 01268(2019).
  18. McNeal, D. W. Unbiased Stereological Analysis of Reactive Astrogliosis to Estimate Age-Associated Cerebral White Matter Injury. Journal of Neuropathology Experimental Neurology. 75 (6), 539-554 (2016).
  19. Liu, Y. Passive (amyloid-beta) immunotherapy attenuates monoaminergic axonal degeneration in the AbetaPPswe/PS1dE9 mice. Journal of Alzheimer's Disease. 23 (2), 271-279 (2011).
  20. Gagnon, D. Evidence for Sprouting of Dopamine and Serotonin Axons in the Pallidum of Parkinsonian Monkeys. Frontiers of Neuroanatomy. 12, 38(2018).
  21. Boncristiano, S. Cholinergic changes in the APP23 transgenic mouse model of cerebral amyloidosis. Journal of Neuroscience. 22 (8), 3234-3243 (2002).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

j dro podstawne Meynertasonda Space Ballbarwienie immunohistochemiczne ChATdetekcja HRP DABoprogramowanie stereologiczneszacowanie d ugo ci w kienszacowanie profilu liniowegowykrywanie zmian neurodegeneracyjnych

Powiązane artykuły