Tutaj pokazujemy, jak wykonać mikroskopię przyżyciową na żyłkach powłosilarnych mięśnia cremaster myszy. Powszechnie stosowany do różnych modeli zapalenia i sepsy, szczególnie tych indukowanych przez chemokiny i cytokiny, podkreślamy jego znaczenie w badaniu muskolopatii obejmujących przesadny naciek leukocytów mięśniowych.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Naciek leukocytów mięśnia Cremaster u myszy oceniany za pomocą mikroskopii przyżyciowej
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Mikroskopia przyżyciowa (IVM) jest szeroko stosowana do monitorowania procesów fizjologicznych i patofizjologicznych w kaskadzie rekrutacji leukocytów in vivo. Obecny protokół stanowi praktyczną i powtarzalną metodę wizualizacji interakcji śródbłonka leukocytów prowadzącej do rekrutacji leukocytów w tkance pochodzącej z mięśni szkieletowych w nienaruszonym organizmie myszy. Model ma zastosowanie we wszystkich dziedzinach badań, które koncentrują się na aktywacji granulocytów i ich roli w chorobie.
Udostępniamy protokół krok po kroku, aby przeprowadzić przez metodę i wskazać potencjalne pułapki i trudności techniczne. Protokół obejmuje następujące aspekty: warunki eksperymentalne i wymagany materiał, znieczulenie myszy, rozwarstwienie mięśnia cremaster oraz kaniulacja tchawicy i tętnicy szyjnej, zapisy IVM i analiza offline. Szczegółowo wyjaśniono formaty danych, takie jak przylegające leukocyty, strumień toczny (RF) i frakcja strumienia tocznego (RFF) oraz omówiono odpowiednie zastosowania. Reprezentatywne wyniki dotyczące myszy mdx z niedoborem dystrofiny znajdują się w sekcji wyników.
IVM jest potężnym narzędziem do oceny rekrutacji leukocytów w warunkach in vivo; jednak określenie na przykład funkcji śródbłonka i leukocytów może wymagać połączenia z układami ex vivo, takimi jak eksperymenty w komorze przepływowej. Co więcej, pochodzenie genetyczne zwierząt będących przedmiotem zainteresowania może mieć duży wpływ na rekrutację wyjściową, co wymaga indywidualnego dopracowania dostarczonego protokołu. Pomimo swoich ograniczeń, IVM może służyć jako platforma do łatwego przekładania wyników badań in vitro na żywy organizm kręgowca.
Wprowadzenie
Mikroskopia przyżyciowa (IVM) jest powszechnie stosowanym narzędziem w dziedzinie biologii leukocytów. Rekrutacja leukocytów następuje po kaskadzie dobrze zdefiniowanych zdarzeń zainicjowanych przez wychwyt, zwijanie i przyleganie leukocytów do ściany śródbłonka, a na końcu transmigrację i wynaczynienie leukocytów do właściwego miejsca zapalenia1. Każdy etap jest pośredniczony i kontrolowany przez różne chemokiny (np. IL-8/CXCL8), receptory (np. LFA-1, Mac-1) i odpowiadające im cząsteczki adhezyjne komórek śródbłonka (np. ICAM-1, VCAM-1 i E-Selectin)2,3. Interakcja różnych miejsc regulacyjnych, czynników kontrolujących i mediatorów kaskady rekrutacji leukocytów, takich jak receptor końcowych produktów zaawansowanej glikacji (RAGE), międzykomórkowa cząsteczka adhezyjna 1 (ICAM-1), ligand motywu C-X-C (CXCL)1/2 i ich receptor CXCR2 zostały odkryte za pomocą IVM4,5,6,7,8,Rozdział 9.
Metoda IVM została opisana dla wielu różnych narządów i tkanek, takich jak jelito10, skin11, węzły chłonne12, embrionalny worek z żółtkiem13 i inne. Jednak najszerzej badaną metodą IVM jest model cremaster, po raz pierwszy opisany w rats14. Chociaż metoda ta jest nadal stosowana u szczurów15, obecnie stosowana głównie u myszy ze względu na dużą obfitość różnych linii transgenicznych. Nasza grupa niedawno podkreśliła potencjalną rolę cremaster IVM w dziedzinie zapalnych muskopatii, takich jak dystrofia mięśniowa Duchenne'a (DMD), badając myszy mdx z niedoborem dystrofiny16. Ze względu na cienką przeplataną i łatwo dostępną kompozycję włókien, mięsień cremaster stanowi idealny mięsień kandydujący do badania jako całość za pomocą mikroskopii świetlnej lub fluorescencyjnej. Rekrutacja i wynaczynienie leukocytów odbywa się głównie w żyłkach pozakapilarnych, które można łatwo zidentyfikować na ciągłej warstwie mięśniowej w mięśniu cremaster.
Zaletą obrazowania in vivo w porównaniu z innymi testami in vitro jest jego biologiczny kontekst w żywym organizmie. Jednocześnie określenie specyficznego dla komórki wkładu w zmienioną rekrutację leukocytów może wymagać dodatkowych modeli in vitro, takich jak komory przepływowe lub testy śródbłonka. Połączenie wielu metod przyniesie najbardziej przekonujące dane. Naukowcy powinni zdawać sobie sprawę z ograniczeń modelu cremaster, ponieważ każda manipulacja chirurgiczna doprowadzi do zwiększonego transportu i rekrutacji leukocytów. W związku z tym rekrutacja wyjściowa jest trudna do oszacowania tą metodą. Pomimo szerokiego zastosowania, IVM cremastera może być wyzwaniem, a stworzenie nowatorskiej konfiguracji może wymagać czasu i zasobów. Teraz udostępniamy prosty protokół, który pomoże uniknąć niektórych typowych błędów w IVM. Omówione zostaną również ograniczenia, a w stosownych przypadkach zostaną podkreślone metody uzupełniające.
IVM cremastera reprezentuje idealne podejście do wdrożenia w dziedzinie badań nad stanami zapalnymi i zakaźnymi. Mówiąc dokładniej, model cremaster może być bardzo interesujący dla naukowców zajmujących się biologią mięśni szkieletowych w kontekście chorób zapalnych.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Zwierzęta były utrzymywane w kontrolowanych warunkach, wolnych od specyficznych patogenów, w IBF (Interfakultäre Biomedizinische Forschungseinrichtung) w Heidelbergu. Wszystkie opisane tutaj procedury zostały zatwierdzone przez lokalną komisję IRB oraz Regierungspraesidium Karlsruhe, Badenia-Wirtembergia, Niemcy.
1. Podanie znieczulenia
- Zanurz mysz w narkozie poprzez dostrykalny (i.p.) bolusowy wtrysk 125 mg/kg ketaminy i 12,5 mg/kg ksylazyny.
- Umieść i unieruchom mysz w pozycji grzbietowej na podkładce grzewczej, aby utrzymać temperaturę ciała zwierzęcia (36,5-38 °C). Użyj niewchłonnialnej sterylnej nici chirurgicznej (6/0), aby zawiązać prostą pętlę wokół zębów przednich, a końce nici przyklej taśmą do podkładki grzewczej. Taka stabilizacja ma na celu utrzymanie otwartego pyska, aby uniknąć zaburzeń oddychania.
- Sprawdź głębokość znieczulenia myszy poprzez ucisk przestrzeni między palcami łapy (nie powinno wystąpić wycofanie).
- Po osiągnięciu odpowiedniego poziomu znieczulenia przystąp do przygotowania chirurgicznego. Powtarzaj kontrolę znieczulenia co 30 min w trakcie trwania eksperymentu. W razie potrzeby podaj leki ponownie zgodnie z opisem powyżej.
- Nasyć fizjologiczny roztwór soli (PSS, skład: 132 mmol/L NaCl, 4,7 mmol/L KCl, 1,2 mmol/L MgS04, 2,0 mmol/L CaCl2, 18 mmol/L NaHCO3) mieszaniną 5% CO2/95% N2 przez 15 minut. Przez cały czas trwania eksperymentu stale przepuszczaj 5% CO2/95% N2 przez PSS i utrzymuj temperaturę 37 °C.
2. Chirurgiczne przygotowanie tchawicy i tętnicy szyjnej (opcjonalnie)
- Wypreparuj skórę z okolic szyi, delikatnie odciągając ją pęsetą w linii środkowej. Użyj nożyczek, aby wykonać cięcie okrężne o średnicy 1-2 cm, aby zapewnić wystarczającą przestrzeń do przygotowania chirurgicznego.
- Starannie wypreparuj otaczające mięśnie, tkankę tłuszczową i tkankę łączną za pomocą pęsety.
- Wykonaj cięcie poprzeczne (~ 1,3 mm) w tchawicy za pomocą małych nożyczek chirurgicznych i wprowadź rurkę polietylenową (I.D x O.D. 0.034" x 0.050") do końcowego odcinka tchawicy, aby zabezpieczyć górne drogi oddechowe.
- Zabeziecz rurkę znajdującą się w tchawicy za pomocą pojedynczego szwu węzłem okrężnym (6/0 USP).
- Zlokalizuj tętnicę szyjną wzdłuż prawej strony tchawicy i wypreparuj otaczającą tkankę ze ściany tętnicy szyjnej. Alternatywnie, do dostępu dożylnego (i.v.) można wykorzystać żyłę szyjną lub żyłę ogonową. Staraj się uniknąć uszkodzenia nerwu błędnego, ponieważ znajduje się on w bliskim sąsiedztwie.
- Przełóż dwa fragmenty nici chirurgicznej (6/0) pod tętnicę szyjną. Pierwszy szew proksymalny umieść po stronie kranialnej, blisko rozwidlenia tętnic szyjnych i zawiąż go na stałe. Drugi szew zostanie umieszczony około 5-8 mm dystalnie od pierwszego i zostanie później wykorzystany do zabezpieczenia rurki w tętnicy szyjnej. Nie zawiązuj go jeszcze.
- Przygotuj rurkę polietylenową (I.D x O.D. 0.01" x 0.024") o długości 30 cm, przytwierdzając jej końcową część do igły strzykawki o objętości 1 mL wypełnionej solą fizjologiczną (0,9% NaCl). Dokładne przepłukanie jest istotne, aby zapobiec embolii powietrznej podczas przygotowania.
- Użyj zacisku naczyniowego 7 mm, aby zacisnąć tętnicę szyjną dystalnie od drugiego szwu.
- Wykonaj niewielkie cięcie poprzeczne (~0,5 mm) w tętnicy szyjnej i wprowadź sterylną rurkę polietylenową. Zabeziecz rurkę w tętnicy, używając drugiego szwu przygotowanego wcześniej.
- Zdejmij zacisk naczyniowy i delikatnie wywrzyj niewielki nacisk za pomocą strzykawki podłączonej do rurki polietylenowej. Ten cewnik tętnicy szyjnej może teraz służyć do podawania leków lub pobierania próbek krwi w razie potrzeby; możliwe jest również monitorowanie ciśnienia krwi lub tętna przy użyciu odpowiednich urządzeń.
3. Chirurgiczne przygotowanie mięśnia kremaster
- Przenieś mysz na podkładce grzewczej (wraz z podkładką) do specjalnie wykonanej plastikowej ramy utrzymującej stolik do późniejszej mikroskopii. Ustaw mysz tak, aby moszna była skierowana w stronę stolika mikroskopu.
- Przed kontynuacją ponownie oceń głębokość znieczulenia; w razie potrzeby podaj od jednej czwartej do połowy dawki środka znieczulającego.
- Zlokalizuj mosznę, chwyć ją pęsetą w najbardziej dystalnej części, delikatnie odciągnij i wytnij okrągły fragment skóry moszny o średnicy około 5 mm. Upewnij się, że nie uszkodziłeś struktur leżących głębiej, takich jak mięsień opuszkowy. Pamiętaj o utrzymaniu nawilżenia odsłoniętej tkanki roztworem soli fizjologicznej.
- Odseparuj luźną tkankę łączną za pomocą dwóch pęset i zlokalizuj oba jądra.
- Chwyć jedno jądro w części dystalnej i zacznij delikatnie je wyciągać, stopniowo usuwając otaczającą tkankę łączną.
- Po zewnętrznieniu jądra przymocuj jego koniec dystalny szpilką do gumowego pierścienia otaczającego stolik. Po zewnętrznieniu nawilżaj tkankę roztworem soli fizjologicznej przez cały czas trwania procedury.
- Krok krytyczny: Ostrożnie usuń tkankę łączną, nie uszkadzając leżącego pod nią mięśnia opuszkowego. Nadmiar tkanki łącznej może ograniczyć widoczność podczas późniejszej mikroskopii i spowodować rozmycie obrazów.
- Przymocuj dystalną część jądra szpilką i otwórz mięsień opuszkowy, wykonując małe cięcie poprzeczne (około 1 mm), a następnie nacięcie podłużne od samego końca dystalnego do proksymalnego. W wyniku tego mięsień opuszkowy powinien rozwinąć się sferycznie. Należy uważać, aby nie przeciąć makroskopowo widocznych naczyń, ponieważ może to wpłynąć na hemodynamiczną sytuację.
- Ostrożnie rozprostuj mięsień na szklanym stoliku i przymocuj go szpilkami do gumowego pierścienia. Upewnij się, że nie dotykasz ani nie uszkadzasz regionu centralnego, ponieważ w tym miejscu będzie przeprowadzana mikroskopia.
Uwaga: Zbyt mocne rozciągnięcie może utrudnić przepływ krwi. - Odsuń pozostałe jądro i przymocuj je szpilką, aby uzyskać dostęp do obszaru zainteresowania. Pamiętaj o wielokrotnym nawilżaniu PSS, aby zapobiec wysychaniu. Tak zamocowany mięsień jest teraz gotowy do mikroskopii.
4. Mikroskopia intravitalna
- Umieścić zamocowany mięsień kremaster w mikroskopie pionowym i przeprowadzić badanie mikroskopowe przy użyciu obiektywu 40x.
- Pozyskać dane i wyeksportować je, korzystając z wysokoprzepustowej spektrografii obrazowej.
- Wykonywać pomiary przy ciągłej superfuzyjnej perfuzji podgrzanym (35-37 °C) PSS17. Superfuzję przeprowadzić za pomocą niewielkiej rurki przymocowanej taśmą do obiektywu pionowego mikroskopu, aby umożliwić ciągłe ściekanie PSS wzdłuż obiektywu na tkankę mięśniową.
- Zidentyfikować żyłki poprzewłośkowate (miejsce zbiegu dwóch mniejszych naczyń) i zmierzyć mikrokrążenie w żyłkach o średnicy 20-40 μm.
- Przechwycić obrazy mikrokrążenia w mięśniu kremaster o wysokiej rozdzielczości w przedziale czasowym 30 s. Ponieważ podczas rejestracji może dochodzić do lekkich skurczów i rozkurczów tkanki mięśniowej, należy stale korygować ostrość. Zazwyczaj u myszy obserwuje się stabilne krążenie przez około 2 godziny. Możliwe jest wykonanie kilku pomiarów z różnych naczyń w różnych obszarach. Następnie można wykorzystać jeden lub oba jądra.
UWAGA: Ponieważ jest to model stanu zapalnego, powszechnymi metodami indukcji są: systemiczne podanie lub miejscowy wstrzykiwanie do moszny mediatorów pro zapalnych, a także superfuzja np. N-formylmetionylu-leucylo-fenyloalaniną (fMLP). Miejscowa stymulacja TNF-α jest powszechnie stosowana w celu wywołania rekrutacji leukocytów; endotoksemia indukowana LPS jest modelem SIRS – ciężkiego systemowego stanu zapalnego.
5. Wizualizacja leukocytów
UWAGA: Leukocyty przylegające i toczące są łatwo widoczne bez dodatkowej wizualizacji. Aby określić prędkość leukocytów poruszających się swobodnie w linii środkowej, należy przeprowadzić barwienie różnicowe.
- W przypadku użycia myszy znakowanych eGFP, należy poddać je bezpośredniej analizie za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej.
- Dla szczepów myszy nieznakowanych eGFP należy zastosować barwienie rhodaminą.
- Podać rhodaminę 6G w dawce 0,2 mg/kg masy ciała. W celu uzyskania odpowiedniego natężenia barwienia mogą być wymagane powtórzone dawki. Należy zachować małe objętości, ponieważ większe objętości mogą wpływać na parametry hemodynamiczne.
- W celu natychmiastowego barwienia leukocytów barwnik należy podać przez tętnicę szyjną. Jeśli nie przeprowadzono preparacji tętnicy szyjnej, odpowiednie barwienie można uzyskać poprzez aplikację d.o. (dosytingalnie) przy zastosowaniu tej samej dawki18. Alternatywnie do kaniulacji tętnicy szyjnej można przeprowadzić kaniulację dowolnej innej żyły.
UWAGA: Należy pamiętać, że barwienie rhodaminą, w przeciwieństwie do znakowania eGFP, wykazuje spadek natężenia fluorescencji w czasie, a maksymalne ogólne barwienie przy wyższych stężeniach wynosi około 80% leukocytów. - Wizualizować swobodnie poruszające się leukocyty zabarwione rhodaminą za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej.
6. Zakończenie eksperymentu
UWAGA: Całkowity szacowany czas wykonania tego protokołu wynosi od 90 do 150 minut.
- Zakończyć eksperyment poprzez eutanazję metodą zwichnięcia karku.
- Do dalszych analiz, takich jak badanie transmigracji, utrwalić mięsień kremaster w PFA, gdy jest on wciąż rozciągnięty na stole, a następnie zabarwić zgodnie z wymogami badania histologicznego.
7. Analiza offline
- Analizuj następujące parametry jako proste zliczenia podczas odtwarzania wideo.
- Oblicz strumień toczenia [liczba/min]: liczba komórek toczących się przez linię wyimaginowaną/min
- Oblicz adhezję [liczba/mm]2]: liczba komórek przylegających do ścianki naczynia w polu widzenia ≥ 30 s/powierzchnia naczyniowa [mm2].
- Poniższe parametry hemodynamiczne i mikronaczyniowe mierzy się przy użyciu programu ImageJ.
- Oblicz średnicę naczynia [µm] jako średnicę wewnętrzną ścianki.
- Oblicz długość naczynia [µm] jako długość linii środkowej naczynia.
- Oblicz prędkość w linii środkowej
uzyskane z analizy wideo klatka po klatce swobodnie poruszających się leukocytów w linii środkowej.
- Należy wykorzystać poniższe równania w celu wykonania szacunków.
- Oblicz powierzchnię naczyniową w [mm²]2]: długość naczynia [µm] x średnica naczynia [µm] x π x 10-6.
- Obliczenie szybkości ścinania przy ściankach
4,9 x (8 x prędkość na linii środkowej) x 0,625/średnica naczynia [µm]). - Oblicz średnią prędkość przepływu krwi prędkość na osi strumienia x 0,625.
- Oblicz całkowity przepływ leukocytów
systemiczna liczba leukocytów ![Wzór na stężenie komórek [liczba/μL], stosowany w liczeniu komórek i pomiarze stężenia.](/files/ftp_upload/60509/60509eq5.jpg "figure-protocol-7")
x (średnia prędkość przepływu krwi x 60/100) x π x ![Równanie średnicy naczynia do badania hemodynamiki, wzór: (średnica naczynia [μm]/2x10)^2](/files/ftp_upload/60509/60509eq6.jpg "figure-protocol-9")
. - Oblicz ułamkową frakcję toczenia [%]: strumień toczenia/całkowity strumień leukocytów x 10.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
IVM przeprowadzone zgodnie z dostarczonym protokołem pozwoli na uzyskanie unikalnych informacji na temat kaskady rekrutacji leukocytów w mięśniach szkieletowych. Sekcja wyników skupi się na typowych rezultatach uzyskiwanych za pomocą IVM oraz zwróci uwagę na potencjalne problemy, które mogą wystąpić.
Układ eksperymentalny do mikroskopii intravitalnej przedstawiono w Rysunek 1Przygotowanie mięśnia opuszkowego oraz usunięcie tkanki łącznej są kluczowe dla uzyskania ...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
IVM jako metoda jest szeroko stosowana do badania różnych typów komórek w różnych narządach i została szeroko opisana i omówiona19. Głównym celem tego badania jest zapewnienie skutecznego podejścia do ustawiania i wykonywania IVM w mięśniu cremaster. Praktykowanie tej metody przyniesie wiarygodne i powtarzalne wyniki. Dlatego planowanie i standaryzacja są kluczowymi czynnikami do opanowania tej techniki. Przede wszystkim technika ta jest w dużym stopniu zależna od parametrów hemodynamicznych i mik...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
To badanie było wspierane przez niemieckie Federalne Ministerstwo Edukacji i Badań (BMBF) 01GL1746E jako część konsorcjum PRIMAL. Autorzy dziękują Brittie Heckmann i Silvii Pezer za umiejętną pomoc techniczną.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Materiał | |||
| Ketanest S | Pfizer Pharma GmbH | PZN: 08509909 | znieczulenia. Nazwa rodzajowa / IUPAC: ketamina |
| Xylazine | CP-Pharma GmbH | Nr artykułu: 1205 | znieczulenie. Nazwa ogólna / IUPAC: ksylazyna (jako chlorek hidrochlorku) |
| Roztwór soli | B. Braun Melsungen | PZN 02737756 | przygotowanie chirurgiczne. Ogólny / IUPAC Nazwa: chlorek sodu |
| Igła strzykawkowa Omnican F | B. Braun Melsungen | REF 9161502 | przygotowanie chirurgiczne |
| Szew 6/0 USP | Resorba | REF 4217 | przygotowanie chirurgiczne |
| Rurka polietylenowa #10 | BD GmbH | Dostawca nr 427401 | przygotowanie chirurgiczne |
| Rurka polietylenowa #90 | BD GmbH | Dostawca nr 427421 | przygotowanie chirurgiczne |
| Rodamina 6G | Sigma-Aldrich Chemie GmbH | Numer CAS 989-38-8 | barwienie leukocytów. Nazwa ogólna / IUPAC: 2-[3-(etyloamino)-6-etylomino-2,7-dimetyloksanten-9-ylo]benzoesan etylu |
| Setup Equipment | |||
| Mikroskop pionowy | Olimpia | Mikroskopia BX51W1 | |
| 40-krotny obiektyw | Mikroskopia Zeiss | Achroplan 40 & razy; /0,80 W | |
| Oprogramowanie ImSpector | Oprogramowanie Lavision Biotec GmbH | wersja 4.0.469 | |
| Oprogramowanie ImageJ | National Institute of Health, USA | ver. 1.51j8 |
Bibliografia
- Ley, K., Laudanna, C., Cybulsky, M. I., Nourshargh, S. Getting to the site of inflammation: the leukocyte adhesion cascade updated. Nature Reviews. Immunology. 7 (9), 678-689 (2007).
- Zanardo, R. C. O., et al. A down-regulatable E-selectin ligand is functionally important for PSGL-1-independent leukocyte-endothelial cell interactions. Blood. 104 (12), 3766-3773 (2004).
- Woodfin, A., et al. ICAM-1-expressing neutrophils exhibit enhanced effector functions in murine models of endotoxemia. Blood. 127 (7), 898-907 (2016).
- Frommhold, D., et al. RAGE and ICAM-1 cooperate in mediating leukocyte recruitment during acute inflammation in vivo. Blood. 116 (5), 841-849 (2010).
- Braach, N., et al. RAGE controls activation and anti-inflammatory signalling of protein C. PloS One. 9 (2), 89422(2014).
- Frommhold, D., et al. RAGE and ICAM-1 differentially control leukocyte recruitment during acute inflammation in a stimulus-dependent manner. BMC Immunology. 12 (1), 56(2011).
- Braach, N., et al. Anti-inflammatory functions of protein C require RAGE and ICAM-1 in a stimulus-dependent manner. Mediators of Inflammation. 2014, 743678(2014).
- Girbl, T., et al. Distinct Compartmentalization of the Chemokines CXCL1 and CXCL2 and the Atypical Receptor ACKR1 Determine Discrete Stages of Neutrophil Diapedesis. Immunity. 49 (6), 1062-1076 (2018).
- Smith, M. L., Olson, T. S., Ley, K. CXCR2- and E-selectin-induced neutrophil arrest during inflammation in vivo. The Journal of Experimental Medicine. 200 (7), 935-939 (2004).
- Emre, Y., Jemelin, S., Imhof, B. A. Imaging Neutrophils and Monocytes in Mesenteric Veins by Intravital Microscopy on Anaesthetized Mice in Real Time. Journal of Visualized Experiments. (105), (2015).
- Eriksson, E., Boykin, J. V., Pittman, R. N. Method for in vivo microscopy of the cutaneous microcirculation of the hairless mouse ear. Microvascular Research. 19 (3), 374-379 (1980).
- von Andrian, U. H. Intravital microscopy of the peripheral lymph node microcirculation in mice. Microcirculation. 3 (3), New York, N.Y. 287-300 (1996).
- Hudalla, H., et al. LPS-induced maternal inflammation promotes fetal leukocyte recruitment and prenatal organ infiltration in mice. Pediatric Research. 84 (5), 757-764 (2018).
- Grant, R. T. Direct observation ok skeletal muscle blood vessels (rat cremaster). The Journal of Physiology. 172 (1), 123-137 (1964).
- Thiele, J. R., Goerendt, K., Stark, G. B., Eisenhardt, S. U. Real-time digital imaging of leukocyte-endothelial interaction in ischemia-reperfusion injury (IRI) of the rat cremaster muscle. Journal of Visualized Experiments. (66), e3973(2012).
- Kranig, S. A., et al. Dystrophin deficiency promotes leukocyte recruitment in mdx mice. Pediatric Research. 11, 4457(2019).
- Bagher, P., Segal, S. S. The mouse cremaster muscle preparation for intravital imaging of the microcirculation. Journal of Visualized Experiments. (52), e2874(2011).
- Reichenbach, Z. W., Li, H., Gaughan, J. P., Elliott, M., Tuma, R. IV and IP administration of rhodamine in visualization of WBC-BBB interactions in cerebral vessels. Microscopy Research and Technique. 78 (10), 894-899 (2015).
- Secklehner, J., Lo Celso, C., Carlin, L. M. Intravital microscopy in historic and contemporary immunology. Immunology and Cell Biology. 95 (6), 506-513 (2017).
- Nussbaum, C., et al. Neutrophil and endothelial adhesive function during human fetal ontogeny. Journal of Leukocyte Biology. 93 (2), 175-184 (2013).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
