Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Pomiar prędkości, rozciągliwości i odkształcenia impulsu w mysim modelu tętniaka aorty brzusznej

6.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/60515

⸱

23 lutego 2020

 ,  ,  , 
1Division of Cardiovascular Medicine, University of Missouri, 2Medical Pharmacology and Physiology, University of Missouri, 3Dalton Cardiovascular Research Center, University of Missouri

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Ten manuskrypt opisuje szczegółowy protokół korzystania z obrazowania ultradźwiękowego o wysokiej częstotliwości do pomiaru średnicy światła, prędkości propagacji impulsów, rozciągliwości i odkształcenia promieniowego na mysim modelu tętniaka aorty brzusznej.

Streszczenie

Tętniak aorty brzusznej (AAA) jest definiowany jako miejscowe poszerzenie aorty brzusznej, które przekracza maksymalną średnicę śródświateł (MILD) o 1,5 razy w stosunku do jej pierwotnego rozmiaru. Badania kliniczne i eksperymentalne wykazały, że małe tętniaki mogą pękać, podczas gdy subpopulacja dużych tętniaków może pozostać stabilna. Tak więc, oprócz pomiaru średnicy śródświetlnej aorty, wiedza na temat cech strukturalnych ściany naczynia może dostarczyć ważnych informacji do oceny stabilności AAA. Usztywnienie aorty stało się ostatnio niezawodnym narzędziem do określania wczesnych zmian w ścianie naczynia. Prędkość propagacji impulsów (PPV) wraz z rozciągliwością i odkształceniem promieniowym są bardzo przydatnymi metodami opartymi na ultradźwiękach, istotnymi dla oceny sztywności aorty. Podstawowym celem tego protokołu jest zapewnienie kompleksowej techniki wykorzystania systemu obrazowania ultrasonograficznego do pozyskiwania obrazów i analizy właściwości strukturalnych i funkcjonalnych aorty określonych przez MILD, PPV, rozciągliwość i odkształcenie promieniowe.

Wprowadzenie

Tętniak aorty brzusznej (AAA) reprezentuje istotną chorobę sercowo-naczyniową charakteryzującą się trwałym, miejscowym rozszerzeniem aorty przekraczającym pierwotną średnicę naczynia o 1,5 raza1. AAA plasuje się wśród 13 głównych przyczyn śmiertelności w Stanach Zjednoczonych2. Progresję AAA przypisuje się zwyrodnieniu ściany aorty i fragmentacji elastyny, co ostatecznie prowadzi do pęknięcia aorty. Te zmiany w ścianie aorty mogą wystąpić bez znaczącego wzrostu maksymalnej średnicy śródświetlnej (MILD), co sugeruje, że samo MILD nie jest wystarczające do przewidzenia ciężkości choroby3. Dlatego należy zidentyfikować dodatkowe czynniki w celu wykrycia początkowych zmian w ścianie aorty, które mogą wskazać wczesne opcje leczenia. Ogólnym celem tego protokołu jest zapewnienie praktycznego przewodnika do oceny właściwości funkcjonalnych aorty za pomocą obrazowania ultrasonograficznego, charakteryzującego się pomiarami prędkości propagacji impulsów (PPV), rozciągliwości i odkształcenia promieniowego.

Dobrze scharakteryzowany eksperymentalny model do badania AAA, po raz pierwszy opisany przez Daugherty'ego i współpracowników, obejmuje podskórną infuzję angiotensyny II (AngII) za pomocą pomp osmotycznych u myszy Apoe-/- sup class<="xref">4. Precyzyjny pomiar MILD za pomocą obrazowania ultrasonograficznego odegrał zasadniczą rolę w scharakteryzowaniu AAA w tym modelu myszy5. Chociaż zmiany histologiczne podczas rozwoju AAA zostały szeroko zbadane, zmiany we właściwościach funkcjonalnych ściany naczynia, takie jak sztywność aorty, nie zostały dobrze scharakteryzowane. Protokół ten kładzie nacisk na wykorzystanie ultradźwięków o wysokiej częstotliwości w połączeniu z zaawansowanymi analizami jako potężnych narzędzi do badania postępu czasowego AAA. W szczególności podejścia te pozwalają nam ocenić właściwości funkcjonalne ścianki naczynia mierzone za pomocą PPV, rozciągliwości i odkształcenia promieniowego.

Ostatnie badania kliniczne na ludziach z AAA, jak również w modelu AAA wywołanym mysią elastazą, sugerują dodatnią korelację między sztywnością aorty a średnicą aorty6,7. PPV, wskaźnik sztywności aorty, jest akceptowany jako doskonała miara do ilościowego określania zmian sztywności ściany naczynia6,8. PPV oblicza się, mierząc czas przejścia fali tętna w dwóch miejscach wzdłuż układu krwionośnego, zapewniając w ten sposób regionalną ocenę sztywności aorty. Niedawno wykazaliśmy, że zwiększona sztywność aorty mierzona za pomocą PPV i na poziomie komórkowym określana za pomocą mikroskopii sił atomowych, dodatnio koreluje z rozwojem tętniaka9. Ponadto literatura sugeruje, że sztywność aorty może poprzedzać rozszerzenie tętniaka, a tym samym może dostarczyć użytecznych informacji na temat regionalnych wewnętrznych właściwości ściany naczynia podczas rozwoju AAA10. Podobnie, pomiary rozciągliwości i odkształcenia są narzędziami kwantyfikacyjnymi do pomiaru wcześniejszych zmian sprawności tętnic. Zdrowe tętnice są elastyczne i sprężyste, natomiast przy zwiększonej sztywności i mniejszej elastyczności zmniejsza się rozciągliwość i napięcie. Tutaj przedstawiamy praktyczny przewodnik i protokół krok po kroku dotyczący korzystania z systemu ultrasonograficznego o wysokiej częstotliwości do pomiaru MILD, PPV, rozciągliwości i odkształcenia promieniowego u myszy. Protokół zawiera podejścia techniczne, które należy stosować w połączeniu z podstawowymi informacjami zawartymi w instrukcjach obsługi konkretnych przyrządów do obrazowania ultrasonograficznego i dołączonym samouczku wideo. Co ważne, w naszych rękach opisany protokół obrazowania dostarcza powtarzalnych i dokładnych danych, które wydają się cenne w badaniach nad rozwojem i progresją eksperymentalnego AAA.

Aby jeszcze bardziej zademonstrować użyteczność obrazowania ultradźwiękowego, udostępniamy przykładowe obrazy i pomiary pochodzące z naszych własnych badań, mających na celu wykorzystanie metod farmakologicznych do zapobiegania eksperymentalnym AAA11. W szczególności zaproponowano, że sygnalizacja wycinania jest zaangażowana w wiele aspektów rozwoju naczyń krwionośnych i stanu zapalnego12. Korzystając z haploinsuficjencji genów i podejść farmakologicznych, wykazaliśmy wcześniej, że hamowanie Notch zmniejsza rozwój AAA u myszy, zapobiegając infiltracji makrofagów w miejscu uszkodzenia naczyniowego13,14,15. W niniejszym artykule, stosując podejście farmakologiczne do hamowania Notch, skupimy się na związku między sztywnością aorty a czynnikami związanymi z AAA. Badania te pokazują, że hamowanie Notch zmniejsza sztywność aorty, która jest miarą progresji AAA11.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Protokół postępowania z myszami i obrazowania ultradźwiękowego został zatwierdzony przez University of Missouri Institutional Animal Care and Use Committee (numer protokołu dla zwierząt 8799) i został przeprowadzony zgodnie z AAALAC International.

1. Konfiguracja sprzętu i przygotowanie myszy

  1. Konfiguracja sprzętu
    1. Włącz przyrząd ultradźwiękowy, ultradźwiękowy podgrzewacz do żelu i poduszkę grzewczą.
    2. Otwórz program ultrasonograficzny i wprowadź nazwę badania oraz informacje opisowe dla każdej myszy.
    3. Wybierz aplikację jako Obrazowanie ogólne.
    4. Wybierz odpowiedni przetwornik do obrazowania jamy brzusznej (Rysunek 1B,C). W tym eksperymencie używany jest przetwornik MS400.
    5. Upewnij się, że poziom znieczulenia, izofluranu i tlenu jest odpowiedni dla każdej sesji eksperymentalnej.
    6. Wyczyść platformę do obrazowania ultrasonograficznego zwierząt.
  2. Przygotowanie myszy
    1. Umieść klatkę myszy na poduszce grzewczej (36.5 do 38.5 °C).
    2. Delikatnie chwyć mysz za podstawę ogona i umieść w komorze izofrubanu wypełnionej tlenem.
    3. Skierować przepływ izofluranu i tlenu do komory indukcyjnej.
    4. Włącz parownik izofluranu i ustaw poziom izofluranu na 1-2% obj./obj. Włącz ciśnienie w butli tlenu na 1-2 l/min.
    5. Po ~2 minutach potwierdź odpowiednią głębokość znieczulenia poprzez brak odruchów odstawienia po uszczypnięciu w stopkę myszy.
    6. Następnie wyłącz gałąź zasilającą komorę indukcyjną i włącz gałąź skierowaną do stożka nosowego anestezjologicznego.
    7. Przenieś mysz z komory indukcyjnej do etapu obrazowania ultrasonograficznego i umieść stożek anestezjologiczny nad nosem zwierzęcia.
    8. Przechyl platformę obrazowania zwierząt o około 10° do prawego dolnego rogu, aby uzyskać optymalne skanowanie (Rysunek 1B).
    9. Umieść jedną kroplę sterylnego roztworu okulistycznego w obu oczach myszy, aby zapobiec wysuszeniu pod narkozą.
    10. Ustaw mysz w pozycji leżącej z nosem włożonym w stożek anestezjologiczny
      11. .
    11. Nałóż żel elektrodowy na wszystkie cztery łapy za pomocą bawełnianego wacika i przyklej łapy do miedzianych przewodów na platformie obrazowania zwierząt w celu odczytów elektrokardiogramu (Rysunek 1C).
    12. Użyj maszynki do strzyżenia, aby ogolić włosy w miejscu obrazowania, a następnie nałóż krem do depilacji, aby usunąć pozostałą sierść. Pozostaw na mniej niż 1 minutę.
    13. Delikatnie zetrzyj krem i włosy wilgotnym ręcznikiem papierowym.
    14. Monitoruj oddech i upewnij się, że tętno utrzymuje się w zakresie 450-550 uderzeń/min. Jeśli poziom jest poniżej tego poziomu, należy zmniejszyć przepływ izofluranu i poczekać, aż tętno powróci do normy.
    15. Nałóż wstępnie podgrzany żel ultradźwiękowy (37 °C) na przygotowane miejsce na skórze i przymocuj przetwornik do jego uchwytu i opuść, aż dotknie żelu (Rysunek 1C).

2. Obrazowanie ultrasonograficzne aorty brzusznej

  1. Ustaw przetwornik poziomo (tj. prostopadle do linii środkowej myszy).
  2. Wygładź żel ultradźwiękowy i usuń bąbelki za pomocą drewnianego patyczka bawełnianego wacika.
  3. Opuść przetwornik i umieść 0,5 - 1 cm poniżej membrany po dotknięciu żelu. Teraz zacznij obserwować obrazy.
  4. Wizualizuj aortę brzuszną w widoku krótkiej osi (Rysunek 1C).
    UWAGA: Tryb B jest domyślnym i najskuteczniejszym trybem do anatomicznego zlokalizowania aorty i ustawienia głowicy. Aorta brzuszna jest identyfikowana na podstawie obecności przepływu pulsacyjnego za pomocą kolorowych trybów Dopplera i Dopplera mocy w krótkiej osi (tj. w przekroju obwodowym aorty). Dostosuj mikromanipulatory na stoliku zwierzęcym i przetworniku, aby przekrój poprzeczny aorty znalazł się na środku obrazu.
  5. Delikatnie obróć przetwornik o 90° zgodnie z ruchem wskazówek zegara i powoli wyreguluj pokrętło mikromanipulatora osi x, aby uwidocznić aortę w widoku długiej osi (przekrój podłużny aorty).
    UWAGA: W wielu przypadkach gazy żołądkowo-jelitowe mogą zakłócać obraz lub aorta może nie być pod optymalnym kątem, aby zapewnić wyraźny widok w długiej osi. Powoli i poziomo reguluj kąt przetwornika, aż do uzyskania akceptowalnego widoku z długiej osi. Jeśli problemy będą się powtarzać, podnieś przetwornik, sprawdź, czy pod przetwornikiem nie ma pęcherzyków powietrza, nieznacznie wyreguluj kąt nachylenia stolika zwierzęcego, ponownie nałóż żele i powtórz wszystkie kroki ponownie.
  6. Ustaw strefę ostrości i głębokość w obszarze aorty za pomocą przełączników odpowiednio Strefa ostrości i Głębokość ostrości. Ręcznie wyreguluj suwak kompensacji wzmocnienia czasowego, aby przyciemnić światło aorty w celu uzyskania optymalnego kontrastu ściany aorty.
  7. Dostosuj manipulator osi y, aby uwidocznić punkty rozgałęzień tętnic krezkowych górnych i prawych tętnic nerkowych. Użyj prawej tętnicy nerkowej jako punktu orientacyjnego, aby uchwycić obraz aorty nadnerczowej (Rysunek 2A).
  8. Nagraj co najmniej 100 klatek obrazów w trybie B na aorcie nadnerczowej.
  9. Naciśnij cinestore, aby zapisać obrazy w trybie B.
  10. Naciśnij przycisk M-mode na klawiaturze instrumentu, aby włączyć nagrywanie w trybie M. Przetocz kulkę kursora, aby przesunąć żółtą linię wskaźnika do normalnych odcinków aorty z wyraźnym obrazem ściany naczynia lub do sekcji, w których obserwuje się maksymalną średnicę tętniaka.
  11. Naciśnij przełącznik SV/gate i wyreguluj kulkę kursora, aby upewnić się, że ścianki naczynia znajdują się w nawiasie pomiaru. Naciśnij przycisk update, aby zarejestrować pomiary w trybie M i naciśnij cinestore, aby zarejestrować (Rysunek 2A,B).
    UWAGA: Maksymalna średnica tętniaka może nie znajdować się w tej samej płaszczyźnie obrazowania, co optymalna długa oś widzenia aorty. Nieznacznie wyreguluj pokrętło manipulatora osi x dla każdego pomiaru w trybie M, aby upewnić się, że uchwycony jest MILD każdej sekcji.
  12. Aby uzyskać obrazy wizualizacji kilohercowej bramkowanej EKG (EKV), naciśnij przycisk trybu B, aby powrócić do nagrywania w trybie B.
    UWAGA: Jeśli obrazy nie są ostre, wyreguluj manipulator osi x, aby uzyskać najostrzejszy obraz górnej ściany światła na całej długości przekroju (tj. > 6 mm).
  13. Naciśnij przycisk Physio Settings na klawiaturze i wybierz Bramkowanie oddechu. Dostosuj ręcznie opóźnienie i okno bramkowania, aby rejestrować dane tylko podczas bardziej płaskich części fali oddechowej. Sekcje nagrania będą wyświetlane jako kolorowe bloki na śledzeniu fali oddechowej.
    UWAGA: Bez regulacji bramkowania oddechu obrazy EKV będą rozmyte z powodu normalnego ruchu zwierzęcia podczas oddychania.
  14. Naciśnij przycisk EKV, aby włączyć tryb EKV. W odpowiednim menu wybierz opcję Rozdzielczość standardowa i liczbę klatek na sekundę 3000 lub wyższą. Wybierz opcję Kontynuuj, aby nagrywać obrazy EKV. Naciśnij cinestore, aby zapisać obrazy. Użyj obrazu w trybie EKV, aby uzyskać pomiary prędkości propagacji impulsów (PPV), rozciągliwości i odkształcenia radialnego.
    UWAGA: Nagrywanie EKV może się nie powieść, jeśli występują nienormalne wahania oddechu, zwierzę oddycha zbyt szybko lub ustawienia liczby klatek na sekundę są zbyt wysokie. W takim przypadku ustaw niższą liczbę klatek na sekundę i poczekaj, aż oddychanie zwierzęcia się ustabilizuje. Ustawienie liczby klatek na sekundę na 3000 jest zwykle odpowiednie zarówno dla myszy, jak i szczurów.

3. Etapy po obrazowaniu

  1. Delikatnie wytrzyj żel ultradźwiękowy z okolicy brzucha myszy ręcznikiem papierowym zwilżonym ciepłą wodą.
  2. Umieść mysz z powrotem w klatce domowej na poduszce grzewczej.
  3. Wyłącz urządzenie do izofluranu, wyczyść platformę do obrazowania zwierząt i przetwornik wilgotnymi chusteczkami.
  4. Przenieś dane obrazu zebrane podczas badania ultrasonograficznego na dysk twardy.
  5. Wyłącz aparat ultrasonograficzny.
  6. Gdy mysz wyzdrowieje ze znieczulenia i będzie przytomna, zdejmij poduszkę grzewczą i umieść klatkę z powrotem na stojaku w pomieszczeniach dla zwierząt.

4. Analiza obrazów aorty brzusznej

  1. Analiza obrazów w trybie M w celu pomiaru MILD
    1. Otwórz program ultrasonograficzny i wprowadź nazwę badania oraz informacje opisowe dla każdej myszy.
    2. Otwórz dane ultrasonograficzne w oprogramowaniu analitycznym i otwórz obraz w trybie M i wstrzymaj bicie serca.
    3. Kliknij Pomiary.
    4. Wybierz pakiet naczyniowy z rozwijanych opcji. Kliknij Głębokość i narysuj linię w poprzek światła aorty biegnącą od wewnętrznej ściany do ściany (Rysunek 2C,D).
      UWAGA: Aby zachować spójność, pomiary należy wykonywać w fazie skurczowej cyklu sercowego, gdy aorta jest maksymalnie rozszerzona. Narysuj trzy linie na trzech różnych uderzeniach serca, aby uzyskać dokładne i średnie pomiary MILD. W AAA pomiary wykonuje się przy maksymalnym poszerzeniu aorty. Zaleca się również poszczenie zwierząt na 4-6 godzin przed pobraniem obrazów, aby uniknąć zakłóceń spowodowanych perystaltyką jelit i zapewnić klarowność obrazu.
  2. Analiza prędkości propagacji impulsów (PPV)
    1. Otwórz obraz EKV i wstrzymaj bicie serca.
    2. Otwórz nowe okno w oprogramowaniu analitycznym (np. Vevo Vac), klikając ikonę nazwy.
    3. Kliknij na opcję PPV (strzałka w Rysunek 3D). Dalej pojawi się małe okienko z obrazem aorty.
    4. Narysuj prostokątne pole, klikając górną ścianę naczynia i przeciągając wskaźnik na około 4 mm, zakrywając obie ściany aorty nadnerczowej.
      UWAGA: Utrzymuj stałą długość pudełka (~4 mm) dla wszystkich obrazów. Użytkownik może dostosować prostokątne pudełko, obracając je w celu wyrównania i wybierając linię, a następnie przeciągając do nowej pozycji na analizowanym naczyniu, aby uzyskać najbardziej odpowiednie i wyraźne odchylenie fali tętna. Pionowe linie danych z prostokąta zostaną wyświetlone i oznaczone jako lewa (górny obraz) i prawa (dolna kontrola) w ROI. Dla lepszej wizualizacji przegięcia fali tętna, czasami przydatne jest ustawienie pola rysowania tylko na górnej ścianie, jak pokazano na Rysunek 3. Oprogramowanie automatycznie obliczy PPV (m/s). Jednak zawsze lepiej jest ręcznie dostosować fioletowe linie, aby ustawić dokładny punkt przegięcia na falach tętna, a PPV odpowiednio się zmieni.
    5. Na koniec wybierz polecenie Akceptuj, aby zapisać wartości PPV. Wyeksportuj dane i dane na dysk z danymi.
  3. Analiza rozciągliwości i odkształcenia promieniowego
    1. Otwórz obraz EKV i wstrzymaj bicie serca.
    2. Kliknij ikonę oprogramowania. Oprogramowanie otworzy nowe okno.
    3. Kliknij na śledzenie nowego ROI i narysuj prostokątne pole na obu ściankach naczynia. Oprogramowanie automatycznie prześledzi górną i dolną ścianę statku. Użytkownik może dostosować ślad do wyrównania na ścianie, klikając zielone punkty (Rysunek 4A,B).
    4. Teraz zaakceptuj ślad. Oprogramowanie obliczy rozciągliwość (1/Mpa) w wybranym ROI.
    5. Aby dokonać pomiaru odkształcenia promieniowego, wybierz odpowiednią opcję odkształcenia z pasków menu w lewym górnym rogu. Otworzą się obrazy odkształcenia promieniowego i odkształcenia stycznego.
    6. Uzyskaj wartość odkształcenia promieniowego (%), przesuwając kursor na szczycie krzywej. Eksportuj dane jako obrazy lub w formacie wideo (Rysunek 4A,B).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Przedstawiono reprezentatywne obrazy w trybie M prawidłowej oraz tętniakowej aorty brzusznej myszy w Rysunek 2A i Rysunek 2Bodpowiednio. Brzuszną aortę w odcinku nadnerkowym identyfikuje się po jej położeniu obok prawej tętnicy nerkowej oraz górnej tętnicy krezkowej (Rycina 2A). Reprezentatywne obrazy wykorzystane do obliczenia MILD w trzech różnych uderzeniach serca w cyklu skurczo...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Obrazowanie ultrasonograficzne zapewnia potężną technikę określania właściwości funkcjonalnych aorty poprzez pomiary PPV, rozciągliwości i odkształcenia promieniowego. Pomiary te są szczególnie pouczające dla badania mysich modeli AAA, a podejście in vivo pozwala na gromadzenie danych podłużnych, które są potencjalnie ważne dla zrozumienia czasowego rozwoju patologii aorty. W szczególności pomiary sztywności aorty in vivo są określane lokalnie w aorcie brzusznej za pomocą PPV, rozciągliwości i naprężenia promieniowego po...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez R01HL124155 (CPH) oraz fundusze z Instytutu Badawczego Uniwersytetu Missouri dla CPH.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Angiotensyna IISigma A9525
Apoe-/- myszyThe Jackon labfigure-materials-1
ClippersWAHL1854
Wacik bawełnianyQ-tips
DAPTSigmaD5942
Krem do depilacjiNairLL9038
Krem do elektrodSigma17-05
Podgrzewacz do żeluThermasonic (Parker)82-03 (LED)
Poduszka grzewczaStrykerT/pump professional
Isoflurane VetOneFluriso TM
Waporyzator izofluranowyVisualsonicsVS4244
Nawilżająca maść okulistycznaLacri-lube
Pompy osmotyczneAlzetModel 2004
Zbiornik tlenupowietrznego
VisualsonicsMS-400 lub MS550D
Żel ultradźwiękowyParkerAquasonic przezroczysty
system obrazowania ultradźwiękowegoVisualsonicsVevo 2100
Vevo Vasc OprogramowanieDźwięki
Przetwornik gazu wizualne

Bibliografia

  1. Wanhainen, A. How to Define an Abdominal Aortic Aneurysm — Influence on Epidemiology and Clinical Practice. Scandinavian Journal of Surgery. 97, 105-109 (2008).
  2. Benjamin, E. J., et al. Heart Disease and Stroke Statistics—2018 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 137, 67(2018).
  3. Xu, J., Shi, G. -P. Vascular wall extracellular matrix proteins and vascular diseases. Biochimica et biophysica acta. 1842, 2106-2119 (2014).
  4. Daugherty, A., Manning, M. W., Cassis, L. A. Angiotensin II promotes atherosclerotic lesions and aneurysms in apolipoprotein E-deficient mice. Journal of Clinical Investigation. 105, 1605-1612 (2000).
  5. Au - Sawada, H., et al. Ultrasound Imaging of the Thoracic and Abdominal Aorta in Mice to Determine Aneurysm Dimensions. Journal of Visualized Experiments. , 59013(2019).
  6. Raaz, U., et al. Segmental Aortic Stiffening Contributes to Experimental Abdominal Aortic Aneurysm Development. Circulation. 131, 1783-1795 (2015).
  7. van Disseldorp, E. M. J., et al. Influence of limited field-of-view on wall stress analysis in abdominal aortic aneurysms. Journal of Biomechanics. 49, 2405-2412 (2016).
  8. Miyatani, M., et al. Pulse wave velocity for assessment of arterial stiffness among people with spinal cord injury: a pilot study. Journal of Spinal Cord Medicine. 32, 72-78 (2009).
  9. Sharma, N., et al. Deficiency of IL12p40 (Interleukin 12 p40) Promotes Ang II (Angiotensin II)-Induced Abdominal Aortic Aneurysm. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 39, 212-223 (2019).
  10. Raaz, U., et al. Segmental Aortic Stiffening Contributes to Experimental Abdominal Aortic Aneurysm Development. Circulation. 131, 1783-1795 (2015).
  11. Sharma, N., et al. Pharmacological inhibition of Notch signaling regresses pre-established abdominal aortic aneurysm. Scientific Reports. , (2019).
  12. Bray, S. J. Notch signalling: a simple pathway becomes complex. Nature Reviews Molecular and Cell Biology. 7, 678-689 (2006).
  13. Hans, C. P., et al. Inhibition of Notch1 signaling reduces abdominal aortic aneurysm in mice by attenuating macrophage-mediated inflammation. Arteriosclerosis, Thrombosis and Vascular Biology. 32, 3012-3023 (2012).
  14. Cheng, J., Koenig, S. N., Kuivaniemi, H. S., Garg, V., Hans, C. P. Pharmacological inhibitor of notch signaling stabilizes the progression of small abdominal aortic aneurysm in a mouse model. Journal of American Heart Association. 3, 001064(2014).
  15. Hans, C. P., et al. Transcriptomics analysis reveals new insights into the roles of Notch1 signaling on macrophage polarization. The Journal of Immunology. 200, (2018).
  16. Paraskevas, K. I., et al. Evaluation of aortic stiffness (aortic pulse-wave velocity) before and after elective abdominal aortic aneurysm repair procedures: a pilot study. Open Cardiovascular Medicine Journal. 3, 173-175 (2009).
  17. Fortier, C., Desjardins, M. P., Agharazii, M. Aortic-Brachial Pulse Wave Velocity Ratio: A Measure of Arterial Stiffness Gradient Not Affected by Mean Arterial Pressure. Pulse. 5, 117-124 (2017).
  18. Golledge, J. Abdominal aortic aneurysm: update on pathogenesis and medical treatments. Nature Reviews Cardiology. 16 (4), 225-242 (2019).
  19. Choksy, S. A., Wilmink, A. B., Quick, C. R. Ruptured abdominal aortic aneurysm in the Huntingdon district: a 10-year experience. Annals of the Royal College of Surgeons of England. 81, 27-31 (1999).
  20. Luo, F., Zhou, X. -L., Li, J. -J., Hui, R. -T. Inflammatory response is associated with aortic dissection. Ageing Research Reviews. 8, 31-35 (2009).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Rozciągliwość aortyodkształcenie radialneobrazowanie ultrasonograficzneanaliza w trybie Mobrazowanie EKVpakiet naczyniowysztywność aorty
Pomiar prędkości, rozciągliwości i odkształcenia impulsu w mysim modelu tętniaka aorty brzusznej
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.