Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Bezprzewodowa elektrofizjologiczna rejestracja neuronów przez ruchome tetrody u swobodnie pływających ryb

8.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/60524

⸱

26 listopada 2019

 ,  , 
1Department of Biomedical Engineering, Ben-Gurion University of the Negev, 2Zlotowski Center for Neuroscience, Ben-Gurion University of the Negev, 3Department of Life Sciences, Ben-Gurion University of the Negev

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Prezentowana jest nowatorska technika bezprzewodowa do rejestrowania zewnątrzkomórkowych sygnałów nerwowych z mózgu swobodnie pływających złotych rybek. Urządzenie rejestrujące składa się z dwóch tetrod, mikronapędu, rejestratora danych neuronowych i wodoodpornej obudowy. Wszystkie części są wykonywane na zamówienie, z wyjątkiem rejestratora danych i jego złącza.

Streszczenie

Mechanizmy neuronalne rządzące zachowaniem ryb pozostają w większości nieznane, chociaż ryby stanowią większość wszystkich kręgowców. Możliwość rejestrowania aktywności mózgu swobodnie poruszających się ryb znacznie przyczyniłaby się do postępu w badaniach nad neuronalnymi podstawami zachowania ryb. Co więcej, precyzyjna kontrola miejsca zapisu w mózgu ma kluczowe znaczenie dla badania skoordynowanej aktywności neuronalnej w różnych regionach mózgu ryb. Tutaj przedstawiamy technikę, która nagrywa bezprzewodowo z mózgu swobodnie pływających ryb, jednocześnie kontrolując głębokość miejsca nagrywania. System oparty jest na rejestratorze neuronowym powiązanym z nowatorskim implantem kompatybilnym z wodą, który może dostosować lokalizację nagrywania za pomocą tetrod sterowanych przez mikronapęd. Możliwości systemu obrazują nagrania z kresomózgowia złotej rybki.

Wprowadzenie

Ryby to największa i najbardziej zróżnicowana grupa kręgowców, i podobnie jak inne kręgowce wykazują złożone zdolności poznawcze, takie jak nawigacja, kontakty towarzyskie, spanie, polowanie itp. Niemniej jednak mechanizmy neuronalne rządzące zachowaniem ryb pozostają w większości nieznane.

W ciągu ostatnich kilku dekad, nagrania zewnątrzkomórkowe od unieruchomionych ryb były przede wszystkim wykorzystywane do badania różnych aspektów neuronalnych podstaw zachowania1,2. Chociaż technika ta jest odpowiednia dla niektórych systemów sensorycznych, badanie pełnego spektrum neuronalnych podstaw zachowania jest trudne, jeśli nie niemożliwe u zwierząt unieruchomionych. Pierwsze postępy polegały na rejestrowaniu z komórek Mauthnera ryb pływających na uwięzi3,4. Jednak ogniwa Mauthnera są nieproporcjonalnie duże, a zarejestrowane amplitudy potencjału czynnościowego, które mogą sięgać nawet kilku mV, ułatwiają rejestrację. Później Canfield i in. opisali dowód słuszności koncepcji polegający na użyciu zwierzęcia na uwięzi do nagrywania z kresomózgowia ryb5. Inną niedawną techniką rejestrowania aktywności neuronalnej ryb jest obrazowanie wapnia (zobacz recenzje Orgera i de Polavieja6 oraz Vanwalleghem et al.7). Technika ta została opracowana do stosowania z larwami danio pręgowanego, ponieważ skóra i czaszka są przezroczyste w stadium larwalnym. Jednak ta technika nie może być używana do badania złożonych zachowań na późniejszych etapach rozwoju.

Tutaj prezentujemy nowatorską technikę rejestrowania zewnątrzkomórkowej aktywności neuronalnej z mózgów swobodnie pływających ryb. Jest to zmodyfikowana wersja protokołu opisanego w Vinepinsky et al.8. Główną innowacją jest dodanie mikronapędu, który umożliwia kontrolę położenia elektrod po operacji. Technika ta jest przeznaczona do nagrywania z kresomózgowia złotej rybki za pomocą zestawu tetrod, które są połączone z rejestratorem danych neuronowych za pomocą mikronapędu. Cały zestaw jest bezprzewodowy i zakotwiczony w czaszce ryby. Ciężar właściwy systemu jest wyrównywany z ciężarem właściwym dla wody poprzez dodanie małego pływaka, który pozwala rybom swobodnie pływać.

Technika opiera się na użyciu rejestratora danych neuronowych, który wzmacnia, digitalizuje i przechowuje sygnał w urządzeniu pamięci pokładowej. System telemetrii rejestratora służy do uruchamiania i zatrzymywania nagrań oraz do synchronizacji z kamerą wideo. W tym protokole używany jest 16-kanałowy rejestrator neuronowy, osadzony w wodoodpornej obudowie wraz z mikronapędem.

Zespół mikronapędu składa się z dwóch głównych komponentów: samego mikronapędu i obudowy mikrodysku (Rysunek 1A,B). W obudowie znajduje się mikronapęd i tetrody, a także działa jako kotwica między czaszką a skrzynką rejestratora (rysunek 1C). Skrzynka rejestratora z PVC jest wytwarzana w procesie maszynowym i jest uszczelniana za pomocą pierścienia uszczelniającego o przekroju okrągłym (Rysunek 1E-G, patrz również Rysunek uzupełniający 1, Rysunek uzupełniający 2 i Rysunek uzupełniający 3 dla trójwymiarowego schematu [3D]). Na jednym końcu do skrzyni loggera przymocowany jest kawałek pianki polistyrenowej, aby skompensować ciężar implantu i zapewnić rybie implant neutralny pod względem pływalności. Konstrukcja mikronapędu opisana w protokole jest zgodna z procedurą przedstawioną przez Vandecasteele et al.9 z modyfikacją polegającą na przymocowaniu mikrodysku do obudowy (Rysunek 1A). Przedstawione są wszystkie główne kroki.

Procedura opisana w protokole przygotowania czaszki ryby jest podobna do tej przedstawionej w Vinepinsky et al.8 i jest krótko opisana w protokole. Jednego dnia po operacji ryby są zwykle w pełni wyleczone po znieczuleniu i są gotowe do eksperymentów behawioralnych. Zwróć uwagę, że położenie tetrody można regulować, obracając microdrive. Śruba ma rozstaw 300 μm na pełny obrót, przy czym zalecany jest postęp 75 μm, aż do osiągnięcia docelowej lokalizacji mózgu. Należy zapoznać się z odpowiednim atlasem mózgu, aby skupić się na konkretnym obszarze mózgu będącym przedmiotem zainteresowania. Zaleca się testowanie impedancji elektrody za każdym razem, gdy ryba jest znieczulana w celu wymiany baterii lub karty pamięci.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury chirurgiczne muszą być zatwierdzone przez lokalne komisje etyczne ds. dobrostanu zwierząt (np. IACUC).

1. Budowa obudowy mikrodysku

  1. Aby skonstruować obudowę, należy przeciąć mosiężną płytkę o szerokości 1 mm na płytkę o wymiarach 19 mm x 29 mm x 1 mm za pomocą piły. Wytnij dwie szczeliny o średnicy 5,5 mm na każdym z dłuższych boków prostopadłych do krawędzi, tak aby każda szczelina była oddalona o 6,5 mm od wąskich boków (Rysunek 2A).
  2. Za pomocą szczypiec zagnij obszar między szczelinami na dłuższych bokach do wewnątrz, a następnie złóż dolną część do środka, a górną stronę na zewnątrz, aby uzyskać obudowę (Rysunek 2B,C).
  3. Za pomocą wiertła 3 mm wykonaj otwory na w obudowie microdrive.
    nuta: Otwory te zostaną później wykorzystane do przymocowania obudowy do skrzynki rejestratora (Rysunek 2D).
  4. boki obudowy.
  5. Używając drobnego okrągłego pilnika, wygeneruj małą półkolistą szczelinę o promieniu 1,5 mm w dolnej części obudowy (Rysunek 2E).
    nuta: Zostanie to później wykorzystane do włożenia rurki ze stali nierdzewnej do prowadzenia elektrod.
  6. Za pomocą wiertła o średnicy 1 mm wykonaj otwór w tylnej części obudowy dla tetrod (Rysunek 2F).
    nuta: Model 3D obudowy znajduje się w pliku Supplementary housing.stl.

2. Budowa Microdrive

  1. Za pomocą noża oderwij trzypinowy kawałek z jednorzędowego męskiego listwy nagłówka kołka (Rysunek 1H). Za pomocą szczypiec wyciągnij środkowy kołek.
  2. Za pomocą noża przytnij pozostałe kołki na długość 10 mm (2 mm mniej niż długość). Inną możliwością jest użycie dłuższej (patrz krok 2.4).
  3. Wywierć otwór za pomocą wiertła #65 przez środkowy otwór na kołek. Wywierć gwint za pomocą gwintownika 00−99.
  4. Zamontuj mikronapęd i mosiężne płytki (7.5 mm x 2.5 mm x 0.6 mm, patrz Rysunek Uzupełniający 4) tak, aby mosiężne płytki stykały się ze stykami. Włóż (#00-90 okrągły, 12 mm, mosiądz) przez pierwszą mosiężną płytkę, a następnie przez gwint kołka głównego i drugą mosiężną płytkę. Na koniec umieść nakrętkę na i delikatnie dokręć zmontowany mikronapęd.
  5. kołki razem z mosiężnymi płytkami, a nakrętkę z końcówką.
  6. napęd microdrive do obudowy dysku microdrive w czterech punktach po bokach mosiężnych płytek napędu microdrive.
  7. Wytnij jedną rurkę ze stali nierdzewnej o długości 6 mm i średnicy wewnętrznej 1,5 mm, a drugą rurkę ze stali nierdzewnej o długości 3 mm i średnicy wewnętrznej 1,2 mm. Wypoleruj końce rurek, aby uniknąć ostrych końców.
  8. Przyklej rurkę o długości 6 mm do małej półokrągłej szczeliny w dolnej części obudowy microdrive za pomocą żywicy epoksydowej. Przyklej stal nierdzewną o długości 3 mm do listwy kołkowej, wyrównanej z rurką o długości 6 mm na obudowie.
  9. Wytnij dwa segmenty rurki silikonowej o długości 5 cm i średnicy 0,64 mm oraz jedną rurkę poliamidową o długości 5 cm i średnicy 0,250 mm.
  10. Włóż trzy rurki do dwóch rurek ze stali nierdzewnej. Przyklej rurki do rurki ze stali nierdzewnej przymocowanej do listwy kołkowej za pomocą kleju cyjanoakrylowego. Przykręć mikronapęd do końca i odetnij nadmiar rurki od góry i od dołu dwóch stalowych rur.
    nuta: Mikronapęd wraz z obudową jest teraz gotowy do użycia (Rysunek 1C).

3. Przygotowanie tablicy tetrodowej

  1. Aby wyprodukować implant z dwoma tetrodami z czterema elektrodami na każdej tetrodzie, przygotuj osiem drutów, każdy o długości 12 cm, izolowanych Formvar, z drutu wolframowego o średnicy 25 μm.
    nuta: Ta sama konstrukcja może pomieścić cztery tetrody.
  2. Umieść uchwyt na 16-kanałową płytkę PCB interfejsu elektrody (EIB-16) (patrz Tabela materiałów) pod mikroskopem.
  3. Za pomocą pęsety z miękką końcówką i zapalniczki usuń powłokę z każdego z ośmiu drutów z jednej strony za pomocą płomienia.
    nuta: Ma to na celu zapewnienie, że przewód zostanie później prawidłowo podłączony do złącza PCB.
  4. Wciśnij drut do jednego z otworów w EIB-16 powlekaną stroną w otworze. Umieść szpilkę i dociśnij ją szczypcami. Sprawdź połączenie, mierząc rezystancję między sworzniem a niepowlekaną stroną drutu.
    nuta: Rezystancja jest rzędu kilkudziesięciu omów.
  5. Powtórz krok 3.4 ze wszystkimi ośmioma przewodami.
  6. Sklej ze sobą dwie grupy czterech przewodów za pomocą taśmy klejącej na końcu każdego drutu.
    nuta: Każda grupa zostanie później sklejona razem, aby utworzyć tetrodę.
  7. Wytnij jeden kawałek drutu wolframowego o długości 12 cm i średnicy 50 μm. Podłącz go do jednego z połączeń EIB-16.
    nuta: Drut ten będzie służył jako elektroda odniesienia.
  8. Wytnij dwa gołe srebrne druty o długości 12 cm i średnicy 75 μm, które posłużą jako podstawa dla rejestratora nagrywającego. dwa przewody do uziemienia w EIB-16.
  9. Przytrzymaj EIB-16 nad zmotoryzowanym urządzeniem obrotowym i umieść koniec taśmy klejącej jednej grupy czterech przewodów na zmotoryzowanym urządzeniu strojeniowym. Wykonaj 130 rund zgodnie z ruchem wskazówek zegara, a następnie 20 obrotów w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara. Nałóż klej cyjanoakrylowy, aby pokryć tetrodę.
  10. Poczekaj, aż klej się utwardzi . Przetnij tetrodę blisko taśmy klejącej.
  11. Powtórz kroki 3.9 i 3.10 z drugą tetrodą.
    nuta: W ten sposób powstaje gotowa tablica z dwoma tetrodami (Rysunek 1D).

4. Montaż implantu

  1. Przykręć mikronapęd do końca.
  2. Za pomocą 1 x z okrągłym 3M Phillips przymocuj EIB-16 do płyty PVC.
  3. Za pomocą pęsety z miękkim końcem przeciągnij wszystkie tetrody i druty przez otwór z przodu pokrywy loggera.
  4. Za pomocą z płaskim Phillips 2 x 6M przymocuj płytę PCV do pokrywy skrzynki rejestratora. Utrzymuj złącze EIB-16 we właściwej orientacji, aby rejestrator można było zamontować na EIB-16. Upewnij się, że EIB-16 jest zamocowany na miejscu, aby uniknąć artefaktów ruchu w nagranym sygnale.
  5. Uszczelnij przewody do skrzynki za pomocą żywicy epoksydowej. Nakładaj jak najmniej, ponieważ pierwotne uszczelnienie zostanie wykonane później przez wulkanizację w temperaturze pokojowej (RTV).
  6. Przymocuj obudowę mikrodysku do pokrywy rejestratora za pomocą 2 mm.
  7. Przeciągnij tetrody i wszystkie przewody przez otwór z tyłu obudowy mikronapędu. Przeciągnij tetrody przez dwie silikonowe rurki w mikronapędzie. Przeciągnij drut wolframowy 50 μm przez rurkę poliimidową w mikronapędzie.
  8. Przyklej tetrody i druty do ich rurek, nakładając klej cyjanoakrylowy na górny koniec rurek, aby upewnić się, że ruch jest zgodny z mikronapędem. Przykręć mikronapęd do samej góry.
  9. Nałóż miękką ropę naftową (patrz Tabela materiałów) na odsłoniętą tetrodę i przewody wewnątrz obudowy mikronapędu, aby zapobiec ruchom.
  10. Wytnij dolne okienko szalki Petriego o wymiarach 12 mm x 14,5 mm za pomocą rozgrzanej żyletki. Przymocuj okienko z przodu obudowy mikrodysku za pomocą żywicy epoksydowej. Przewody uziemiające należy trzymać na zewnątrz okna.
  11. Nałóż powłokę RTV na odsłonięte tetrody i przewody między pokrywą rejestratora a obudową mikronapędu.
  12. Po utwardzeniu RTV zamknij pudełko z niewielkim ciężarkiem w środku i zanurz je w wodzie na noc, aby upewnić się, że nie ma wycieku wody do pudełka.
  13. Przytnij tetrody i drut odniesienia na żądaną długość za pomocą ostrych nożyczek.
  14. Przymocuj oznaczoną ekstrudowaną piankę polistyrenową (patrz Tabela materiałów) do pudełka. Dostosuj jego rozmiar, aby jego wyporność była zrównoważona po zanurzeniu w kąpieli wodnej.
  15. Zanurz końcówki tetrody w roztworze platynowej czerni i użyj prądu stałego (-0,2 μA), aby pokryć elektrody i ustawić impedancję elektrod zgodnie z potrzebami. Użyj wieloelektrodowego testera impedancji (patrz Tabela materiałów) do pomiarów powłoki i impedancji.
    nuta: W paliuszu złotej rybki najlepsza jest wartość 40 kOhm. W zależności od zastosowania, impedancję elektrody można regulować, modyfikując powłokę w kolorze platynowej czerni10,11.

5. Preparat anestezjologiczny — 1% roztwór podstawowy MS-222

UWAGA: Przygotowanie znieczulenia obejmuje użycie sproszkowanego MS-222, czynnika rakotwórczego. W związku z tym kroki 5.2 i 5.3 należy wykonać w kapturze chemicznym w rękawicach.

  1. Dodaj 100 ml wody do probówki, która może zawierać więcej niż 100 ml.
  2. W kapturze chemicznym umieść jednorazową płytkę obciążeniową na wadze. Dodać 1 g proszku MS-222 za pomocą szpatułki, a następnie dodać proszek do probówki.
  3. Dobrze wstrząśnij probówką.
    nuta: W postaci płynnej MS-222 może być używany na zewnątrz kaptura chemicznego w rękawiczkach, ale nie wymaga maski.
  4. Umieść jednorazową płytkę ważącą na wadze. Za pomocą szpatułki dodać 2 g wodorowęglanu sodu, a następnie dodać proszek do probówki. Dobrze wstrząśnij rurką.

6. Przygotowanie czaszki ryby

UWAGA: Na tym etapie ryba jest gotowa do operacji wszczepienia implantu. Przed zabiegiem upewnij się, że wszystkie elementy i materiały eksploatacyjne zostały wysterylizowane zgodnie z odpowiednimi procedurami. Na tym etapie potrzebny jest wyjęty z wody uchwyt na ryby w kształcie litery U. W tym protokole używany jest aluminiowy uchwyt, który pasuje do złotej rybki o długości 15 cm od głowy do ogona. System ten utrzymuje rybę z dala od wody, jednocześnie przenikając skrzela natlenioną wodą. Aby uzyskać szczegółowe informacje, zobacz Vinepinsky et al.8.

  1. Umieść rybę w 0,02% kąpieli wodnej MS-222 na 20 minut, aż ryba zaśnie.
  2. Używając sterylnych rękawiczek, wyjmij rybę z wody i umieść ją w uchwycie.
    nuta: Natleniona woda perfundująca rybę zawiera MS-222 w stężeniu 0,02%, dzięki czemu ryba pozostaje znieczulona podczas operacji.
  3. Za pomocą sterylnej szpatułki nałóż pastę z lidokainą 5% na skórę powyżej wyznaczonego miejsca do zabiegu na 10 minut, a następnie usuń lidokainę.
    nuta: Skonsultuj się z odpowiednim atlasem mózgu, aby celować w określony obszar mózgu.
  4. Za pomocą sterylnego skalpela z 15 ostrzami usuń skórę nad czaszką w okolicy implantu.
  5. Za pomocą wiertła dentystycznego z wiertłami 0,7 mm wywierć 4 otwory w czaszce. Włóż 1 mm (o długości 3 mm) do każdego otworu i nałóż klej cyjanoakrylowy na otwory tuż przed włożeniem.
  6. Za pomocą wypalacza zębów nałóż cement dentystyczny na i na obrzeża odsłoniętej czaszki.
  7. Za pomocą wiertła dentystycznego wykonaj otwór w czaszce o średnicy 5 mm nad interesującym obszarem mózgu. Usuń tkankę tłuszczową między czaszką a mózgiem i odsłoń docelowy obszar mózgu za pomocą cienkiej pęsety i miękkiej bibuły. Uważaj, aby nie uszkodzić dużych naczyń krwionośnych pod czaszką.
    nuta: Pod koniec tego etapu ryba jest przygotowana do wszczepienia sondy. W tym miejscu opisano tylko główne kroki specyficzne dla tego protokołu. Niektóre procedury pooperacyjne (takie jak szczegółowa dokumentacja dotycząca zdrowia zwierzęcia oraz sterylizacja narzędzi i obszaru chirurgicznego) nie są prezentowane ani omawiane, ponieważ mają one zastosowanie do wszystkich operacji z udziałem ryb lub małych zwierząt.

7. Wszczepianie sondy

UWAGA: Aby zakończyć ostatni krok w protokole, potrzebny jest manipulator, który może utrzymać implant w miejscu podczas jego wprowadzania do mózgu.

  1. Użyj manipulatora, aby przytrzymać pokrywę skrzyni rejestratora z tetrodami skierowanymi w dół w kierunku mózgu ryby.
  2. Zegnij elektrodę referencyjną w taki sposób, aby gdy tetrody są opuszczane do mózgu, odniesienie pozostało na zewnątrz mózgu.
  3. Pokrój fusy tak, aby pasowały do czaszki. Opcjonalnie podłącz jeden przewód uziemiający do jednej ze czaszki.
  4. Obniż implant tak, aby elektrody zostały wprowadzone do mózgu, podczas gdy dolna część obudowy mikrodysku znajduje się w pobliżu czaszki.
  5. Rozpocznij mocowanie implantu do czaszki, nakładając niewielką ilość cementu dentystycznego między obudowę a najbliższą czaszki.
  6. Po utwardzeniu pierwszej części cementu dentystycznego nałóż cement dentystyczny i zamknij otwór nad czaszką i całą odsłoniętą czaszką.
    nuta: Zwykle potrzeba kilku rund aplikacji cementu dentystycznego, aby pokryć całą odsłoniętą czaszkę.
  7. Zainstaluj rejestrator i baterię w pudełku i uszczelnij pudełko wszystkimi.
  8. Stosuj antybiotyki i miejscowe środki przeciwbólowe w zależności od rodzaju ryb użytych do eksperymentów.
  9. Przepłucz skrzela ryby świeżą wodą, aż ryba zacznie się budzić. Wyjmij rybę z uchwytu i umieść ją z powrotem w zbiorniku domowym.
    nuta: Ryba jest w pełni wyleczona w ciągu 60 minut po zabiegu.
  10. Upewnij się, że ryba jest w stanie swobodnie pływać z implantem (Rysunek 3, Dodatkowe wideo 1). W razie potrzeby dostosuj rozmiar ekstrudowanej pianki polistyrenowej nad skrzynką loggera, aby ryby mogły łatwo się zrównoważyć.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Podczas sesji rejestracyjnej złota rybka pływała swobodnie w kwadratowym zbiorniku z wodą, podczas gdy rejestrowana była aktywność neuronalna w jej telencefalonie. Celem tych eksperymentów było zbadanie, w jaki sposób aktywność neuronalna pojedynczych komórek determinuje zachowanie ryby. Aby to osiągnąć, w zarejestrowanych danych należało zidentyfikować aktywność impulsową (spiking activity). Aktywność mózgu podczas rejestracji była digitalizowana z częstotliwością 31 250 Hz i filtrowana ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Protokół ten szczegółowo opisuje kroki związane z wszczepieniem tetrody do kresomózgowia swobodnie pływającej złotej rybki. Technika ta wykorzystuje rejestrator neuronowy, który wzmacnia i rejestruje sygnały uzyskane z maksymalnie 16 kanałów, wraz z mikronapędem, który może dostosować pozycję tetrody w mózgu. Mikronapęd umożliwia regulację pozycji w mózgu w celu optymalizacji zapisu.

Protokół ten może być łatwo zmodyfikowany w celu rejestracji z innych obszarów mózgu (patrz Vinepinsky et

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Jesteśmy wdzięczni Nachumowi Ulanovsky'emu i członkom laboratorium Ulanovsky za wszelką pomoc. Ponadto jesteśmy wdzięczni firmie Tal Novoplansky-Tzur za pomocną pomoc techniczną. Wyrażamy wdzięczność za wsparcie finansowe ze strony programu THE ISRAEL SCIENCE FOUNDATION - FIRST (GRANT NR 281/15) oraz Helmsley Charitable Trust za pośrednictwem Inicjatywy Robotyki Rolniczej, Biologicznej i Kognitywnej Uniwersytetu Ben-Guriona w Negev.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
okrągłe 0,7 mmKompatybilne z wiertarką.
15-ostrzowy skalpelSigma-Aldrich
16-kanałowa płytka PCBNeurlynxEIB-16
1x3M zStal nierdzewna. Dowolny typ.
z okrągłym krzyżakowym 1x3Mze stali nierdzewnej. Dowolny typ.
mosiężna 27 cm x 19 cm x 1 mmZobacz rysunek 2
z płaskim krzyżakowymze stali nierdzewnej. Dowolny typ.
3140 Powłoka RTVDow Crowning2767996
75 µ m Drut srebrnyA-M Systems
Mosiężne maszynowe #00-90947-1006
Płytki mosiężne 7,5 mm x 2,5 mm x 0,6 mmDostarczony jest rysunek 3D. Patrz uzupełnienie 1
Powlekany drut wolframowy 25µ mKalifornijska firma zajmująca się drutem cienkim 5000160W zależności od zastosowania, tetrody mogą być wykonane z dowolnego rodzaju drutu. Popularnymi drutami są druty nikromowe, które można znaleźć o mniejszych średnicach (np. Systemy AM, 762000)
Drut wolframowy powlekany 50 µ mA-M Systems795500Można zastąpić dowolnym innym drutem o niskiej impedancji
Klej
Dental BurnisherComDent UKWystarczy każde małe sterylne narzędzie ze stali nierdzewnej.
Cement dentystyczny - GCFujiPLUSGC431011Inne cementy dentystyczne prawdopodobnie również by się sprawdziły, chociaż nigdy nie próbowaliśmy żadnego innego.
Wiertło dentystyczne lub wiertłoWiertła dentystyczne są drogie, wiertło do paznokci może być tanim zamiennikiem.
Wiertło #65947-65
Szybkoutwardzalna żywica epoksydowaMożna tu użyć dowolnej 5-minutowej żywicy epoksydowej.
Skrzynka rejestratora z uszczelkąDostarczany jest rysunek 3D. Patrz uzupełnienie 1-3. Pudełko powinno być wyprodukowane maszynowo (nie używaj drukarek 3D). Użyj przezroczystego materiału, aby móc zobaczyć diody LED sygnalizujące na rejestratorze.
Zmotoryzowane urządzeniewykonane na zamówienie zgodnie z opisem na stronie internetowej "open ephys". Można go również zakupić od neurolynx ("Tetrode Spinner 2.0") lub w inny sposób.
Mouselog-16 Rejestrator neuronowyDeuteron Technologies LtdNa rynku dostępnych jest kilka rejestratorów neuronowych, w tym: SpikeGadget (UH32 32 kanały) oraz Neurologger 2/2A/2B Aleksieja Wyssockiego. Należy zauważyć, że waga nie jest głównym ograniczeniem, ponieważ można ją zrównoważyć pływającym styropianem
MS-222Sigma AldrichE10521Ethtl 3-aminobenzoesan metanosulfonianu 98%
Nano-Z posiewanieWhite Matter LLCNano-Z można kupić w kilku dostawcach. Można zastosować dowolny miernik impedancji, np. IMP-1 / 6662 / 2788, BAK Electronics.
Piny do PCBNeurlynxNeuralynx EIB Piny
Rurki polimidowe 250 µ mA-M Systems822000
Akumulator3.7 Akumulator Lipo, 370 mAh. Mieści około 6 godzin nagrywania. Mniejsze lub większe baterie mogą być używane w celu zmniejszenia wagi lub wydłużenia czasu nagrywania.
Rurka silikonowa 0,64 mmA-M Systems806100
Stal nierdzewna 1,5 mmA-M Systems846000
Sudium BicarbonateSigma AldrichS9625
Tap #00-90947-1301
WazelinaMożna tu zastosować każdy rodzaj miękkiego środka do ochrony skóry z ropy naftowej.
Wiertła płaskim krzyżakowym Płyta 2x6M cyjanoakrylowy do paznokci O-ring tokarskie

Bibliografia

  1. Jacobson, M., Gaze, R. M. Types of visual response from single units in the optic tectum and optic nerve of the goldfish. Quarterly Journal of Experimental Physiology and Cognate Medical Sciences. 49 (2), 199-209 (1964).
  2. Ben-Tov, M., Donchin, O., Ben-Shahar, O., Segev, R. Pop-out in visual search of moving targets in the archer fish. Nature Communications. 6, 6476(2015).
  3. Zottoli, S. J. Correlation of the startle reflex and Mauthner cell auditory responses in unrestrained goldfish. Journal of Experimental Biology. 66 (1), 243-254 (1977).
  4. Canfield, J. G., Rose, G. J. Activation of Mauthner neurons during prey capture. Journal of Comparative Physiology A. 172 (5), 611-618 (1993).
  5. Canfield, J. G., Mizumori, S. J. Methods for chronic neural recording in the telencephalon of freely behaving fish. Journal of Neuroscience Methods. 133 (1-2), 127-134 (2004).
  6. Orger, M. B., de Polavieja, G. G. Zebrafish behavior: opportunities and challenges. Annual Review of Neuroscience. 40, 125-147 (2017).
  7. Vanwalleghem, G. C., Ahrens, M. B., Scott, E. K. Integrative whole-brain neuroscience in larval zebrafish. Current Opinion in Neurobiology. 50, 136-145 (2018).
  8. Vinepinsky, E., Donchin, O., Segev, R. Wireless electrophysiology of the brain of freely swimming goldfish. Journal of Neuroscience Methods. 278, 76-86 (2017).
  9. Vandecasteele, M., et al. Large-scale recording of neurons by movable silicon probes in behaving rodents. JoVE (Journal of Visualized Experiments). (61), e3568(2012).
  10. Ferguson, J. E., Boldt, C., Redish, A. D. Creating low-impedance tetrodes by electroplating with additives. Sensors and Actuators A: Physical. 156 (2), 388-393 (2009).
  11. Arcot Desai, S., Rolston, J. D., Guo, L., Potter, S. M. Improving impedance of implantable microwire multi-electrode arrays by ultrasonic electroplating of durable platinum black. Frontiers in Neuroengineering. 3, 5(2010).
  12. Lewicki, M. S. A review of methods for spike sorting: the detection and classification of neural action potentials. Network: Computation in Neural Systems. 9 (4), R53-R78 (1998).
  13. Teixeira, F. B., Freitas, P., Pessoa, L. M., Campos, R. L., Ricardo, M. Evaluation of IEEE 802.11 underwater networks operating at 700 MHz, 2.4 GHz and 5 GHz. Proceedings of the 10th International Conference on Underwater Networks & Systems. , Arlington, VA. (2015).
  14. Sendra, S., Lloret, J., Rodrigues, J. J., Aguiar, J. M. Underwater wireless communications in freshwater at 2.4 GHz. IEEE Communications Letters. 17 (9), 1794-1797 (2013).
  15. Lloret, J., Sendra, S., Ardid, M., Rodrigues, J. J. Underwater wireless sensor communications in the 2.4 GHz ISM frequency band. Sensors. 12 (4), 4237-4264 (2012).
  16. Hoogerwerf, A. C., Wise, K. D. A three-dimensional microelectrode array for chronic neural recording. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 41 (12), 1136-1146 (1994).
  17. Harris, K. D., Quiroga, R. Q., Freeman, J., Smith, S. L. Improving data quality in neuronal population recordings. Nature Neuroscience. 19 (9), 1165(2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Rejestrator neuronowyimplant kompatybilny z wodtetrody sterowane mikroprzesuwemrejestracje z telencefalonuaktywno m zgu z otych rybekpozakom rkowe sygna y neuronowekontrola lokalizacji w m zgu
Bezprzewodowa elektrofizjologiczna rejestracja neuronów przez ruchome tetrody u swobodnie pływających ryb
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.