Artykuł metodologiczny

Identyfikacja nowych regulatorów transpiracji roślin za pomocą wielkoskalowych badań termowizyjnych u Helianthus annuus

DOI:

10.3791/60535

⸱

30 stycznia 2020

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biology and Program in Molecular Biology, Pomona College

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Udostępniamy metodę identyfikacji modulatorów transpiracji dolistnej poprzez zakrojone na szeroką skalę badania przesiewowe biblioteki złożonej.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Adaptacja roślin do stresów biotycznych i abiotycznych jest regulowana przez różne czynniki, wśród których kluczową rolę odgrywa regulacja otworu szparkowego w odpowiedzi na deficyt wody lub patogeny. Identyfikacja małych cząsteczek, które regulują ruchy aparatów szparkowych, może zatem przyczynić się do zrozumienia fizjologicznych podstaw, dzięki którym rośliny przystosowują się do środowiska. Zakrojone na szeroką skalę badania przesiewowe, które wykorzystano do identyfikacji regulatorów ruchu aparatów szparkowych, mają potencjalne ograniczenia: niektóre w dużym stopniu opierają się na szlaku sygnałowym hormonu kwasu abscysynowego (ABA), wykluczając w ten sposób mechanizmy niezależne od ABA, podczas gdy inne opierają się na obserwacji pośrednich, długoterminowych skutków fizjologicznych, takich jak wzrost i rozwój roślin. Przedstawiona tutaj metoda przesiewowa pozwala na leczenie roślin na dużą skalę za pomocą biblioteki substancji chemicznych w połączeniu z bezpośrednią kwantyfikacją ich transpiracji za pomocą obrazowania termicznego. Ponieważ parowanie wody w wyniku transpiracji powoduje chłodzenie powierzchni liści, obrazowanie termiczne zapewnia nieinwazyjne podejście do badania zmian przewodnictwa szparkowego w czasie. W tym protokole siewki Helianthus annuus są uprawiane hydroponicznie, a następnie traktowane przez dokarmianie korzeni, w którym pierwotny korzeń jest cięty i zanurzany w testowanej substancji chemicznej. Obrazowanie termiczne, a następnie analiza statystyczna zmian temperatury liścieni w czasie, pozwala na identyfikację bioaktywnych cząsteczek modulujących aperturę aparatów szparkowych. Nasze eksperymenty potwierdzające słuszność koncepcji pokazują, że substancja chemiczna może zostać przeniesiona z ściętego korzenia do liścienia sadzonki słonecznika w ciągu 10 minut. Ponadto, gdy rośliny są traktowane ABA jako kontrola pozytywna, w ciągu kilku minut można wykryć wzrost temperatury powierzchni liści. Nasza metoda pozwala zatem na skuteczną i szybką identyfikację nowych cząsteczek regulujących aperturę aparatów szparkowych.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tolerancja na stres u roślin to cecha poligeniczna, na którą wpływa różnorodność cech i mechanizmów molekularnych, komórkowych, rozwojowych i fizjologicznych1. Rośliny w zmiennym środowisku muszą stale modulować swoje ruchy szparkowe, aby zrównoważyć zapotrzebowanie fotosyntetyczne na węgiel, jednocześnie utrzymując wystarczającą ilość wody i zapobiegając inwazji patogenów2; Jednak mechanizmy, za pomocą których podejmowane są te kompromisowe "decyzje", są słabo zrozumiałe3. Wprowadzenie bioaktywnych cząsteczek do roślin może modulować ich fizjologię i pomóc w badaniu nowych mechanizmów regulacji.

Zakrojone na szeroką skalę badania przesiewowe małych cząsteczek to skuteczna strategia stosowana w odkrywaniu leków przeciwnowotworowych i testach farmakologicznych w celu przetestowania fizjologicznych efektów setek do tysięcy molekuł w krótkim okresie czasu4,5. W biologii roślin wysokoprzepustowe badania przesiewowe wykazały swoją skuteczność, na przykład w identyfikacji syntetycznej cząsteczki pyrabaktyny6, a także w odkryciu długo poszukiwanego receptora kwasu abscysynowego (ABA)7,8. Od tego czasu zidentyfikowano agonistów i antagonistów receptorów ABA oraz małe cząsteczki zdolne do modulowania ekspresji genów reporterowych indukowanych przez ABA9,10,11,12,13,14,15. Obecnie dostępne metody wysokoprzepustowych badań przesiewowych w celu identyfikacji małych związków, które mogą modulować aperturę aparatów szparkowych, mają pewne wady: (i) protokoły obracające się wokół szlaku sygnałowego ABA mogą uniemożliwić identyfikację nowych mechanizmów niezależnych od ABA, oraz (ii) strategie in vivo stosowane do identyfikacji bioaktywnych małych cząsteczek opierają się przede wszystkim na ich fizjologicznym wpływie na kiełkowanie nasion lub wzrost siewek, a nie na regulacji transpiracji roślin jako takiej.

Dodatkowo, chociaż istnieje wiele sposobów na leczenie roślin bioaktywnymi cząsteczkami, większość z nich nie nadaje się do badania ruchu szparkowego na dużą skalę. Krótko mówiąc, trzy najczęstsze techniki to aplikacja dolistna przez opryskiwanie lub zanurzanie, leczenie systemu korzeniowego i nawadnianie korzeni. Stosowanie dolistne nie jest zgodne z najpopularniejszymi i najszybszymi metodologiami pomiaru otworów szparkowych, ponieważ obecność kropelek na powierzchni liści przeszkadza w gromadzeniu danych na dużą skalę. Głównymi ograniczeniami nawadniania korzeni są duże wymagania dotyczące objętości próbki, potencjalna retencja związków przez pierwiastki w ryzosferze oraz zależność od aktywnego pobierania przez korzenie.

Tutaj prezentujemy metodę na dużą skalę do identyfikacji nowych związków regulujących transpirację roślin, która niekoniecznie obejmuje ABA lub znane mechanizmy reagujące na suszę i pozwala na skuteczne i niezawodne leczenie roślin. W tym systemie rośliny Helianthus annuus są traktowane przy użyciu metody dokarmiania korzeni, która polega na odcięciu pierwotnego korzenia sadzonek uprawianych hydroponicznie i zanurzeniu miejsca cięcia w roztworze próbki. Po poddaniu działaniu substancji badanej mierzy się wpływ każdego związku na transpirację roślin za pomocą kamery termowizyjnej na podczerwień. Ponieważ głównym wyznacznikiem temperatury powierzchni liścia jest szybkość parowania z liścia, dane termowizyjne mogą być bezpośrednio skorelowane z przewodnictwem aparatów szparkowych. Względna zmiana temperatury liści po zastosowaniu zabiegu chemicznego stanowi zatem bezpośredni sposób na ilościowe określenie transpiracji roślin.

H. annuus jest jedną z pięciu największych roślin oleistych na świecie16, a odkrycia dokonane bezpośrednio na tej roślinie mogą ułatwić przyszły transfer technologii. Ponadto siewki H. annuus mają duże i płaskie liścienie, a także gruby korzeń pierwotny, który był idealny do opracowania tego protokołu. Jednak tę metodę można łatwo dostosować do innych roślin i różnych związków.

Ten protokół może być wykorzystany do skutecznego identyfikowania cząsteczek zdolnych do wywołania zamknięcia aparatów szparkowych lub promowania otwarcia aparatów szparkowych, co ma duże implikacje dla zrozumienia sygnałów regulujących przewodnictwo aparatów szparkowych i adaptację roślin do stresów środowiskowych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Uprawa roślin

  1. Dodaj warstwę drobnego wermikulitu o grubości 4 cm do standardowych 10 cali x 20 cali. (254 mm x 501 mm) tace na rośliny bez otworów.
  2. Umieść uchwyty na nasiona (patrz tabela materiałów) w odległości 2 cm od siebie w tacach na rośliny.
  3. Napełnij pojemniki na nasiona wermikulitem.
  4. Umieść ziarno słonecznika spiczastym końcem w dół w każdym uchwycie na nasiona, dociskając w dół, aby połowa nasion pozostała odsłonięta.
    UWAGA: Ziarno słonecznika jest asymetryczne, a spiczasty koniec, z którego wyłoni się korzonek, powinien być skierowany w dół. Prawidłowe umieszczenie nasion jest ważne, ponieważ reorientacja korzenia i łodygi nie jest możliwa w uchwytach na nasiona. Zaokrąglony koniec nasion powinien wystawać poza górną część uchwytu na nasiona.
  5. Gdy nasiona znajdą się na miejscu, przykryj je dodatkową warstwą drobnego wermikulitu o grubości 2 cm. Woda przez zamgławianie z góry. Powierzchnia powinna pozostać mokra po godzinie. W takim przypadku przykryj tace pokrywkami.
  6. Uprawiaj rośliny w komorze wzrostowej lub szklarni. Zalecane warunki to natężenie światła 140 μmol fotonów·m-2·s-1 oraz fotoperiod 16 godzin światła w temperaturze 22 °C i 9 godzin ciemności w temperaturze 20 °C przez 5 dni.
    UWAGA: Podlewanie nie powinno być konieczne, chyba że powierzchnia stanie się widocznie sucha.

2. Konfiguracja systemu hydroponicznego

  1. Znajdź pojemnik o odpowiedniej wielkości, odpowiedni do hydroponicznej uprawy roślin. Wielkość pojemnika powinna być dostosowana do przestrzeni dostępnej w komorze uprawowej lub szklarni. Zalecana jest minimalna głębokość 15 cm.
  2. Napełnij pojemnik wodą destylowaną i dodaj ogólny nawóz hydroponiczny zgodnie ze wskazaniami producenta. Powstały roztwór hydroponiczny powinien być napowietrzany i w ciągłym ruchu, co można osiągnąć za pomocą pomp powietrznych i wodnych.
  3. Przygotuj pływaki hydroponiczne.
    1. Przyciąć arkusz styropianu o grubości 2 cm (patrz Tabela materiałów) do wymiarów pojemnika. Arkusz powinien pokrywać większość powierzchni pojemnika, aby ograniczyć rozwój glonów. Narzędzie do spalania drewna jest skuteczne do cięcia styropianu i jest wystarczająco wszechstronne dla tego protokołu.
      UWAGA: Opary lub opary uwalniające się podczas cięcia styropianu na gorąco stanowią poważne zagrożenie dla zdrowia. Stosować odpowiednią ochronę dróg oddechowych. Użytkownicy mogą również spełnić wymagania dotyczące wentylacji, przecinając piankę pod wyciągiem.
    2. Wykonaj otwory (o średnicy 1-2 cm) w styropianie za pomocą narzędzia do wypalania drewna. Odległość między środkami dwóch otworów może być dostosowana do potrzeb eksperymentu. Zalecana jest jednak minimalna odległość 2,5 cm.

3. Przeniesienie sadzonek do hydroponiki i wzrost roślin

  1. Delikatnie wyciągnij 5-dniowe sadzonki z wermikulitu i natychmiast przenieś do pojemnika wypełnionego wodą na 30 minut. Ten krok usunie nadmiar wermikulitu i zmiękczy pozostałe owocnie. Wyłaniający się korzeń pierwotny powinien być widoczny.
  2. W razie potrzeby usuń ścianki owocni ręcznie, aby zoptymalizować przyszłą ekspansję liścieni.
  3. Przenieś sadzonki w uchwytach na nasiona do pływaka z pianki polistyrenowej. Rośliny uprawiać o natężeniu światła 140 μmol fotonów·m-2·s-1, wilgotności względnej 65% i fotoperiodzie 16 godzin światła w temperaturze 22 °C i 9 godzin ciemności w temperaturze 20 °C przez 2 dni.

4. Przygotowanie przed zabiegiem

UWAGA: Ta procedura służy do testowania 20 substancji chemicznych z małej biblioteki związków w trzech egzemplarzach, z 100 μM ABA w 10 mM MES-KOH (pH = 6,2) i 10 mM MES-KOH (pH = 6,2) zawierających 1% (v/v) dimetylosulfotlenku (DMSO) jako odpowiednio kontrole pozytywne i negatywne.

  1. Upewnij się, że jest wystarczająca liczba roślin gotowych do zabiegu. Rośliny gotowe do leczenia powinny być wystarczająco dojrzałe, aby mieć w pełni rozwinięte liścienie, ale na tyle młode, aby boczne rozrosty korzeni były minimalne. Aby wykonać standardowe przesiewanie, potrzebnych jest 69 takich roślin.
  2. Wyjąć 96-dołkową płytkę zawierającą małe związki z zamrażarki w temperaturze -80 °C. Rozmrozić w temperaturze pokojowej.
  3. Przygotować 80 ml 10 mM BUFORU MES-KOH dostosowanego do pH 6,2 z 1 M KOH.
  4. Oznaczyć bez nakrętki mikroprobówki 2 ml. Przygotować co najmniej sześć probówek do poddania działaniu kontroli ujemnej (10 mM MES-KOH (pH = 6,2) zawierające 1% (v/v) DMSO). Do leczenia ABA należy użyć trzech probówek (100 μM ABA w 10 mM MES-KOH pH = 6,2), kontrola pozytywna). Użyj pozostałych 60 probówek, aby przeanalizować wpływ 20 substancji chemicznych w trzech egzemplarzach.
  5. Przenieś 10 μl każdej substancji chemicznej (10 mM w DMSO) do każdej z trzech odpowiednio oznakowanych probówek. Odpipetować 10 μl 10 mM ABA rozpuszczonego w DMSO do trzech probówek i 10 μl DMSO do sześciu probówek kontrolnych.
    UWAGA: Z natury niektóre związki mogą powodować poważne skutki zdrowotne, a użytkownicy muszą podjąć odpowiednie środki ochronne.
  6. Dodaj 990 μl 10 mM MES-KOH (pH = 6,2) do każdej z 69 probówek. Dozuj bufor MES z wystarczającą siłą, aby wymieszać substancję chemiczną z buforem MES, ale należy bardzo uważać, aby nie używać tak dużej siły, aby chemikalia i bufor MES wytrysnęły z probówki. Alternatywnie, wiruj z małą prędkością.

5. Konfiguracja kamery termowizyjnej

  1. Zamontuj kamerę termowizyjną na stojaku do kopiowania. Podłącz wszystkie do laptopa.
    UWAGA: Zapis odbywa się w warunkach temperatury (od 20 °C do 25 °C), wilgotności (od 50% do 70%) i jakości światła (110 do 140 μmol fotonów·m-2·s-1) podobnych do tych używanych do uprawy roślin.
  2. Włącz aparat, a następnie laptopa i otwórz oprogramowanie do analizy termowizyjnej.
    UWAGA: Poniższe instrukcje dotyczące nagrywania dotyczą konkretnego używanego oprogramowania (patrz Spis materiałów).
  3. Dostosuj ustawienia nagrywania.
    1. Najedź kursorem na czerwony przycisk nagrywania w górnej części środkowego okna. Pojawi się menu rozwijane. Kliknij ikonę klucza Ustawienia nagrywania.
    2. Wybierz odpowiedni tryb nagrywania i opcje. Można użyć opcji nagrywania okresowego, z jedną klatką rejestrowaną na minutę i ręcznym zatrzymaniem. Zanotuj miejsce docelowe pliku, w którym oprogramowanie zapisze wideo. Zamknij okno Ustawienia nagrywania.

6. Przygotowanie i leczenie roślin

  1. Umieść probówki bez nakrętki zawierające chemikalia w stojakach na probówki. Alternatywnie, arkusz styropianu można przeciąć i szturchnąć za pomocą narzędzia do spalania drewna, jak opisano w kroku 2.3, aby uzyskać niestandardowy stojak na tuby. Średnica każdego otworu powinna być bardzo zbliżona do zewnętrznej średnicy rurek bez nakrętki, aby je mocno trzymać.
    UWAGA: Pole widzenia kamery jest czynnikiem ograniczającym, który należy wziąć pod uwagę przy podejmowaniu decyzji o tym, w jaki sposób rurki bez nasadki będą utrzymywane na miejscu.
  2. Równomiernie rozprowadź probówki kontroli dodatniej i ujemnej, a także probówki eksperymentalne w stojakach, aby uwzględnić odchylenie związane z pozycją17.
  3. Obok roślin uprawianych hydroponicznie przygotuj następujące materiały: nożyczki do mikrodysekcji, płytkie naczynie z wodą, delikatne chusteczki do ćwiczeń, 69 probówek bez nasadki zawierających różne chemikalia.
  4. Powtórz następujące kroki dla każdej rośliny, która ma być poddana zabiegowi. Kiełki słonecznika zawsze pozostaną w uchwycie na nasiona.
    1. Ostrożnie podnieś uchwyt na nasiona i szybko zanurz korzeń w płytkim naczyniu zawierającym wodę.
    2. Przetnij główny korzeń pod wodą, aby zapobiec kawitacji. Cięcie powinno nastąpić 0,8-1 cm poniżej najbardziej podstawowego końca uchwytu nasion.
    3. Włóż świeżo ściętą roślinę do jednej z probówek zawierających chemikalia.
    4. Jeśli na liścieniach znajdują się krople wody, delikatnie osusz je delikatną chusteczką do smarowania.
      UWAGA: Te cztery kroki należy wykonać tak szybko, jak to możliwe (10 minut lub mniej), aby zapobiec niespójnościom w badaniu kinetycznym.
  5. Przesuń rośliny pod kamerę termowizyjną i upewnij się, że wszystkie rośliny znajdują się w polu widzenia kamery. W razie potrzeby dostosuj wysokość kamery i położenie stojaków.

7. Nagrywanie

  1. Ustaw ostrość aparat na powierzchni liścieni, naciskając Ctrl + Alt + A.
  2. Najedź myszką na czerwony przycisk i kliknij opcję Nagraj film. Powinno otworzyć się nowe okno potwierdzające nagranie.
  3. Zatrzymaj nagrywanie 1-2 godziny później.
    UWAGA: W tym miejscu protokół można wstrzymać.

8. Zbieranie danych

  1. Przejdź do punktu menu Plik | Otwórz | Wyszukaj właściwy plik . SEQ i otwórz go.
  2. Zatrzymaj odtwarzanie filmu.
  3. Po lewej stronie okna głównego kliknij ikonę dodaj kursor pomiaru ROI (3x3 piksele). ROI to skrót od Region of Interest (region zainteresowania).
  4. Najedź myszką na środek liścienia pierwszej rośliny i kliknij raz lewym przyciskiem myszy. Kursor 1 jest teraz na swoim miejscu. Oznacz drugi liścień pierwszej rośliny, powtarzając procedurę. Należy zwrócić uwagę na kolejność etykiet.
  5. Powtórz procedurę. Wszystkie rośliny powinny być oznaczone dwoma kursorami.
  6. Kliknij ikonę Edytuj ROI. W oknie głównym kliknij lewym przyciskiem myszy i przytrzymaj lewy górny róg i przewiń do prawego dolnego rogu, aby wybrać wszystkie ROI.
  7. Najedź kursorem na ikonę Przeglądarka statystyk i wybierz opcję Wykres czasowy. Otworzy się nowe okno.
  8. Uruchom film. Wykres zostanie wypełniony danymi.
  9. W tym oknie kliknij podwójną strzałkę w prawym górnym rogu, aby otworzyć nowe menu.
  10. Kliknij ikonę Zapisz. Zapisz jako wartości X i Y na wykresie (.csv). Zamknij oprogramowanie po wyeksportowaniu danych.

9. Analiza danych

  1. Otwórz plik .csv za pomocą oprogramowania do analizy danych (np. Microsoft Excel). Zauważ, że trzy pierwsze kolumny (od A do C) zawierają informacje o numerze klatki, czasie bezwzględnym i czasie względnym. Pozostałe kolumny podają temperaturę każdego zwrotu z inwestycji w czasie.
  2. Należy zdecydować o charakterze narzędzia statystycznego, które ma być użyte; decyzja ta zależy od różnych czynników, w tym od projektu eksperymentu.
    UWAGA: W naszym przykładzie wynik standardowy lub wskaźnik z jest obliczany dla każdej próby na podstawie średniej populacji i odchylenia standardowego populacji. Dla każdej próbki wartość p jest następnie obliczana na podstawie wskaźnika z. Metoda ta pozwala na potwierdzenie kontroli dodatnich i ujemnych, jak również na identyfikację nowych związków, które mają być dalej badane.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Eksperyment z użyciem czerwonego barwnika Erytrozyny B (0,8 kDa) demonstruje zdolność substancji chemicznych do widocznego wchłaniania przez ścięty korzeń do liścieni sadzonki słonecznika w ciągu 10 minut (Rysunek 1).

Gdy rośliny są traktowane ABA, w ciągu kilku minut wykrywa się wzrost temperatury liści u liścieni słonecznika. Ten wzrost temperatury liści wiąże się ze zmniejszeniem otworu szparkowe...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Liczba związków, które można przetestować w danym dniu, zależy głównie od (i) kontrolowanej środowiskowo przestrzeni dostępnej do uprawy roślin i przeprowadzenia badania przesiewowego, a także (ii) liczby osób, które mogą być zaangażowane w krok 6 protokołu. Zalecamy użycie trzech powtórzeń eksperymentalnych w celu utrwalenia interpretacji wyników po leczeniu statystycznym. W ciągu typowego dnia jedna lub dwie osoby mogą bez trudu przebadać 60 związków w trzech egzemplarzach, testując na przykład [60 substancji chemiczny...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Praca była wspierana przez Pomona College Start-up Funds i Hirsch Research Initiation Grants Fund (dla FJ), a także Pomona College Molecular Biology Program poprzez Stellar Summer Research Assistant Program (do KG).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
1020 plastikowych tacek do uprawy bez otworówStandardowe tace 10 x 20 cali
Mikroprobówki 2,0 ml, bez nakrętkiGenesee Scientific22-283NC
Kwas abscysynowy (ABA)Sigma-AldrichA1049
Pompa powietrzaActive AquaAAPA7.8L2 wyloty, 3W, 7.8 L/min
Napowietrzacze
Biblioteka związków chemicznychMicroSource DiscoveryNatural Product Collection
Creative Versa-Tool (narzędzie do spalania drewna)Nasco9724549
Dimethylsulfoxide (DMSO), testowana hodowla komórek roślinnychSigma-AldrichD4540
Dwarf Sunspot Nasiona słonecznikaOutsidepride.com
Erythrosin BSigma-Aldrich200964
Zestaw nawozów hydroponicznych (FloraBloom, FloraGrow, FloraMicro)General HydroponicsGL51GH1421.31.11
Kimwipes Delikatne wycieraczki doKimberly-Clark Professional34155
HydratDell
MESSigma-AldrichM2933
Nożyczki
Microsoft ExcelMicrosoft
Wodorotlenek potasu (KOH)Sigma-AldrichP5958
Oprogramowanie ResearchIRFLIR
R-Tech Sztywna płyta z pianki polistyrenowejIzolacyjne
pianki NasionaAraponikaNie dotyczy
Super Tub (plastikowa wanna użytkowa)MaccourtST3608Wanna 36 x 24 x 8 cali używana do hydroponiki
T450sc LWIR (długofalowa) Ręczna kamera termowizyjnaFLIRFLIR-T62101W zestawie wymagany ładujący i USB potrzebny do podłączenia do laptopa
do wody wermikulitowej
SunSunHW-304B Pro
odpływowych zadań do mikrodysekcji Filtr

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Basu, S., Ramegowda, V., Kumar, A., Pereira, A. Plant adaptation to drought stress. F1000Research. 5, (2016).
  2. McLachlan, D. H., Kopischke, M., Robatzek, S. Gate control: guard cell regulation by microbial stress. The New Phytologist. 203 (4), 1049-1063 (2014).
  3. Leung, J., Bazihizina, N., Mancuso, S., Valon, C. Revisiting the Plant's Dilemma. Molecular Plant. 9 (1), 7-9 (2016).
  4. Macarron, R., et al. Impact of high-throughput screening in biomedical research. Nature Reviews Drug Discovery. 10 (3), 188-195 (2011).
  5. Wigglesworth, M. J., Murray, D. C., Blackett, C. J., Kossenjans, M., Nissink, J. W. Increasing the delivery of next generation therapeutics from high throughput screening libraries. Current Opinion in Chemical Biology. 26, 104-110 (2015).
  6. Zhao, Y., et al. Chemical genetic interrogation of natural variation uncovers a molecule that is glycoactivated. Nature Chemical Biology. 3 (11), 716-721 (2007).
  7. Park, S. Y., et al. Abscisic acid inhibits type 2C protein phosphatases via the PYR/PYL family of START proteins. Science. 324 (5930), 1068-1071 (2009).
  8. Ma, Y., et al. Regulators of PP2C phosphatase activity function as abscisic acid sensors. Science. 324 (5930), 1064-1068 (2009).
  9. Cao, M., et al. An ABA-mimicking ligand that reduces water loss and promotes drought resistance in plants. Cell Research. 23 (8), 1043-1054 (2013).
  10. Okamoto, M., et al. Activation of dimeric ABA receptors elicits guard cell closure, ABA-regulated gene expression, and drought tolerance. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (29), 12132-12137 (2013).
  11. Rodriguez, P. L., Lozano-Juste, J. Unnatural agrochemical ligands for engineered abscisic acid receptors. Trends in Plant Science. 20 (6), 330-332 (2015).
  12. Kim, T. H., et al. Chemical genetics reveals negative regulation of abscisic acid signaling by a plant immune response pathway. Current Biology. 21 (11), 990-997 (2011).
  13. Ito, T., et al. Novel Abscisic Acid Antagonists Identified with Chemical Array Screening. ChemBioChem. 16 (17), 2471-2478 (2015).
  14. Ye, Y., et al. A Novel Chemical Inhibitor of ABA Signaling Targets All ABA Receptors. Plant Physiology. 173 (4), 2356-2369 (2017).
  15. Takeuchi, J., et al. Designed abscisic acid analogs as antagonists of PYL-PP2C receptor interactions. Nature Chemical Biology. 10 (6), 477-482 (2014).
  16. Rauf, S., et al. Progress in modification of sunflower oil to expand its industrial value. Journal of the Science of Food and Agriculture. 97 (7), 1997-2006 (2017).
  17. Caraus, I., Alsuwailem, A. A., Nadon, R., Makarenkov, V. Detecting and overcoming systematic bias in high-throughput screening technologies: a comprehensive review of practical issues and methodological solutions. Briefings in Bioinformatics. 16 (6), 974-986 (2015).
  18. Costa, J. M., Grant, O. M., Chaves, M. M. Thermography to explore plant-environment interactions. Journal of Experimental Botany. 64 (13), 3937-3949 (2013).
  19. Merlot, S., et al. Use of infrared thermal imaging to isolate Arabidopsis mutants defective in stomatal regulation. The Plant Journal. 30 (5), 601-609 (2002).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

apertura szparkowaprzesiew chemicznysystem hydroponicznydokarmianie korzeniowetemperatura li ciatraktowanie ABAanaliza danych

Powiązane artykuły