Artykuł metodologiczny

Protokoły biodruku 3D biotuszy na bazie żelatyny i hydrożelu metakryloylowego

DOI:

10.3791/60545

⸱

21 grudnia 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1State Key Laboratory of Fluid Power and Mechatronic Systems, School of Mechanical Engineering, Zhejiang University, 2Key Laboratory of 3D Printing Process and Equipment of Zhejiang Province, School of Mechanical Engineering, Zhejiang University, 3School of Mechanics and Safety Engineering, Zhengzhou University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiona tutaj jest metoda biodruku 3D żelatyny metakryloilo.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Żelatyna metakryloylowa (GelMA) stała się popularnym biomateriałem w dziedzinie biodruku. Pochodną tego materiału jest żelatyna, która jest hydrolizowana z kolagenu ssaków. W ten sposób sekwencje arginina-glicyna-kwas asparaginowy (RGD) i docelowe motywy metaloproteinazy macierzy (MMP) pozostają w łańcuchach molekularnych, co pomaga osiągnąć przyczepienie i degradację komórek. Co więcej, właściwości formacyjne GelMA są wszechstronne. Grupy metakryloamidowe pozwalają na szybkie usieciowanie materiału pod wpływem promieniowania świetlnego w obecności fotoinicjatora. Dlatego bardzo sensowne jest opracowanie odpowiednich metod syntezy struktur trójwymiarowych (3D) z tym obiecującym materiałem. Jednak jego niska lepkość ogranicza drukowność GelMA. Przedstawiono tutaj metody przeprowadzania biodruku 3D hydrożeli GelMA, a mianowicie wytwarzania mikrosfer GelMA, włókien GelMA, złożonych struktur GelMA i chipów mikroprzepływowych na bazie GelMA. Omówiono powstałe struktury i biokompatybilność materiałów oraz metody druku. Uważa się, że protokół ten może służyć jako pomost między wcześniej stosowanymi biomateriałami a GelMA, a także przyczynić się do ustanowienia architektur 3D opartych na GelMA do zastosowań biomedycznych.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hydrożele są uważane za odpowiedni materiał w dziedzinie biofabrykacji1,2,3,4. Wśród nich żelatyna metakryloyl (GelMA) stała się jednym z najbardziej wszechstronnych biomateriałów, po raz pierwszy zaproponowanym w 2000 roku przez Van Den Bulcke i wsp.5. GelMA jest syntetyzowany w bezpośredniej reakcji żelatyny z bezwodnikiem metakrylowym (MA). Żelatyna, która jest hydrolizowana przez kolagen ssaków, składa się z docelowych motywów metaloproteinazy macierzy (MMP). W ten sposób trójwymiarowe (3D) modele tkanek in vitro opracowane przez GelMA mogą idealnie naśladować interakcje między komórkami a macierzą zewnątrzkomórkową (ECM) in vivo. Ponadto sekwencje arginina-glicyna-kwas asparaginowy (RGD), których nie ma w niektórych innych hydrożelach, takich jak alginiany, pozostają w łańcuchach molekularnych GelMA. Umożliwia to realizację przyłączania zamkniętych komórek wewnątrz sieci hydrożelowych6. Dodatkowo, zdolność do tworzenia GelMA jest obiecująca. Grupy metakryloamidowe w łańcuchach molekularnych GelMA reagują z fotoinicjatorem w łagodnych warunkach reakcji i tworzą wiązania kowalencyjne pod wpływem promieniowania świetlnego. Dzięki temu drukowane struktury mogą być szybko sieciowane, aby w prosty sposób zachować zaprojektowane kształty.

Bazując na tych właściwościach, szereg dziedzin wykorzystuje GelMA do różnych zastosowań, takich jak inżynieria tkankowa, podstawowa analiza cytologiczna, badania przesiewowe leków i biosensoryka. W związku z tym zademonstrowano również różne strategie produkcji7,8,9,10,11,12,13,14. Jednak nadal wyzwaniem jest przeprowadzenie biodruku 3D na bazie GelMA, co wynika z jego fundamentalnych właściwości. GelMA jest materiałem wrażliwym na temperaturę. Podczas procesu drukowania temperatura atmosfery drukowania musi być ściśle kontrolowana w celu utrzymania stanu fizycznego biotuszu. Poza tym lepkość GelMA jest na ogół niższa niż w przypadku innych popularnych hydrożeli (tj. alginianu, chitozanu, kwasu hialuronowego itp.). Jednak inne przeszkody napotyka się podczas budowania architektur 3D za pomocą tego materiału15.

Ten artykuł podsumowuje kilka podejść do biodruku 3D GelMA zaproponowanych przez nasze laboratorium i opisuje drukowane próbki (tj. syntezę mikrosfer GelMA, włókien GelMA, struktur kompleksów GelMA i chipów mikroprzepływowych opartych na GelMA). Każda metoda ma wyspecjalizowane funkcje i może być stosowana w różnych sytuacjach o różnych wymaganiach. Mikrosfery GelMA są generowane przez moduł wspomagany elektrycznie, który wytwarza dodatkową zewnętrzną siłę elektryczną w celu zmniejszenia wielkości kropli. Jeśli chodzi o włókna GelMA, są one wytłaczane przez współosiową dyszę biodrukującą za pomocą lepkiego alginianu sodu. Ponadto tworzenie złożonych struktur 3D odbywa się za pomocą biodrukarki do cyfrowego przetwarzania światła (DLP). Wreszcie, zaproponowano strategię dwukrotnego sieciowania w celu zbudowania chipów mikroprzepływowych opartych na GelMA, łączących hydrożel GelMA i tradycyjne chipy mikroprzepływowe. Uważa się, że protokół ten jest znaczącym podsumowaniem strategii biodruku GelMA stosowanych w naszym laboratorium i może zainspirować innych badaczy w pokrewnych dziedzinach.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Hodowla komórek

  1. Przygotuj zmodyfikowaną pożywkę Eagle (DMEM) firmy Dulbecco, uzupełnioną 10% płodową surowicą bydlęcą (FBS) i 1% penicyliną/streptomycyną, używaną do hodowli linii ludzkich komórek raka piersi (MDA-MB-231) i linii ludzkich komórek śródbłonka żyły pępowinowej (HUVEC).
  2. Przygotuj DMEM z L-glutaminą (DMEM/F-12), uzupełnioną 10% FBS i 1% penicyliny/streptomycyny, używaną do hodowli linii mezenchymalnych komórek macierzystych szpiku kostnego (BMSC).
  3. Ustawić środowisko hodowli na 37 °C i 5 % CO2 . Hodowla MDA-MB-231, HUVEC i BMSC i przejście komórek w stosunku 1:2 po osiągnięciu 90% zbiegu.

2. Wytwarzanie mikrosfer GelMA

  1. Wydrukuj urządzenie jako Rysunek 1A z kwasem polimlekowym (PLA) na drukarce do modelowania osadzania topionego (FDM). Umieść dwie metalowe elektrody pierścieniowe w oprawie.
  2. Połącz dwie metalowe elektrody pierścieniowe odpowiednio z biegunami uziemiającymi i dodatnimi. Umieść metalową płytkę podłączoną do wysokiego napięcia poniżej elektrody pierścieniowej i umieść szalkę Petriego z olejem silikonowym na metalowej płytce jako odbiornik kropel.
  3. Rozpuścić liofilizowany GelMA (5% w/v) i fenylo-2,4,6-trimetylobenzoilofosfinian litu (LAP, 0,5% w/v) w buforowanym fosforanem soli fizjologicznej (DPBS) firmy Dulbecco jako biotusz (10 ml). Przefiltruj biotusz przez filtr 0,22 μm w celu uzyskania sterylności i podgrzewaj go w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C przez 15 minut.
  4. Odłączyć komórki MDA-MB-231 z 3 ml 0,25% roztworu trypsyny-0,02% EDTA na 3 minuty w temperaturze 37 °C. Odwirować komórki w 15 ml probówce odśrodkowej o sile 100 x g przez 5 minut, aby uzyskać osad komórkowy.
  5. Usunąć supernatant. Wymieszaj osad komórkowy z 1 ml przygotowanego biotuszu, powoli pipetując, aby zapobiec tworzeniu się pęcherzyków.
  6. Umieść 1 ml biotuszu (MDA-MB-231) w sterylnej strzykawce o pojemności 3 ml. Podawanie biotuszu za pomocą siły sprężonego powietrza (~0,5 kPa). Umieścić strzykawkę na urządzeniu.
    UWAGA: Środowisko drukowania powinno być ściśle kontrolowane w temperaturze 30 °C i wilgotności 50%.
  7. Włącz zasilanie wysokiego napięcia i ustaw napięcie na 0−4 kV. Jednocześnie włącz światło o długości fali 405 nm, aby usieciować kropelki GelMA w 5 ml oleju silikonowego.
  8. Odlej większość oleju silikonowego, dekantując szalkę Petriego. Za pomocą łyżki przenieś pozostały olej silikonowy i mikrosfery GelMA do probówki odśrodkowej o pojemności 15 ml.
  9. Dodać 5 ml DPBS i równomiernie wstrząsnąć mieszaniną. Odwirować probówkę o sile 100 x g przez 5 minut i usunąć płyn szwadnowany.
  10. Powtórz krok 2.9 3x.
  11. Wyjąć mikrosfery GelMA łyżką i hodować je w DMEM na szalce Petriego w temperaturze 37 °C i 5% CO2 przez 3 dni.
  12. Wyrzuć pożywkę i umyj mikrosfery DPBS. Utrwal 2 ml 4% paraformaldehydu (PFA) przez 30 minut w temperaturze pokojowej (RT).
  13. Wyrzuć PFA i umyj mikrosfery DPBS. Przepuszczać z 2 ml 0,5% niejonowego środka powierzchniowo czynnego (tj. Triton X-100) przez 5 minut w temperaturze pokojowej.
  14. Wyrzuć niejonowy środek powierzchniowo czynny i umyj mikrosfery DPBS. Zabarwić je 2 ml falloidyny tetrametylorodaminy (TRITC) przez 30 minut w ciemności w temperaturze pokojowej.
  15. Wyrzuć TRITC i umyj mikrosfery DPBS. Zabarwić je 2 ml 4–,6-diamidino-2-fenyloindolu (DAPI) przez 10 minut w ciemności w temperaturze pokojowej.
  16. Wyrzuć DAPI i umyj mikrosfery DPBS. Uchwyć morfologię za pomocą konfokalnego mikroskopu fluorescencyjnego.

3. Produkcja włókien GelMA

  1. Przygotuj dyszę współosiową, jak pokazano na Rysunek 2A. Zamocuj dyszę wewnętrzną (25 G, OD = 510 μm, ID = 250 μm) i dyszę zewnętrzną (18 G, OD = 1200 μm, ID = 900 μm) za pomocą. Podłącz szklaną rurkę (długość = 50 mm, średnica wewnętrzna = 1,2 mm) do końca dyszy koncentrycznej.
  2. Rozpuść proszek alginianu sodu (Na-Alg), który jest sterylizowany w świetle ultrafioletowym (UV) przez 30 minut w wodzie dejonizowanej o stężeniu 2% (w/v).
  3. Przygotować sterylny roztwór biotuszu, postępując zgodnie z krokiem 2.3. Podgrzewać biotusz GelMA i roztwór Na-Alg w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C przez 15 minut.
  4. Odłączyć komórki BMSC z 3 ml 0,25% roztworu trypsyny-0,02% EDTA na 3 minuty w temperaturze 37 °C. Odwirować komórki w 15 ml probówce odśrodkowej o sile 100 x g przez 5 minut, aby uzyskać osad komórkowy.
  5. Usunąć sklarowany nad osadem płyn. Wymieszaj osad komórkowy z 2 ml przygotowanego biotuszu GelMA, powoli pipetując, aby zapobiec tworzeniu się pęcherzyków.
  6. Umieść 2 ml biotuszu (BMSC) w strzykawce o pojemności 10 ml. Umieścić 2 ml roztworu Na-Alg w innej strzykawce (10 ml). Nakarm je odpowiednio dwiema pompami strzykawkowymi (tutaj biotusz o prędkości 50 μm/min i roztwór Na-Alg o prędkości 350 μm/min).
    UWAGA: Środowisko drukowania powinno być ściśle kontrolowane w temperaturze 30 °C i wilgotności 50%.
  7. Włącz światło o długości fali 405 nm, aby napromieniować przezroczystą rurkę w celu usieciowania włókien GelMA. Użyj szalki Petriego z DPBS, aby otrzymać włókna.
  8. Włókna GelMA wyjąć łyżką z DPBS i hodować je przez 3 dni w przygotowanym DMEM/F-12 w temperaturze 37 °C i 5% CO2 .
  9. Wykonaj kroki 2.12−2.16, aby przygotować włókna GelMA do obserwacji morfologicznej za pomocą konfokalnego mikroskopu fluorescencyjnego.

4. Wytwarzanie złożonych struktur 3D GelMA

UWAGA: Rysunek 3A pokazuje szkic produkcyjny złożonych struktur 3D GelMA.

  1. Przetrzyj biodrukarkę DLP (Rysunek 3E) 75% alkoholem i wystawij ją na działanie promieniowania UV przez 30 minut w celu uzyskania sterylności.
  2. Rozpuścić liofilizowane GelMA (10% w/v) i LAP (0,5% w/v) w DPBS. Dodaj purpurowy pigment jadalny do roztworu (3% v/v), aby poprawić dokładność drukowania.
  3. Przefiltrować roztwór przez filtr 0,22 μm w celu zapewnienia sterylności i podgrzewać go w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C przez 15 minut.
  4. Buduj modele 3D za pomocą oprogramowania do projektowania wspomaganego komputerowo (CAD). Zaimportuj dokumenty wzorcowe do oprogramowania nadrzędnego (EFL) zastosowanej biodrukarki DLP.
  5. Dodaj 10 ml przygotowanego biotuszu do koryta biodrukarki DLP.
  6. Ustaw parametry drukowania w górnym oprogramowaniu w następujący sposób: natężenie światła = 12 mW/cm2, czas naświetlania = 30 s i wysokość warstwy = 100 μm. Rozpocznij drukowanie.
  7. Usuń wydrukowaną strukturę z biodrukarki i zanurz ją w DPBS na szalce Petriego.
  8. Odłączyć komórki MDA-MB-231s z 3 ml 0,25% roztworu trypsyny-0,02% EDTA na 3 minuty w temperaturze 37 °C. Odwirować komórki przy 100 x g przez 5 minut w probówce o pojemności 15 ml, aby uzyskać osad komórek.
  9. Usunąć płyn sklarowany nad osadem i wymieszać osad komórkowy z 2 ml DMEM.
  10. Dodać 100 μl zawiesiny komórek na wydrukowane struktury. Hodować je przez 3 dni w przygotowanym DMEM w temperaturze 37 °C i 5% CO2 .
  11. Wykonaj kroki 2.12−2.16, aby przygotować złożone struktury 3D do obserwacji morfologicznej za pomocą konfokalnego mikroskopu fluorescencyjnego.

5. Produkcja mikroprzepływowych chipów opartych na GelMA

UWAGA: Rysunek 4A pokazuje szkic produkcyjny mikroprzepływowego chipa opartego na GelMA.

  1. Rozpuścić liofilizowany GelMA 10% (w/v) i LAP (0,5% w/v) w DPBS. Przefiltruj roztwór GelMA przez filtr 0,22 μm w celu uzyskania sterylności.
  2. Sterylizować żelatynę w proszku w świetle UV przez 30 minut i dodać ją do roztworu GelMA-LAP przygotowanego w kroku 5.1 do końcowego stężenia żelatyny 5% (w/v). Podgrzewać mieszaninę w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C przez 15 minut.
  3. Zaprojektuj grupę form (Rysunek 4B,C) za pomocą oprogramowania CAD i wyprodukuj je z żywicy fotopolimerowej na drukarce DLP.
  4. Wypełnij formy całkowicie przygotowanym biotuszem.
  5. Wstaw foremki do lodówki o temperaturze 4 °C, aby usieciować żelatynę przez 30 min.
  6. Wyjmij formy i wyjmij z formy ostrzem częściowo (fizycznie) usieciowane arkusze hydrożelu z form.
  7. Połączyć dwa wyjęte z formy arkusze hydrożelu i połączyć je za pomocą GelMA, naświetlając go promieniowaniem o długości fali 405 nm przez 1 minutę.
  8. Odłączyć komórki HUVEC z 3 ml 0,25% roztworu trypsyny-0,02% EDTA na 3 minuty w temperaturze 37 °C. Odwirować komórki w probówce odśrodkowej o pojemności 15 ml, aby uzyskać osad komórek o sile 100 x g przez 5 minut.
  9. Usunąć płyn sklarowany nad osadem i wymieszać osad komórkowy z 2 ml DMEM.
  10. Całkowicie napełnić mikrokanalik, wstrzykując zawiesinę komórek za pomocą dyszy i strzykawki.
  11. Odwracaj wiór do góry nogami co 15 minut przez następne 3 godziny, aby uzyskać równomierny i pełny wysiew komórek. Hodować frytki na szalce Petriego przez 3 dni w przygotowanym DMEM w temperaturze 37 °C i 5% CO2 .
  12. Wykonaj kroki 2.12−2.16, aby przygotować chipy mikroprzepływowe do obserwacji morfologicznej za pomocą konfokalnego mikroskopu fluorescencyjnego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Podczas wytwarzania mikrosfer GelMA, kropelki GelMA były rozdzielane przez zewnętrzne pole elektryczne. Kiedy kropelki wpadały do odbierającego oleju silikonowego, pozostawały standardowym kształtem sferoidalnym bez ogonów. Dzieje się tak, ponieważ kropelki GelMA znajdowały się w fazie wodnej, podczas gdy olej silikonowy był w fazie olejowej. Napięcie powierzchniowe, które powstało między dwiema fazami, spowodowało, że kropelki GelMA zachowały standardowy kształt sferoidalny. Jeśli chodzi o mikrosfery obciążone komórkami...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym artykule opisano kilka strategii wytwarzania struktur GelMA 3D, a mianowicie mikrosfery GelMA, włókna GelMA, struktury złożone GelMA i chipy mikroprzepływowe oparte na GelMA. GelMA ma obiecującą biokompatybilność i zdolność tworzenia i jest szeroko stosowany w dziedzinie biofabrykacji. Struktury mikrosferyczne nadają się do kontrolowanego uwalniania leków, hodowli tkanek i wstrzykiwania do organizmów w celu dalszej terapii 21,22,23,24,25.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była sponsorowana przez Narodowy Kluczowy Program Badawczo-Rozwojowy Chin (2018YFA0703000), Narodową Fundację Nauk o Przyrodzie Chin (nr U1609207, 81827804), Fundusz Naukowy dla Kreatywnych Grup Badawczych Narodowej Fundacji Nauk Przyrodniczych Chin (nr 51821093).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,22 &m; m membrana filtracyjnaMilipore
2-(4-amidinofenylo)-6-indolokarbamidyny dichlorowodorek (DAPI)Yeasen Biological Technology Co., Ltd., Szanghaj, Chiny
Biodrukarka 3DInstytut Badawczy Inteligentnej Produkcji SuZhou, SuZhou, Chiny
Światło o długości fali 405 nmInstytut Badawczy Inteligentnej Produkcji SuZhou, SuZhou, Chiny
dysza współosiowaInstytut Badawczy Inteligentnej Produkcji SuZhou, SuZhou, Chiny
konfokalny mikroskop fluorescencyjnyOLYMPUS FV3000
biodrukarka do cyfrowego przetwarzania światła (DLP)Instytut Badawczy Inteligentnej Produkcji SuZhou, SuZhou, Chiny
Drukarka DLPInstytut Badawczy Inteligentnej Produkcji SuZhou, SuZhou, Chiny
Sól fizjologiczna buforowana fosforanami Dulbecco (DPBS)Tangpu Biological Technology Co., Ltd., Hangzhou, Chiny
Zmodyfikowane podłoże Eagle firmy Dulbecco (DMEM)Tangpu Biological Technology Co., Ltd., Hangzhou, Chiny
Zmodyfikowane podłoże Eagle firmy Dulbecco z L-glutaminą (DMEM/F-12)Tangpu Biological Technology Co., Ltd., Hangzhou, Chiny
EFL SoftwareSuZhou Intelligent Manufacturing Research Institute, SuZhou, Chiny
płodowa surowica bydlęca (FBS)Tangpu Biological Technology Co., Ltd., Hangzhou, Chiny
żelatynaSigma-Aldrich, Szanghaj, Chiny
żelatyna metakryloyl (GelMA)Instytut Badawczy Inteligentnej Produkcji SuZhou, SuZhou, Chiny
moc wysokiego napięciaInstytut Badawczy Inteligentnej Produkcji SuZhou, SuZhou, Chiny
fenylo-2, 4, 6-trimetylobenzoilofosforynian litu (LAP)Instytut Badawczy Inteligentnej Produkcji SuZhou, SuZhou, Chiny
paraformaldehydTangpu Biological Technology Co., Ltd., Hangzhou, Chiny
penicylina/streptomycynaTangpu Biological Technology Co., Ltd., Hangzhou, Chiny
Alginian sodu (Na-Alg)Sigma-Aldrich, Szanghaj, Chiny
TRITC phalloidinYeasen Biological Technology Co., Ltd., Szanghaj, Chiny
Triton X-100Solarbio Co., Ltd., Szanghaj, Chiny

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Ahmed, E. M. Hydrogel: Preparation, characterization, and applications: A review. Journal of Advanced Research. 6 (2), 105-121 (2015).
  2. Ashton, R. S., Banerjee, A., Punyani, S., Schaffer, D. V., Kane, R. S. Scaffolds based on degradable alginate hydrogels and poly(lactide-co-glycolide) microspheres for stem cell culture. Biomaterials. 28 (36), 5518-5525 (2007).
  3. Billiet, T., Vandenhaute, M., Schelfhout, J., Van Vlierberghe, S., Dubruel, P. A review of trends and limitations in hydrogel-rapid prototyping for tissue engineering. Biomaterials. 33 (26), 6020-6041 (2012).
  4. Saroia, J., et al. A review on biocompatibility nature of hydrogels with 3D printing techniques, tissue engineering application and its future prospective. Bio-Design and Manufacturing. 1 (4), 265-279 (2018).
  5. Van Den Bulcke, A. I., et al. Structural and Rheological Properties of Methacrylamide Modified Gelatin Hydrogels. Biomacromolecules. 1 (1), 31-38 (2000).
  6. Sun, M., et al. Synthesis and Properties of Gelatin Methacryloyl (GelMA) Hydrogels and Their Recent Applications in Load-Bearing Tissue. Polymers. 10 (11), 1290(2018).
  7. Gao, Q., et al. 3D printing of complex GelMA-based scaffolds with nanoclay. Biofabrication. 11 (3), 035006(2019).
  8. Hassanzadeh, P., et al. Ultrastrong and flexible hybrid hydrogels based on solution self-assembly of chitin nanofibers in gelatin methacryloyl (GelMA). Journal of Materials Chemistry B. 4 (15), 2539-2543 (2016).
  9. McBeth, C., et al. 3D bioprinting of GelMA scaffolds triggers mineral deposition by primary human osteoblasts. Biofabrication. 9 (1), 015009(2017).
  10. Nie, J., et al. Vessel-on-a-chip with Hydrogel-based Microfluidics. Small. 14 (45), 1802368(2018).
  11. Shao, L., et al. Bioprinting of Cell-Laden Microfiber: Can It Become a Standard Product. Advanced Healthcare Materials. 8 (9), 1900014(2019).
  12. Shao, L., et al. Fiber-Based Mini Tissue with Morphology-Controllable GelMA Microfibers. Small. 14 (44), 1802187(2018).
  13. Xie, M., et al. Electro-Assisted Bioprinting of Low-Concentration GelMA Microdroplets. Small. 15 (4), 1804216(2019).
  14. Yue, K., et al. Synthesis, properties, and biomedical applications of gelatin methacryloyl (GelMA) hydrogels. Biomaterials. 73, 254-271 (2015).
  15. Schuurman, W., et al. Gelatin-Methacrylamide Hydrogels as Potential Biomaterials for Fabrication of Tissue-Engineered Cartilage Constructs. Macromolecular Bioscience. 13 (5), 551-561 (2013).
  16. Barbot, A., Decanini, D., Hwang, G. On-chip Microfluidic Multimodal Swimmer toward 3D Navigation. Scientific Reports. 6, 19041(2016).
  17. Esmaeilsabzali, H., et al. An integrated microfluidic chip for immunomagnetic detection and isolation of rare prostate cancer cells from blood. Biomedical Microdevices. 18 (1), 22(2016).
  18. Lee, J. M., Zhang, M., Yeong, W. Y. Characterization and evaluation of 3D printed microfluidic chip for cell processing. Microfluidics and Nanofluidics. 20 (1), 5(2016).
  19. Picot, J., et al. A biomimetic microfluidic chip to study the circulation and mechanical retention of red blood cells in the spleen. American Journal of Hematology. 90 (4), 339-345 (2015).
  20. Ren, K., Zhou, J., Wu, H. Materials for Microfluidic Chip Fabrication. Accounts of Chemical Research. 46 (11), 2396-2406 (2013).
  21. Chen, H., et al. Covalently antibacterial alginate-chitosan hydrogel dressing integrated gelatin microspheres containing tetracycline hydrochloride for wound healing. Materials Science and Engineering: C. 70, 287-295 (2017).
  22. Fan, M., et al. Covalent and injectable chitosan-chondroitin sulfate hydrogels embedded with chitosan microspheres for drug delivery and tissue engineering. Materials Science and Engineering: C. 71, 67-74 (2017).
  23. Feng, J., et al. Preparation of black-pearl reduced graphene oxide-sodium alginate hydrogel microspheres for adsorbing organic pollutants. Journal of Colloid and Interface Science. 508, 387-395 (2017).
  24. Park, K. S., Kim, C., Nam, J. O., Kang, S. M., Lee, C. S. Synthesis and characterization of thermosensitive gelatin hydrogel microspheres in a microfluidic system. Macromolecular Research. 24 (6), 529-536 (2016).
  25. Zheng, Y., et al. Injectable Hydrogel-Microsphere Construct with Sequential Degradation for Locally Synergistic Chemotherapy. ACS Applied Materials, Interfaces. 9 (4), 3487-3496 (2017).
  26. Fernández de la Mora, J. The Fluid Dynamics of Taylor Cones. Annual Review of Fluid Mechanics. 39 (1), 217-243 (2006).
  27. Hsiao, A. Y., et al. Smooth muscle-like tissue constructs with circumferentially oriented cells formed by the cell fiber technology. PLoS ONE. 10, 0119010(2015).
  28. Meng, Z. J., et al. Microfluidic generation of hollow Ca-alginate microfibers. Lab on a Chip. 16 (14), 2673-2681 (2016).
  29. Peng, L., Liu, Y., Gong, J., Zhang, K., Ma, J. Continuous fabrication of multi-stimuli responsive graphene oxide composite hydrogel fibres by microfluidics. RSC Advances. 7 (31), 19243-19249 (2017).
  30. Sugimoto, M., et al. Micropassage-embedding composite hydrogel fibers enable quantitative evaluation of cancer cell invasion under 3D coculture conditions. Lab on a Chip. 18 (9), 1378-1387 (2018).
  31. Yamada, M., Sugaya, S., Naganuma, Y., Seki, M. Microfluidic synthesis of chemically and physically anisotropic hydrogel microfibers for guided cell growth and networking. Soft Matter. 8 (11), 3122-3130 (2012).
  32. Gao, G., et al. Tissue engineered bio-blood-vessels constructed using a tissue-specific bioink and 3D coaxial cell printing technique: a novel therapy for ischemic disease. Advanced Functional Materials. 27 (33), 1700798(2017).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Hydro el GelMAbiodruk 3Dprzygotowanie bioatramentuwytwarzanie wspomagane elektryczniemikroskopia konfokalnahodowla kom rkowachipy mikrofluidycznew kna GelMAmikrosfery GelMAbiodrukarka DLP

Powiązane artykuły