Celem tego protokołu jest szczegółowe opracowanie nowatorskiej metody oceny segmentalnej funkcji serca u embrionalnych ryb danio pręgowanych, zarówno w warunkach fizjologicznych, jak i patologicznych.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Analiza przemieszczenia mechanicznej deformacji mięśnia sercowego (DIAMOND) ujawnia segmentalną heterogeniczność funkcji serca u embrionalnego danio pręgowanego
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Danio pręgowany jest coraz częściej wykorzystywany jako organizm modelowy do kardiomiopatii i regeneracji. Obecne metody oceny czynności serca nie są w stanie wiarygodnie wykryć mechaniki segmentowej i nie są łatwo wykonalne u danio pręgowanego. Przedstawiamy tutaj półautomatyczną, open-source'ową metodę ilościowej oceny czterowymiarowej (4D) segmentalnej funkcji serca: analiza przemieszczenia mechanicznego odkształcenia mięśnia sercowego (DIAMOND). Transgeniczne embrionalne danio pręgowane zostały zobrazowane in vivo przy użyciu systemu mikroskopii fluorescencyjnej z arkuszami świetlnymi z synchronizacją ruchu serca 4D. Pozyskane cyfrowe serca 3D zostały zrekonstruowane przy końcu skurczu i końcu rozkurczu, a komora została ręcznie podzielona na binarne zestawy danych. Następnie serce zostało przeorientowane i izotropowo ponownie próbkowane wzdłuż prawdziwej krótkiej osi, a komora została równomiernie podzielona na osiem części (I-VIII) wzdłuż krótkiej osi. Ze względu na różne płaszczyzny i matryce repróbkowania w skurczu końcowym i rozkurczu, do rejestracji obrazu zastosowano matrycę transformacji, aby przywrócić pierwotną relację przestrzenną między ponownie próbkowanymi skurczowymi i rozkurczowymi matrycami obrazu. Po zarejestrowaniu obrazu obliczono wektor przemieszczenia każdego segmentu od skurczu końcowego do rozkurczu końcowego na podstawie przemieszczenia środków ciężkości masy w trzech wymiarach (3D). DIAMOND pokazuje, że podstawowe segmenty mięśnia sercowego przylegające do kanału przedsionkowo-komorowego ulegają największej deformacji mechanicznej i są najbardziej podatne na uszkodzenie serca wywołane doksorubicyną. Podsumowując, projekt DIAMOND dostarcza nowych informacji na temat segmentalnej mechaniki serca w zarodkach danio pręgowanego, wykraczających poza tradycyjną frakcję wyrzutową (EF) zarówno w warunkach fizjologicznych, jak i patologicznych.
Wprowadzenie
Toksyczność serca wywołana chemioterapią i wynikająca z niej niewydolność serca są jednym z głównych powodów zaprzestania chemioterapii1. Dlatego ocena czynnościowa serca odgrywa kluczową rolę w identyfikacji toksyczności kardiologicznej i, co ważniejsze, w przewidywaniu wczesnego uszkodzenia serca po chemioterapii2. Obecne podejścia do oceny czynnościowej serca napotykają jednak na ograniczenia. Metody takie jak frakcja wyrzutowa lewej komory (LVEF) zapewniają tylko globalną i często opóźnioną mechanikę serca po urazie3,4. Obrazowanie dopplerowskie tkanek dostarcza informacji o segmentowej deformacji mięśnia sercowego, ale cierpi na znaczną zmienność wewnątrz- i międzyobserwatoryczną, częściowo z powodu zależności od kąta wiązki ultradźwięków5. Dwuwymiarowe (2D) śledzenie plamek wykorzystuje tryb B echokardiografii, który teoretycznie eliminuje zależność od kąta, ale jego dokładność jest ograniczona przez ruch poza płaszczyzną6. W związku z tym zarówno w badaniach, jak i klinicznych brakuje rygorystycznego podejścia do ilościowego określania segmentowej funkcji serca.
W tym kontekście, opracowaliśmy metodę kwantyfikacji 4D do analizy segmentalnej funkcji serca, którą nazwaliśmy analizą przemieszczenia mechanicznego deformacji mięśnia sercowego (DIAMOND), aby określić wektory przemieszczenia centroidów masy mięśnia sercowego w przestrzeni 3D. Zastosowaliśmy DIAMOND do oceny in vivo czynności serca i toksyczności sercowej wywołanej doksorubicyną u danio pręgowanego (Danio rerio) jako modelu zwierzęcego, wybranego ze względu na ich regenerujący się mięsień sercowy i wysoce konserwatywne geny rozwojowe7. Następnie porównaliśmy segmentowe przemieszczenie DIAMOND z oznaczaniem globalnej frakcji wyrzutowej (EF) i odkształceniem 2D po leczeniu doksorubicyną. Integrując przemieszczenie DIAMOND z mikroskopią fluorescencyjną 4D (LSFM) uzyskaną w celu odwzorowania embrionalnych serc danio pręgowanego, projekt DIAMOND pokazuje, że podstawowe segmenty mięśnia sercowego przylegające do kanału przedsionkowo-komorowego ulegają największej deformacji mechanicznej i są najbardziej podatne na ostre uszkodzenie serca doksorubicyny8.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszystkie opisane tutaj metody zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt (IACUC) Uniwersytetu Kalifornijskiego w Los Angeles (UCLA), a eksperymenty przeprowadzono zgodnie z protokołami zatwierdzonymi przez Biuro Badań nad Zwierzętami UCLA.
1. Hodowla rybek danio Tg(cmlc2:mCherry) i pobieranie zarodków
- Postępuj zgodnie z procedurami utrzymania, rozrodu i zbierania embrionów opisanymi w wcześniej ustalonych praktykach hodowlanych i rozpłodowych. Szczegóły znajdują się w pracy Messerschmidta i wsp.9.
- 18 h po zapłodnieniu potraktuj zebrane embriony roztworem 0,003% 1-fenylo-2-tiomocznika (PTU) w medium E3, aby zachować przezroczystość embrionów do obrazowania LSFM.
2. Leczenie doksorubicyną w celu wywołania uszkodzenia serca
- W 3. dniu po zapłodnieniu (dpf), potraktować zarodki doksorubicyną w stężeniu 10 μM w podłożu wodnym E3 dla ryb. Po 24 h inkubacji (do 4. dpf), zastąpić podłoże z doksorubicyną świeżym podłożem E3.
OSTRZEŻENIE: Doksorubicyna jest lekiem stosowanym w chemioterapii. Wymagane jest stosowanie odpowiednich środków ochrony indywidualnej (PPE), a odpady należy utylizować w pojemnikach na odpady biologiczne.
3. Modulacja szlaku Notch
- Zarodki ryb zebrafish poddano działaniu inhibitora szlaku Notch, (2S)-N-[(3,5-difluorophenyl)acetyl]-L-alanyl-2-phenyl]glycine 1,1-dimethylethyl ester (DAPT), w stężeniu 10 μM w podłożu E3 w dniach 3–6 dpf.
- Do zarodków zebrafish w stadium 1 komórki wstrzyknięto mikroiniekcyjnie mRNA efektorów dolnego szczebla szlaku Notch: Notch intracellular domain (NICD) oraz Neuregulin-1 (Nrg-1) w stężeniach odpowiednio 10 pg/nL i 5 pg/nL8,10.
UWAGA: Mikroiniekcję wykonuje się pod mikroskopem z wykorzystaniem pompy powietrznej w celu dokładnego kontrolowania objętości wstrzykiwanego roztworu. Mikroiniekcję mRNA do komórki przeprowadza się, gdy zapłodnione jajo znajduje się w stadium pierwszej komórki. Szczegóły dotyczące przygotowania i sekwencji mRNA znajdują się w pracy Chen et al.8. Szczegóły dotyczące mikroiniekcji oraz przygotowania igieł do iniekcji znajdują się w pracy Rosen et al.10.
4. Obrazowanie LSFM i synchronizacja po obrazowaniu
- W kwestii technik obrazowania LSFM oraz algorytmu synchronizacji po obrazowaniu, szczegóły znajdują się w poprzednich publikacjach9,11.
UWAGA: W skrócie, nasz system wykorzystuje laser ciągły jako źródło oświetlenia do obrazowania wszystkich transgenicznych linii zebrafish. Moduł detekcji składa się z dwóch naukowych kamer CMOS (sCMOS) oraz dwóch zestawów filtrów do obrazowania dwukanałowego. Moduł detekcji jest zainstalowany prostopadle do płaszczyzny oświetlenia. Każda klatka LSFM jest pozyskiwana przy czasie ekspozycji 20 msec, podczas gdy rozdzielczość w przekroju wynosi ~0,65 μm, a wielkość kroku między kolejnymi klatkami to ~2 μm. Do wzbudzenia sygnałów fluorescencyjnych mCherry użyto lasera o długości fali 589 nm.
5. Rekonstrukcja 3D serca w fazie skurczowej i rozkurczowej
- Otwórz folder utworzony przez algorytm postsynchronizacji, a następnie otwórz folder „Output”. Wybierz płaszczyznę środkową serca i wczytaj cały folder do programu ImageJ. Zlokalizuj pierwszą fazę rozkurczową oraz skurczową i zapisz numery odpowiednich klatek.
- Otwórz folder „Output/By State” i znajdź foldery o numerach odpowiadających przed chwilą zapisanym numerom klatek. Konwertuj obrazy w folderach do plików 3D TIFF (tagged image file format) i nazwij je odpowiednio „diastole.tif” oraz „systole.tif”.
6. Segmentacja komory
- Otwórz oprogramowanie do analizy obrazu (patrz Tabela materiałów). Kliknij File | Open data i wczytaj pliki „diastole.tif” oraz „systole.tif”. Wprowadź rozmiar woksela zgodnie z ustawieniami obrazowania.
UWAGA: W przypadku użytego systemu LSFM typowy rozmiar woksela wynosi 0,65 µm x 0,65 µm x 2 µm. - Kliknij panel „SEGMENTATION” i ręcznie wysegmentuj część komory serca. Proces ten można ułatwić za pomocą wbudowanego narzędzia „Threshold”, które pozwala zaznaczyć wszystkie obszary powyżej określonej intensywności. Komora jest grubszą jamą o silniejszej fluorescencji.
UWAGA: Należy upewnić się, że z wysegmentowanej komory usunięto kanał przedsionkowo-komorowy oraz trakt odpływowy, ponieważ wpływa to na analizę przemieszczeń. - Po zakończeniu segmentacji kliknij panel „Project”. Kliknij prawym przyciskiem myszy zakładki „diastole.Labels.tif” oraz „systole.Labels.tif” w konsoli i wybierz „Export Data as”, aby zapisać dane jako pliki 3D TIFF.
7. Tworzenie prostopadłościanów do rejestracji obrazów
- Uruchomienie "prepImage_1.m" w środowisku programistycznym (patrz Tabela materiałów). Otwórz "prepImage_1.m", "ImPath" w linii 5, aby folder zawierał oryginalne i posegmentowane pliki TIFF, a następnie zmień "przekrój" w linii 4 do liczby przekrojów plików 3D tif.
- Po uruchomieniu kodu zostaną wygenerowane pięć nowych plików TIFF 3D ("test.tif", "diastole_200.tif", "systole_200.tif", "diaLabel.tif"i "sysLabel200.tif") oraz dwa nowe foldery ("resample_dia" i "ponowne próbkowanie systemu").
8. Ponowne próbkowanie 3D serc w skurczu i rozkurczu wzdłuż płaszczyzny krótkiej osi
- Zaimportuj wszystkie pięć plików 3D TIFF do oprogramowania do analizy obrazów (patrz Tabela materiałów).
UWAGA: Rozmiar woksela pozostaje bez zmian. - Przejdź do panelu MULTIPLANAR. Wybierz plik „diastole_200.tif” jako główne dane. Dopasuj oś X (zielona linia w płaszczyźnie XY) do pionowej długiej osi komory, a oś Z (czerwona linia w płaszczyźnie YZ) do poziomej długiej osi komory.
UWAGA: Pionową długą oś wyznacza się poprzez znalezienie najdłuższej osi łączącej wierzchołek z odpływem w płaszczyźnie XY, a poziomą długą oś poprzez znalezienie najdłuższej osi łączącej wierzchołek z odpływem w płaszczyźnie YZ. Obracaj oś, umieszczając kursor na jej końcu. - Wybierz trzy losowe punkty z skośnej płaszczyzny YZ (płaszczyzny krótkiej osi) w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara i zapisz współrzędne ich pozycji 3D.
UWAGA: Upewnij się, że punkty zostały wybrane w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara. - Powtórz kroki 8.2 i 8.3 dla pliku „systole_200.tif”.
- Kliknij panel „PROJECT”. Utwórz obiekt „Slice” (przekrój) dla pliku „diastole_200.tif”, klikając prawym przyciskiem myszy na „diastole_200.tif” i wyszukując obiekt „Slice”. Kliknij lewym przyciskiem myszy nowo utworzony obiekt Slice, a w panelu Properties panel | Options zaznacz „Set Plane” i wybierz trzy punkty w sekcji „Plane Definition”. Wprowadź współrzędne trzech punktów z kroku 7.3.
- Powtórz krok 8.5 dla pliku „systole_200.tif”.
UWAGA: Utworzony obiekt przekroju powinien nosić nazwę „Slice 2”. - Kliknij prawym przyciskiem myszy plik „diastole_200.tif”, wyszukaj opcję „Resample Transformed Image” i utwórz obiekt. W panelu Properties wybierz „Slice” jako „Reference” (referencję) i kliknij Apply. Powinien zostać wygenerowany obiekt o nazwie „diastole_200.transformed”.
- Kliknij prawym przyciskiem myszy plik „diastole_200.transformed”, wyszukaj opcję „Resample” i utwórz obiekt. Wybierz „Voxel Size” jako „Mode” i w panelu Properties zmień „Voxel Size” na x = 1, y = 1 oraz z = 1.
- Kliknij „Apply”. Powinien zostać wygenerowany obiekt o nazwie „diastole_200.resampled”. Kliknij prawym przyciskiem myszy plik „diastole_200.resampled” i zapisz go jako plik 3D TIFF.
- Powtórz ten sam krok dla plików „diaLabel.tif” i „test.tif”. Zapisz pliki „diaLabel.resampled” i „test.resampled” jako pliki 3D TIFF. Powtórz ten sam krok dla plików „systole_200.tif”, „sysLabel.tif” i „test.tif”, używając „Slice 2” jako referencji, a następnie zapisz pliki „systole_200.resampled”, „sysLable.resampled” i „test2.resampled” jako pliki 3D TIFF.
UWAGA: Upewnij się, że w tym kroku zapisano łącznie sześć plików TIFF.
9. Podział pobranego serca
- Zaimportuj do programu ImageJ wszystkie sześć plików zreproblowanych z kroku 8. Wybierz przekrój z pliku „systole_200.resampled”, w którym kanał przedsionkowo-komorowy jest wyraźnie widoczny. Zapisz numer tego przekroju.
- Użyj funkcji „Image | Transform | Rotate” w programie ImageJ, aby ustawić kanał przedsionkowo-komorowy w pionie. Zastosuj ten sam obrót do wszystkich plików. Zamknij wszystkie okna i zapisz wszystkie zmiany.
- Przenieś pliki „diastole_200.resampled”, „diaLabel.resampled” oraz „test.resampled” do folderu „resample_dia”, a pliki „systole_200.resampled”, „sysLable.resampled” oraz „test2.resampled” do folderu „resample_sys”.
- Otwórz plik „divider_2_8_pieces.m”. Zmień wartość „ImPath” w linii 5 oraz „ImPath” w linii 395 na ścieżkę do katalogu z obrazami. Zmień zmienną „Middle” w linii 22 i linii 411 na numery przekrojów, w których kanał przedsionkowo-komorowy jest wyraźnie widoczny w plikach „systole_200.resampled” i „diastole_200.resampled”.
- Uruchom kod i w wyświetlonych oknach kliknij raz w centrum komory, a następnie raz w centrum kanału przedsionkowo-komorowego. Czynność tę należy powtórzyć dla obrazów skurczu (systole) oraz rozkurczu (diastole).
10. Rejestracja macierzy obrazów skurczowych i rozkurczowych
- Otwórz plik "register_3.m" i zmień wartość "ImPath" w linii 4 na ścieżkę do folderu z obrazami. Uruchomienie tego kodu może zająć od 5 do 20 min, w zależności od mocy obliczeniowej systemu.
UWAGA: Sztucznie utworzone prostopadłościanami w kroku 7 służą do sztywnej rejestracji 3D, która zachowuje odległość między dwoma punktami oraz kąty wyznaczone przez trzy punkty. Gdy prostopadłościan z końca rozkurczu (czerwony) zostanie zarejestrowany do prostopadłościanu z końca skurczu (zielony), wynikająca z tego rozbieżność lokalizacji 3D umożliwia wyprowadzenie unikalnej macierzy sztywnej transformacji, składającej się z rotacji i translacji, od macierzy końca rozkurczu do macierzy końca skurczu (Rycina 1H). Przeprowadzamy rejestrację i zregularizowaną minimalizację energii w celu odszumienia macierzy po transformacji, korzystając z zestawu narzędzi do przetwarzania obrazów (patrz Tabela materiałów). Szczegółowy opis matematyczny znajduje się w pracy Chen et al.8.
11. Wynik wektorów przemieszczenia
- Otwórz plik „displacement_4.m” i zmień wartość „ImPath” w linii 4 na ścieżkę do folderu z obrazami.
- Uruchom plik „displacement_4.m”, który wygeneruje plik „vector8.txt” w folderze „vectors”. Po otwarciu pliku „vector8.txt” pojawi się macierz o wymiarach 8 x 4. Każdy wiersz macierzy zawiera cztery liczby, które reprezentują wartości składowej X, składowej Y, składowej Z oraz całkowitą wartość wektora przemieszczenia dla konkretnego segmentu komory.
UWAGA: Wektor przemieszczenia uzyskuje się poprzez obliczenie przemieszczenia środka masy każdego segmentu w przestrzeni 3D. Obliczamy współrzędne 3D środka masy (PS i PD)
(gdzie k oznacza odpowiednio współrzędną X, Y lub Z) każdego segmentu (I-VI) w zbiorze danych segmentacji od skurczu do rozkurczu (Rysunek 1J). Środek masy w przestrzeni 3D definiujemy następująco:
gdzie Cx = X, Cy = Y i Cz = Z, Mi = masa każdego segmentu (I ≤ i ≤ VI), m = liczba wokseli każdego segmentu, a ρ = funkcja gęstości, w której obszar segmentowany przyjmuje wartość 1, a pozostałe 0. W trakcie cyklu pracy serca oblicza się normę L2 wektorów przemieszczeń cząstkowych wzdłuż osi X, Y i Z oraz całkowity wektor przemieszczenia. Macierz zawiera łącznie osiem wierszy. Pierwszy i ósmy wiersz dotyczą kanału przedsionkowo-komorowego i są zatem pomijane w naszej analizie. Segmenty od I do VI są reprezentowane przez wiersze od drugiego do siódmego.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Proces opracowania metody DIAMOND do oceny trójwymiarowej (3D) segmentowej funkcji serca przedstawiono na Rysunku 1. Po akwizycji obrazów LSFM i rekonstrukcji 3D embrionalnego serca rybki zebrafish (Rysunek 1A), rzeczywistą płaszczyznę krótkiej osi określono jako płaszczyznę prostopadłą do pionowej i poziomej długiej osi, z których obie wyznaczono w przeglądarce wielopłaszczyznowej (Rysunek 1B). Nas...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Rygorystyczna strategia ilościowego oznaczania segmentowej funkcji mięśnia sercowego ma kluczowe znaczenie dla oceny mechaniki serca wykraczającej poza tradycyjną EF, o której wiadomo, że jest niewrażliwym i opóźnionym wskaźnikiem uszkodzenia mięśnia sercowego 1,4,12. W związku z tym rośnie zainteresowanie markerami wczesnych zmian w mięśniu sercowym, a rosnąca liczba piśmiennictwa potwierdza parametry deformacji mięśnia sercowe...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy oświadczyli, że nie występuje konflikt interesów.
Podziękowania
Obecna praca została sfinansowana przez granty American Heart Association 16SDG30910007 i 18CDA34110338 oraz przez granty National Institutes of Health HL083015, HL111437, HL118650 i HL129727.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Amira6 | FEI | Oprogramowanie do analizy obrazów | |
| DAPT | Millipore Sigma | D5942-5MG | |
| Chlorowodorek doksorubicyny | Millipore Sigma | D1515-10MG | |
| 3-aminobenzoesan etylu metanosulfonian | Millipore Sigma | E10521-10G | Trikaina |
| MATLAB | MathWorks | Środowisko programistyczne | |
| Zestaw narzędzi do przetwarzania obrazów MATLAB | MathWorks | Zestaw narzędzi do przetwarzania obrazów |
Bibliografia
- Ewer, M. S., Ewer, S. M. Cardiotoxicity of anticancer treatments. Nature Reviews Cardiology. 12 (9), 547-558 (2015).
- Thavendiranathan, P., Wintersperger Bernd, J., Scott, F. D., Thomas D, M. H. Cardiac MRI in the Assessment of Cardiac Injury and Toxicity From Cancer Chemotherapy. Circulation: Cardiovascular Imaging. 6 (6), 1080-1091 (2013).
- Mickoleit, M., et al. High-resolution reconstruction of the beating zebrafish heart. Nature Methods. 11 (9), 919-922 (2014).
- Thavendiranathan, P., et al. Use of Myocardial Strain Imaging by Echocardiography for the Early Detection of Cardiotoxicity in Patients During and After Cancer Chemotherapy. A Systematic Review. 63 (25), Part A 2751-2768 (2014).
- Collier, P., Phelan, D., Klein, A. A Test in Context: Myocardial Strain Measured by Speckle-Tracking Echocardiography. Journal of the American College of Cardiology. 69 (8), 1043-1056 (2017).
- Hanekom, L., Cho, G. Y., Leano, R., Jeffriess, L., Marwick, T. H. Comparison of two-dimensional speckle and tissue Doppler strain measurement during dobutamine stress echocardiography: an angiographic correlation. European Heart Journal. 28 (14), 1765-1772 (2007).
- Poss, K. D., Wilson, L. G., Keating, M. T. Heart regeneration in zebrafish. Science. 298 (5601), 2188-2190 (2002).
- Chen, J., et al. Displacement analysis of myocardial mechanical deformation (DIAMOND) reveals segmental susceptibility to doxorubicin-induced injury and regeneration. JCI Insight. 4 (8), e125362(2019).
- Messerschmidt, V., et al. Light-sheet Fluorescence Microscopy to Capture 4-Dimensional Images of the Effects of Modulating Shear Stress on the Developing Zebrafish Heart. Journal of Visualized Experiments. (138), e57763(2018).
- Rosen, J. N., Sweeney, M. F., Mably, J. D. Microinjection of Zebrafish Embryos to Analyze Gene Function. Journal of Visualized Experiments. (25), e1115(2009).
- Lee, J., et al. 4-Dimensional light-sheet microscopy to elucidate shear stress modulation of cardiac trabeculation. The Journal of Clinical Investigation. 126 (5), 1679-1690 (2016).
- Lenneman, C. G., Sawyer, D. B. Cardio-Oncology: An Update on Cardiotoxicity of Cancer-Related Treatment. Circulation Research. 118 (6), 1008-1020 (2016).
- Geyer, H., et al. Assessment of Myocardial Mechanics Using Speckle Tracking Echocardiography: Fundamentals and Clinical Applications. Journal of the American Society of Echocardiography. 23 (4), 351-369 (2010).
- Castro, P. L., Greenberg, N. L., Drinko, J., Garcia, M. J., Thomas, J. D. Potential pitfalls of strain rate imaging: angle dependency. Biomedical Sciences Instrumentation. 36, 197-202 (2000).
- Seo, Y., Ishizu, T., Aonuma, K. Current Status of 3Dimensional Speckle Tracking Echocardiography: A Review from Our Experiences. Journal of Cardiovascular Ultrasound. 22 (2), 49-57 (2014).
- Amzulescu, M. S., et al. Improvements of Myocardial Deformation Assessment by Three-Dimensional Speckle-Tracking versus Two-Dimensional Speckle-Tracking Revealed by Cardiac Magnetic Resonance Tagging. Journal of the American Society of Echocardiography. 31 (9), 1021-1033 (2018).
- Wolterink, J. M., Leiner, T., Viergever, M. A., Išgum, I. Reconstruction, Segmentation, and Analysis of Medical Images. Zuluaga, M. A., et al. , Springer International Publishing. 95-102 (2016).
- Avendi, M. R., Kheradvar, A., Jafarkhani, H. A combined deep-learning and deformable-model approach to fully automatic segmentation of the left ventricle in cardiac MRI. Medical Image Analysis. 30, 108-119 (2016).
- Packard, R. R. S., et al. Automated Segmentation of Light-Sheet Fluorescent Imaging to Characterize Experimental Doxorubicin-Induced Cardiac Injury and Repair. Scientific Reports. 7 (1), 8603(2017).
- Jay Kuo, C. C., Chen, Y. On data-driven Saak transform. Journal of Visual Communication and Image Representation. 50, 237-246 (2018).
- Natarajan, N., et al. Complement Receptor C5aR1 Plays an Evolutionarily Conserved Role in Successful Cardiac Regeneration. Circulation. 137 (20), 2152-2165 (2018).
- Zhukov, L., Barr, A. H. IEEE Visualization VIS 2003. , 597-602 (2003).
- Nielles-Vallespin, S., et al. In vivo diffusion tensor MRI of the human heart: Reproducibility of breath-hold and navigator-based approaches. Magnetic Resonance in Medicine. 70 (2), 454-465 (2013).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
