Artykuł metodologiczny

Analiza przemieszczenia mechanicznej deformacji mięśnia sercowego (DIAMOND) ujawnia segmentalną heterogeniczność funkcji serca u embrionalnego danio pręgowanego

DOI:

10.3791/60547

⸱

6 lutego 2020

 , 
1Division of Cardiology, Department of Medicine, David Geffen School of Medicine at University of California, Los Angeles, 2Ronald Reagan UCLA Medical Center, 3Veterans Affairs West Los Angeles Medical Center

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Celem tego protokołu jest szczegółowe opracowanie nowatorskiej metody oceny segmentalnej funkcji serca u embrionalnych ryb danio pręgowanych, zarówno w warunkach fizjologicznych, jak i patologicznych.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Danio pręgowany jest coraz częściej wykorzystywany jako organizm modelowy do kardiomiopatii i regeneracji. Obecne metody oceny czynności serca nie są w stanie wiarygodnie wykryć mechaniki segmentowej i nie są łatwo wykonalne u danio pręgowanego. Przedstawiamy tutaj półautomatyczną, open-source'ową metodę ilościowej oceny czterowymiarowej (4D) segmentalnej funkcji serca: analiza przemieszczenia mechanicznego odkształcenia mięśnia sercowego (DIAMOND). Transgeniczne embrionalne danio pręgowane zostały zobrazowane in vivo przy użyciu systemu mikroskopii fluorescencyjnej z arkuszami świetlnymi z synchronizacją ruchu serca 4D. Pozyskane cyfrowe serca 3D zostały zrekonstruowane przy końcu skurczu i końcu rozkurczu, a komora została ręcznie podzielona na binarne zestawy danych. Następnie serce zostało przeorientowane i izotropowo ponownie próbkowane wzdłuż prawdziwej krótkiej osi, a komora została równomiernie podzielona na osiem części (I-VIII) wzdłuż krótkiej osi. Ze względu na różne płaszczyzny i matryce repróbkowania w skurczu końcowym i rozkurczu, do rejestracji obrazu zastosowano matrycę transformacji, aby przywrócić pierwotną relację przestrzenną między ponownie próbkowanymi skurczowymi i rozkurczowymi matrycami obrazu. Po zarejestrowaniu obrazu obliczono wektor przemieszczenia każdego segmentu od skurczu końcowego do rozkurczu końcowego na podstawie przemieszczenia środków ciężkości masy w trzech wymiarach (3D). DIAMOND pokazuje, że podstawowe segmenty mięśnia sercowego przylegające do kanału przedsionkowo-komorowego ulegają największej deformacji mechanicznej i są najbardziej podatne na uszkodzenie serca wywołane doksorubicyną. Podsumowując, projekt DIAMOND dostarcza nowych informacji na temat segmentalnej mechaniki serca w zarodkach danio pręgowanego, wykraczających poza tradycyjną frakcję wyrzutową (EF) zarówno w warunkach fizjologicznych, jak i patologicznych.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Toksyczność serca wywołana chemioterapią i wynikająca z niej niewydolność serca są jednym z głównych powodów zaprzestania chemioterapii1. Dlatego ocena czynnościowa serca odgrywa kluczową rolę w identyfikacji toksyczności kardiologicznej i, co ważniejsze, w przewidywaniu wczesnego uszkodzenia serca po chemioterapii2. Obecne podejścia do oceny czynnościowej serca napotykają jednak na ograniczenia. Metody takie jak frakcja wyrzutowa lewej komory (LVEF) zapewniają tylko globalną i często opóźnioną mechanikę serca po urazie3,4. Obrazowanie dopplerowskie tkanek dostarcza informacji o segmentowej deformacji mięśnia sercowego, ale cierpi na znaczną zmienność wewnątrz- i międzyobserwatoryczną, częściowo z powodu zależności od kąta wiązki ultradźwięków5. Dwuwymiarowe (2D) śledzenie plamek wykorzystuje tryb B echokardiografii, który teoretycznie eliminuje zależność od kąta, ale jego dokładność jest ograniczona przez ruch poza płaszczyzną6. W związku z tym zarówno w badaniach, jak i klinicznych brakuje rygorystycznego podejścia do ilościowego określania segmentowej funkcji serca.

W tym kontekście, opracowaliśmy metodę kwantyfikacji 4D do analizy segmentalnej funkcji serca, którą nazwaliśmy analizą przemieszczenia mechanicznego deformacji mięśnia sercowego (DIAMOND), aby określić wektory przemieszczenia centroidów masy mięśnia sercowego w przestrzeni 3D. Zastosowaliśmy DIAMOND do oceny in vivo czynności serca i toksyczności sercowej wywołanej doksorubicyną u danio pręgowanego (Danio rerio) jako modelu zwierzęcego, wybranego ze względu na ich regenerujący się mięsień sercowy i wysoce konserwatywne geny rozwojowe7. Następnie porównaliśmy segmentowe przemieszczenie DIAMOND z oznaczaniem globalnej frakcji wyrzutowej (EF) i odkształceniem 2D po leczeniu doksorubicyną. Integrując przemieszczenie DIAMOND z mikroskopią fluorescencyjną 4D (LSFM) uzyskaną w celu odwzorowania embrionalnych serc danio pręgowanego, projekt DIAMOND pokazuje, że podstawowe segmenty mięśnia sercowego przylegające do kanału przedsionkowo-komorowego ulegają największej deformacji mechanicznej i są najbardziej podatne na ostre uszkodzenie serca doksorubicyny8.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie opisane tutaj metody zostały zatwierdzone przez UCLA Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC), a eksperymenty zostały przeprowadzone zgodnie z protokołami zatwierdzonymi przez UCLA Office of Animal Research.

1. Hodowla zebry Tg(cmlc2:mCherry) i zbieranie zarodków

  1. Postępuj zgodnie z procedurami trzymania, hodowli i pobierania zarodków zgodnie z opisem we wcześniej ustalonych praktykach hodowlanych i hodowlanych. Aby uzyskać szczegółowe informacje, zobacz Messerschmidt et al.9.
  2. Pobrane zarodki należy potraktować 0,003% 1-fenylo-2-tiomocznikiem (PTU) w pożywce E3 18 godzin po zapłodnieniu, aby zachować przezroczystość zarodków do obrazowania LSFM.

2. Leczenie doksorubicyną w celu wywołania uszkodzenia serca

  1. Po 3 dniach od zapłodnienia (dpf) należy potraktować zarodki doksorubicyną w stężeniu 10 μM w pożywce wodnej E3. Po 24-godzinnym zabiegu do 4 dpf należy zastąpić pożywkę doksorubicyną świeżą pożywką E3.
    UWAGA: Doksorubicyna jest lekiem stosowanym w chemioterapii. Wymagane jest stosowanie odpowiednich środków ochrony osobistej (PPE), a odpady należy utylizować w pojemnikach na odpady stanowiące zagrożenie biologiczne.

3. Modulacja ścieżki Notch

  1. Traktować zarodki danio pręgowanego inhibitorem szlaku Notch (2S)-N-[(3,5-difluorofenylo)acetylo]-L-alanylo-2-fenylo]glicyny 1,1-dimetyloetyloetylowym estrem (DAPT) w stężeniu 10 μM w podłożu wodnym E3 od 3–6 dpf.
  2. Mikrowstrzyknąć efektory Notch w dół MRNA Notch intracellular domain (NICD) i Neuregulin-1 (Nrg-1) w stężeniach odpowiednio 10 pg/nL i 5 pg/nL do zarodków danio pręgowanego w stadium 1-komórkowym8,10.
    UWAGA: Mikroiniekcja jest wykonywana pod mikroskopem przy wsparciu pompy powietrza w celu dokładnej kontroli wstrzykiwanej objętości. Mikroiniekcja mRNA do komórki jest wykonywana, gdy zapłodniona komórka jajowa znajduje się w pierwszym stadium komórki. Szczegółowe informacje na temat przygotowania i sekwencji mRNA można znaleźć w Chen et al.8. Szczegółowe informacje na temat mikroiniekcji i przygotowania igieł do wstrzykiwań można znaleźć w Rosen et al.10.

4. Obrazowanie LSFM i synchronizacja po obrazowaniu

  1. Aby zapoznać się z technikami obrazowania LSFM i algorytmem synchronizacji po obrazowaniu, zobacz szczegóły w poprzednich publikacjach9,11.
    UWAGA: Krótko mówiąc, nasz system wykorzystuje laser o falach ciągłych jako źródło oświetlenia do obrazowania wszystkich transgenicznych linii danio pręgowanego. Moduł detekcji składa się z dwóch naukowych uzupełniających się kamer półprzewodnikowych metalowo-tlenkowych (sCMOS) oraz dwóch zestawów filtrów do obrazowania dwukanałowego. Moduł detekcji jest zamontowany prostopadle do płaszczyzny oświetlenia. Każda klatka LSFM jest rejestrowana w czasie naświetlania 20 ms, przy czym zdolność rozdzielcza w przekroju wynosi ~0,65 μm, a wielkość kroku między kolejnymi klatkami wynosi ~2 μm. Do wzbudzenia sygnałów fluorescencyjnych mCherry użyto lasera o długości fali 589 nm.

5. Rekonstrukcja 3D serca skurczowego i rozkurczowego

  1. Otwórz folder utworzony przez algorytm synchronizacji końcowej, a następnie otwórz folder "Wyjście". Wybierz środkową płaszczyznę serca i załaduj cały folder do ImageJ. Znajdź pierwszą fazę rozkurczową i skurczową i zapisz numer klatki.
  2. Otwórz folder "Output/By State" i znajdź foldery, które mają takie same numery, jak numery klatek właśnie nagrane. Przekonwertuj obrazy w folderze na pliki 3D TIFF (tagged image file format) i nazwij je "diastole.tif" i "systole.tif".

6. Segmentacja komory

  1. Otwórz oprogramowanie do analizy obrazów (patrz Spis materiałów). Kliknij pozycję Plik | Otwórz dane i załaduj "diastole.tif" i "systole.tif". Wprowadź rozmiar woksela zgodnie z ustawieniami obrazowania.
    UWAGA: W przypadku zastosowanego systemu LSFM typowy rozmiar woksela to 0,65 μm x 0,65 μm x 2 μm.
  2. Kliknij panel "SEGMENTACJA" i ręcznie podziel się na segmenty części komorowej serca. Wbudowane narzędzie "Próg", które może wybrać wszystkie obszary powyżej określonej intensywności, może ułatwić ten proces. Komora jest grubszą komorą o silniejszej fluorescencji.
    UWAGA: Należy pamiętać o usunięciu kanału przedsionkowo-komorowego i drogi odpływu w segmentowanej komorze, ponieważ wpływa to na analizę przemieszczenia.
  3. Po zakończeniu segmentacji kliknij panel "Projekt". Kliknij prawym przyciskiem myszy "rozkurcz". Labels.tif" i "skurcz. Labels.tif" w konsoli i kliknij "Eksportuj dane jako", aby zapisać dane jako pliki TIFF 3D.

7. Tworzenie prostokątnych równoległościanów do rejestracji obrazów

  1. Uruchom "prepImage_1.m" w środowisku programistycznym (patrz Spis materiałów). Otwórz "prepImage_1.m", "ImPath" w wierszu 5, aby folder zawierał oryginalne i podzielone na segmenty pliki TIFF, a następnie zmień "slice" w wierszu 4 na liczbę plasterków plików tif 3D.
  2. Po uruchomieniu kodu wygeneruje pięć nowych plików TIFF 3D ("test.tif", "diastole_200.tif", "systole_200.tif", "diaLabel.tif" i "sysLabel200.tif"), a także dwa nowe foldery ("resample_dia" i "resample_sys").

8. Ponowne próbkowanie skurczowych i rozkurczowych serc 3D wzdłuż krótkiej płaszczyzny osi

  1. Zaimportuj wszystkie pięć plików 3D TIFF do oprogramowania do analizy obrazu (patrz Tabela materiałów).
    UWAGA: Rozmiar woksela pozostaje niezmieniony.
  2. Przejdź do panelu WIELOPŁASZCZYZNOWY. Wybierz "diastole_200.tif" jako dane podstawowe. Wyrównaj oś X (zielona linia w płaszczyźnie XY) z pionową długą osią komory i wyrównaj oś Z (czerwona linia w płaszczyźnie YZ) z poziomą długą osią komory.
    UWAGA: Pionową długą oś wyznacza się, znajdując najdłuższą oś łączącą wierzchołek i drogę odpływową w płaszczyźnie XY, a poziomą długą oś wyznacza się, znajdując najdłuższą oś łączącą wierzchołek i drogę odpływową w płaszczyźnie YZ. Obróć oś, umieszczając kursor na końcu osi.
  3. Wybierz trzy losowe punkty z ukośnej płaszczyzny YZ (płaszczyzny krótkiej osi) w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara i zapisz ich współrzędne położenia 3D.
    UWAGA: Upewnij się, że punkty są wybrane w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara.
  4. Powtórz kroki 8.2 i 8.3 dla "systole_200.tif".
  5. Kliknij panel "PROJEKT". Utwórz obiekt "Slice" dla "diastole_200.tif", klikając prawym przyciskiem myszy "diastole_200.tif" i wyszukując obiekt "Slice". Kliknij lewym przyciskiem myszy właśnie utworzony obiekt Slice, a następnie w panelu Properties (Właściwości) | Opcje, zaznacz "Ustaw płaszczyznę" i wybierz trzy punkty w "Definicji płaszczyzny". Wprowadź współrzędne trzech punktów z kroku 7.3.
  6. Powtórz krok 8.5 dla "systole_200.tif".
    UWAGA: Utworzony obiekt plasterka powinien mieć nazwę "Plasterek 2".
  7. Kliknij prawym przyciskiem myszy "diastole_200.tif" i wyszukaj "Ponownie próbkuj przekształcony obraz" i utwórz obiekt. W panelu Właściwości wybierz "Plasterek" jako "Odniesienie" i kliknij Zastosuj. Powinno to wygenerować obiekt o nazwie "diastole_200.transformed".
  8. Kliknij prawym przyciskiem myszy "diastole_200.transformed" i wyszukaj "Resample" i utwórz obiekt. Wybierz "Rozmiar woksela" jako "Tryb" i zmień "Rozmiar woksela" na x = 1, y = 1 i z = 1 w panelu Właściwości.
  9. Kliknij "Zastosuj". Powinno to wygenerować obiekt o nazwie "diastole_200.resampled". Kliknij prawym przyciskiem myszy "diastole_200.resampled" i zapisz go jako plik TIFF 3D.
  10. Powtórz ten sam krok dla "diaLabel.tif" i "test.tif". Zapisz pliki "diaLabel.resampled" i "test.resampled" jako pliki TIFF 3D. Powtórz ten sam krok dla "systole_200.tif", "sysLabel.tif" i "test.tif", używając "Slice 2" jako odniesienia, a następnie zapisz "systole_200.resampled", "sysLable.resampled" i "test2.resampled" jako pliki TIFF 3D.
    UWAGA: Upewnij się, że w tym kroku zapisanych jest łącznie sześć plików TIFF.

9. Podział ponownie próbkowanego serca

  1. Zaimportuj wszystkie sześć ponownie próbkowanych plików z kroku 8 do ImageJ. Wybierz wycinek "systole_200.resampled", w którym kanał przedsionkowo-komorowy jest wyraźnie uwidoczniony. Zapisz numer wycinka.
    1. Za pomocą punktu menu "Obraz | Przekształcanie | Obróć" funkcji ImageJ tak, aby kanał przedsionkowo-komorowy był pionowy. Zastosuj ten sam obrót do wszystkich plików. Zamknij wszystkie okna i zapisz wszystkie zmiany.
    2. Przenieś "diastole_200.resampled", "diaLabel.resampled" i "test.resampled" do folderu "resample_dia", a następnie przenieś "systole_200.resampled", "sysLable.resampled" i "test2.resampled" do folderu "resample_sys".
  2. Otwórz "divider_2_8_pieces.m". Zmień "ImPath" w wierszu 5 i "ImPath" w wierszu 395 na katalog obrazów. Zmień zmienną "Środek" w wierszu 22 i wierszu 411 na numery wycinków, w których kanał przedsionkowo-komorowy jest wyraźnie uwidoczniony w "systole_200.resampled" i "diastole_200.resampled".
  3. Uruchom kod, a w wyświetlonym oknie kliknij raz na środku komory i kliknij raz na środku kanału przedsionkowo-komorowego. Należy to zrobić dwukrotnie zarówno w przypadku obrazów skurczu, jak i rozkurczu.

10. Rejestracja skurczowych i rozkurczowych matryc obrazu

  1. Otwórz "register_3.m" i zmień "ImPath" w wierszu 4 na ścieżkę do folderu obrazów. Uruchomienie tego kodu może potrwać od 5 do 20 minut, w zależności od mocy obliczeniowej systemu.
    UWAGA: Sztucznie utworzone prostokątne równoległościany w kroku 7 są używane do sztywnej rejestracji 3D, która zachowuje odległość między dwoma punktami i kąty wyznaczone przez trzy punkty. Gdy równoległościan prostokątny końca rozkurczu (czerwony) jest zarejestrowany w równoległościarze prostokątnym skurczu końca (zielony), wynikająca z tego rozbieżna lokalizacja 3D pozwala na wyprowadzenie unikalnej macierzy transformacji sztywnej składającej się z obrotu i translacji z macierzy końca rozkurczu do macierzy końca skurczu (Rysunek 1H). Przeprowadzamy rejestrację i regularną minimalizację energii w celu odszumienia matrycy po transformacji za pomocą zestawu narzędzi do przetwarzania obrazu (patrz Tabela Materiałów). Szczegółowy opis matematyczny można znaleźć w Chen et al.8.

11. Wyjście wektorów przemieszczenia

  1. Otwórz "displacement_4.m" i zmień "ImPath" w wierszu 4 na ścieżkę do folderu obrazów.
  2. Uruchom "displacement_4.m", który wygeneruje plik "vector8.txt" w folderze "vectors". Po otwarciu pliku "vector8.txt" pojawi się matryca 8 x 4. Każdy wiersz macierzy ma cztery liczby, które są wielkościami składowej X, składowej Y, składowej Z i wielkością SUM wektora przemieszczenia określonego segmentu komory.
    UWAGA: Wektor przemieszczenia uzyskuje się poprzez obliczenie przemieszczenia środka ciężkości masy każdego segmentu w przestrzeni 3D. Obliczamy współrzędne środka ciężkości masy 3D (P, S iP, D) figure-protocol-1 (gdzie k oznacza odpowiednio współrzędną X, Y lub Z) każdego segmentu (I-VI) w zbiorze danych segmentacji od skurczu do rozkurczu (Rysunek 1J). Środek ciężkości masy definiujemy figure-protocol-2 w przestrzeni 3D w następujący sposób:
    figure-protocol-3
    gdzie Cx = X, Cy = Y, a Cz = Z, Mi = masa każdego segmentu (I ≤ i ≤ VI), m = liczba wokseli w każdym segmencie, a ρ = funkcja gęstości, ponieważ podzielony obszar wynosi 1, podczas gdy reszta wynosi 0. Norma L2 wektorów przemieszczenia wzdłuż osi X, Y i Z oraz wektor przemieszczenia sumy są obliczane podczas cyklu pracy serca. W macierzy znajduje się łącznie osiem wierszy. Pierwszy i ósmy rząd zawierają kanał przedsionkowo-komorowy i dlatego są ignorowane w naszej analizie. Segmenty od I do VI są reprezentowane przez drugi do siódmego rzędu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Proces, w którym DIAMOND został opracowany do oceny 3D segmentalnej funkcji serca, jest przedstawiony w Rysunek 1. Po akwizycji i rekonstrukcji obrazu LSFM w 3D embrionalnego serca danio pręgowanego (Rysunek 1A), rzeczywista płaszczyzna krótkiej osi została określona jako płaszczyzna prostopadła do pionowych i poziomych długich osi, z których obie są wyznaczone w przeglądarce wielopłaszczyznowej (Rysunek 1B). Serce zos...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rygorystyczna strategia ilościowego oznaczania segmentowej funkcji mięśnia sercowego ma kluczowe znaczenie dla oceny mechaniki serca wykraczającej poza tradycyjną EF, o której wiadomo, że jest niewrażliwym i opóźnionym wskaźnikiem uszkodzenia mięśnia sercowego 1,4,12. W związku z tym rośnie zainteresowanie markerami wczesnych zmian w mięśniu sercowym, a rosnąca liczba piśmiennictwa potwierdza parametry deformacji mięśnia sercowe...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy oświadczyli, że nie występuje konflikt interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obecna praca została sfinansowana przez granty American Heart Association 16SDG30910007 i 18CDA34110338 oraz przez granty National Institutes of Health HL083015, HL111437, HL118650 i HL129727.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Amira6FEIOprogramowanie do analizy obrazów
DAPTMillipore SigmaD5942-5MG
Chlorowodorek doksorubicynyMillipore SigmaD1515-10MG
3-aminobenzoesan etylu metanosulfonianMillipore SigmaE10521-10GTrikaina
MATLABMathWorksŚrodowisko programistyczne
Zestaw narzędzi do przetwarzania obrazów MATLABMathWorksZestaw narzędzi do przetwarzania obrazów

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Ewer, M. S., Ewer, S. M. Cardiotoxicity of anticancer treatments. Nature Reviews Cardiology. 12 (9), 547-558 (2015).
  2. Thavendiranathan, P., Wintersperger Bernd, J., Scott, F. D., Thomas D, M. H. Cardiac MRI in the Assessment of Cardiac Injury and Toxicity From Cancer Chemotherapy. Circulation: Cardiovascular Imaging. 6 (6), 1080-1091 (2013).
  3. Mickoleit, M., et al. High-resolution reconstruction of the beating zebrafish heart. Nature Methods. 11 (9), 919-922 (2014).
  4. Thavendiranathan, P., et al. Use of Myocardial Strain Imaging by Echocardiography for the Early Detection of Cardiotoxicity in Patients During and After Cancer Chemotherapy. A Systematic Review. 63 (25), Part A 2751-2768 (2014).
  5. Collier, P., Phelan, D., Klein, A. A Test in Context: Myocardial Strain Measured by Speckle-Tracking Echocardiography. Journal of the American College of Cardiology. 69 (8), 1043-1056 (2017).
  6. Hanekom, L., Cho, G. Y., Leano, R., Jeffriess, L., Marwick, T. H. Comparison of two-dimensional speckle and tissue Doppler strain measurement during dobutamine stress echocardiography: an angiographic correlation. European Heart Journal. 28 (14), 1765-1772 (2007).
  7. Poss, K. D., Wilson, L. G., Keating, M. T. Heart regeneration in zebrafish. Science. 298 (5601), 2188-2190 (2002).
  8. Chen, J., et al. Displacement analysis of myocardial mechanical deformation (DIAMOND) reveals segmental susceptibility to doxorubicin-induced injury and regeneration. JCI Insight. 4 (8), e125362(2019).
  9. Messerschmidt, V., et al. Light-sheet Fluorescence Microscopy to Capture 4-Dimensional Images of the Effects of Modulating Shear Stress on the Developing Zebrafish Heart. Journal of Visualized Experiments. (138), e57763(2018).
  10. Rosen, J. N., Sweeney, M. F., Mably, J. D. Microinjection of Zebrafish Embryos to Analyze Gene Function. Journal of Visualized Experiments. (25), e1115(2009).
  11. Lee, J., et al. 4-Dimensional light-sheet microscopy to elucidate shear stress modulation of cardiac trabeculation. The Journal of Clinical Investigation. 126 (5), 1679-1690 (2016).
  12. Lenneman, C. G., Sawyer, D. B. Cardio-Oncology: An Update on Cardiotoxicity of Cancer-Related Treatment. Circulation Research. 118 (6), 1008-1020 (2016).
  13. Geyer, H., et al. Assessment of Myocardial Mechanics Using Speckle Tracking Echocardiography: Fundamentals and Clinical Applications. Journal of the American Society of Echocardiography. 23 (4), 351-369 (2010).
  14. Castro, P. L., Greenberg, N. L., Drinko, J., Garcia, M. J., Thomas, J. D. Potential pitfalls of strain rate imaging: angle dependency. Biomedical Sciences Instrumentation. 36, 197-202 (2000).
  15. Seo, Y., Ishizu, T., Aonuma, K. Current Status of 3Dimensional Speckle Tracking Echocardiography: A Review from Our Experiences. Journal of Cardiovascular Ultrasound. 22 (2), 49-57 (2014).
  16. Amzulescu, M. S., et al. Improvements of Myocardial Deformation Assessment by Three-Dimensional Speckle-Tracking versus Two-Dimensional Speckle-Tracking Revealed by Cardiac Magnetic Resonance Tagging. Journal of the American Society of Echocardiography. 31 (9), 1021-1033 (2018).
  17. Wolterink, J. M., Leiner, T., Viergever, M. A., Išgum, I. Reconstruction, Segmentation, and Analysis of Medical Images. Zuluaga, M. A., et al. , Springer International Publishing. 95-102 (2016).
  18. Avendi, M. R., Kheradvar, A., Jafarkhani, H. A combined deep-learning and deformable-model approach to fully automatic segmentation of the left ventricle in cardiac MRI. Medical Image Analysis. 30, 108-119 (2016).
  19. Packard, R. R. S., et al. Automated Segmentation of Light-Sheet Fluorescent Imaging to Characterize Experimental Doxorubicin-Induced Cardiac Injury and Repair. Scientific Reports. 7 (1), 8603(2017).
  20. Jay Kuo, C. C., Chen, Y. On data-driven Saak transform. Journal of Visual Communication and Image Representation. 50, 237-246 (2018).
  21. Natarajan, N., et al. Complement Receptor C5aR1 Plays an Evolutionarily Conserved Role in Successful Cardiac Regeneration. Circulation. 137 (20), 2152-2165 (2018).
  22. Zhukov, L., Barr, A. H. IEEE Visualization VIS 2003. , 597-602 (2003).
  23. Nielles-Vallespin, S., et al. In vivo diffusion tensor MRI of the human heart: Reproducibility of breath-hold and navigator-based approaches. Magnetic Resonance in Medicine. 70 (2), 454-465 (2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Deformacja mi nia sercowegoembriony ryby danio ostrob onkiejmikroskopia arkusza wiat a4D obrazowanie sercasegmentacja komoryrejestracja obrazutoksyczno doksorubicyny

Powiązane artykuły