Artykuł metodologiczny

Zmieniona metoda wywoływania wtórnego obrzęku limfatycznego w tylnej kończynie myszy

DOI:

10.3791/60578

⸱

2 listopada 2019

 ,  ,  ,  , 
1University of Southern Denmark, 2Department of Plastic Surgery, Odense University Hospital

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten model zwierzęcy umożliwia badaczom wywołanie statystycznie istotnego wtórnego obrzęku limfatycznego w tylnej kończynie myszy, trwającego co najmniej 8 tygodni. Model może być wykorzystany do badania patofizjologii obrzęku limfatycznego i badania nowych opcji leczenia.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Modele zwierzęce mają ogromne znaczenie w badaniach nad obrzękiem limfatycznym, aby zrozumieć patofizjologię choroby, ale także zbadać potencjalne opcje leczenia. Ten mysi model pozwala naukowcom wywołać znaczny obrzęk limfatyczny trwający co najmniej 8 tygodni. Obrzęk limfatyczny jest wywoływany za pomocą kombinacji radioterapii frakcyjnej i chirurgicznej ablacji węzłów chłonnych. Model ten wymaga, aby myszy otrzymały dawkę 10 promieniowania Graya (Gy) przed i po operacji. Część operacyjna modelu polega na podwiązaniu trzech naczyń limfatycznych i pobraniu dwóch węzłów chłonnych z kończyny tylnej myszy. Dostęp do narzędzi mikrochirurgicznych i mikroskopu jest niezbędny ze względu na małe struktury anatomiczne myszy. Zaletą tego modelu jest to, że prowadzi on do statystycznie istotnego obrzęku limfatycznego, co stanowi dobrą podstawę do oceny różnych opcji leczenia. Jest to również świetna i łatwo dostępna opcja do szkolenia mikrochirurgicznego. Ograniczeniem tego modelu jest to, że procedura może być czasochłonna, zwłaszcza jeśli nie zostanie wcześniej przećwiczona. Model ten prowadzi do obiektywnie mierzalnego obrzęku limfatycznego u myszy, nie powodując przy tym ciężkiej zachorowalności i został przetestowany w trzech oddzielnych projektach.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obrzęk limfatyczny charakteryzuje się nagromadzeniem płynu limfatycznego, co prowadzi do miejscowego obrzęku tkanek, który występuje głównie z powodu upośledzonego lub zakłóconego przepływu płynu limfatycznego w naczyniach limfatycznych1. Przepływ limfy może być upośledzony lub zakłócony przez infekcję, niedrożność, uraz lub wrodzone wady układu limfatycznego2. Etiologie te skutkują nagromadzeniem płynu limfatycznego, co prowadzi do przewlekłego stanu zapalnego, skutkującego następnie zwłóknieniem, a także odkładaniem się tkanki tłuszczowej3. Obrzęk limfatyczny można sklasyfikować jako pierwotny lub wtórny obrzęk limfatyczny. Pierwotny obrzęk limfatyczny jest spowodowany nieprawidłowościami rozwojowymi lub mutacją genetyczną2,4. Wtórny obrzęk limfatyczny występuje z powodu choroby ogólnoustrojowej, operacji lub urazu2,4. Wtórny obrzęk limfatyczny jest najczęstszą formą obrzęku limfatycznego na świecie2. W krajach rozwiniętych najczęstszą przyczyną wtórnego obrzęku limfatycznego jest terapia onkologiczna, taka jak radioterapia uzupełniająca i rozwarstwienie węzłów chłonnych5. Obrzęk limfatyczny występuje najczęściej u pacjentów z rakiem piersi, ale może również rozwinąć się u pacjentów z rakiem ginekologicznym, czerniakiem, układu moczowo-płciowego lub szyi6. Sugeruje się, że spośród wszystkich kobiet, u których zdiagnozowano raka piersi, u 21% rozwinie się obrzęk limfatyczny7.

Obrzęk limfatyczny może być stresujący dla pacjenta zarówno fizycznie, jak i psychicznie. Pacjenci z obrzękiem limfatycznym mają zwiększone ryzyko infekcji5,8,9, niska jakość życia i może rozwinąć się lęk społeczny oraz objawy depresji10. Powikłania przewlekłego obrzęku limfatycznego prowadzą do wysokich kosztów opieki i zwiększonego obciążenia chorobą9,11. Wyniki sugerują również, że obrzęk limfatyczny może być związany ze zwiększonym ryzykiem zgonu po leczeniu raka piersi12. Leczenie zachowawcze, takie jak ucisk dotkniętego obszaru, ręczny drenaż limfatyczny i ogólna pielęgnacja skóry, pozostają podejściem pierwszego rzutu. Obecnie nie ma leczenia leczniczego6. Chociaż poczyniono postępy w dziedzinie chirurgii i terapii medycznej, nadal istnieje pole do poprawy. Potrzebne są dalsze badania, które dostarczą wglądu w patofizjologię i postęp choroby, aby umożliwić klinicystom zapewnienie pacjentom lepszych opcji leczenia5.

Modele zwierzęce są wykorzystywane w badaniach przedklinicznych, aby zrozumieć patofizjologię chorób i opracować potencjalne opcje leczenia. U psów stwierdzono kilka różnych modeli zwierzęcych z obrzękiem limfatycznym13,14, rabbits15, sheep16, pigs17,18 i gryzonie19,20,21,22,23,24. Model gryzoni wydaje się być najbardziej opłacalnym modelem, jeśli chodzi o rekonstrukcję funkcji limfatycznych, ze względu na to, że gryzonie są łatwo dostępne i stosunkowo tanie25. Większość modeli myszy skupiła się na wywołaniu obrzęku limfatycznego w ogonie myszy21,22,23. Model ogona jest bardzo wiarygodny, ale dokładna technika chirurgiczna wywoływania obrzęku limfatycznego różni się znacznie w poprzednim opublikowanym materiale. Powoduje to wahania czasu trwania i odporności rozwiniętego obrzęku limfatycznego przedstawionego w znanej literaturze25. Do wywoływania obrzęku limfatycznego w modelu kończyn tylnych stosuje się również różne techniki i one również dają różne wyniki, ale model kończyn tylnych może być łatwiejszy do zrozumienia z perspektywy translacyjnej. Poprzednie modele obrzęku limfatycznego były utrudnione przez samoistne ustąpienie obrzęku limfatycznego, dlatego potrzebny jest powtarzalny i trwały model obrzęku limfatycznego25. Naukowcy wcześniej próbowali zwiększyć dawkę promieniowania, aby zapobiec ustąpieniu samoistnego obrzęku limfatycznego, ale często prowadziło to do późniejszej ciężkiej zachorowalności25.

Ten model powoduje statystycznie istotny obrzęk limfatyczny, nie powodując przy tym ciężkiej zachorowalności, poprzez połączenie mikrochirurgii z promieniowaniem. Model został zmieniony w stosunku do poprzedniego modelu chirurgicznego poprzez dodanie dawki promieniowania, która indukuje obrzęk limfatyczny, nie powodując ciężkiej zachorowalności26. Jest to również doskonała okazja do szkolenia z zakresu mikrochirurgii. Dostęp do sprzętu mikrochirurgicznego i mikroskopu jest konieczny ze względu na małe struktury anatomiczne myszy. Zabieg chirurgiczny może być wykonany, gdy użytkownik został nauczony podstawowych technik mikrochirurgicznych, takich jak szycie narzędziami mikrochirurgicznymi. Wszyscy operatorzy, którzy wykonywali tę procedurę, oglądali filmy instruktażowe Aclanda na temat warunków wstępnych umiejętności mikrochirurgicznych (1981) i podstawowej techniki mikroszwów (1985). Zalecamy przećwiczenie procedury chirurgicznej 8-10 razy przed użyciem jej w badaniach. Ćwiczenie procedury zapewnia, że popełnia się mniej błędów, a zabieg można wykonać bardziej efektywnie. Po opanowaniu zabieg chirurgiczny można wykonać w 45 minut.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zwierzęta były trzymane w Ośrodku Opieki nad Zwierzętami Uniwersytetu Południowej Danii zgodnie z wytycznymi instytucji. Wszystkie procedury z udziałem zwierząt zostały zatwierdzone przez Inspektorat Eksperymentów na Zwierzętach Ministerstwa Środowiska i Żywności Danii.

1. Napromienianie przed operacją

UWAGA: Napromienianie przed operacją odbywa się 7 dni przed zabiegiem.

  1. Wywołaj znieczulenie.
    1. Umieść mysz w pudełku indukcyjnym i ustaw waporyzator na 3% izofluranu o natężeniu przepływu tlenu 0,8−1,2 l/min, aby wywołać znieczulenie wziewne.
      UWAGA: Alternatywnie można zastosować środki znieczulające do wstrzykiwań, ale w przypadku krótkiego czasu napromieniania wystarczające było znieczulenie wziewne. Do uzyskania wyników przedstawionych w tym artykule wykorzystano 9-tygodniowe samice myszy C57BL6.
    2. Upewnij się, że mysz jest w pełni znieczulona za pomocą testu szczypania ogona lub łapy.
  2. Ustaw mysz pod kątem napromieniowania.
    1. Jeśli jest w pełni uspokojona, wyjmij mysz ze skrzynki indukcyjnej i umieść ją pod źródłem promieniowania w pozycji leżącej na plecach i delikatnie przymocuj tylne kończyny taśmą.
      UWAGA: Mysz pozostanie pod wpływem środków uspokajających przez krótki czas trwania promieniowania.
    2. Umieść ołowianą podkładkę o grubości 1,5 mm, aby upewnić się, że napromieniany jest tylko obszar, który jest poddawany operacji (tj. okrągły obszar o średnicy 25 mm wokół kolana).
  3. Podawać dawkę promieniowania 10 Gy z szybkością dawki 5,11 Gy/min (100 kVp, 10 mA).
    UWAGA: Podczas pracy z promieniowaniem należy podjąć środki ostrożności. Podczas tego eksperymentu całe napromieniowanie zostało przeprowadzone w pomieszczeniu izolowanym od promieniowania, a źródło promieniowania było włączane tylko wtedy, gdy cały personel opuścił i zapieczętował pomieszczenie.
  4. Umieść mysz z powrotem w klatce.

2. Konfiguracja sprzętu

UWAGA: Operacja powinna być wykonywana w pomieszczeniu przeznaczonym do zabiegów chirurgicznych. Powierzchnia operacyjna musi być sterylna.

  1. Dokładnie wyczyść wszystkie powierzchnie operacyjne 70% etanolem. Noś siatkę na włosy i kombinezon. Używaj sterylnych narzędzi chirurgicznych i sterylnych rękawiczek.
  2. Przygotuj znieczulenie.
    1. Pobrać 1 ml fentanylu (0,315 mg/ml), 1 ml midazolamu (5 mg/ml) i 2 ml sterylnej wody. Do różnych składników należy używać różnych strzykawek i igieł.
    2. Wymieszać fentanyl i sterylną wodę, powoli opróżniając strzykawki do sterylnej szklanej probówki. Po wymieszaniu dodaj midazolam, aby uzupełnić roztwór roboczy.
  3. Przygotuj środek przeciwbólowy.
    1. Pobrać 0,2 ml buprenorfiny (0,3 mg/ml) i 2 ml soli fizjologicznej.
    2. Wymieszać objętości, powoli opróżniając strzykawki do sterylnej szklanej probówki, aby uzupełnić roztwór roboczy.
  4. Włącz mikroskop i upewnij się, że oświetlenie jest wystarczające i że mikroskop jest dobrze dopasowany do oczu operatora.
    UWAGA: Wszystkie zabiegi chirurgiczne powinny być wykonywane pod mikroskopem operacyjnym. Wystarczający jest zakres powiększenia od 4x−25x.

3. Przygotowanie

  1. Zważ mysz przed operacją, umieszczając mysz w pustym pojemniku na oczyszczonej wadze.
  2. Podawać środek znieczulający.
    1. Pobrać 0,1 ml środka znieczulającego na 10 g masy ciała myszy. Środek znieczulający należy wstrzyknąć podskórnie w bolusie.
    2. Pozwól myszy odpocząć w klatce z dużą ilością ściółki i schronienia przez około 10 minut, aż do całkowitego uspokojenia. Zbadaj głębokość znieczulenia, oceniając rozluźnienie mięśni i wykonaj test szczypania łapy lub ogona.
  3. Po całkowitym uspokojeniu ogol tylną kończynę wybraną do zabiegu za pomocą elektrycznych maszynek do strzyżenia. Pamiętaj, aby wytrzeć nadmiar włosów.
  4. Włącz urządzenie grzewcze, takie jak poduszka grzewcza i przykryj je ściereczką chirurgiczną.
  5. Ustaw przepływ tlenu na 0,8 l/min i połącz go z noskiem. Użyj 100% tlenu.
    UWAGA: Nos służy tylko do dostarczania tlenu, a nie do znieczulenia.
  6. Nałożyć maść okulistyczną i wstrzyknąć podskórnie 0,5 ml soli fizjologicznej, najlepiej w kark myszy, aby zapobiec hipowolemii podczas zabiegu.
  7. Ustaw mysz do zabiegu.
    1. Umieść mysz na tkaninie chirurgicznej w pozycji leżącej. Umieść nos nad pyskiem.
    2. Delikatnie przymocuj koniec tylnych kończyn taśmą, aby zapobiec przesuwaniu się myszy podczas operacji.
    3. Wysterylizuj skórę za pomocą alkoholu/chlorheksydyny lub alkoholu/jodowidonu.

4. Chirurgia

UWAGA: W tym przykładzie do procedury wybrano lewą tylną kończynę (gdy mysz jest oglądana w pozycji leżącej).

  1. Wykonaj okrągłe nacięcie.
    1. Podnieś skórę gładkimi kleszczami i przypnij mały otwór około 5 mm proksymalnie do dołu podkolanowego.
    2. Wsuń ostre nożyczki do otworu i przypnij w kierunku kolana tak, aby nacięcie kończyło się tuż nad kolanem. Uważaj, aby nie nakłuwać leżących poniżej naczyń, podnosząc skórę kleszczami podczas przycinania.
    3. Przesuń mysz do pozycji leżącej i kontynuuj przycinanie od kolana w kierunku dołu podkolanowego, aż nacięcie obwodowe zostanie zakończone.
  2. Rozetnij skórę poniżej kolana.
    1. Delikatnie tępo wypreparuj obszar poniżej kolana do kilku milimetrów nad kostką, powoli otwierając i zamykając mikronożyczki, jednocześnie unosząc skórę kleszczami.
    2. Ostrożnie odetnij pozostałe widoczne zrosty za pomocą mikronożyczek. Regularnie stosuj sterylną sól fizjologiczną, aby utrzymać wilgotność tkanki podczas całego zabiegu.
  3. Rozciąć skórę na bliższym brzegu nacięcia obwodowego, aby można ją było schować za pomocą elastycznego retraktora.
    UWAGA: Retraktor zapewnia operatorowi lepszy widok na proksymalne naczynie limfatyczne i zapobiega przesuwaniu się proksymalnego brzegu podczas operacji.
  4. Będąc jeszcze w pozycji leżącej, delikatnie obróć tylną kończynę i przymocuj ją taśmą, tak aby żyła kulszowa była widoczna od najbardziej bliższego punktu odsłoniętego obszaru do najbardziej dystalnego punktu.
  5. Wstrzyknąć około 0,01 ml Patent Blue V podskórnie między drugi i trzeci palec u nogi za pomocą strzykawki o pojemności 0,5 ml z igłą 30 G. Delikatnie naciśnij łapę kilka razy, aby rozprowadzić Patent Blue V. Wizualizuj naczynia limfatyczne i węzły chłonne przez mikroskop, gdy Patent Blue V wypełnia naczynia limfatyczne.
    UWAGA: Jeśli niebieski kolor naczyń limfatycznych zaniknie podczas zabiegu, delikatnie masuj łapę, aby zwiększyć wchłanianie, zamiast wstrzykiwać więcej Patent Blue V. Nadmierne stosowanie Patent Blue V może prowadzić do wycieku i zabarwienia tkanki otaczającej naczynia limfatyczne, co może zagrozić zabiegowi.
  6. Zlokalizuj ważne struktury: węzeł chłonny podkolanowy (PLN), dwa naczynia limfatyczne dystalnie do węzła chłonnego (DLV1 i DLV2) oraz jedno naczynie limfatyczne proksymalnie węzła chłonnego (PLV).
    UWAGA: Wszystkie naczynia limfatyczne znajdują się w sąsiedztwie żyły kulszowej. Proksymalne naczynie limfatyczne zwykle znajduje się przyśrodkowo do żyły, dwa dystalne naczynia limfatyczne znajdują się przyśrodkowo i bocznie do żyły. Skróty struktur są używane w załączonym filmie.
  7. Powiększ, aby wyraźnie uwidocznić PLV i podwiązać go za pomocą nylonowego szwu 10-0 za pomocą uchwytu na mikroigłę i mikrokleszczyków. Naciśnij łapę kilka razy, aby upewnić się, że żaden Patent Blue V nie przechodzi proksymalnie do szwu.
    UWAGA: Może być konieczne przycięcie tłuszczu otaczającego naczynie limfatyczne.
  8. Powtórz krok 4.7, aby podwiązać dwa dystalne naczynia limfatyczne. Naciśnij łapę kilka razy, aby upewnić się, że żaden Patent Blue V nie przechodzi proksymalnie do ligatury. Jeśli naczynia limfatyczne leżą zbyt blisko żyły kulszowej, spróbuj przeprowadzić jeszcze bardziej dystalną analizę.
    UWAGA: W tym przykładzie widać, że jedno z naczyń limfatycznych pęka z powodu więzadła utrudniającego przepływ limfy. Naczynia limfatyczne często oddzielają się od żyły w dół.
  9. Usuń węzeł chłonny podkolanowy.
    1. Zlokalizuj węzeł chłonny podkolanowy i przytnij mały otwór mikronożyczkami, aby uzyskać do niego dostęp, i usuń go za pomocą mikrokleszczy i mikronożyczek.
      UWAGA: Węzeł chłonny ma gładką perłową powierzchnię w przeciwieństwie do otaczającej tkanki tłuszczowej.
    2. Aby sprawdzić, czy usunięta tkanka jest węzłem chłonnym, umieść ją w probówce wypełnionej wodą.
      UWAGA: Jeśli tkanka składa się z tłuszczu, tkanka będzie unosić się na wodzie. Jeśli tkanka jest węzłem chłonnym, opadnie na dno.
  10. Usuń pachwinową poduszkę tłuszczową i węzeł chłonny.
    1. Przed usunięciem pachwinowej poduszeczki tłuszczowej użyj dwubiegunowego koagulatora, aby kauteryzować naczynia biegnące przez tłuszcz.
    2. Wytnij pachwinową poduszeczkę tłuszczową za pomocą mikrokleszczy i mikronożyczek. Delikatnie przytnij kauteryzowane naczynia biegnące przez tłuszcz. Następnie delikatnie wyciąć tkankę tłuszczową w okolicy pachwinowej.
      UWAGA: Węzeł chłonny znajdujący się w tłuszczu rzadko jest zabarwiony przez Patent Blue V i może być trudny do odróżnienia od tłuszczu. Usunięcie poduszeczki tłuszczowej w jednym kawałku jest najlepszym sposobem na upewnienie się, że węzeł chłonny został usunięty.
  11. Dokładnie spłucz nogę sterylnym roztworem soli fizjologicznej i sprawdź pod mikroskopem, czy wszelkie drobne włoski i cząstki zostały dokładnie usunięte z obszaru operacyjnego, aby uniknąć zanieczyszczenia rany i infekcji. Upewnij się, że nie ma aktywnego krwawienia.
  12. Zszyj krawędzie skóry aż do twarzy mięśniowej za pomocą nylonowego szwu 6-0 za pomocą kleszczy i uchwytu na igłę, pozostawiając odstęp 2−3 mm, aby ograniczyć powierzchowny przepływ limfy.
    UWAGA: Załączony film przedstawia przykład gotowych szwów.
  13. Podawać środek przeciwbólowy. Pobrać 0,1 ml środka przeciwbólowego na 30 g masy ciała myszy. Środek przeciwbólowy należy wstrzyknąć podskórnie w postaci wstrzyknięcia w bolusie.
  14. Zważ mysz do wykonania po operacji dla porównania.
  15. Umieść mysz w klatce w szafce ogrzewanej w celu odzyskania sprawności.

5. Opieka pooperacyjna

  1. Daj myszom indywidualne klatki, aby mogły dojść do siebie po operacji, z wodą i jedzeniem ad libitum.
  2. Podawać podskórnie bolus 0,02 ml buprenorfiny 3 razy dziennie przez 3 dni w celu znieczulenia.
  3. Codziennie monitoruj zwierzę pod kątem prawidłowego gojenia się ran, oznak bólu i infekcji. Jeśli występują objawy infekcji, użyj maści z antybiotykiem.

6. Napromienianie pooperacyjne

  1. Trzy dni po zabiegu powtórzyć procedurę napromieniania przed zabiegiem (kroki 1.1−1.4).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta procedura była wcześniej stosowana w trzech oddzielnych eksperymentach. Wszystkie eksperymenty zostały przeprowadzone przez różnych głównych badaczy, którzy są współautorami tego artykułu. We wszystkich trzech eksperymentach dołożono wszelkich starań, aby przestrzegać tej samej procedury, która została opisana w tym protokole. We wszystkich trzech eksperymentach wtórny obrzęk limfatyczny został wywołany w jednej kończynie tylnej, podczas gdy druga kończyna tylna służyła jako kontrola. ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym protokole jest kilka krytycznych kroków. Po pierwsze, ważne jest, aby naukowcy podjęli środki ostrożności podczas pracy z radioaktywnością. Po drugie, podczas części chirurgicznej tego protokołu ważne jest, aby rozpocząć zabieg po znieczuleniu myszy i zakończyć go bez zbędnych przerw. Jest to ważne, aby uniknąć zbyt długiego okresu chirurgicznego dla zwierzęcia i zapobiec utracie działania znieczulenia podczas operacji. Zaleca się podanie tylko jednego wstrzyknięcia środka znieczulającego w bolusie i wykonanie zabi...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy dziękują Peterowi Bollenowi, szefowi Laboratorium Biomedycznego za użyczenie sprzętu potrzebnego do nagrania materiału filmowego widzianego przez mikroskopy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
10-0 Szew nylonowyS& T12051-10
6-0 Szew nylonowy - Koagulator DafilonB BraunC0933112
- ICC 50ERBE
Aplikatory z końcówką bawełnianąYibon medical co
Kleszcze preparacyjneLawton09-0190
Zwijacze elastyczneSzpital
Elektryczny maszynka do strzyżeniaAesculapGT420
Fentanyl 0,315 mg/mlMatrix
- PhysioSuiteKent Scientific Corp.
Isoflurane 1000mg AttaneScan Vet
Waporyzator izofluranowy - PPVPenlon
Mikro kleszczyki do żuderówLawton1405-05
Uchwyt na mikroigłyLawton25679-14
Mikro nożyczkiLawton10128-15
Mikro kleszcze do wiązaniaLawton43953-10
Strzykawka Microfine U-40 0,5mlBD328821
Strzykawka Microlance 25gBD
Strzykawka Microlance 27gBD
Midazolam 5 mg/ml (hameln)Matryca
Uchwyt na igłę - Circle woodLawton08-0065
Waciki włókninoweSelefa
Mikroskop Opmi pico F170Zeiss
Patent blue V - 25 mg/mlNożyczki Guerbet
- JosephBDRH1630
Multimodalny skaner przedkliniczny Siemens INVEONprzedkliniczne firmy Siemens
Źródło promieniowania - D3100Oprogramowanie statystyczne Gulmay
Stata: Wydanie 15StataCorp LLC
Temgesic - 0,2 mgmaści do oczu Indivior
Vet - viscotearsBausch & Lomb
Uniwersytecki w Odense Poduszka grzewcza Rozwiązania

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Lawenda, B. D., Mondry, T. E., Johnstone, P. A. S. Lymphedema: a primer on the identification and management of a chronic condition in oncologic treatment. CA: A Cancer Journal for Clinicians. 59 (1), 8-24 (2009).
  2. Greene, A. K. Epidemiology and morbidity of lymphedema. Lymphedema: Presentation, Diagnosis, and Treatment. Greene, A. K., Slavin, S. A., Brorson, H. , Springer International Publishing. New York, NY. 33-44 (2015).
  3. Hespe, G. E., Nores, G. G., Huang, J. J., Mehrara, B. J. Pathophysiology of lymphedema-Is there a chance for medication treatment? Journal of Surgical Oncology. 115 (1), 96-98 (2017).
  4. Grada, A. A., Phillips, T. J. Lymphedema: Pathophysiology and clinical manifestations. Journal of the American Academy of Dermatology. 77 (6), 1009-1020 (2017).
  5. Chang, D. W., Masia, J., Garza, R. 3rd, Skoracki, R., Neligan, P. C. Lymphedema: Surgical and Medical Therapy. Plastic and Reconstructive Surgery. 138 (3 Suppl), 209S-218S (2016).
  6. Carl, H. M., et al. Systematic Review of the Surgical Treatment of Extremity Lymphedema. Journal of Reconstructive Microsurgery. 33 (6), 412-425 (2017).
  7. DiSipio, T., Rye, S., Newman, B., Hayes, S. Incidence of unilateral arm lymphoedema after breast cancer: a systematic review and meta-analysis. The Lancet Oncology. 14 (6), 500-515 (2013).
  8. Douglass, J., Graves, P., Gordon, S. Self-Care for Management of Secondary Lymphedema: A Systematic Review. PLoS Neglected Tropical Diseases. 10 (6), e0004740(2016).
  9. Shih, Y. C. T., et al. Incidence, treatment costs, and complications of lymphedema after breast cancer among women of working age: a 2-year follow-up study. Journal of Clinical Oncology. 27 (12), 2007-2014 (2009).
  10. Ridner, S. H. The psycho-social impact of lymphedema. Lymphatic Research and Biology. 7 (2), 109-112 (2009).
  11. Gutknecht, M., et al. Cost-of-illness of patients with lymphoedema. Journal of the European Academy of Dermatology and Venereology. 31 (11), 1930-1935 (2017).
  12. Hayes, S., et al. Prevalence and prognostic significance of secondary lymphedema following breast cancer. Lymphatic Research and Biology. 9 (3), 135-141 (2011).
  13. Danese, C. A., Georgalas-Bertakis, M., Morales, L. E. A model of chronic postsurgical lymphedema in dogs' limbs. Surgery. 64 (4), 814-820 (1968).
  14. Das, S. K., Franklin, J. D., O'Brien, B. M., Morrison, W. A. A practical model of secondary lymphedema in dogs. Plastic and Reconstructive Surgery. 68 (3), 422-428 (1981).
  15. Huang, G. K., Hsin, Y. P. An experimental model for lymphedema in rabbit ear. Microsurgery. 4 (4), 236-242 (1983).
  16. Tobbia, D., et al. Lymphedema development and lymphatic function following lymph node excision in sheep. Journal of Vascular Research. 46 (5), 426-434 (2009).
  17. Lahteenvuo, M., et al. Growth factor therapy and autologous lymph node transfer in lymphedema. Circulation. 123 (6), 613-620 (2011).
  18. Honkonen, K. M., et al. Lymph node transfer and perinodal lymphatic growth factor treatment for lymphedema. Annals of Surgery. 257 (5), 961-967 (2013).
  19. Wang, G. Y., Zhong, S. Z. A model of experimental lymphedema in rats' limbs. Microsurgery. 6 (4), 204-210 (1985).
  20. Oashi, K., et al. A new model of acquired lymphedema in the mouse hind limb: a preliminary report. Annals of Plastic Surgery. 69 (5), 565-568 (2012).
  21. Slavin, S. A., Van den Abbeele, A. D., Losken, A., Swartz, M. A., Jain, R. K. Return of lymphatic function after flap transfer for acute lymphedema. Annals of Surgery. 229 (3), 421-427 (1999).
  22. Cheung, L., et al. An experimental model for the study of lymphedema and its response to therapeutic lymphangiogenesis. BioDrugs : Clinical Immunotherapeutics, Biopharmaceuticals and Gene Therapy. 20 (6), 363-370 (2006).
  23. Rutkowski, J. M., Moya, M., Johannes, J., Goldman, J., Swartz, M. A. Secondary lymphedema in the mouse tail: Lymphatic hyperplasia, VEGF-C upregulation, and the protective role of MMP-9. Microvascular Research. 72 (3), 161-171 (2006).
  24. Tammela, T., et al. Therapeutic differentiation and maturation of lymphatic vessels after lymph node dissection and transplantation. Nature Medicine. 13 (12), 1458-1466 (2007).
  25. Frueh, F. S., et al. Animal models in surgical lymphedema research--a systematic review. Journal of Surgical Research. 200 (1), 208-220 (2016).
  26. Jorgensen, M. G., et al. Quantification of Chronic Lymphedema in a Revised Mouse Model. Annals of Plastic Surgery. 81 (5), 594-603 (2018).
  27. Frueh, F. S., et al. High-resolution 3D volumetry versus conventional measuring techniques for the assessment of experimental lymphedema in the mouse hindlimb. Scientific Reports. 6, 34673(2016).
  28. Biau, D. J., Kerneis, S., Porcher, R. Statistics in brief: the importance of sample size in the planning and interpretation of medical research. Clinical Orthopaedics and Related Research. 466 (9), 2282-2288 (2008).
  29. Korula, P., Varma, S. K., Sunderrao, S. Inhibition of wound contraction by point-to-point adherent splintage. Plastic and Reconstructive Surgery. 95 (4), 725-730 (1995).
  30. Komatsu, E., et al. Lymph Drainage During Wound Healing in a Hindlimb Lymphedema Mouse Model. Lymphatic Research and Biology. 15 (1), 32-38 (2017).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Model myszynapromieniowanie ko czyn dolnychpodwi zanie naczy limfatycznychtechnika mikrochirurgznab kit patentowy Vusuni cie w z a ch onnegoobj to ko czyny dolnejanaliza statystycznaprotok napromieniowania

Powiązane artykuły