Method Article

Badanie hemokompatybilności implantów mających kontakt z krwią w modelu pętli przepływu naśladującym przepływ krwi u ludzi

DOI:

10.3791/60610

⸱

March 5th, 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Thoracic, Cardiac and Vascular Surgery, University Hospital Tuebingen, 2Acandis GmbH, 3Institute of Biomedical Engineering, University of Stuttgart, 4Institute of Macromolecular Chemistry, Academy of Sciences of the Czech Republic

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół opisuje kompleksową ocenę hemokompatybilności urządzeń mających kontakt z krwią za pomocą laserowo wycinanych implantów nerwowo-naczyniowych. Model pętli przepływu ze świeżą, heparynizowaną krwią ludzką jest stosowany w celu naśladowania przepływu krwi. Po perfuzji różne markery hematologiczne są analizowane i porównywane z wartościami uzyskanymi bezpośrednio po pobraniu krwi w celu oceny hemokompatybilności badanych urządzeń.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rosnące wykorzystanie urządzeń medycznych (np. przeszczepów naczyniowych, stentów i cewników sercowych) do tymczasowych lub stałych celów, które pozostają w układzie krążenia organizmu, wymaga niezawodnego i wieloparametrycznego podejścia, które ocenia możliwe komplikacje hematologiczne spowodowane przez te urządzenia (np. aktywacja i niszczenie składników krwi). Kompleksowe badania kompatybilności hemokompatybilności in vitro implantów mających kontakt z krwią są pierwszym krokiem w kierunku udanego wdrożenia in vivo. Dlatego przed zastosowaniem klinicznym obowiązkowa jest obowiązkowa obowiązkowa analiza zgodnie z Międzynarodową Organizacją Normalizacyjną 10993-4 (ISO 10993-4). Prezentowana pętla przepływu opisuje czuły model do analizy wydajności hemostatycznej stentów (w tym przypadku nerwowo-naczyniowych) i ujawniania działań niepożądanych. Stosowanie świeżej ludzkiej krwi pełnej i delikatne pobieranie próbek krwi jest niezbędne, aby uniknąć wstępnej aktywacji krwi. Krew jest perfundowana przez heparynizowaną rurkę zawierającą badaną próbkę za pomocą pompy perystaltycznej z szybkością 150 ml/min w temperaturze 37 °C przez 60 minut. Przed i po perfuzji analizowane są markery hematologiczne (tj. morfologia krwi, hemoglobina, hematokryt i markery plazmatyczne) wskazujące na aktywację leukocytów (elastazy wielojądrzastej [PMN]), płytek krwi (β-tromboglobulina [β-TG]), układu krzepnięcia (tombina-antytrombina III [TAT]) oraz kaskady dopełniacza (SC5b-9). Podsumowując, przedstawiamy niezbędny i niezawodny model do szeroko zakrojonych testów hemokompatybilności stentów i innych urządzeń mających kontakt z krwią przed zastosowaniem klinicznym.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zastosowanie in vivo implantów i biomateriałów, które wchodzą w interakcję z ludzką krwią, wymaga intensywnych badań przedklinicznych skupiających się na badaniu różnych markerów układu hemostatycznego. Międzynarodowa Organizacja Normalizacyjna 10993-4 (ISO 10993-4) określa główne zasady oceny wyrobów mających kontakt z krwią (tj. stentów i przeszczepów naczyniowych) oraz uwzględnia konstrukcję urządzenia, użyteczność kliniczną i potrzebne materiały1.

Ludzka krew to płyn, który zawiera różne białka i komórki osocza, w tym leukocyty (białe krwinki [WBC]), erytrocyty (czerwone krwinki [RBC]) i płytki krwi, które pełnią złożone funkcje w ludzkim ciele2. Bezpośredni kontakt ciał obcych z krwią może powodować działania niepożądane, takie jak aktywacja układu odpornościowego lub krzepnięcia, co może prowadzić do stanu zapalnego lub powikłań zakrzepowych oraz poważnych problemów po implantacji3,4,5. W związku z tym walidacja zgodności hemologicznej in vitro daje możliwość wykrycia i wykluczenia wszelkich powikłań hematologicznych, które mogą być wywołane w wyniku kontaktu krwi z obcą powierzchnią6.

Prezentowany model pętli przepływu został stworzony do oceny hemokompatybilności stentów nerwowo-naczyniowych i podobnych urządzeń, stosując natężenie przepływu 150 mL/min w rurkach (średnica 3,2 mm) w celu naśladowania warunków przepływu w mózgu i średnic tętnic2,7. Oprócz konieczności stworzenia optymalnego modelu in vitro, źródło krwi jest ważnym czynnikiem w uzyskiwaniu wiarygodnych i niezmienionych wyników podczas analizy hemokompatybilności biomateriału8. Pobraną krew należy wykorzystać natychmiast po pobraniu próbki, aby zapobiec zmianom spowodowanym długotrwałym przechowywaniem. Ogólnie rzecz biorąc, należy wykonać delikatne pobieranie krwi bez zastoju za pomocą igły 21 G, aby zminimalizować wstępną aktywację płytek krwi i kaskadę krzepnięcia podczas pobierania krwi. Ponadto kryteria wykluczenia dawców obejmują osoby, które palą papierosy, są w ciąży, są w złym stanie zdrowia lub przyjmowały doustne środki antykoncepcyjne lub przeciwbólowe w ciągu ostatnich 14 dni.

To badanie opisuje model in vitro do szeroko zakrojonych testów hemokompatybilności implantów stentów w warunkach przepływu. Porównując stenty niepowlekane ze stentami powlekanymi heparyną fibryną, wyniki kompleksowych testów hemokompatybilności odzwierciedlają poprawę hemokompatybilności stentów pokrytych heparyną fibryną9. Natomiast stenty niepowlekane indukują aktywację kaskady krzepnięcia, o czym świadczy wzrost stężenia tombin-antytrombiny III (TAT) i utrata liczby płytek krwi z powodu przylegania płytek krwi do powierzchni stentu. Ogólnie rzecz biorąc, zaleca się zintegrowanie tego modelu hemokompatybilności jako testu przedklinicznego w celu wykrycia wszelkich niekorzystnych skutków dla układu hemostatycznego, które są powodowane przez urządzenie.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Procedura pobierania próbek krwi została zatwierdzona przez Komisję Etyki wydziału medycznego Uniwersytetu w Tybindze (kod identyfikacyjny projektu: 270/2010BO1). Wszyscy uczestnicy wyrazili pisemną, świadomą zgodę na włączenie przed uczestnictwem.

1. Przygotowanie monovette z heparyną

  1. Zmieszać nierozcieńczoną heparynę (5 000 j.m./ml) z roztworem chlorku sodu (NaCl, 0,9%) i przygotować roztwór o stężeniu 15 j.m./ml heparyny.
  2. Dodać 900 μl rozcieńczonego roztworu heparyny do każdej obojętnej monowety (9 ml), aby uzyskać końcowe stężenie heparyny 1,5 j.m./ml po pobraniu próbki krwi. Przygotować trzy monowety na dawcę plus trzy monowety rezerwowe i przechowywać monowety zawierające heparynę w temperaturze 4 °C do czasu pobrania próbek krwi.

2. Pobieranie próbek krwi

  1. Monowety zawierające heparynę należy wyjąć z lodówki na 30 minut przed pobraniem krwi.
  2. Pobrać 27 ml próbki krwi od każdego zdrowego dawcy (n = 5) przez nakłucie żyły do pętli przepływu. Opaskę uciskową należy zakładać wyłącznie w płynnej pozycji, aby uniknąć przedwczesnej aktywacji płytek krwi i kaskady krzepnięcia krwi.
  3. Pobrać próbki krwi w trzech monowetach zawierających 900 μl roztworu heparyny (1,5 j.m./ml) i zebrać wszystkie trzy monowety w jednym pojemniku z tworzywa sztucznego, aby zapewnić równomierne rozprowadzenie wszystkich składników.
  4. Bezpośrednio przenieś zebraną krew heparynizowaną do trzech różnych monowetów zawierających EDTA (1,2 ml), cytrynian (1,4 ml) lub mieszaninę cytrynianu, teofiliny, adenozyny i dipirydamolu (CTAD, 2,7 ml) w celu zebrania wartości wyjściowych. Postępuj z próbkami zgodnie z opisem w sekcjach 5−8.
    UWAGA: Aby zagwarantować niezakłócone zachowania krzepnięcia, dawcy powinni unikać przyjmowania leków wpływających na hemostazę (np. kwasu acetylosalicylowego, naproksenu i karbenicyliny) w ciągu ostatnich 14 dni, a także doustnych środków antykoncepcyjnych i palenia tytoniu.

3. Przygotowanie pętli przepływu

  1. Wytnij trzy rurki z polichlorku winylu pokryte heparyną o długości 75 cm i średnicy wewnętrznej 3,2 mm. Załaduj rurki nerwowo-naczyniowymi implantami wycinanymi laserowo z powłoką fibrynowo-heparynową lub bez. Pamiętaj, aby pozostawić jedną wannę rozładowaną jako kontrolę.
  2. Umieść jeden koniec rurki w zbiorniku wypełnionym 0.9% NaCl, podłącz rurkę do głowicy pompy, a drugi koniec włóż do cylindra miarowego.
  3. Dostosuj ustawienia pompy perystaltycznej, aby osiągnąć natężenie przepływu 150 ml/min za pomocą timera podczas sprawdzania poziomu napełnienia w cylindrze miarowym.

4. Przeprowadzanie testów hemokompatybilności

  1. Użyj strzykawki o pojemności 12 ml, aby napełnić probówki krwią. Niech 6 ml krwi płynnie przepłynie do każdej probówki zawierającej próbkę lub niezaładowaną kontrolę.
  2. Uformuj obwód i szczelnie zamknij rurki za pomocą silikonowej rurki łączącej o długości 0,5 cm. Umieścić probówki w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C i rozpocząć perfuzję na 60 minut.

5. Analiza morfologii krwi pełnej

  1. Umieścić 1,2 ml krwi po pobraniu próbki (linia wyjściowa) lub po perfuzji do monowety zawierającej EDTA i ostrożnie odwrócić probówkę 5 razy.
  2. Włóż monowetę do analizatora krwi i wykonaj analizę morfologii krwi dla każdej próbki. Następnie monowety należy inkubować na lodzie przez 15-60 minut po pomiarze morfologii krwi w celu dalszej analizy, jak opisano w sekcji 7.

6. Zbieranie osocza cytrynianowego

  1. Napełnij monowety zawierające cytrynian 1,4 ml krwi (świeżo pobranej lub po krążeniu) i ostrożnie odwróć 5x.
  2. Wirować probówki przez 18 minut przy 1 800 x g w temperaturze pokojowej (RT). Porcjować trzy próbki frakcji osocza o objętości 250 μl do probówek reakcyjnych o pojemności 1,5 ml i zamrażać próbki osocza w ciekłym azocie. Przechowywać je w temperaturze -20 °C do czasu analizy.

7. Kolekcja plazmy EDTA

  1. Monowety należy inkubować na lodzie przez 15-60 minut po pomiarze morfologii krwi. Następnie odwirować probówki przez 20 minut w temperaturze 2 500 x g i temperaturze 4 °C.
  2. Po odwirowaniu podsycić trzy próbki frakcji osocza o objętości 250 μl do probówek reakcyjnych o pojemności 1,5 ml i zamrozić probówki w ciekłym azocie. Przechowywać je w temperaturze -80 °C do czasu analizy.

8. Kolekcja plazmy CTAD

  1. Napełnij monowety zawierające mieszaninę CTAD 2,7 ml krwi (świeżo pobranej lub po inkubacji) i ostrożnie odwróć 5x. Następnie inkubuj monowety na lodzie przez 15-60 min. Następnie odwirować probówki przez 20 minut w temperaturze 2 500 x g i temperaturze 4 °C.
  2. Przenieść 700 μl środkowej frakcji osocza do probówki reakcyjnej o pojemności 1,5 ml i odwirować napełnione probówki reakcyjne przez 20 minut w temperaturze 2 500 x g i temperaturze 4 °C.
  3. Po odwirowaniu podsycić dwie próbki środkowej frakcji o objętości 100 μl do probówek reakcyjnych o pojemności 1,5 ml i zamrozić probówki w ciekłym azocie. Przechowywać je w temperaturze -20 °C do czasu analizy.
    UWAGA: Pobieranie osocza EDTA i osocza CTAD można przeprowadzić razem, ponieważ warunki pracy są takie same.

9. Pomiar ludzkiego TAT z osocza cytrynianowego

  1. Rozmrozić osocze cytrynianowe w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C.
  2. Użyj zestawu testu immunoenzymatycznego TAT (ELISA) zgodnie z instrukcjami producenta. Zrekonstruować wzorce osocza i kontrolować oraz rozcieńczyć roztwór myjący, przeciwciało sprzężone z peroksydazą anty-ludzką TAT (POD) i roztwór chromogenu. Przed rozpoczęciem badania pozostawić wszystkie odczynniki i płytkę do mikromiareczkowania w temperaturze pokojowej (15−25 °C) na 30 minut.
  3. Odpipetować 50 μl buforu próbki do każdego dołka płytki do mikromiareczkowania i dodać 50 μl buforu próbki (ślepej próby), wzorca osocza, próbki kontrolnej osocza i nierozcieńczonej próbki osocza w dwóch egzemplarzach do płytki dołka. Zamknąć płytkę i inkubować w temperaturze 37 °C przez 15 minut, delikatnie wstrząsając. Następnie umyj płytkę 3x 300 μl roztworu myjącego.
  4. Dodać 100 μl sprzężonego z POD przeciwciała anty-ludzkiego TAT do każdej studzienki. Zamknąć płytkę i inkubować w temperaturze 37 °C przez 15 minut, delikatnie wstrząsając. Następnie umyj płytkę 3x 300 μl roztworu myjącego.
  5. Do każdej studzienki dodać 100 μl świeżo przygotowanego roztworu chromogenu. Uszczelnić płytkę i inkubować w temperaturze pokojowej przez 30 minut.
  6. Usunąć folię uszczelniającą i dodać 100 μl roztworu zatrzymującego do każdej studzienki. Odczytaj gęstość optyczną (OD) za pomocą fotometru przy 490−500 nm. Dopasuj dane krzywej standardowej jako linię trendu i oblicz stężenie próbek.

10. Pomiar elastazy PMN z osocza cytrynianowego

  1. Rozmrozić osocze cytrynianowe w łaźni wodnej w temperaturze 37 °C.
  2. Użyj zestawu ELISA z elastazą wielojądrową (PMN) zgodnie z instrukcjami producenta: zrekonstruuj kontrolę elastazy PMN i wzorzec elastazy PMN, aby przygotować krzywą wzorcową przy użyciu buforu rozcieńczającego zestawu.
  3. Rozcieńczyć roztwór myjący zgodnie z opisem producenta. Przed rozpoczęciem badania pozostawić wszystkie odczynniki i płytkę do mikromiareczkowania w temperaturze pokojowej na 30 minut. Rozcieńczyć próbki osocza cytrynianu w stosunku 1:100 buforem rozcieńczającym.
  4. Dodać 100 μl buforu próbki (ślepa próba), krzywą wzorcową elastazy PMN (15,6−1,000 ng / ml), kontrole elastazy PMN (wysokie i niskie stężenia) i rozcieńczone próbki osocza w duplikatach do płytki studzienki. Zamknąć płytkę i inkubować w temperaturze pokojowej przez 60 minut, delikatnie wstrząsając. Następnie umyj płytkę 4x 300 μl roztworu myjącego.
  5. Dodać 150 μl przeciwciała sprzężonego z enzymem do każdego dołka. Zamknąć płytkę i inkubować w temperaturze pokojowej przez 60 minut, delikatnie wstrząsając. Następnie umyj płytkę 4x 300 μl roztworu myjącego.
  6. Dodać 200 μl roztworu substratu 3,3',5,5'-tetrametylobenzydyny (TMB) do każdej studzienki. Uszczelnić płytkę i inkubować w temperaturze pokojowej przez 20 minut w ciemności. Następnie usuń folię uszczelniającą i dodaj 50 μl roztworu zatrzymującego do każdej studzienki.
  7. Odczytać OD za pomocą fotometru przy 450 nm z odczytem referencyjnym przy 630 nm. Dopasuj dane krzywej standardowej jako linię trendu i oblicz stężenie próbek.

11. Pomiar końcowego kompleksu dopełniacza (TCC) z osocza EDTA

  1. Rozmrozić osocze EDTA w łaźni wodnej w temperaturze 37 °C i przechowywać na lodzie po rozmrożeniu.
  2. Użyj zestawu ELISA kaskady dopełniacza SC5b-9 zgodnie z instrukcjami producenta: rozcieńczyć roztwór myjący zgodnie z opisem w protokole producenta. Przed rozpoczęciem badania pozostawić wszystkie odczynniki i płytkę do mikromiareczkowania w temperaturze pokojowej na 30 minut. Rozcieńczyć próbki osocza EDTA w stosunku 1:10 za pomocą buforu rozcieńczającego zestawu.
  3. Dodać 300 μl roztworu myjącego do każdego dołka, aby ponownie nawodnić powierzchnię i odessać po 2 minutach. Dodać 100 μl buforu do próbki (ślepa próba), wzorce SC5b-9, kontrole SC5b-9 (wysokie i niskie stężenia) oraz rozcieńczone próbki osocza w dwóch egzemplarzach do płytki studzienki.
  4. Uszczelnić płytkę i inkubować w temperaturze pokojowej przez 60 minut. Następnie umyj płytkę 5x 300 μl roztworu myjącego.
  5. Dodać 50 μl przeciwciała sprzężonego z enzymem do każdej studzienki. Uszczelnić płytkę i inkubować w temperaturze pokojowej przez 30 minut. Następnie umyj płytkę 5x 300 μl roztworu myjącego.
  6. Dodać 100 μl roztworu substratu TMB do każdej studzienki. Uszczelnić płytkę i inkubować w temperaturze pokojowej przez 15 minut w ciemności.
  7. Usunąć folię uszczelniającą i dodać 100 μl roztworu zatrzymującego do każdej studzienki. Odczytaj OD za pomocą fotometru przy 450 nm. Dopasuj dane krzywej standardowej jako linię trendu i oblicz stężenie próbek.

12. Pomiar β-tromboglobuliny z osocza CTAD

  1. Rozmrozić osocze CTAD w łaźni wodnej w temperaturze 37 °C.
  2. Użyć zestawu ELISA β-tromboglobuliny (β-TG) zgodnie z instrukcjami producenta: zrekonstruować kontrolę β-TG i wzorzec β-TG i rozcieńczyć roztwór płuczący za pomocą destylowanegoH2O. Zrekonstruować przeciwciało sprzężone z POD za pomocą dostarczonego buforu fosforanowego. Przed rozpoczęciem badania pozostawić wszystkie odczynniki i płytkę do mikromiareczkowania w temperaturze pokojowej na 30 minut.
  3. Przygotować krzywą wzorcową i kontrolę zgodnie z instrukcjami producenta z dostarczonym buforem fosforanowym. Rozcieńczyć próbki osocza CTAD w stosunku 1:21.
  4. Dodać 200 μl buforu fosforanowego (ślepa), wzorce β-TG, kontrole β-TG (wysokie i niskie stężenia) oraz rozcieńczone próbki osocza w dwóch egzemplarzach do płytki studzienki. Uszczelnić płytkę i inkubować w temperaturze pokojowej przez 60 minut. Następnie umyj płytkę 5x 300 μl roztworu myjącego.
  5. Dodać 200 μl przeciwciała sprzężonego z enzymem do każdej studzienki. Uszczelnić płytkę i inkubować w temperaturze pokojowej przez 60 minut. Następnie umyj płytkę 5x 300 μl roztworu myjącego.
  6. Dodać 200 μl roztworu substratu TMB do każdej studzienki. Uszczelnić płytkę i inkubować w temperaturze pokojowej przez 5 minut w ciemności. Usunąć folię uszczelniającą i zatrzymać reakcję, dodając 50 μl 1 M kwasu siarkowego (H2SO4)do każdej studzienki.
  7. Pozostaw płytkę na 15−60 min, a następnie odczytaj OD za pomocą fotometru przy 450 nm. Dopasuj dane krzywej standardowej jako linię trendu i oblicz stężenie próbek.

13. Przygotowanie próbki do skaningowej mikroskopii elektronowej

  1. Wyjmij implant z rurki za pomocą kleszczy i krótko przepłucz implant, zanurzając go w 0,9% roztworze NaCl 3x.
  2. Przechowywać przez noc w roztworze aldehydu glutarowego (2% aldehydu glutarowego w buforze fosforanowym [bufor PBS bez Ca2+/Mg2+]) w temperaturze 4 °C.
  3. Następnie inkubuj implanty w buforze PBS przez 10 minut. Odwodnić próbki, inkubując w etanolu o rosnącym stężeniu przez 10 minut każda: 40%, 50%, 60%, 70%, 80%, 90%, 96% i 100%. Odwodnione próbki należy przechowywać w 100% etanolu do czasu dalszej analizy.
  4. Suszenie w punkcie krytycznym należy przeprowadzić zgodnie z instrukcjami urządzenia do suszenia lub literaturą10 tuż przed skaningową mikroskopią elektronową (SEM).

14. Skaningowa mikroskopia elektronowa

  1. Przymocuj wysuszone implanty do nośnika próbki do mikroskopu skaningowego i napyl próbki złotym palladem.
  2. Wprowadzić napylone implanty do komory na próbkę. Rób zdjęcia w 100-, 500-, 1000- i 2,500-krotnym powiększeniu obszarów z reprezentatywną powierzchnią i adhezją komórek.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Krótko podsumowując, ludzka pełna krew została pobrana w monowetach naładowanych heparyną, a następnie połączona i użyta do oceny wyjściowych poziomów liczby komórek, jak również markerów hemokompatybilności plazmatycznej.

Następnie rurka zawierająca próbki implantu nerwowo-naczyniowego została napełniona, a krew była perfundowana przez 60 minut przy 150 mL/min i 37 °C za pomocą pompy perystaltycznej. Ponownie przeanalizowano liczbę komórek we wszystkich grupach, a próbki osocza przygotowano d...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Prezentowany protokół opisuje kompleksową i wiarygodną metodę badania hemokompatybilności implantów mających kontakt z krwią zgodnie z normą ISO 10993-4 w modelu przepływu ścinającego imitującym przepływ krwi ludzkiej. Badanie to opiera się na testach wycinanych laserowo implantów nerwowo-naczyniowych, ale można je przeprowadzić z różnymi próbkami. Wyniki pokazują, że metoda ta umożliwia szeroką analizę różnych parametrów, takich jak liczba krwinek, występowanie kilku markerów hemokompatybilności oraz mikroskopowa wizual...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Za wykonanie skaningowej mikroskopii elektronowej dziękujemy Ernstowi Schweizerowi z sekcji Nauki i Technologii Materiałów Medycznych Szpitala Uniwersyteckiego w Tybindze. Badania były wspierane przez Ministerstwo Edukacji, Młodzieży i Sportu Republiki Czeskiej w ramach Narodowego Programu Zrównoważonego Rozwoju II (Projekt BIOCEV-FAR LQ1604) oraz przez projekt Czeskiej Fundacji Naukowej nr 18-01163S.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
aqua ad iniectabiliaFresenius-Kabi, Bad-Homburg, Niemcy1088813
beta-TG ELISADiagnostica Stago, Düsseldorf, Niemcy00950
Wirówka Rotana 460 RAndreas Hettich, Tuttlingen,Niemcy-Cytraty
monovette (1,4 ml)Sarstedt, Nü mbrecht, Niemcy6,16,68,001
monovette CTAD (2,7 ml)BD Biosciences, Heidelberg, Niemcy367562
monovette EDTA (1,2 mL)Sarstedt, Nü mbrecht, Niemcy6,16,62,001
Etanol rocznie (1000 mL)AppliChem, Darmstadt, Niemcy1,31,08,61,611
Aldehyd glutarowy (25 % w wodzie)SERVA Electroforees, Heidelberg, Niemcy23114.01
Powłoka heparynowa do rurEnsion, Pittsburgh, USA-Heparyna-Natrium
(25.000 IE/ 5 mL)LEO Pharma, Neu-Isenburg, NiemcyPZN 15261203
Czytnik wielopłytkowy Mithras LB 940Berthold, Bad Wildbad,Niemcy-NaCl
0,9%Fresenius-Kabi, Bad-Homburg, Niemcy1312813
Neutralne monovette (9 mL)Sarstedt, Nü mbrecht, Niemcy2,10,63,001
Bufor PBS (bez Ca2+/Mg2+)Thermo Fisher Scientific, Darmstadt, Niemcy70011044
Pompa perystaltyczna ISM444BCole Parmer, Wertheim, Niemcy3475
Pipeta (100 &mikro; L)Eppendorf, Wesseling-Berzdorf, Niemcy3124000075
Pipeta (1000 &mikro; L)Eppendorf, Wesseling-Berzdorf, Niemcy3123000063
Pojemnik plastikowy (100 mL)Sarstedt, Nü mbrecht, Niemcy7,55,62,300
PMN-elastaza ELISADemeditec Diagnostics, Kilonia NiemcyDEH3311
Rurka z polichlorku winyluSaint-Gobain Performance Plastics Inc., CourbevoieFrancja-Probówki
reakcyjne (1,5 ml)Eppendorf, Wesseling-Berzdorf, Niemcy30123328
laserowe implanty nerwowo-naczynioweAcandis GmbH, Pforzheim01-0011x
SC5b-9 ELISATECOmedical, Buende, NiemcyA029
Skaningowy mikroskopelektronowy Cambridge Instruments, Cambridge, Wielka Brytania-Taśma
uszczelniająca (płytka 96-dołkowa)Thermo Fisher Scientific, Darmstadt, Niemcy15036
Strzykawka 10/12 mL Norm-JectHenke-Sass-Wolf, Tuttlingen, Niemcy10080010
Zestaw TAT microSiemens Healthcare, Marburg, NiemcyOWMG15
Kąpiel wodna Typ 1083Gesellschaft fü r Labortechnik, Burgwedel, Niemcy-

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. ISO. Biological evaluation of medical devices. , ISO 10993-4 (2002).
  2. Weber, M., et al. Blood-Contacting Biomaterials: In Vitro Evaluation of the Hemocompatibility. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 6, 99(2018).
  3. Li, Y., Boraschi, D. Endotoxin contamination: a key element in the interpretation of nanosafety studies. Nanomedicine (Lond). 11 (3), 269-287 (2016).
  4. Cattaneo, G., et al. In vitro investigation of chemical properties and biocompatibility of neurovascular braided implants. Journal of Materials Science: Materials in Medicine. 30 (6), 67(2019).
  5. Stang, K., et al. Hemocompatibility testing according to ISO 10993-4: discrimination between pyrogen- and device-induced hemostatic activation. Materials Science and Engineering: C Materials for Biological Applications. 42, 422-428 (2014).
  6. van Oeveren, W. Obstacles in haemocompatibility testing. Scientifica (Cairo). , 392584(2013).
  7. Engels, G. E., Blok, S. L., van Oeveren, W. In vitro blood flow model with physiological wall shear stress for hemocompatibility testing-An example of coronary stent testing. Biointerphases. 11 (3), 031004(2016).
  8. Blok, S. L., Engels, G. E., van Oeveren, W. In vitro hemocompatibility testing: The importance of fresh blood. Biointerphases. 11 (2), 029802(2016).
  9. Kaplan, O., et al. Low-thrombogenic fibrin-heparin coating promotes in vitro endothelialization. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 105 (11), 2995-3005 (2017).
  10. JoVE. SEM Imaging of Biological Samples. , Available from: https://www.jove.com/science-education/10492/sem-imaging-of-biological-samples (2019).
  11. Mohan, C. C., Chennazhi, K. P., Menon, D. In vitro hemocompatibility and vascular endothelial cell functionality on titania nanostructures under static and dynamic conditions for improved coronary stenting applications. Acta Biomaterialia. 9 (12), 9568-9577 (2013).
  12. Streller, U., Sperling, C., Hubner, J., Hanke, R., Werner, C. Design and evaluation of novel blood incubation systems for in vitro hemocompatibility assessment of planar solid surfaces. The Journal of Biomedical Materials Research Part B: Applied Biomaterials. 66 (1), 379-390 (2003).
  13. Sanak, M., Jakieła, B., Węgrzyn, W. Assessment of hemocompatibility of materials with arterial blood flow by platelet functional tests. Bulletin of the Polish Academy of Sciences: Technical Sciences. 58 (2), 317-322 (2010).
  14. Krajewski, S., et al. Hemocompatibility evaluation of different silver nanoparticle concentrations employing a modified Chandler-loop in vitro assay on human blood. Acta Biomaterialia. 9 (7), 7460-7468 (2013).
  15. Podias, A., Groth, T., Missirlis, Y. The effect of shear rate on the adhesion/activation of human platelets in flow through a closed-loop polymeric tubular system. Journal of Biomaterials Science, Polymer Edition. 6 (5), 399-410 (1994).
  16. Van Kruchten, R., Cosemans, J. M., Heemskerk, J. W. Measurement of whole blood thrombus formation using parallel-plate flow chambers-a practical guide. Platelets. 23 (3), 229-242 (2012).
  17. Müller, M., Krolitzki, B., Glasmacher, B. Dynamic in vitro hemocompatibility testing-improving the signal to noise ratio. Biomedical Engineering/Biomedizinische Technik. 57, SI-1 Track-D 549-552 (2012).
  18. Ritz-Timme, S., Eckelt, N., Schmidtke, E., Thomsen, H. Genesis and diagnostic value of leukocyte and platelet accumulations around "air bubbles" in blood after venous air embolism. International Journal of Legal Medicine. 111 (1), 22-26 (1998).
  19. Miller, R., et al. Characterisation of the initial period of protein adsorption by dynamic surface tension measurements using different drop techniques. Colloids and Surfaces A: Physicochemical and Engineering Aspects. 131 (1), 225-230 (1998).
  20. van Oeveren, W., Tielliu, I. F., de Hart, J. Comparison of modified chandler, roller pump, and ball valve circulation models for in vitro testing in high blood flow conditions: application in thrombogenicity testing of different materials for vascular applications. International Journal of Biomaterials. , 673163(2012).
  21. Krajewski, S., et al. Preclinical evaluation of the thrombogenicity and endothelialization of bare metal and surface-coated neurovascular stents. AJNR American Journal of Neuroradiology. 36 (1), 133-139 (2015).
  22. Monnink, S. H., et al. Silicon-carbide coated coronary stents have low platelet and leukocyte adhesion during platelet activation. Journal of Investigative Medicine. 47 (6), 304-310 (1999).
  23. Amoroso, G., van Boven, A. J., Volkers, C., Crijns, H. J., van Oeveren, W. Multilink stent promotes less platelet and leukocyte adhesion than a traditional stainless steel stent: an in vitro experimental study. Journal of Investigative Medicine. 49 (3), 265-272 (2001).
  24. Mulvihill, J., Crost, T., Renaux, J. L., Cazenave, J. P. Evaluation of haemodialysis membrane biocompatibility by parallel assessment in an ex vivo model in healthy volunteers. Nephrology Dialysis Transplantation. 12 (9), 1968-1973 (1997).
  25. Nordling, S., Nilsson, B., Magnusson, P. U. A novel in vitro model for studying the interactions between human whole blood and endothelium. Journal of Visualized Experiments. (93), e52112(2014).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Hemocompatibility TestingBlood Contacting ImplantsFlow Loop ModelISO 10993 4Stent EvaluationWhole Blood PerfusionPlatelet ActivationCoagulation AnalysisComplement ActivationScanning Electron Microscopy

Related Articles