Artykuł metodologiczny

Zmniejszone powikłania po ponownym połączeniu tętnic w szczurzym modelu ortotopowego przeszczepu wątroby

9.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/60628

⸱

7 listopada 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Multi-Organ Transplant Program, University Health Network, 2Department of Immunology, University of Toronto, 3Department of Laboratory Medicine and Pathobiology, University of Toronto

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Celem tego badania jest modyfikacja modelu ortotopowego przeszczepu wątroby u szczurów, aby lepiej reprezentowała przeszczep wątroby u człowieka i poprawiła przeżywalność biorców. Przedstawiona metoda przywraca dopływ tętniczy wątrobowej poprzez połączenie wspólnej tętnicy wątrobowej wątroby dawcy z właściwą tętnicą wątrobową biorcy.

Streszczenie

Model ortotopowego przeszczepu wątroby (OLT) u szczurów jest potężnym narzędziem do badania ostrego i przewlekłego odrzucenia. Nie jest to jednak pełna reprezentacja przeszczepu wątroby u człowieka ze względu na brak ponownego połączenia tętnic. Opisano tutaj zmodyfikowaną procedurę przeszczepu, która obejmuje włączenie ponownego połączenia tętnicy wątrobowej (HA), co prowadzi do wyraźnej poprawy wyników przeszczepu. Przy średnim czasie bezwątroby wynoszącym 12 minut i 14 s, ponowne połączenie HA powoduje poprawę perfuzji przeszczepionej wątroby i zwiększenie długoterminowego przeżycia biorcy z 37,5% do 88,2%. Protokół ten obejmuje użycie wydrukowanych w 3D mankietów i uchwytów do połączenia żyły wrotnej i żyły podwątrobowej dolnej poniżej. Może być stosowany do badania wielu aspektów przeszczepu wątroby, od odpowiedzi immunologicznej i infekcji po techniczne aspekty procedury. Dzięki zastosowaniu prostej i praktycznej metody rekonekcji tętnic za pomocą techniki mikronaczyniowej, ten zmodyfikowany protokół OLT dla szczurów ściśle naśladuje aspekty przeszczepu ludzkiej wątroby i posłuży jako cenny i klinicznie istotny model badawczy.

Wprowadzenie

Globalne obciążenie chorobami wątroby nadal rośnie, z 30% wzrostem liczby zgonów związanych z chorobami wątroby od 2005 do 2013 roku1,2. Przeszczep wątroby jest często jedynym wyjściem dla pacjentów ze schyłkową niewydolnością wątroby. Wątroba jest drugim najczęściej przeszczepianym narządem stałym, a liczba przeszczepów wątroby wykonywanych na całym świecie wzrosła o 7,25% od 2015 do 2016 roku1,2. Pomimo jego rozpowszechnienia, wskaźniki przeżycia po przeszczepieniu uległy stagnacji3,4,5. Wskaźnik przeżycia pacjenta po 15 latach wynosi 53%, a wskaźnik przeżycia pacjenta po 20 latach może wynosić zaledwie 21%3,5. Chociaż istnieją nowe, ekscytujące inicjatywy immunobiologiczne, które mogą prowadzić do nowych metod leczenia i lepszych wyników klinicznych, nie ma jeszcze wiarygodnego modelu małych zwierząt, na którym można by je przetestować.

Model OLT szczura był szeroko stosowany w badaniach nad przeszczepami wątroby, w tym odrzuceniami6,7,8,9,10, tolerancja immunologiczna11, uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne po przeszczepie12, immunosupresja13, oraz żółciowe Tree injury14,15,16,17. Jednak wadą modelu w jego obecnej formie jest wysoka zachorowalność i śmiertelność pooperacyjna18,19. Jest to poważna wada, która jest sprzeczna z operacją przeprowadzoną przez człowieka i utrudnia wyciąganie klinicznie istotnych wniosków z modelu20.

Dodatkowo, duża część tej zachorowalności może być przypisana brakowi lub niedoskonałemu rekoneksji tętnicy wątrobowej (HA)18. Chociaż jest to krytyczny krok w transplantacji wątroby u ludzi, trudności techniczne mają tendencję do utrudniania rekoneksji HA w modelu OLT u szczurów. W rezultacie zespolenie dróg żółciowych (BD) jest słabe i powoduje wysokie wskaźniki wycieku żółci i martwicy BD21. Poza dużą częstością występowania powikłań ze strony dróg żółciowych22, brak dopływu tętniczego zmienia fizjologię przeszczepionej wątroby po przeszczepie23, z niedotlenieniem wątroby dawcy class24 i uszkodzeniem wątroby obserwowanym w płatach zapalnych19,25,26. Szczurzy OLT bez rekoneksji tętniczej również ma tendencję do promowania zwłóknienia27. Opisany poniżej protokół OLT u szczurów rozwiązuje te problemy, włączając prosty etap rekonstrukcji HA do wcześniej opublikowanej metody OLT u szczurów28, co skutkuje zachowaniem miąższu wątroby i poprawą wskaźników przeżycia.

Przeszczep wątroby składa się z trzech faz: (1) pobrania przeszczepu wątroby od dawcy, (2) przygotowania przeszczepu wątroby dawcy oraz (3) zastąpienia wątroby biorcy przeszczepem wątroby. Zabieg polega na manipulacji pięcioma strukturami anatomicznymi: żyłą główną nadwątrobową dolną (SHVC), żyłą wrotną (PV), żyłą podwątrobową żyły głównej dolnej (IHVC), tętnicą wątrobową (HA) i drogami żółciowymi (BD).

OLT u szczura został po raz pierwszy wprowadzony przez Lee et al. przy użyciu zespolenia mikroszwów SHVC, PV i IHVC, oraz techniki przeciągania dla klasy BD29. Model ten został później ulepszony dzięki zastosowaniu techniki dwóch mankietów w 1979 roku30. Od tego czasu zaproponowano kilka alternatywnych technik, z których większość koncentruje się na zespoleniu żylnym i wykorzystuje technikę dwóch mankietów z kilkoma modyfikacjami31. Chociaż zespolenie HA zostało opisane wcześniej w modelu OLT szczura przy użyciu technik takich jak mikroszew, mankiet i rękawy śródświetlne26,31,32,33,34, techniki te często wymagają wysoko wyszkolonych umiejętności mikrochirurgicznych, znacznie zmieniają fizjologię szczura i są utrudnione przez zakrzepicę i/lub powikłania żółciowe27,35.

Ponadto, wybór procedury chirurgicznej może również wpływać na czas znieczulenia (czas od zaciśnięcia PV do reperfuzji przeszczepu przez odtworzoną PV), co jest kluczowe dla powodzenia przeszczepu wątroby szczura. W szczególności wysokie wskaźniki przeżycia obserwuje się przy czasie bezwątroby wynoszącym 15-20 min36, a 30 minut to górna granica sukcesu37,38. Dlatego celem tej metody jest wdrożenie mniej inwazyjnego i łatwiejszego do przyjęcia chirurgicznego modelu OLT szczura, który jest w stanie ponownie połączyć tętnicę wątrobową, promować efektywną perfuzję przeszczepionej wątroby, utrzymać przepływ do przewodu żółciowego biorcy i zachować stan fizjologiczny biorcy.

Szczegółowo opisano tutaj wszystkie etapy tego poprawionego protokołu, w tym manipulację pniem celiakii wątroby dawcy, jak również użycie 1) stentu 1,5 mm do wykonania pozaświetlnego połączenia rękawa z biorcą właściwego HA, 2) szwu biegowego do rekonstrukcji SHVC, 3) dwóch wydrukowanych w 3D plastikowych mankietów do rekonstrukcji PV i IHVC39, 40, 4) ponowne połączenie rękawa mikronaczyniowego dla klasy HA18,27,41 i 5) wcześniej opisana technika stentowania BD28. Uwzględniono również dwa dodatkowe etapy: płukanie zimnem przez PV oraz schemat antybiotykowy, który jest oparty na wcześniejszych ustaleniach17. Ten zoptymalizowany protokół OLT minimalizuje powikłania okołooperacyjne i zachorowalność oraz dokładniej modeluje chirurgiczną procedurę operacyjną stosowaną w przeszczepie wątroby u ludzi.

Protokół

Badanie zostało przeprowadzone zgodnie z wytycznymi dotyczącymi postępowania z gryzoniami i chirurgii, a protokół badania został zatwierdzony przez Komitet Opieki nad Zwierzętami Uniwersyteckiej Sieci Zdrowia (UHN AUP #: 5840.3) i jest zgodny z wytycznymi Kanadyjskiej Rady Opieki nad Zwierzętami. W badaniu wykorzystano samce szczurów Lewis (szczep LEW/SsNHsd) w wieku 12-14 tygodni, o wadze od 250 do 300 g.

1. Konfiguracja sprzętu

  1. Przytrzymaj ostrą końcówkę o wadze 31 G z uchwytem na igłę i utwórz wtryskiwacz w kształcie litery L, kilkakrotnie zginając końcówkę w przód iw tył, aż końcówka się odławie. Za pomocą płaskiego metalowego pilnika stępić i wygładzić koniec wtryskiwacza.
    1. Wytnij mankiety żyły wrotnej (PV) i żyły głównej dolnej wątroby (IHVC) z podstawy wydrukowanej w 3D za pomocą skalpela (Materiał uzupełniający 1, Materiał uzupełniający 2, Rysunek 1, Rysunek uzupełniający 1).
      UWAGA: Oprogramowanie do projektowania 3D służy do projektowania mankietów i uchwytów, które są drukowane na drukarce 3D (Tabela materiałów) przy użyciu żywicy autoklawowalnej39,40 (specyfikacje dla wszystkich materiałów drukowanych w 3D zawarte w Materiałach uzupełniających 1-10).
    2. Za pomocą nowego skalpela przeciąć cewnik 22 G w dwustronną skośną rurkę (o długości 3,5 mm). Za pomocą skalpela delikatnie wytrawić linie na powierzchni stentu przewodu żółciowego (BD) (nie przecinać ścianki rurki). Akwaforty te zapobiegną ślizganiu się opasek podczas zabiegu.
    3. Użyj nowego skalpela, aby przeciąć cewnik 24 G na jednostronną rurkę o skośnej krawędzi (o długości 2,0 mm) i stworzyć kilka zadrapań na powierzchni nowego stentu tętniczego.
      UWAGA: Zapobiegaj zwężeniu lub niedrożności światła stentu BD, unikając wywierania nacisku na stent. Jeśli stent jest zwężony lub niedrożny, przeżycie biorcy będzie zagrożone przez niedrożność dróg żółciowych.

2. Operacja dawcy

  1. Ustaw poduszkę grzewczą na 37 °C i umieść ją pod platformą chirurgiczną. Włącz monitor temperatury, aby można było monitorować temperaturę rdzenia szczura za pomocą sondy doodbytniczej. Zainstalować aparat do znieczulenia izofluranem.
    UWAGA: Podczas operacji monitoruj głębokość znieczulenia, zwracając uwagę na częstość oddechów, tętno, zabarwienie narządów/błon śluzowych oraz obecność odruchów wycofania pedału.
  2. Ułóż chirurgicznie udrapowane miejsce pracy ze wszystkimi niezbędnymi instrumentami i materiałami (tj. nożyczkami, kleszczami, gazą, heparyną, retraktorami, podkładką w brzuchu, bawełnianymi końcówkami, jedwabiem 4-0, jedwabiem 7-0, 8-0 niewchłanialny sterylny szew i niewchłanialny szew monofilamentowy 10-0) umieszczony wygodnie po bokach platformy chirurgicznej.
  3. Ułóż stanowisko pracy ze wszystkimi roztworami, w tym roztworem mleczanu Ringera i 300 j.m. heparyny sodowej (patrz tabela materiałów).
  4. Zważ zwierzę. Znieczulij szczura-dawcę, umieszczając go w komorze anestezjologicznej z 5% izofluranem, przepływem powietrza 5 l/min i 70% FiO2 do indukcji. Gdy szczur straci przytomność, zmniejsz znieczulenie do 3% izofluranu, przepływu powietrza 0,5 l/min i 70% FiO2. Sprawdź, czy nie ma reakcji pedału, ściskając palec u nogi.
  5. Przygotuj skórę brzucha. Za pomocą golarki elektrycznej usuń sierść od strony brzusznej. Uważnie obserwuj częstość oddechów dawcy, aż osiągnie stabilną i głęboką częstość.
    1. Połóż chirurgicznie udrapowanego szczura tak, aby jego brzuszna strona była skierowana w stronę sufitu. Umieść nos w zmiataczu anestezjologicznym z 3% izofluranem, przepływem powietrza 0,5 l/min i 70% FiO2. Przygotuj ścianę brzucha za pomocą jodu powidonu, działając od linii środkowej na zewnątrz, a następnie 70% etanolu.
  6. Wykonaj nacięcie od wyrostka mieczykowatego do spojenia łonowego za pomocą nożyczek chirurgicznych z okrągłą końcówką, a następnie popraw ekspozycję za pomocą obustronnego nacięcia poprzecznego. Zatamuj krwawienie ze ściany brzucha za pomocą dwubiegunowego urządzenia elektrochirurgicznego do kauteryzacji. Po nacięciu zmniejsz utrzymanie izofluranu do 2%, przepływ powietrza 0,5 l/min i 70% FiO2,
    UWAGA: Wyreguluj parownik izofluranu tak, aby osiągnąć częstość oddechów około jednego oddechu na sekundę i pamiętaj o regularnej ocenie głębokości znieczulenia przez cały czas trwania operacji.
  7. Umieść ścieg jedwabny 4-0 w wyrostku mieczykowatym i użyj szwu, aby cofnąć główkę ściany klatki piersiowej. Przyklej jedwabną nić do górnej części konstrukcji, która utrzymuje zmiatacz anestezjologiczny na miejscu. Trzymaj jamę ciała szczura dawcy otwartą za pomocą retraktorów wydrukowanych w 3D (patrz Materiał uzupełniający 3) umieszczonych po obu stronach brzucha (retraktory są utrzymywane na miejscu za pomocą gumowych opasek przymocowanych do magnesów na platformie chirurgicznej).
    UWAGA: Kleszcze do komarów mogą być również używane do uchwycenia wyrostka mieczykowatego i cofnięcia głowady. Zamocuj kleszczyki do komarów za pomocą taśmy.
  8. Użyj gąbki z włókniny (4 cm x 4 cm) zwilżonej roztworem mleczanu Ringera, aby zamknąć jelito cienkie i grube. Za pomocą małej, mokrej, włókninowej gąbki z gazy (2 cm x 4 cm) delikatnie przykryj wątrobę.
  9. Umieść małą zwiniętą gazę pod brzuchem, aby unieść brzuch i poprawić odsłonięcie żyły głównej nadwątrobowej dolnej (SHVC).
  10. Przeciąć więzadło sierpowe. Oddziel lewą żyłę przeponową od SHVC za pomocą mikrokleszczy. Podwiązywać lewą żyłę przeponową jedwabiem 7-0, trzymając się blisko SHVC.
    UWAGA: Użyj małej, mokrej, włókninowej gąbki z gazy, zwilżonej mleczanem Ringera i umieszczonej na wątrobie, aby delikatnie cofnąć wątrobę od wyrostka mieczykowatego i odsłonić lewą żyłę przeponową.
  11. Przetnij lewe trójkątne i więzadła żołądkowo-wątrobowe nożyczkami z okrągłą końcówką.
  12. Odsłoń płat ogoniasty, ostrożnie odciągając lewy i środkowy płat w kierunku wyrostka mieczykowatego za pomocą małej, mokrej, włókninowej gąbki z gazy. Zwolnij więzadło oddzielające płat ogoniasty od reszty wątroby nożyczkami z okrągłą końcówką.
  13. Podziel i oddziel więzadło wątrobowo-przełykowe za pomocą dwubiegunowej jednostki elektrochirurgicznej w pobliżu przełyku.
    UWAGA: Delikatnie przesuń jelito cienkie i grube na lewą stronę jamy brzusznej i przykryj je mokrą, włókninową gazą.
  14. Wypreparuj zaotrzewnową i tłuszcz pokrywający IHVC. Odsłoń i wyizoluj IHVC aż do lewej żyły nerkowej.
  15. Lekko przemieszcz IHVC bawełnianym wacikiem, aby odsłonić, a następnie kauteryzować wszelkie małe żyły łączące się z prawą stroną IHVC, używając dwubiegunowej jednostki elektrochirurgicznej. Należy również kauteryzować wszelkie żyły lędźwiowe łączące się z IHVC.
  16. Podziel prawą żyłę nadnerczową (nadnerczową) między dwie jedwabne ligatury 7-0, pozostając blisko IHVC. Uwolnij wątrobę od więzadeł tylnych, przecinając je pod delikatnym naciskiem.
  17. Odizoluj prawą żyłę nerkową od prawej tętnicy nerkowej i od sąsiedniej tkanki za pomocą kauteryzacji z cienką końcówką. Uszczelnij prawy otwór żyły nerkowej za pomocą 8-0 niewchłanialna sterylna ligatura.
  18. Odłącz tłuszcz pokrywający PV, aby zlokalizować żyłę odźwiernika (prawa żyła żołądkowa) i żyłę śledziony w punktach, w których łączą się PV. Podwiązuj te żyły jedwabiem 7-0, wzmacniając stronę najbliżej PV za pomocą 8-0 niewchłanialny sterylny szew do szwów. Podziel żyły między wiązaniami.
    UWAGA: Odsłoń PV za pomocą małej, mokrej gazy, aby cofnąć dwunastnicę. Zakładanie mankietu jest łatwiejsze, jeśli tłuszcz zostanie oderwany od PV, co również zapobiega zwężeniu mankietu PV.
  19. Wstrzyknąć 300 j.m. heparyny sodowej do IHVC, rozcieńczonej do 1 ml soli fizjologicznej, za pomocą strzykawki o pojemności 1 ml (igła 31 G).
  20. Wykonaj nacięcie 5 mm poniżej rozwidlenia BD i wprowadź stent BD do wspólnego BD. Zabezpiecz stent za pomocą jedwabnej ligatury 7-0 1 mm powyżej nacięcia. Dodatkowy krawat można wykonać poniżej nacięcia, które znajduje się 10 mm poniżej rozwidlenia. Po zabezpieczeniu stentu przetnij BD między tymi dwoma opaskami.
  21. Nigdy nie przycinaj BD ani prawej tętnicy wątrobowej (HA). Umieść niewchłanialny, sterylny, chirurgiczny ścieg monofilamentowy 10-0 w pozycji godziny 3 w BD przy nacięciu jako marker, aby zapobiec skręcaniu się po ponownym połączeniu.
  22. Odsłoń właściwy kwas hialuronowy i podziel tętnicę żołądkowo-dwunastniczą (GDA) na dwie jedwabne ligatury 7-0. Odsłoń lewą tętnicę żołądkową, tętnicę śledzionową i pień trzewny. Zwiąż trzy tętnice zarówno dystalnie, jak i blisko ich startów.
  23. Przeciąć lewą tętnicę żołądkową, tętnicę śledzionową i pień trzewny między więzami tętniczymi. Powoli wstrzyknąć 20 ml zimnego (4 °C) roztworu mleczanu Ringera do PV, używając strzykawki o pojemności 20 ml z igłą o pojemności 21,5 g. Przeciąć żyłę główną poniżej punktu, w którym lewa żyła nerkowa łączy się z IHVC, aby umożliwić odpływ z płukaniem.
    UWAGA: Igła powinna być trzymana jak najdalej od wnęki. Perfuzja zimnej wątroby dawcy powinna trwać od 1 do 2 minut. Podczas płukania wątroby drugą ręką wstrzyknij zimny mleczan Ringera na powierzchnię wątroby.
  24. Przeciąć pień PV poniżej żyły śledziony po spłukaniu. Przeciąć IHVC tuż nad lewą żyłą nerkową. Wytnij SHVC bezpośrednio przylegający do membrany.
  25. Przeciąć więzadła i tkankę łączną między wątrobą a przestrzenią zaotrzewnową.
    UWAGA: Upewnij się, że przednie i tylne ściany SHVC są wystarczająco długie, aby ułatwić zespolenie górnego kawałka złośliwego. Bardzo ważne jest, aby ciąć bezpośrednio przy membranie, aby zachować jak największą długość.
  26. Po usunięciu wątroby z jamy brzusznej należy ją szybko umieścić w naczyniu wypełnionym roztworem mleczanu Ringera o temperaturze 4 °C. Umieść naczynie na lodowej poduszce, aby utrzymać niską temperaturę.
  27. Wyrzuć szczątki szczura dawcy, postępując zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi.

3. Przygotowanie wątroby szczura dawcy ("tylna ławka")

  1. Napełnić zimną szalkę Petriego wystarczającą ilością 4 °C roztworu mleczanu Ringera, aby zanurzyć wątrobę szczura dawcy. Ostrożnie obróć wątrobę dawcy unoszącą się w naczyniu, tak aby dolna powierzchnia była skierowana do góry. Włóż mankiety do PV i IHVC (odpowiednio materiał uzupełniający 1 i materiał uzupełniający 2) do naczynia.
  2. Przeciągnij PV przez mankiet PV i złóż koniec żyły nad mankietem. Bezpiecznie zawiąż PV wokół mankietu za pomocą jedwabiu 7-0. Przepłukać PV 10 ml roztworu mleczanu Ringera o temperaturze 4 °C.
  3. Powtórz krok 3.2 z IHVC, bez spłukiwania.
  4. Usuń tkankę tłuszczową wokół pnia trzewnej. Uformuj większy mankiet rękawa tętniczego, przecinając rozwidlenie tułowia trzewnego, tętnicy śledziony i lewej tętnicy żołądkowej (Rysunek 2A).
    UWAGA: Trudno jest wprowadzić stent tętniczy do wspólnego HA. Rozciągnij i wyprostuj tętnicę kleszczami kilka razy przed wprowadzeniem stentu. Upewnij się, że skos stentu jest skierowany do góry i że tętnica nie jest skręcona (Rysunek 2B).
  5. Umieścić stent tętniczy o długości 1,5 mm i wadze 24 G do wspólnego kwasu hialuronowego dawcy za pomocą mankietu tętniczego. Zabezpiecz stent za pomocą 8-0 ligatura polipropylenowa ( Rysunek 2C) i przepłukać stent roztworem mleczanu Ringera ( Rysunek 2D).
  6. Umieść mikrozacisk (o długości 4-6 mm) na proksymalnym IHVC, który ma na celu zapobieganie utracie krwi po reperfuzji wrotnej i uniknięcie zatorowości powietrznej.
  7. Obróć wątrobę i odsłoń jej górną stronę. Wstaw dwa 8-0 polipropylenowe szwy stożkowe na bocznych i przyśrodkowych krawędziach SHVC.
  8. Utrzymuj wątrobę w temperaturze 4 °C, aby była gotowa do przeszczepienia dawcy.

4. Operacja odbiorcy

  1. Zapoznaj się z powyższą sekcją dotyczącą operacji dawcy i powtórz kroki 2.1-2.4.
    UWAGA: Wykorzystuje się tu samce szczurów Lewis w wieku 12-14 tygodni, ważące 5-20 g cięższe od dawców. Podczas operacji należy monitorować głębokość znieczulenia, zwracając uwagę na częstość oddechów, tętno, zabarwienie narządów/błon śluzowych oraz obecność odruchów wycofania pedału.
  2. Połóż chirurgicznie udrapowanego szczura brzuszną stroną skierowaną do góry. Umieść nos w zmiataczu anestezjologicznym do inhalacji izofluranu. Zwilż oczy lubrykantem optalamicznym. Przygotuj ścianę brzucha najpierw z jodem prowidonu, a następnie z 70% etanolem.
  3. Wstrzyknąć podskórnie 5 ml roztworu mleczanu Ringera po obu dolnych stronach brzusznej ściany brzucha. Za pomocą asystenta chirurgicznego wstrzyknąć domięśniowo 0,5 ml piperacyliny sodowej o sile 200 mg/kg mc. w lewą ścianę brzucha przed laparotomią. Ponadto należy podać 0,5 ml 10 mg/ml bupiwakainy podskórnie w prawą ścianę brzucha.
    UWAGA: Podawać tę samą dawkę piperacyliny sodowej 1 x / dobę przez 3 dni po operacji.
  4. Ponownie przygotuj ścianę brzucha za pomocą najpierw prowidonu-jodu, a następnie 70% etanolu. Wykonaj nacięcie w linii środkowej od mieczykowatego mostka do 1 cm powyżej spojenia łonowego. Zmniejsz izofluran do 2%, przepływ powietrza 0,5 l/min i FiO2 70% w celu utrzymania znieczulenia po wykonaniu nacięcia.
    UWAGA: Kleszcze do komarów mogą być używane do uchwycenia wyrostka mieczykowatego i cofnięcia głowu. Zamocuj kleszczyki do komarów za pomocą taśmy. Jama ciała jest utrzymywana otwarta przez wydrukowane w 3D retraktory (patrz Materiał uzupełniający 3) po obu stronach za pomocą gumowych opasek magnetycznie przytrzymywanych do platformy chirurgicznej.
  5. Owiń jelito cienkie i grube mokrą, włókninową gąbką z gazy (4 cm x 4 cm) zwilżoną roztworem mleczanu Ringera. Użyj małej (2 cm x 4 cm), mokrej, włókninowej gąbki z gazy zwilżonej roztworem mleczanu Ringera, aby delikatnie przykryć wątrobę.
  6. Umieść małą wydrukowaną w 3D podkładkę podtrzymującą (tylny uchwyt; patrz Materiał Uzupełniający 4) pod brzuchem szczura, aby zwiększyć ekspozycję SHVC poprzez zginanie wirowania. Można to bezpiecznie wykonać u szczurów i jest wykonywane przez asystenta chirurga.
  7. Przetnij więzadło sierpowe i użyj małej, mokrej gąbki z włókniny, aby delikatnie cofnąć wątrobę z wyrostka mieczykowatego i odsłonić lewą żyłę przeponową. Oddziel lewą żyłę przeponową od SHVC za pomocą mikrokleszczy. Podwiązywać lewą żyłę przeponową jedwabiem 7-0 w pobliżu przepony.
  8. Przetnij lewe trójkątne i więzadła żołądkowo-wątrobowe nożyczkami z okrągłą końcówką.
  9. Delikatnie pociągnij lewy i środkowy płat w kierunku wyrostka mieczykowatego za pomocą małej, mokrej gąbki z włókniny z gazy, aby odsłonić płat ogoniasty. Przeciąć więzadło oddzielające płat ogoniasty od pozostałej części wątroby.
  10. Podziel więzadło wątrobowo-przełykowe i skrzepnij wszelkie punkty krwawienia za pomocą dwubiegunowej jednostki elektrochirurgicznej, pozostając blisko wątroby. Przetnij więzadła w tylnej części wątroby.
  11. Ostrożnie wycofaj jelito cienkie i grube na lewą stronę jamy brzusznej i przykryj je mokrą, włókninową gazą.
  12. Wypreparuj zaotrzewnową i tłuszcz na IHVC, aby odsłonić i wyizolować IHVC aż do prawej żyły nerkowej. Lekko przemieszcz IHVC bawełnianym wacikiem i kauteryzuj wszelkie małe żyły łączące się z prawą stroną IHVC, używając dwubiegunowego urządzenia elektrochirurgicznego. Podobnie kauteryzuj wszelkie żyły lędźwiowe wchodzące do IHVC.
  13. Podziel prawą żyłę nadnerczową (nadnerczową) między dwie jedwabne ligatury 7-0. Uwolnij wątrobę z więzadeł tylnych, przecinając je pod delikatnym naciskiem.
  14. Użyj małej, mokrej gazy zwilżonej roztworem mleczanu Ringera, aby cofnąć dwunastnicę i odsłonić PV. Odłącz tłuszcz od rozwidlenia żyły PV i odźwiernika.
  15. Podzielić stent BD 0,5 cm poniżej jego rozwidlenia wnęki i wprowadzić stent BD do dystalnego wspólnego BD. Zabezpiecz stent na miejscu za pomocą ligatury 7-0 około 0,2 mm poniżej nacięcia. Dodatkowy krawat można umieścić nad nacięciem, blisko rozwidlenia. Przetnij BD blisko wątroby, ale dystalnie do krawata.
  16. Oddziel BD za pomocą kleszczy i unikaj przycinania BD lub odpowiedniego HA. Umieść ścieg z niewchłanialnej żyłki 10-0 (np. ethilon) w pozycji godziny 3 w BD jako znacznik, aby zapobiec skręcaniu się po ponownym połączeniu.
  17. Uwidocznij właściwy HA i rozwidlenie wspólnego HA i GDA. Odsłoń lewy HA, środkowy HA i prawy HA. Przywiąż trzy tętnice dystalnie do rozwidlenia CHA i przetnij tętnice blisko wątroby, powyżej wiązań.
  18. Umieść długi cienki kawałek gazy za SHVC.
  19. Umieść wydrukowany w 3D uchwyt IHVC lub "uchwyt" (Cava 150g 2.1; patrz Materiał Uzupełniający 5) za IHVC i zszyj końce wydrukowanego w 3D "uchwytu" razem za pomocą niewchłanialnego szwu monofilamentowego 10-0 (Rysunek 3A).
  20. Umieść wydrukowany w 3D uchwyt PV lub "uchwyt" (Porta 1.4.1 - patrz materiał uzupełniający 6) za PV, bezpośrednio poniżej wątroby, i zszyj końce wydrukowanego w 3D "uchwytu" razem za pomocą niewchłanialnego szwu monofilamentowego 10-0.
  21. Luźno zawiąż jedwabną ligaturę 7-0 poniżej obu uchwytów wydrukowanych w 3D (IHVC i PV) (Rysunek 3A).
  22. Zaciśnij IHVC tuż nad prawą żyłą nerkową, która nadal powinna znajdować się poniżej wydrukowanego w 3D uchwytu cavala.
  23. Zaciśnij PV tuż nad żyłą odźwiernika, która powinna znajdować się poniżej uchwytu PV wydrukowanego w 3D. Zapisz czas bezwątrobowy, który zaczyna się w tym momencie. Zmniejsz do 0,5% izofluranu, 0,5 l/min przepływu powietrza i 70% FiO2 w celu utrzymania znieczulenia.
  24. Przepłukać 2 ml roztworu mleczanu Ringera o temperaturze 37 °C poprzez rozwidlenie PV za pomocą strzykawki o pojemności 3 ml z dołączoną igłą 27 G.
  25. Zacisnąć SHVC nad wątrobą za pomocą zacisku Kitzmiller. Wytnij poniżej tego samego zacisku, pozostając jak najbliżej wątroby.
  26. Wytnij powyżej uchwytów wydrukowanych w 3D zarówno dla PV, jak i IHVC (Rysunek 3A). Usuń wątrobę biorcy. Ostrożnie ustaw wątrobę dawcy i umieść ją w jamie ciała biorcy w taki sposób, aby mogło powstać zespolenie górnego kawałka złośliwego.
  27. Użyj 8-0 polipropylenowy szew biegnący łączący SHVC dawcy z SHVC biorcy w pobliżu przepony. Po pierwsze, umieść szwy rozwleczone 8-0 polipropylen po lewej i prawej stronie dawcy i biorcy SHVC. Następnie przywiąż je na zewnątrz ściany żyły.
  28. Użyj lewego 8-0 polipropylen do zszycia tylnej ściany SHVC od lewej do prawej i zawiązania z prawej strony 8-0 polipropylen. Użyj lewego 8-0 polipropylen do zszycia przedniej ściany zespolenia SHVC od lewej do prawej, pozostawiając luźne ostatnie dwie trzecie linii szwu. Spłucz za pomocą 20 ml mleczanu Ringera między luźnymi szwami, upewniając się, że usunąłeś wszelkie pęcherzyki powietrza.
  29. Zaciśnij luźne szwy i zawiąż krawat na zewnątrz SHVC. Odetnij pozostałe 8-0 Szew polipropylenowy.
    UWAGA: Klips utrzymuje SHVC biorcy na miejscu, ułatwiając zszycie SHVC dawcy i biorcy. Zapisz czas trwania zespolenia SHVC. W tym momencie uchwyty porta są przymocowane do aparatu ramienia uchwytu (ramię uchwytu McGil + mini ramię uchwytu LAB + miękkie ramię uchwytu część 1.3; patrz odpowiednio Materiał Uzupełniający 7, Materiał Uzupełniający 8 i Materiał Uzupełniający 9), bezpośrednio poniżej wątroby. To urządzenie jest wsparte na podstawie uchwytu wydrukowanej w 3D (podstawa uchwytu 3.1; patrz Materiał uzupełniający 10).
  30. Włóż mankiet PV (materiał uzupełniający 1) od dawcy do biorcy PV i zaciśnij jedwabny krawat 7-0. Przed połączeniem przepłukać PV dawcy i biorcy roztworem mleczanu Ringera podgrzanym do temperatury 37 °C.
  31. Usuń atraumatyczny zacisk z SHVC (pierwszy), a następnie klips mikronaczyniowy do PV (drugi). Ponownie przekrwić wątrobę ciepłą krwią; W tym momencie zakończył się czas fazy bezwątrobowej. Nagrywaj tym razem.
  32. Wlej 10 ml ciepłego roztworu mleczanu Ringera na wątrobę, aby się rozgrzała. Usuń uchwyty wydrukowane w 3D nożyczkami z okrągłą końcówką (odetnij ścieg zabezpieczający).
  33. Włóż mankiet IHVC dawcy (materiał uzupełniający 2) do IHVC biorcy i zabezpiecz jedwabnym krawatem 7-0. Najpierw usuń klips IHVC dawcy, a następnie klips biorcy (Rysunek 3B). Cava jest przymocowana do aparatu do uchwytu i podstawy uchwytu, jak opisano powyżej,
  34. Usuń uchwyty drukarki 3D (porta i cava) nożyczkami z okrągłą końcówką (odetnij ścieg zabezpieczający; Rysunek 3C), co daje w wyniku połączone IHVC (Rysunek 3D).
  35. Dokładnie zbadaj obszar wokół wątroby pod kątem krwawienia. Wkroplić 3 ml roztworu mleczanu Ringera o temperaturze 37 °C do jamy ciała.
  36. Zespolenie tętnicze: odciąć od dawcy część pnia trzewnej, która wystaje poza stent.
  37. Zacisnąć właściwy kwas hialuronowy odbiorcy i odciąć krawat na końcu. Odetnij wszelkie dodatkowe tkanki otaczające naczynie (Rysunek 4A). Roztworem mleczanu Ringera przepłukać światła zarówno końców naczynia dawczego, jak i biorczego.
  38. Wciągnąć biorcę właściwy kwas hialuronowy do rękawa stentu hialuronowego dawcy, aby uzyskać zespolenie kwasu hialuronowego. Umieść etylon 10-0 przez lewą część (dawcy) HA, 2,5 mm powyżej dystalnego otworu stentu (od zewnątrz do wewnątrz), a następnie na zewnątrz przez koniec stentu, z 10-0 ethilonem (4 cm długości) prowadzonym przez zakrzywioną igłę (Rysunek 4B).
  39. Umieść biorcę w odpowiednim hialucie 0,5 mm poniżej ujścia naczynia, umieszczając ścieg najpierw (od wewnątrz na zewnątrz) po lewej stronie naczynia, a następnie (od zewnątrz do wewnątrz) po prawej stronie tętnicy.
  40. Założyć szew przez prawą ścianę (dawcy) HA od wewnątrz na zewnątrz, w odległości od otworu stentu identycznej jak oryginalny ścieg. Pociągnij do góry dwa końce niewchłanialnego monofilamentu 10-0, który wsunie właściwy kwas hialuronowy do góry i do stentu HA (Rysunek 4C).
    UWAGA: Obserwuj, czy krew jest pompowana. Jedną z opcji jest przecięcie GDA dawcy w celu potwierdzenia, że krew przepływa przez zespolenie. Upewnij się, że ponownie zawiązałeś tętnicę przed przejściem do następnego kroku procedury, jeśli GDA zostanie przecięta.
  41. Przywiąż niewchłanialną żyłkę 10-0 do siebie, nad dawcą HA (Rysunek 4D). Zespolenie tętnicze jest już kompletne.
  42. Zespolenie dróg żółciowych: luźno założyć opaskę wokół biorcy BD i stentu (Ryc. 5A), a następnie usunąć stent BD. Przepłukać BD zarówno biorcy, jak i dawcy przed zakończeniem połączenia dróg żółciowych.
  43. Wprowadzić stent BD dawcy do przewodu żółciowego biorcy (Ryc. 5B) i zacisnąć opaskę, która została wcześniej umieszczona wokół BD biorcy (Ryc. 5C).
  44. Wróć jelita do jamy ciała. Wkroplić 2 ml roztworu mleczanu Ringera o temperaturze 37 °C do jamy, aby ją przepłukać. Nasącz część roztworu gazą.
  45. Upewnij się, że jelita wróciły do swojej pierwotnej pozycji przed zszyciem otrzewnej ciemieniowej i skóry monocrylem 5-0.
  46. Zamknij nacięcie w dwóch warstwach monocrylem 5-0. Wstrzyknąć 0,5 ml 0,5% bupiwakainy wokół zszytej otrzewnej ciemieniowej i powtórzyć tę czynność po zszyciu skóry.
  47. Delikatnie owiń szczura biorcę w ręcznik papierowy podczas przenoszenia do klatki. Pozwól zwierzęciu na swobodny dostęp do wody i pożywienia od momentu przebudzenia. Trzymaj ciepły koc cyrkulacyjny wody pod połową klatki przez 24-38 godzin. Jeden szczur jest przeznaczony do jednej klatki w okresie bezpośrednio po operacji.

5. Opieka pooperacyjna

  1. Namocz granulki jedzenia w wodzie i umieść je na szalce Petriego na podłodze klatki.
  2. Monitoruj tętno, częstość oddechów i kolor skóry szczura.
  3. Piperacylinę należy podawać w 1., 2. i 3. dniu po operacji. Buprenorfinę należy podawać podskórnie i monitorować pod kątem jakichkolwiek oznak bólu, takich jak zmiany w zachowaniu, letarg, niewypielęgnowana sierść, depresja, okaleczenie lub utrata apetytu przez pierwsze 72 godziny
    UWAGA: Ból ocenia się co najmniej 2 razy dziennie przez 3 dni po przeszczepie, a następnie co najmniej 1 raz dziennie.

Wyniki

Podczas ustanawiania szczurzego modelu OLT z anastomozą bez udziału tętniicy wątrobowej (non-HA) zgodnie z wcześniej opisanym protokołem28, nasz zespół zaobserwował przeżywalność na poziomie odpowiednio 50% i 37,5% w 21. i 60. dobie po operacji. Chociaż niektóre grupy raportowały wysokie wskaźniki przeżycia długoterminowego bez anastomozy HA28, te wstępne wyniki podkreślają wady braku dopływu tętniczego. W przeciwieństwie do tego, zoptymalizowana procedura ponownego połączenia HA znacząco zwiększyła przeżywalność długoterminową z 37,5% do 88,2% (p = 0,015) (Rysunek 6).

Analiza histologiczna reprezentatywnej podgrupy zwierząt z przeszczepem bez reconnectio tętnicy wątrobowej (HA) (w 6. i 13. dniu po operacji) wykazała oznaki niedotlenieniowego uszkodzenia wątroby z martwicą środkowoopłucną (Rysunek 7). Rozległa martwica wątroby wiązała się u tych zwierząt z ogromnie podwyższonym poziomem aminotransferazy alaninowej (ALT) i aminotransferazy asparaganianowej (AST) (Rysunek 7). W przeciwieństwie do nich, szczury z przeszczepem z reconnectio HA nie wykazywały oznak uszkodzenia wątroby, a analiza histologiczna ujawniła prawidłową strukturę miąższu wątroby z uporządkowanymi acinusami, zrazami (np. żyłą centralną i triadami wrotnymi z żyłą wątrobową), tętnicami oraz przewodami żółciowymi (Rysunek 7).

Choć średni czas anhepatyczny w ciągu 23 oddzielnych operacji był akceptowalny (12 min i 14 s [± 78 s]), wciąż możliwe jest, że przeżywalność w modelu bez reconnectio tętnicy wątrobowej (HA) może zostać ostatecznie poprawiona wraz z większą praktyką. Warto jednak zauważyć, że trzy z czterech zwierząt przeszczepionych bez reconnectio HA (które były monitorowane pod kątem długoterminowego przeżycia) zostały poddane eutanazji z powodu stresu w 56., 96. i 111. dniu po operacji. Dodatkowo analiza histologiczna wątrób ujawniła zmiany reaktywne po niedokrwiennym uszkodzeniu wątroby, w tym wyraźną proliferację przewodów żółciowych, włóknienie i zapalenie okołoportalne oraz zniekształcenie miąższu wątroby (Supplementary Figure 2). Obecność cech morfologicznych niedokrwiennego uszkodzenia wątroby potwierdza wnioski, że reconnectio HA jest istotne dla efektywnej perfuzji wątroby i jej prawidłowego funkcjonowania.

Schemat komponentu mechanicznego z wymiarami opisanymi dla precyzyjnego montażu i analizy.
Rysunek 1: Schematyczne przedstawienie projektu wydrukowanej w 3D mankiety dla żyły wrotnej i podwątrobowego odcinka żyły głównej dolnej. Pierwszą więzadło zostaje zaciśnięta w rowku (ii) najbliższym uchwytowi (iii), a drugą więzadło zostaje zaciśnięta w rowku (i) najdalej oddalonym od uchwytu. Średnice zewnętrzne wynoszą (iv) 2,38 mm dla żyły wrotnej (PV) oraz 2,15 mm dla podwątrobowego odcinka żyły głównej dolnej (IHVC). Średnice wewnętrzne wynoszą (v) 1,74 mm dla PV i 1,38 mm dla IHVC. Długości wynoszą (vi) 2,60 mm dla PV i 2,15 mm dla IHVC (dokładne specyfikacje dla wszystkich materiałów wydrukowanych w 3D znajdują się w Materiałach Uzupełniających). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Sekwencja techniki szycia chirurgicznego, części oznaczone pęsetą, ilustracja procedury.
Rycina 2: Wprowadzenie stentu tętnicy wątrobowej do przeszczepu. (A) Otwarty koniec pnia trzewnego (i) zostaje poszerzony poprzez przecięcie tętnicy śledzionowej do tętnicy żołądkowej lewej, co odsłania rozwidlenie wspólnej tętnicy wątrobowej (HA). (ii) Stent przewodu żółciowego (BD) jest wiązany przed pobraniem wątroby szczura dawcy. (iii) Mankiet żyły wrotnej (PV) oraz (iv) mankiet podwątrobowej żyły głównej (IHVC) zostają wprowadzone i zawiązane poprzez zagięcie końców naczyń nad mankietem. (B) (i) Aby wprowadzić stent HA, odsłoniętą wspólną tętnicę wątrobową wielokrotnie rozciąga się pęsetą. (C) (i) Stent HA zostaje bezpiecznie umieszczony we wspólnej tętnicy wątrobowej i zawiązany nicią prolene 8-0. (D) (i) Stent HA jest przepłukiwany (ii) roztworem mleczanu Ringera (BD = przewód żółciowy, IHVC = podwątrobowa żyła główna, HA = tętnica wątrobowa). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Proces chirurgicznego zespolenia wątroby w stopniowym powiększeniu, z uwzględnieniem interakcji między tkanką a zaciskiem.
Rycina 3: Połączenie podwątrobowego odcinka żyły głównej dolnej z wykorzystaniem wydrukowanego w 3D uchwytu. (A) (i) Żyła wrotna (PV) jest łączona przy użyciu tej samej techniki, co w przypadku połączenia IHVC. Przeszczep zostaje (ii) zakleszczony powyżej (iii) mankietu IHVC. Otwór IHVC biorcy zostaje (iv) zaszyty po bokach do wydrukowanego w 3D uchwytu, aby utrzymać go w pozycji rozciągniętej. Luźna nić (v) jedwabna 7-0 zostaje zawiązana wokół IHVC biorcy. (B) Mankiet IHVC przeszczepu zostaje (i) wprowadzony do wnętrza IHVC biorcy. Luźny węzeł zostaje teraz zaciśnięty. (C) Zacisk zostaje usunięty, a (i) wydrukowany w 3D uchwyt zostaje odcięty nożyczkami. (D) Dodatkowa nić (i) jedwabna 7-0 zostaje zawiązana wokół połączenia, jeśli nie jest ono stabilne, choć zazwyczaj jeden węzeł jest wystarczający (PV = żyła wrotna, IHVC = podwątrobowy odcinek żyły głównej dolnej). Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Proces anastomozy tętnicy wątrobowej; schemat chirurgiczny i procedura, kroki A-D, technika szycia.
Rysunek 4: Mikronaczyniowe połączenie typu „rękaw” tętnicy wątrobowej. (A) (i) Stent BD nie jest połączony z biorcą. (ii) Stent HA umieszczono w przeszczepie, który jest połączony z (iv) właściwą HA biorcy. (iii) PV jest połączona. (B) Nitka ethilon 10-0 z (i) zakrzywioną igłą jest przeciągana przez stent HA do boków końca otworu HA biorcy. (C) Nitka ethilon 10-0 jest przeciągana z powrotem przez stent HA; w ten sposób właściwa HA biorcy jest wciągana przez stent niczym rękaw. (D) (i) Po wciągnięciu właściwej HA biorcy do stentu, do fragmentu, który jako pierwszy przechodzi przez stent HA, wykonuje się węzeł nitką ethilon 10-0. (E) Przedstawiono tutaj schemat anastomozy HA opisanej w punktach (B), (C) i (D) (BD = przewód żółciowy, HA = tętnica wątrobowa, PV = żyła wrotna). *Koniec otworu pnia trzewnego jest rozszerzany poprzez przecięcie tętnicy śledzionowej do tętnicy żołądkowej lewej. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.

Procedura szycia chirurgicznego podczas operacji medycznej, pokazująca szczegółowe kroki z opisanymi punktami.
Rysunek 5: Połączenie przewodów żółciowych przy użyciu dwóch stentów. (A) (i) Stent BD przeszczepu jest wprowadzany do BD biorcy przy pomocy (ii) stentu luźno zawiązanego w ujściu BD biorcy. (iii) Żyła wrotna (PV) jest łączona przed połączeniem BD, które znajduje się za BD. (B) Stent na końcu BD biorcy zostaje usunięty i wykorzystany jako poszerzone ujście do (i) wprowadzenia stentu BD przywiązanego do przeszczepu. (C) Wstęga luźno zabezpieczająca stent biorcy służy teraz do zawiązania połączenia, a (i) kolejny szew jedwabny 7-0 jest używany do mocnego utrwalenia stentu w miejscu, aby uniknąć jego wysunięcia lub skręcenia. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Wykres analizy przeżywalności; z rekonekcją/bez rekonekcji HA, krzywa Kaplana-Meiera, porównanie dni po operacji.
Rysunek 6: Procent przeżywalności przeszczepów. Ortotopowy przeszczep wątroby szczura bez rekonekcji HA (n = 8) oraz z rekonekcją HA (n = 17). Zwierzęta były ściśle monitorowane po transplantacji pod kątem oznak niewydolności wątroby i/lub infekcji przez co najmniej 60 dni. Szczury, u których po operacji nie wystąpiły powikłania, uznano za osobniki przeżyłe (*p = 0,015, obliczone metodą estymacji Kaplana-Meiera [test log-rank]). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Histologia wątroby po przeszczepieniu; poziomy ALT, AST; schemat przedstawia efekty ponownego połączenia HA.
Rysunek 7: Ocena histopatologiczna wątroby. Reprezentatywne przekroje barwione hematoksyliną i eozyną u zwierząt (A) bez i (B) z ponownym połączeniem tętnicy wątrobowej (HA) w 6. i 13. dobie po przeszczepieniu wątroby (LTx). (C) Prawidłowy miąższ wątroby z widoczną triadą portalną (żyła wrotna, tętnica i przewód żółciowy), zrazikami zawierającymi żyłę środkową oraz acinusami. Hepatocyty sąsiadujące z triadą portalną to hepatocyty strefy 1; hepatocyty sąsiadujące z żyłą środkową w obrębie zrazików to hepatocyty strefy 3; a hepatocyty pomiędzy strefami 1 i 3 to hepatocyty strefy 2 (ALT = aminotransferaza alaninowa, AST = aminotransferaza asparaginianowa, CV = żyła środkowa). Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Stenty naczyniowe i mankiety z linijką, demonstrujące rozmiary dla procedur medycznych.
Rycina uzupełniająca 1: Wymiary stentów i mankietów. Aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny, kliknij tutaj.

Progresja histologiczna po transplantacji wątroby, mikroskopia, ocena odrzucania przewlekłego.
Rycina uzupełniająca 2: Histopatologiczna ocena wątroby wykazująca rozpad miąższu wątroby. Reprezentatywne przekroje barwione hematoksyliną i eozyną u zwierząt bez ponownego połączenia HA w dniach 54, 96 i 111 po LTx. Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Materiał uzupełniający 1: Porta cuff 200g - support 2.0. Kliknij tutaj, aby wyświetlić ten plik (kliknij prawym przyciskiem myszy, aby pobrać).

Materiał uzupełniający 2: Cava cuff 200g - support 2.0. Kliknij tutaj, aby wyświetlić ten plik (kliknij prawym przyciskiem myszy, aby pobrać).

Materiał uzupełniający 3: Retraktor wątroby 200g. Kliknij tutaj, aby wyświetlić ten plik (kliknij prawym przyciskiem myszy, aby pobrać).

Materiał uzupełniający 4: Uchwyt tylny - 1.2. Aby wyświetlić ten plik, kliknij tutaj (kliknij prawym przyciskiem myszy, aby pobrać).

Materiał uzupełniający 5: Cava 150g - 2.1. Kliknij tutaj, aby wyświetlić ten plik (kliknij prawym przyciskiem myszy, aby pobrać).

Materiał uzupełniający 6: Porta 1.4.1. Kliknij tutaj, aby wyświetlić ten plik (kliknij prawym przyciskiem myszy, aby pobrać).

Materiał uzupełniający 7: Ramię uchwytu McGil. Kliknij tutaj, aby wyświetlić ten plik (kliknij prawym przyciskiem myszy, aby pobrać).

Materiał uzupełniający 8: Mini ramię uchwytu LAB. Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić ten plik (prawy przycisk myszy, aby pobrać).

Materiał uzupełniający 9: Miękka część uchwytu i ramienia 1.3. Kliknij tutaj, aby przejrzeć ten plik (prawy przycisk myszy, aby pobrać).

Materiał uzupełniający 10: Podstawa uchwytu - 3.1. Kliknij tutaj, aby wyświetlić ten plik (kliknij prawym przyciskiem myszy, aby pobrać).

Dyskusja

Modele przeszczepiania wątroby u małych zwierząt są ważne dla zrozumienia odporności po przeszczepie i identyfikacji nowych strategii terapeutycznych32. Idealny model przeszczepu wątroby u małych zwierząt odtwarza wszystkie etapy procedury u ludzi, w tym zespolenie tętnicze. Interpretacja wyników z modelu OLT u szczurów może być trudna, ponieważ większość wersji nie obejmuje etapu zespolenia HA, co prowadzi do wyższych wskaźników powikłań i zachorowalności42. W niektórych zabiegach rekonstrukcyjnych wykorzystuje się tętnicę nerkową, która wymaga usunięcia nerki27. Protokół ten pozwala uniknąć usunięcia narządu, ponieważ wykracza to poza to, co dzieje się w procedurze u ludzi.

Rekonstrukcje tętnic można również wykonać, manipulując aortą szczura31. Metody te wymagają jednak rozległego rozwarstwienia i zaciśnięcia aorty. Jeśli czas zaciskania zostanie wydłużony, szczur biorca będzie miał słabe wyniki związane z dystalnym niedokrwieniem43. U ludzi technika chirurgiczna LT polega na podwiązaniu i podziale tętnicy żołądkowo-dwunastniczej biorcy (GDA). Jednak cechy fizjologiczne i anatomiczne gryzoni sprawiają, że przeszczep przy użyciu tej techniki jest trudniejszy fizjologicznie i może prowadzić do powikłań (tj. martwicy trzustki i dróg żółciowych35 oraz wycieku żółci44). Rekonekcja tętnicza w tym protokole ma na celu obejście tego wyzwania, utrzymanie przepływu krwi w przewodzie i poprawę wyników biorcy.

Zastosowanie techniki rękawa i stentowania do rekonstrukcji kwasu hialuronowego u szczura zostało opisane wcześniej27. W tej technice stent jest używany jako przewodnik, a tętnica jest rekonstruowana od pnia celiakii dawcy do wspólnego kwasu hialuronowego biorcy. Wspólny HA biorcy jest następnie preparowany, a GDA biorcy jest wiązanyz 27. W rezultacie dopływ krwi do dolnej części biorcy ChAD i głowy trzustki może zostać upośledzony. Uważa się, że krążenie uboczne w tym obszarze często zapewnia niewystarczający przepływ krwi do przewodu żółciowego. Na przykład, protokół ten testuje najpierw GDA biorcy za pomocą klipsa mikronaczyniowego, a następnie dzieli biorcę BD. Przy zaciśniętym GDA podzielony BD nie krwawi. Po zdjęciu klamry GDA obserwuje się energiczne krwawienie z BD. Protokół ten, który utrzymuje dobry przepływ do podzielonego przewodu żółciowego biorcy, chroni fizjologię tkanki wątroby biorcy, zapewniając odpowiednią perfuzję krwi w wątrobie i zapobiegając niedotlenieniu wątroby po OLT.

Po stronie dawcy stent HA jest z łatwością wprowadzany do pnia trzewnego podczas przygotowania przeszczepu, tworząc plaster z pnia trzewnego, lewej tętnicy żołądkowej i tętnicy śledzionowej. Stent można wprowadzić przez szeroki otwór, co jest mniej trudne niż próba wprowadzenia stentu do samego pnia trzewnego. Stwierdzono, że 24 G to idealny rozmiar do użycia w stencie HA. Długość stentu powinna wynosić 1,0-1,5 mm, ponieważ działa on jak otwarta brama, która umożliwia łatwe wciągnięcie właściwego kwasu hialuronowego biorcy do wspólnego kwasu hialuronowego dawcy. Przy zwróceniu szczególnej uwagi na miejsce, w którym umieszczany jest szew etylonowy 10-0, krew przepływająca przez to połączenie nigdy nie dotknie bezpośrednio stentu, a właściwy kwas hialuronowy biorcy osłoni go od wewnątrz, zmniejszając ryzyko powikłań. Co ważne, kwas hialuronowy dawcy nigdy nie jest zaciśnięty, aby uniknąć skurczu naczyń krwionośnych. Powodzenie rekonstrukcji tętnic ocenia się, pozostawiając otwartą GDA dawcy. Udane zespolenie skutkuje dobrym przepływem krwi od dawcy GDA po zakończeniu rekonstrukcji.

W tym protokole, podobnie jak w innych, ponowne połączenie SHVC jest najwolniejszym krokiem i ostatecznie dyktuje czas trwania fazy bezwątrobowej. Wraz ze wzrostem czasu trwania czasu znieczulenia wzrasta ryzyko uszkodzenia niedokrwiennego i dysfunkcji wątroby45. Innym krytycznym elementem modeli szczurów OLT są rozmiary przeszczepu, stentów i mankietów. Jeśli przeszczep jest zbyt mały, przeszczep może się skręcić lub odwrócić, blokując połączenia naczyniowe. Rozmiar stentów i mankietów może wymagać dostosowania w zależności od wieku, płci, wagi i szczepu szczura. Rozmiar użytych tutaj mankietów został wybrany zgodnie z wcześniejszym opisem28 i użyto jednego rozmiaru mankietu, który kontrolował rozmiar szczura. Nie stwierdzono żadnych oznak niepokoju ani powikłań (tj. przekrwienie wątroby, obrzęk, wodobrzusze lub powiększenie śledziony) w okresie obserwacji (do tej pory: mediana = 133 dni po operacji, minimum = 115 dni po operacji, maksimum = 161 dni po operacji). Uzasadnione są dalsze badania w celu określenia odpowiedniej wielkości PV i IHVC dla różnych szczepów szczurów, biorąc pod uwagę zarówno wiek, jak i płeć.

Ten zmodyfikowany protokół OLT dla szczurów wykorzystuje mankiety wydrukowane w 3D dla PV i IHVC, jak opisano wcześniej 39,40. Istniejące metody łączenia PV i IHVC obejmują technikę mikroszwu32, technikę mankietu46 i technikę tymczasowej szynymikroszwu 47. Wybrano technikę mankietu wydrukowanego w 3D, ponieważ pozwala ona na ujednolicenie rozmiaru mankietu w zależności od szczepu szczura i jest łatwa w przygotowaniu i użyciu. Jednorazowo można wydrukować duże ilości mankietów o tych samych wymiarach. Na zewnętrznej powierzchni mankietu znajdują się dwa rowki, które pomagają w zabezpieczaniu wiązań i zapobiegają ślizganiu się. Ogon jest również wbudowany w konstrukcję mankietu, aby umożliwić łatwiejszą manipulację mankietem. Ogólnie rzecz biorąc, uważa się, że włączenie mankietów drukowanych w 3D prowadzi do wysokich wskaźników sukcesu i powtarzalności procedury OLT poprzez skrócenie czasu znieczulenia. Stwierdzono, że technika ta skraca również krzywą uczenia się chirurgii.

Podsumowując, w opisanym protokole ustanowiono model, który jest bardziej podobny do przeszczepu wątroby u człowieka poprzez włączenie etapu rekoneksji tętniczej. Protokół ten może być zaadaptowany do badania wielu immunologicznych i chirurgicznych aspektów przeszczepiania wątroby i może służyć jako model do testowania nowych interwencji terapeutycznych związanych z transplantacją.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Te badania zostały sfinansowane z funduszy z programu transplantacji wielonarządowych w UHN oraz wsparcia ze strony Toronto General i Toronto Western Foundation.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
10-0 EthilonEthicon2830G10-0 Ethilon Black 1X5" BV100-4 Stożek
10 ml StrzykawkaBDB302995Końcówka Luer-Lok, sterylna, jednorazowa
strzykawka 1 mlBDB309628końcówka Luer-Lok, sterylna, jednorazowa
strzykawka 20 mlBDB301031końcówka Luer-Lok, sterylna, jednorazowy
mankiet z nadrukiem 3D do IHVCNiestandardowy
mankiet drukowany w 3D do PVNiestandardowy
uchwyt drukowany w 3D do IHVCNiestandardowy
uchwyt drukowany w 3D do strzykawki PV
3mLKońcówka BDB309657Luer-Lok, sterylna, jednorazowa
4-0 SofsilkCovidenGS-835Wx kodowany pleciony jedwab, 30 ", szew 1-igłowy 26 mm Długość 1/2 Okrągła igła stożkowa
5-0 MonocrylEthiconY433HNiebarwiona monofilamentowa 1X27" TF
5mL StrzykawkaBDB309646końcówka Luer-Lok, sterylna, jednorazowa
7-0 SilkTeleflex Medical103-S
8-0 ProleneEthicon2775G8-0 Prolene Blue 1X24" BV130-5 EVP Dwuramienny
mikro uchwyt na igły Barraquer Bez zaczepuAesculap Instrumenty chirurgiczneFD231Rzakrzywione 120 mm, 4 3/4″
Uchwyt igły Barraquer, bardzo drobne szczęki 8,0 mm, zakrzywiony bez blokadyRumex International Co.8-025TMały rozmiar, tytanowy
uchwyt igły Barraquer, drobne szczęki 12,0 mm, zakrzywione bez blokadyRumex International Co.8-021TMały rozmiar, tytanowy
BD Insyte Autoguard BC 22 GA x 1,00 INBD Angiocath / Autoguard382523Cewnik bezskrzydły 22 G x 1,00" (0,9 mm x 25 mm), 37 ml / min
BDPrecisionGlide Igły jednorazowego użytku: Regularny skos - Regularna ścianka.Igły BDB305106PrecisionGlide ze stali nierdzewnej z przezroczystymi, oznaczonymi kolorami polipropylenowymi piastami. 22 G
BD Igła strzykawkowa Precisionglide 21GBD305167Gauge 21, długość 1,5 cala, igła podskórna
BD Igła strzykawkowa Precisionglide 30GBD305128Gauge 30, długość 1 cal, igła podskórna
Roztwór Betadine firmy Purdue Products LPPurdue Products Lp67618-150-1710% powidonu– jod roztwór do stosowania miejscowego USP
Bupiwakaina do wstrzykiwań BP 0,5%SteriMax Inc.DIN:024436940,5% (100 mg / 20 ml)
Zakrzywione kleszcze do wiązaniaDuckworth & Platformy2-501E6mm, wały proste, uchwyt płaski, długość 88mm
Regulator temperatury DCFHC Inc.40-90-8D
DK Nożyczki do tęczówki (zakrzywione)Duckworth & Kent1-211Bkońcówki, długość cięcia 4mm, długość końcówki do czopoli 11mm, okrągła rękojeść, długość 107mm
Etanol, 200 proof (100%), USP, DeconLabs Decon Labs, Inc.2716Rozcieńczyć do 70% za pomocą d2H2O
Precyzyjnie regulowany zwijacz drutuFine Science Tools17004-05Maksymalny rozrzut: 3,5 cm, głębokość 5 cm
Harvard Apparatus Isoflurane Funnel-Fill VaporizerHarvard Appartus Limited34-1040SV
Heparyna LEO (heparyna sodowa)LEO Pharma Inc.DIN:0045381110 000 j.m./10 ml
Ice-PakCryopakFIP880164,00 cala x 7,00 cala, grubość 1,50 cala
Isofluran Farmakopea Stanów Zjednoczonych (USP) 99,9%Piramal Healthcare LimitedDIN: 02231929250 mL, znieczulenie wziewne, NDC 66794-017-25
Khaw Przezspojówkowe regulowane kleszcze do kontroli szwówDuckworth & Kent2-502N5mm polerowane platformy wiążące, proste trzonki, płaska rękojeść, długość 84mm
Mleczan Ringer's Injected USP, 1000 mlBaxter Co.DIN: 00061085JB2324
Kleszcze do wiązania McPhersonDuckworth & Platformywiążące Kent 2-500E6mm, trzonki proste, uchwyt płaski, długość 90mm
Nożyczki Metzenbaum - 14,5 cmFine Science Tools14024-14Prosty ostry/
zacisk Micro KitzmillerScanlan3003-630Długość szczęk 23mm, długość 11cm
Mikroskop-Leica M525 F20Leica MicrosystemsBrak numeru katalogowego
Gąbki z włókniny z gazyFisherbrand22-028-556
Olsen-Hegar z obcinakiem do szwówFine Science Tools12002-14Krawędź tnąca 15 mm, powierzchnia szczęk 2 mm - 14 cm
OptixCare Eye lubrykant, 25 gOptixCareES-KE8O-69U1Dawniej Optixcare Chirurgiczny lubrykant do oczu
Sól sodowa piperacylinySigma-AldrichP8396Analog penicyliny
Puritan 3 "Standardowy wacik bawełniany z / Drewniana rączkaPuritan Medical Products Company LLC803-WCRegularny aplikator z bawełnianą końcówką z drewnianą rączką
Uchwyt na igły z okrągłym uchwytem Prosty z zamkiemFine Science Tools12075-12Okrągłe uchwyty umożliwiają łatwą regulację opuszkami palców - 12,5 cm
Nożyczki shea Zakrzywionenarzędzia naukowe14105-12Nożyczki do przeszczepów z lekkim i delikatnym wzorem - 12cm
Stainless Steel Micro Serrefines Curved - 4mmFine Science Tools18055-06Długość szczęk 4mm, Szerokość szczęk 0.75mm, Długość całkowita 16mm, Nacisk szczęk 125g
Stainless Steel Micro Serrefines Curved - 6mmFine Science Tools18055-05Długość szczęk 6mm, Szerokość szczęk 1mm, Długość całkowita 17mm, Nacisk szczęk 100g
Stal nierdzewna Micro Serrefines Straight - 6mmFine Science Tools18055-03Długość szczęk 6mm, Szerokość szczęk 1mm, Długość całkowita 15mm, Nacisk szczęk 100g
PlatformaNiestandardowa, magnetyczna
maszyna do znieczulenia SurgiVet VaporstickUsługi znieczulenia ogólnego, IncV7015
Terapia miejscowa T / pompa PompaStrykerserii TP700
Barnant Co.400-1901
Nożyczki Vannas z mikroząbkami Prostenarzędzia do nauki15070-08Krawędź tnąca: 5 mm, Średnica końcówki: 0,1 mm - 8,5 cm
Wetergesic BuprenorphineCeva Animal Health LtdNr NAC: 123803520,324 mg / ml hydochlorku buprenorfiny roztwór do wstrzykiwań dla psów i kotów
Vetroson V-10 Bipolarny agregat elektrochirurgicznySummit Hill LaboratoriesNie numer katalogowy
Serweta chirurgicznaPDC HealthcareDRP1824Wielofunkcyjne sterylne przezroczyste tworzywo sztuczne, 18" x 24", 40/opakowanie
wiążące Kent chirurgiczna próżniowo-ciśnieniowa

Bibliografia

  1. Global Observatory on Donation and Transplantation. Organ Donation and Transplantation Activities. , http://www.transplant-observatory.org/download/2016-activity-data-report (2016).
  2. Asrani, S. K., Devarbhavi, H., Eaton, J., Kamath, P. S. Burden of liver diseases in the world. Journal of Hepatology. 70 (1), 151-171 (2019).
  3. Dopazo, C., et al. Analysis of adult 20-year survivors after liver transplantation. Hepatology International. 9 (3), 461-470 (2015).
  4. Schoening, W. N., et al. Twenty-year longitudinal follow-up after orthotopic liver transplantation: a single-center experience of 313 consecutive cases. American Journal of Transplantation. 13 (9), 2384-2394 (2013).
  5. Pischke, S., et al. Factors associated with long-term survival after liver transplantation: A retrospective cohort study. World Journal of Hepatology. 9 (8), 427-435 (2017).
  6. Hamdani, S., et al. Delayed and short course of rapamycin prevents organ rejection after allogeneic liver transplantation in rats. World Journal of Gastroenterology. 23 (38), 6962-6972 (2017).
  7. Endo, K., et al. Pretransplant replacement of donor liver grafts with recipient Kupffer cells attenuates liver graft rejection in rats. Journal of Gastroenterology and Hepatology. 30 (5), 944-951 (2015).
  8. Zhao, Z., et al. IL-34 Inhibits Acute Rejection of Rat Liver Transplantation by Inducing Kupffer Cell M2 Polarization. Transplantation. 102 (6), e265-e274 (2018).
  9. Nagakawa, Y., et al. Over-expression of AIF-1 in liver allografts and peripheral blood correlates with acute rejection after transplantation in rats. American Journal of Transplantation. 4 (12), 1949-1957 (2004).
  10. Gao, L. H., Zeng, L. X., Chen, H. M., Wan, R. H. Cytomegalovirus infection accelerates the process of chronic rejection in rat liver transplantation. Transplantation Proceedings. 45 (6), 2536-2538 (2013).
  11. Wu, Y., et al. Effects of combined genes of CTLA4Ig and IDO in post-liver transplantation immune tolerance of rats. Annals of Hepatology. 15 (5), 729-737 (2016).
  12. He, X. S., et al. Influence of warm ischemia injury on hepatic functional status and survival of liver graft in rats. Hepatobiliary and Pancreatic Diseases International. 2 (4), 504-508 (2003).
  13. Tamura, A., et al. Combination effect of tacrolimus and FTY720 in liver transplantation in rats. Transplantation Proceedings. 31 (7), 2785-2786 (1999).
  14. Wang, Z., et al. RhGH attenuates ischemia injury of intrahepatic bile ducts relating to liver transplantation. Journal of Surgical Research. 171 (1), 300-310 (2011).
  15. Jiang, J. W., et al. Chronic bile duct hyperplasia is a chronic graft dysfunction following liver transplantation. World Journal of Gastroenterology. 18 (10), 1038-1047 (2012).
  16. Tang, Y., et al. S-Adenosylmethionine attenuates bile duct early warm ischemia reperfusion injury after rat liver transplantation. Molecular Immunology. 95, 83-90 (2018).
  17. Nosaka, T., Bowers, J. L., Cay, O., Clouse, M. E. Biliary complications after orthotopic liver transplantation in rats. Surgery Today. 29 (9), 963-965 (1999).
  18. Howden, B., Jablonski, P., Grossman, H., Marshall, V. C. The importance of the hepatic artery in rat liver transplantation. Transplantation. 47 (3), 428-431 (1989).
  19. Post, S., et al. The impact of arterialization on hepatic microcirculation and leukocyte accumulation after liver transplantation in the rat. Transplantation. 54 (5), 789-794 (1992).
  20. Hori, T., et al. Impact of hepatic arterial reconstruction on orthotopic liver transplantation in the rat. Journal of Investigative Surgery. 25 (4), 242-252 (2012).
  21. Zhou, S., et al. New method of stent-facilitated arterial reconstruction for orthotopic mouse liver transplantation. Journal of Surgical Research. 187 (1), 297-301 (2014).
  22. Noack, K., Bronk, S. F., Kato, A., Gores, G. J. The greater vulnerability of bile duct cells to reoxygenation injury than to anoxia. Implications for the pathogenesis of biliary strictures after liver transplantation. Transplantation. 56 (3), 495-500 (1993).
  23. Imamura, H., Rocheleau, B., Cote, J., Huet, P. M. Long-term consequence of rat orthotopic liver transplantation with and without hepatic arterial reconstruction: a clinical, pathological, and hemodynamic study. Hepatology. 26 (1), 198-205 (1997).
  24. Reck, T., et al. Impact of arterialization on hepatic oxygen supply, tissue energy phosphates, and outcome after liver transplantation in the rat. Transplantation. 62 (5), 582-587 (1996).
  25. Zhao, D., Wheatley, A. M. Orthotopic liver transplantation in the rat: comparison of models with and without rearterialization of the graft. European Surgical Research. 25 (5), 294-302 (1993).
  26. Chaland, P., et al. Orthotopic liver transplantation with hepatic artery anastomoses. Hemodynamics and response to hemorrhage in conscious rats. Transplantation. 49 (4), 675-678 (1990).
  27. Liu, X., He, C., Huang, T., Gu, J. Development of a New Technique for Reconstruction of Hepatic Artery during Liver Transplantation in Sprague-Dawley Rat. PLoS One. 10 (12), e0145662(2015).
  28. Oldani, G., Lacotte, S., Morel, P., Mentha, G., Toso, C. Orthotopic liver transplantation in rats. Journal of Visualized Experiments. (65), (2012).
  29. Lee, S., Charters, A. C., Chandler, J. G., Orloff, M. J. A technique for orthotopic liver transplantation in the rat. Transplantation. 16 (6), 664-669 (1973).
  30. Kamada, N., Calne, R. Y. Orthotopic liver transplantation in the rat. Technique using cuff for portal vein anastomosis and biliary drainage. Transplantation. 28 (1), 47-50 (1979).
  31. Kashfi, A., et al. A review of various techniques of orthotopic liver transplantation in the rat. Transplantation Proceedings. 37 (1), 185-188 (2005).
  32. Chong, A. S., Alegre, M. L., Miller, M. L., Fairchild, R. L. Lessons and limits of mouse models. Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 3 (12), a015495(2013).
  33. Hasuike, Y., et al. A simple method for orthotopic liver transplantation with arterial reconstruction in rats. Transplantation. 45 (4), 830-832 (1988).
  34. Hickman, R., Engelbrecht, G. H., Duminy, F. J. A technique for liver transplantation in the rat. Transplantation. 48 (6), 1080(1989).
  35. Steffen, R., Ferguson, D. M., Krom, R. A. A new method for orthotopic rat liver transplantation with arterial cuff anastomosis to the recipient common hepatic artery. Transplantation. 48 (1), 166-168 (1989).
  36. Shi, Y., et al. Magnetic ring anastomosis of suprahepatic vena cava: novel technique for liver transplantation in rat. Transplant International. 28 (1), 89-94 (2015).
  37. Dippe, B. E., et al. An improved model for rat liver transplantation including arterial reconstruction and simplified microvascular suture techniques. Journal of Investigative Surgery. 5 (4), 361-373 (1992).
  38. Kobayashi, E., Kamada, N., Goto, S., Miyata, M. Protocol for the technique of orthotopic liver transplantation in the rat. Microsurgery. 14 (8), 541-546 (1993).
  39. Oldani, G., et al. Efficient nonarterialized mouse liver transplantation using 3-dimensional-printed instruments. Liver Transplation. 22 (12), 1688-1696 (2016).
  40. Oldani, G., et al. Manufacturing devices and instruments for easier rat liver transplantation. Journal of Visualized Experiments. (75), e50380(2013).
  41. Li, J., et al. Modified sleeve anastomosis for reconstruction of the hepatic artery in rat liver transplantation. Microsurgery. 22 (2), 62-68 (2002).
  42. Li, G. L., et al. High incidence of biliary complications in rat liver transplantation: can we avoid it? World Journal of Gastroenterology. 17 (26), 3140-3144 (2011).
  43. Zammert, M., Gelman, S. The pathophysiology of aortic cross-clamping. Best Practice and Research: Clinical Anaesthesiology. 30 (3), 257-269 (2016).
  44. Gao, W., Lemasters, J. J., Thurman, R. G. Development of a new method for hepatic rearterialization in rat orthotopic liver transplantation. Reduction of liver injury and improvement of surgical outcome by arterialization. Transplantation. 56 (1), 19-24 (1993).
  45. Ijtsma, A. J., et al. The clinical relevance of the anhepatic phase during liver transplantation. Liver Transplation. 15 (9), 1050-1055 (2009).
  46. Miyata, M., Fischer, J. H., Fuhs, M., Isselhard, W., Kasai, Y. A simple method for orthotopic liver transplantation in the rat. Cuff technique for three vascular anastomoses. Transplantation. 30 (5), 335-338 (1980).
  47. Marni, A., Ferrero, M. E. A four-technique comparative study of orthotopic liver transplantation in the rat. American Journal of Surgery. 156 (3 Pt 1), 209-213 (1988).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Ortotopowe przeszczepienie w troby u szczurarekonstrukcja t tnicy w trobowejmankiety wydrukowane w technologii 3Danastomoza y y wrotnejtechnika mikrochirurgicznawtryskiwanie heparyny sodowejstentowanie przewod w ciowychroztw r Ringera z mleczanemprze ywalno d ugoterminowaanaliza histologiczna
Zmniejszone powikłania po ponownym połączeniu tętnic w szczurzym modelu ortotopowego przeszczepu wątroby
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.