Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Ocena ostrego gojenia się ran za pomocą grzbietowej podskórnej implantacji gąbki z polialkoholu winylowego i wycinających raki skóry ogona.

9.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/60653

⸱

25 marca 2020

 ,  ,  ,  , 
1Department of Molecular Microbiology & Immunology, Brown University, 2Division of Surgical Research, Department of Surgery, Rhode Island Hospital and The Warren Alpert School of Medicine of Brown University

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj opisane są dwa modele gojenia ran u myszy, jeden przeznaczony do oceny reakcji na gojenie się ran komórkowych i cytokinowych, a drugi do ilościowego określania szybkości zamykania ran. Metody te mogą być stosowane w złożonych modelach chorób, takich jak cukrzyca, w celu określenia mechanizmów różnych aspektów złego gojenia się ran.

Streszczenie

Gojenie ran to złożony proces, który wymaga uporządkowanego postępu stanu zapalnego, tworzenia ziarniny, zwłóknienia i rozwiązania. Modele mysie dostarczają cennych mechanistycznych informacji na temat tych procesów; Jednak żaden pojedynczy model nie uwzględnia w pełni wszystkich aspektów reakcji na gojenie się ran. Zamiast tego idealnie jest używać wielu modeli, aby zająć się różnymi aspektami gojenia się ran. W tym miejscu opisano dwie różne metody, które dotyczą różnych aspektów reakcji na gojenie się ran. W pierwszym modelu gąbki z polialkoholu winylowego są wszczepiane podskórnie wzdłuż grzbietu myszy. Po pobraniu gąbki komórki można wyizolować przez mechaniczne rozerwanie, a płyny można wyekstrahować przez odwirowanie, co pozwala na szczegółową charakterystykę odpowiedzi komórkowych i cytokinowych w środowisku ostrej rany. Ograniczeniem tego modelu jest brak możliwości oceny szybkości zamykania się rany. W tym celu wykorzystuje się model wycinania skóry ogona. W tym modelu prostokątny kawałek skóry ogona o wymiarach 10 mm x 3 mm jest wycinany wzdłuż powierzchni grzbietowej, w pobliżu podstawy ogona. Model ten można łatwo sfotografować do analizy planimetrycznej w celu określenia szybkości gojenia i można go wyciąć do analizy histologicznej. Obie opisane metody mogą być stosowane w genetycznie zmienionych szczepach myszy lub w połączeniu z modelami chorób współistniejących, takich jak cukrzyca, starzenie się lub wtórna infekcja, w celu wyjaśnienia mechanizmów gojenia się ran.

Wprowadzenie

Dostępnych jest wiele systemów modeli mysich do badania procesów gojenia się ran, z których każdy ma określone zalety i ograniczenia1,2. Poniższe metody przedstawiają dwa mysie modele ran, z których każdy odnosi się do określonego aspektu reakcji na gojenie się ran i które można wykorzystać do identyfikacji przyczyny i skutku zaburzeń w reakcji na uraz. Proces gojenia się ran przebiega w odrębnych fazach. Pierwsza faza jest zapalna, charakteryzująca się szybkim napływem płytek krwi, neutrofili i monocytów/makrofagów, a także wytwarzaniem cytokin i chemokin prozapalnych. Po ustąpieniu stanu zapalnego środowisko przechodzi w stan bardziej naprawczy z indukcją cytokin profibrotycznych i proangiogennych oraz czynników wzrostu. Tkanka ziarninowa odkłada się, a nowośnie tworzą się naczynia wraz z migracją miofibroblastów, fibroblastów, komórek nabłonkowych i komórek śródbłonka. W końcowych etapach prowizoryczna macierz zewnątrzkomórkowa ulega przebudowie, a powstawanie blizn i zamykanie ran postępuje2,3,4,5,6,7,8.

Żaden pojedynczy model mysi nie dostarcza systemu do badania wszystkich etapów gojenia się ran2. Opisano tu dwa modele ran chirurgicznych: jeden wyjaśnia ostre odpowiedzi komórkowe i cytokinowe na gojenie się ran, a drugi pozwala na ocenę zamknięcia rany, a także analizy histologiczne. Te dwie metody mogą być stosowane w sposób komplementarny do oceny wpływu zaburzeń lub chorób współistniejących na różne aspekty reakcji na gojenie się ran. Grzbietowa podskórna implantacja gąbek z alkoholu poliwinylowego (PVA) to system, który od dziesięcioleci jest stosowany w modelach gryzoni w celu wyjaśnienia wielu aspektów odpowiedzi komórek i ziarnin tkankowych9,10,11,12,13,14,15,16,17,18,19,20,21,22,23,24. Takie podejście pozwala na pobranie bogatych w cytokiny płynów z ran i nacieków komórkowych. W tym modelu kawałki gąbki PVA o wymiarach 1 cm x 1 cm x 0,5 cm umieszcza się w kieszeniach podskórnych poprzez 2 cm nacięcie wykonane na tylnej grzbietowej linii środkowej. Nacięcie jest zamykane klipsami chirurgicznymi, a gąbki można pobrać w późniejszych punktach czasowych w celu izolacji komórek i płynów. Środowisko komórkowe i cytokinowe izolowanych gąbek odzwierciedla normalne etapy gojenia się ran do około 14 dni po implantacji. W późniejszych punktach czasowych model jest bardziej korzystny do badania tworzenia się ziarniny i reakcji ciała obcego1. Dzięki temu systemowi możliwe jest wyizolowanie >106 komórek, co daje wyraźną przewagę w testach fenotypowych i funkcjonalnych oraz izolacji RNA, nad izolacją komórek z innych metod opartych na biopsji1,22,23,25,26.

Szybkość zamykania ran jest określana za pomocą modelu wycinania skóry ogona. W tym modelu, jak początkowo opisali Falanga i wsp. i zgłosili inni27,28,29,30, w pobliżu podstawy ogona usuwany jest fragment skóry ogona o wymiarach 1 cm x 0,3 cm pełnej grubości. Obszar rany jest łatwy do uwidocznienia i może być mierzony w czasie. Alternatywnie można wyizolować tkankę ogona do analizy histologicznej. Podejście to może być stosowane jako alternatywa lub w połączeniu z dobrze znaną metodą biopsji dziurki grzbietowej. Podstawowe różnice między tymi dwoma modelami to szybkość zamykania się ran, obecność lub brak futra oraz struktura skóry2,31,32. Rany skóry ogona dają dłuższy czas na ocenę zamknięcia rany, ponieważ całkowite zamknięcie zajmuje około 21 dni. Jest to przeciwieństwo nieszynowanych biopsji dziurki grzbietowej, które goją się znacznie szybciej (~ 7–10 dni), głównie przez skurcz spowodowany działaniem panniculus carnosus. Szynowane biopsje stempla grzbietowego goją się wolniej i zmniejszają efekty gojenia skurczowego, ale polegają na obecności ciała obcego, aby ograniczyć mechanizmy oparte na skurczu1,2,27,30,31,33.

Opisane modele ran są przydatne do zrozumienia normalnych procesów gojenia się ran przy braku zakłóceń. Podczas gdy gojenie się skóry gryzoni różni się w bardzo znaczący sposób od skóry ludzkiej, w tym luźnej struktury, polegania na gojeniu skurczów i innych różnic anatomicznych, system mysi oferuje pewne korzyści w badaniach mechanistycznych i przesiewowych. Najważniejszym z nich jest dostępność szczepów wsobnych i mutantów genetycznych, podatność genetyczna i niższe koszty. Mechanistyczny wgląd uzyskany z badań na myszach można przełożyć na złożone modele zwierzęce, które bardziej naśladują gojenie się ludzkiej skóry, takie jak system świń2,31.

Oprócz badania reakcji na gojenie się ran w stanie stacjonarnym, modele te mogą być łączone z chorobami współistniejącymi, aby zrozumieć podstawy wad gojenia się ran na poziomie komórkowym, cytokinowym i tkankowym. To właśnie w tym konkretnym otoczeniu oba modele mogą być używane razem do oceny wpływu określonego stanu współistniejącego, takiego jak pooperacyjne zapalenie płuc, zarówno na ostrą odpowiedź na gojenie się ran komórkowych, jak i szybkość zamykania się ran30.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie opisane tutaj badania na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Browna i przeprowadzone zgodnie z Przewodnikiem dla Opieki i Użytkowania Zwierząt National Institutes of Health. UWAGA: w filmie serweta chirurgiczna została pominięta w celach demonstracyjnych.

1. Podskórna implantacja gąbek PVA

  1. Za pomocą nożyczek pokrój arkusze gąbki PVA na kawałki o wymiarach 8 mm x 8 mm x 4 mm. Ponownie nawodnij kawałki gąbki PVA, zanurzając je w sterylnym 1x PBS w zlewce.
  2. Autoklaw gąbek w 1x PBS do sterylizacji i całkowitego ostygnięcia. Przechowywać autoklawizowane gąbki w sterylnym 1x PBS w temperaturze 4 °C.
  3. Przed wykonaniem implantacji chirurgicznej należy umieścić niezbędną liczbę gąbek w sterylnym naczyniu hodowlanym w sterylnych warunkach w kapturze z przepływem laminarnym. Przechowuj dodatkowe gąbki w sterylnym 1x PBS w temperaturze 4 °C do wykorzystania w przyszłości. Upewnij się, że gąbki pęcznieją do 1 cm x 1 cm x 0,5 cm po ponownym nawodnieniu. Obraz odwodnionych gąbek PVA jest pokazany w Rysunek 1A.
    UWAGA: Aby zachować sterylność miejsca operowanego, procedura implantacji gąbką PVA wymaga, aby jedna osoba obsługiwała mysz i przygotowywała miejsce operowane, a druga osoba wykonywała implantację.
  4. Znieczulić 8-12-tygodniowego samca myszy C57BL/6J przez dootrzewnowe wstrzyknięcie 80 mg/kg ketaminy. Podawać 40 mg/kg ksylazyny dootrzewnowo w celu znieczulenia. Potwierdź głębokość znieczulenia poprzez utratę odruchu pedałowania. Przygotuj miejsce operacji, usuwając włosy wzdłuż grzbietu za pomocą maszynki do strzyżenia. Za pomocą sterylnej gazy nałóż roztwór jodu powidonu na obszar golenia 2x, a następnie 70% etanolu.
  5. Umieść mysz na sterylnych serwetach chirurgicznych. Umieść podgrzewaną podkładkę pod obłożeniami chirurgicznymi, aby utrzymać temperaturę wnętrza myszy.
  6. Do wykonywania zabiegu należy nosić sterylne rękawice chirurgiczne. Odciągnij skórę grzbietową od leżącej pod nią tkanki za pomocą kleszczy i za pomocą sterylnych nożyczek chirurgicznych wykonaj 2 cm nacięcie wzdłuż grzbietowej linii środkowej około 2 cm przed podstawą ogona. Trzymając nacięcie otwarte sterylnymi kleszczami, użyj sterylnych, zakrzywionych nożyczek chirurgicznych z końcówką, aby utworzyć podskórną kieszeń wzdłuż grzbietu w jednej z pozycji wskazanych w Rysunek 1B.
  7. Kontynuuj używanie kleszczy, aby odciągnąć skórę od leżącej pod nią tkanki. Używając sterylnych nożyczek chirurgicznych, delikatnie ściśnij jedną gąbkę PVA w naczyniu hodowlanym, aby usunąć nadmiar PBS. Podnieś gąbkę PVA za jeden róg za pomocą sterylnych nożyczek chirurgicznych i prowadząc róg trzymany przez nożyczki, umieść gąbkę w kieszeni podskórnej utworzonej w kroku 1.4.
  8. Powtórz ten proces 5 razy, umieszczając w sumie sześć gąbek w kieszeniach podskórnych, jak pokazano na Rysunek 1B.
  9. Ściśnij naciętą skórę grzbietową sterylnymi kleszczami i zamknij nacięcie dwoma klipsami ze stali nierdzewnej.
  10. Używaj nowego zestawu sterylnych narzędzi chirurgicznych dla każdej myszy. Alternatywnie użyj sterylizatora koralików do sterylizacji narzędzi między myszami.

2. Izolacja płynów z gąbek PVA

  1. Aby ocenić środowisko cytokin w przypadku rany ostrej, należy wyizolować gąbki w okresie od 1 do 14 dni po implantacji.
  2. Przygotować probówkę do pobierania płynów, umieszczając cylinder strzykawki o pojemności 5 ml w probówce hodowlanej o pojemności 16 ml.
  3. Poddaj eutanazji mysz z wszczepionymi gąbkami PVA przez uduszenie CO2, a następnie zwichnięcie szyjki macicy.
  4. Usuń zszywki chirurgiczne i otwórz nacięcie kleszczami zębatymi. Użyj nożyczek, aby przedłużyć nacięcie wzdłuż grzbietowej linii środkowej.
  5. Za pomocą kleszczy wyjmij jedną gąbkę z kieszonki podskórnej i przenieś ją do przygotowanego cylindra strzykawki, uważając, aby zminimalizować nacisk na gąbkę. Odłącz tkankę łączną, która pozostaje przyklejona do powierzchni gąbki. W razie potrzeby użyj nożyczek, aby wyciąć gąbkę z otaczającej tkanki. Powtórz proces usuwania gąbki z pozostałymi gąbkami. Umieść probówkę zawierającą gąbki na lodzie.
  6. W celu wyizolowania płynu z rany należy odwirować probówkę hodowlaną zawierającą strzykawkę o pojemności 5 ml z gąbkami o sile 700 x g przez 10 minut.
  7. Po odwirowaniu wyrzucić strzykawkę i gąbki. Płyn z rany zostanie zebrany w probówce hodowlanej o pojemności 16 ml. Reprezentatywny obraz płynu pobranego z rany z 7 dnia jest pokazany na Rysunek 1D. Przenieść płyn z rany do czystej probówki w celu długotrwałego przechowywania w temperaturze -80 °C.

3. Izolacja komórek z gąbek PVA

  1. Aby ocenić środowisko komórkowe gojenia się ran ostrych, należy pobrać gąbki między 1–14 dniem po implantacji gąbki. Gąbki pobrane z rany 7 dni po implantacji pokazano w Rysunek 1E.
  2. Przygotować pożywkę zbiorczą zawierającą 1x HBSS (+wapń/+magnez/–czerwień fenolową) uzupełnioną 1% FBS, 1% HEPS i 1% penicyliny-streptomycyny.
  3. Podaniec 5 ml pożywki zbiorczej HBSS do stożkowej probówki o pojemności 15 ml.
  4. Ekstrahować gąbki PVA od myszy poddanych eutanazji, jak opisano w 2.2–2.4. Umieść gąbki w stożkowej probówce zawierającej 5 ml pożywki HBSS.
  5. Przenieś biszkopty i pożywkę HBSS do worka blendera o pojemności 80 ml, wlewając. Zawieś torbę blendera na włazie blendera łopatkowego, umieszczoną tak, aby łopatki uderzały o gąbki i media. Dostosuj ustawienia blendera łopatkowego, aby działał na wysokich obrotach przez 60 s. Naciśnij start.
  6. Przenieś pożywkę z torebki blendera z powrotem do stożkowej rurki o pojemności 15 ml za pomocą pipety, pozostawiając gąbki w torebce. Ściśnij gąbki, aby dokładnie uwolnić nośnik. Dostosuj ustawienia blendera łopatkowego, aby działał przez 30 sekund na wysokich obrotach. Dodaj 5 ml pożywki do torebki blendera i powtórz proces żołądkowania 2x, co daje w sumie trzy płukania biszkoptem.
  7. Odwirować stożkową probówkę o masie 250 x g przez 5 minut. Czerwona osadka komórek i czerwonych krwinek będzie widoczna na dnie stożkowej probówki po odwirowaniu.
  8. Odrzucić supernatant i przeprowadzić lizę krwinek czerwonych: dodać 900 μl dH2O do osadu komórek i pipetę do wymieszania. Zneutralizować za pomocą 100 μL 10x PBS. Dodać 4 ml 1x PBS do probówki, aby całkowicie zneutralizować lizę, a następnie odwirować przy 250 x g przez 5 min.
    UWAGA: Etap lizy powinien być krótki; Pozostawienie wody w kontakcie z komórkami przez dłużej niż 3-5 s może spowodować lizę krwinek innych niż czerwone.
  9. Po odwirowaniu na dnie stożkowej probówki będzie obecna osadka białych krwinek zawierająca komórki rany pozbawione czerwonych krwinek. Odrzucić supernatant i ponownie zawiesić osad komórek w żądanym podłożu w celu dalszych analiz.

4. Opcjonalna analiza metodą cytometrii przepływowej wrodzonych leukocytów wyizolowanych z ran po gąbce PVA

  1. Zawiesić 0,5–1 x 106 komórek rany w 25 μL 2x roztworu przeciwciała blokującego zawierającego 10 μg/ml przeciwciała anty-CD16/CD32 FcRγII/III rozcieńczonego w 1x PBS + 1% BSA.
    UWAGA: Wszystkie przeciwciała należy miareczkować w celu określenia optymalnych stężeń do analizy metodą cytometrii przepływowej.
  2. Inkubować komórki z przeciwciałem blokującym przez 10 minut na lodzie.
  3. Przygotować 2x główną mieszankę przeciwciał zawierającą 2,5 mg/ml PerCP-eFluor710-Ly6G, 5 mg/ml FITC-Ly6C, APC-Fire750-CD45.2, APC-R700-Siglec-F i 10 mg/ml eFluor660-F4-80 rozcieńczone w 1x PBS + 1% BSA. Bezpośrednio dodać 25 μl koktajlu przeciwciał do komórek inkubujących w przeciwciałie blokującym.
  4. Inkubować komórki przez 20 minut na lodzie, chroniąc przed światłem.
  5. Umyj komórki 2x za pomocą 1x PBS.
  6. Zrób mistrzowską mieszankę reaktywnego z aminami, utrwalanego barwnika żywotności-eFluor506 rozcieńczonego 1:1,000 w 1x PBS. Zawiesić osad komórkowy w 50 μl roztworu barwnika żywotności.
    UWAGA: Surowica musi być wyłączona z etapu utrwalającej się żywotności, ponieważ zapobiegnie to wiązaniu barwnika z białkami endogennymi. Inkubować komórki przez 20 minut na lodzie, chroniąc przed światłem.
  7. Umyj komórki 2x za pomocą 1x PBS. Zawiesić osad komórkowy w 50 μl 1% paraformaldehydu.
  8. Inkubować komórki z 1% paraformaldehydem przez 15 minut na lodzie, chroniąc przed światłem.
  9. Umyj komórki 1x za pomocą 1x PBS i ponownie zawieś osad w 1x PBS do analizy cytometrycznej przepływowej.

5. Wycięcie skóry ogona

  1. Znieczulić 8-12-tygodniowego samca myszy C57BL/6J przez dootrzewnowe wstrzyknięcie 80 mg/kg ketaminy. Podawać 40 mg/kg ksylazyny dootrzewnowo w celu znieczulenia. Potwierdź głębokość znieczulenia poprzez utratę odruchu pedałowania.
  2. Przygotuj miejsce operacji na ogonie znieczulonej myszy, używając sterylnej gazy, aby nałożyć roztwór jodu powidonu 2x, a następnie jedną aplikację 70% etanolu.
  3. Zdefiniuj przekrój o wymiarach 10 mm x 3 mm na grzbietowej powierzchni ogona, 10 mm od podstawy ogona (Rysunek 1C) za pomocą trwałego markera, aby śledzić z gotowego szablonu.
  4. Umieść znieczuloną mysz na sterylnych serwetach chirurgicznych.
  5. Do wykonywania zabiegów chirurgicznych należy nosić sterylne rękawice chirurgiczne. Sterylnym ostrzem skalpela wykonaj nacięcie o pełnej grubości wzdłuż prawej, dolnej i lewej krawędzi obszaru rany.
  6. Za pomocą sterylnych kleszczy oderwij wyciętą skórę od ogona i użyj sterylnych nożyczek chirurgicznych, aby odciąć górną krawędź obszaru rany.
  7. Uciskaj sterylną gazą, aby zatrzymać krwawienie.
  8. Nałóż folię barierową w sprayu na łożysko rany.
  9. Fotografuj rany z ustalonej odległości w regularnych odstępach czasu. Analizuj zdjęcia za pomocą analizy planimetrycznej w celu określenia pomiarów obszaru rany. Alternatywnie użyj suwmiarki, aby uzyskać pomiary długości i szerokości nawinięcia.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Systemiczna odpowiedź zapalna po implantacji gąbki PVA
Operacja implantacji gąbki PVA wywołała systemiczną odpowiedź zapalną, o czym świadczy indukcja IL-6 w osoczu 1 dzień po zranieniu (Rycina 2A). Inne cytokiny prozapalne, w tym TNF-α i IL-1β, a także szereg chemokin, w tym CCL2 i CXCL1, zostały indukowane systemicznie w ciągu pierwszych 7 dni po implantacji gąbki PVA, co zostało opisane w innych publikacjach26,30

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W artykule opisano dwa możliwe do wykonania modele ran mysich, które pozwalają na ocenę ostrej reakcji na gojenie się ran. Pierwsza metoda polega na chirurgicznym wszczepieniu gąbek PVA w grzbietową przestrzeń podskórną. Podejście to daje wyraźną przewagę nad modelami ran opartymi na biopsji w badaniu komórkowej reakcji na gojenie się ran ze względu na dużą liczbę komórek i ilość płynów z ran uzyskanych z izolowanych gąbek. Dla pomyślnego wykonania tej procedury konieczne jest utrzymanie sterylnego pola operacyjnego popr...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy chcieliby podziękować Kevinowi Carlsonowi z Brown University Flow Cytometry and Sorting Facility za konsultacje i pomoc w eksperymentach z cytometrią przepływową. Obrazy na rysunkach 1B i C zostały utworzone za pomocą BioRender. Kayla Lee i Gregory Serpa otrzymują podziękowania za pomoc fotograficzną. Prace te były wspierane przez granty z: Agencji Zaawansowanych Projektów Badawczych w Obszarze Obronności (DARPA) YFAA15 D15AP00100, Nagrody Dziekana ds. Obszarów Powstających Nowych Nauk (Brown University), Narodowego Instytutu Serca, Płuc i Krwi (NHLBI) 1R01HL126887-01A1, Narodowego Instytutu Nauk o Środowisku (NIES) T32-ES7272 (Szkolenie w Patologii Środowiskowej) oraz Brown University Research Seed Award.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
10x Sól fizjologiczna buforowana fosforanamiFisher ScientificBP3991
15 mL probówki wirówkowe, OlympusGenesee28-103
1x HBSS (+Wapń, +Magnez, – Czerwień fenolowa)ThermoFisher Scientific14025076
5ml StrzykawkaBD309646
Przeciw myszom CD45.2-APC Fire750BioLegend109852Clone 104
Przeciw myszom F4/80-eFluor660ThermoFisher Scientific50-4801-82Klon BM8
Anty-mysz Ly6C-FITCBD Biosciences553104Klon AL-21
Anty-mysz Ly6G-PerCP-eFluor710ThermoFisher Scientific46-9668-82Klon 1A8-Ly6g
Anty-mysz Siglec-F-APC-R700BD Biosciences565183Clone E50-2440
Autoclip Aplikator do nawijania ran ze stali nierdzewnejAutoclip Braintree ScientificNC9021392
Autoclip Klipsy do nawijania ran ze stali nierdzewnej, 9mmBraintree ScientificNC9334081
Torba blendera, 80 mlFisher Scientific14258201
probówka hodowlana, 16 ml, 17x100Genesee Scientific21-130
Surowica bydlęca płodu - standardThermoFisher Scientific10437028
Utrwalany barwnik żywotności eFluor506ThermoFisher Scientific65-0866-14
Roztwór Hepes, 1MGenesee Scientific25-534
Oprogramowanie ImageJNIH
Penicylina-Streptomycyna (5000 U/mL)ThermoFisher Scientific15070-063
Gąbka z polialkoholu winylowego - duży rozmiar porówIvalon/PVA Unlimitedwww.sponge-pva.com
Roztwór jodu powidonu, 10%Fisher Scientific3955-16
Folia barierowa w sprayu, Cavilon3M3346E
Stomacher 80 Biomaster, 110VSeward0080/000/AJ

Bibliografia

  1. Gottrup, F., Agren, M. S., Karlsmark, T. Models for use in wound healing research: a survey focusing on in vitro and in vivo adult soft tissue. Wound Repair and Regeneration: Official Publication of the Wound Healing Society [and] the European Tissue Repair Society. 8 (2), 83-96 (2000).
  2. Elliot, S., Wikramanayake, T. C., Jozic, I., Tomic-Canic, M. A Modeling Conundrum: Murine for Cutaneous Wound Healing. Journal of Investigative Dermatology. 138 (4), 736-740 (2018).
  3. Eming, S. A., Martin, P., Tomic-Canic, M. Wound repair and regeneration: Mechanisms, signaling, and translation. Science Translational Medicine. 6 (265), (2014).
  4. Huber-Lang, M., Lambris, J. D., Ward, P. A. Innate immune responses to trauma. Nature Immunology. 19 (4), 327-341 (2018).
  5. Novak, M. L., Koh, T. J. Phenotypic Transitions of Macrophages Orchestrate Tissue Repair. The American Journal of Pathology. 183 (5), 1352-1363 (2013).
  6. Martins-Green, M., Petreaca, M., Wang, L. Chemokines and Their Receptors Are Key Players in the Orchestra That Regulates Wound Healing. Advances in Wound Care. 2 (7), 327-347 (2013).
  7. Guerrero-Juarez, C. F., et al. Single-cell analysis reveals fibroblast heterogeneity and myeloid-derived adipocyte progenitors in murine skin wounds. Nature Communications. 10 (1), 650(2019).
  8. Shook, B. A., et al. Myofibroblast proliferation and heterogeneity are supported by macrophages during skin repair. Science. 362 (6417), 2971(2018).
  9. Davidson, J. M., et al. Accelerated wound repair, cell proliferation, and collagen accumulation are produced by a cartilage-derived growth factor. The Journal of Cell Biology. 100 (4), 1219-1227 (1985).
  10. Buckley, A., Davidson, J. M., Kamerath, C. D., Wolt, T. B., Woodward, S. C. Sustained release of epidermal growth factor accelerates wound repair. Proceedings of the National Academy of Sciences. 82 (21), 7340-7344 (1985).
  11. Peterson, J. M., Barbul, A., Breslin, R. J., Wasserkrug, H. L., Efron, G. Significance of T-lymphocytes in wound healing. Surgery. 102 (2), 300-305 (1987).
  12. Efron, J. E., Frankel, H. L., Lazarou, S. A., Wasserkrug, H. L., Barbul, A. Wound healing and T-lymphocytes. Journal of Surgical Research. 48 (5), 460-463 (1990).
  13. Schäffer, M. R., Tantry, U., Thornton, F. J., Barbul, A. Inhibition of nitric oxide synthesis in wounds: pharmacology and effect on accumulation of collagen in wounds in mice. The European Journal of Surgery = Acta Chirurgica. 165 (3), 262-267 (1999).
  14. Opalenik, S. R., Davidson, J. M. Fibroblast differentiation of bone marrow-derived cells during wound repair. FASEB Journal: Official Publication of the Federation of American Societies for Experimental Biology. 19 (11), 1561-1563 (2005).
  15. Järveläinen, H., et al. A role for decorin in cutaneous wound healing and angiogenesis. Wound Repair and Regeneration: Official Publication of the Wound Healing Society [and] the European Tissue Repair Society. 14 (4), 443-452 (2006).
  16. Luckett, L. R., Gallucci, R. M. Interleukin-6 (IL-6) modulates migration and matrix metalloproteinase function in dermal fibroblasts from IL-6KO mice. The British Journal of Dermatology. 156 (6), 1163-1171 (2007).
  17. Daniel, T., et al. Regulation of the postburn wound inflammatory response by gammadelta T-cells. Shock. 28 (3), 278-283 (2007).
  18. MacLauchlan, S., et al. Macrophage fusion, giant cell formation, and the foreign body response require matrix metalloproteinase 9. Journal of Leukocyte Biology. 85 (4), 617-626 (2009).
  19. Schwacha, M. G., Thobe, B. M., Daniel, T., Hubbard, W. J. Impact of thermal injury on wound infiltration and the dermal inflammatory response. Journal of Surgical Research. 158 (1), 112-120 (2010).
  20. Ganesh, K., et al. Prostaglandin E2 Induces Oncostatin M Expression in Human Chronic Wound Macrophages through Axl Receptor Tyrosine Kinase Pathway. The Journal of Immunology. 189 (5), 2563-2573 (2012).
  21. Deskins, D. L., et al. Human mesenchymal stromal cells: identifying assays to predict potency for therapeutic selection. Stem Cells Translational Medicine. 2 (2), 151-158 (2013).
  22. Daley, J. M., Brancato, S. K., Thomay, A. A., Reichner, J. S., Albina, J. E. The phenotype of murine wound macrophages. Journal of Leukocyte Biology. 87 (1), 59-67 (2010).
  23. Thomay, A. A., et al. Disruption of Interleukin-1 Signaling Improves the Quality of Wound Healing. The American Journal of Pathology. 174 (6), 2129-2136 (2009).
  24. Brancato, S. K., et al. Toll-like receptor 4 signaling regulates the acute local inflammatory response to injury and the fibrosis/neovascularization of sterile wounds. Wound Repair and Regeneration: Official Publication of the Wound Healing Society [and] the European Tissue Repair Society. 21 (4), 624-633 (2013).
  25. Daley, J. M., et al. Modulation of macrophage phenotype by soluble product(s) released from neutrophils. Journal of Immunology. 174 (4), 2265-2272 (2005).
  26. Crane, M. J., et al. The monocyte to macrophage transition in the murine sterile wound. PloS One. 9 (1), 86660(2014).
  27. Falanga, V., et al. Full-thickness wounding of the mouse tail as a model for delayed wound healing: accelerated wound closure in Smad3 knock-out mice. Wound Repair and Regeneration. 12 (3), 320-326 (2004).
  28. Li, J., et al. Molecular mechanisms underlying skeletal growth arrest by cutaneous scarring. Bone. 66, 223-231 (2014).
  29. Zhou, S., et al. A Novel Model for Cutaneous Wound Healing and Scarring in the Rat. Plastic and Reconstructive Surgery. 143 (2), 468-477 (2019).
  30. Crane, M. J., et al. Pulmonary influenza A virus infection leads to suppression of the innate immune response to dermal injury. PLOS Pathogens. 14 (8), 1007212(2018).
  31. Grada, A., Mervis, J., Falanga, V. Research Techniques Made Simple: Animal Models Healing. Journal of Investigative Dermatology. 138 (10), 2095-2105 (2018).
  32. Rittié, L. Cellular mechanisms of skin repair in humans and other mammals. Journal of Cell Communication and Signaling. 10 (2), 103-120 (2016).
  33. Falanga, V., et al. Autologous Bone Marrow-Derived Cultured Mesenchymal Stem Cells Delivered in a Fibrin Spray Accelerate Healing in Murine and Human Cutaneous Wounds. Tissue Engineering. 13 (6), 1299-1312 (2007).
  34. Lucas, T., et al. Differential Roles of Macrophages in Diverse Phases of Skin Repair. The Journal of Immunology. 184 (7), 3964-3977 (2010).
  35. Wang, J., et al. Visualizing the function and fate of neutrophils in sterile injury and repair. Science. 358 (6359), 111-116 (2017).
  36. Mirza, R. E., Koh, T. J. Contributions of cell subsets to cytokine production during normal and impaired wound healing. Cytokine. , 1-4 (2014).
  37. Mirza, R., DiPietro, L. A., Koh, T. J. Selective and Specific Macrophage Ablation Is Detrimental to Wound Healing in Mice. The American Journal of Pathology. 175 (6), 2454-2462 (2010).
  38. DiPietro, L. A., Burdick, M., Low, Q. E., Kunkel, S. L., Strieter, R. M. MIP-1alpha as a critical macrophage chemoattractant in murine wound repair. Journal of Clinical Investigation. 101 (8), 1693-1698 (1998).
  39. Wetzler, C., Kämpfer, H., Stallmeyer, B., Pfeilschifter, J., Frank, S. Large and Sustained Induction of Chemokines during Impaired Wound Healing in the Genetically Diabetic Mouse: Prolonged Persistence of Neutrophils and Macrophages during the Late Phase of Repair. Journal of Investigative Dermatology. 115 (2), 245-253 (2000).
  40. Kim, D. J., Mustoe, T., Clark, R. A. Cutaneous wound healing in aging small mammals: a systematic review. Wound Repair and Regeneration. 23 (3), 318-339 (2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Modele gojenia ranimplantacja g bki PVAwyci cie sk ry ogonaizolacja kom rekekstrakcja p ynuanaliza planimetrycznaanaliza histologicznakinetyka cytokinocena zamykania si ranyodpowied zapalna
Ocena ostrego gojenia się ran za pomocą grzbietowej podskórnej implantacji gąbki z polialkoholu winylowego i wycinających raki skóry ogona.
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.