Artykuł metodologiczny

Ustandaryzowany protokół testowania preferencji w celu oceny dobrostanu ryb

DOI:

10.3791/60674

⸱

22 lutego 2020

 ,  , 
1Department of Biology, Pennsylvania State University - Altoona, 2Department of Ecosystem Science & Management, Pennsylvania State University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Podstawowym aspektem oceny dobrostanu zwierząt w niewoli jest pytanie, czy zwierzęta mają to, czego chcą. W tym miejscu przedstawiamy protokół określający preferencje mieszkaniowe u danio pręgowanego (Danio rerio) w odniesieniu do obecności/braku wzbogacenia środowiska i dostępu do płynącej wody.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Techniki oceny dobrostanu zwierząt starają się uwzględnić specyficzne potrzeby i pragnienia danego zwierzęcia. Wzbogacenie (dodanie obiektów fizycznych lub osobników współplemieńców w środowisku inwentarskim) jest często sposobem na zapewnienie zwierzętom żyjącym w niewoli możliwości wyboru, z kim lub z kim lub z czym wchodzą w interakcje i jak spędzają czas. Podstawowym elementem środowiska wodnego, który jest często pomijany w niewoli, jest jednak zdolność zwierzęcia do podjęcia decyzji o zaangażowaniu się w ćwiczenia fizyczne. Dla wielu zwierząt, w tym ryb, ćwiczenia są ważnym aspektem ich historii życia i wiadomo, że mają wiele korzyści zdrowotnych, w tym pozytywne zmiany w mózgu i zachowaniu. W niniejszej pracy przedstawiono metodę oceny preferencji siedliskowych zwierząt żyjących w niewoli. Protokół można łatwo zaadaptować do różnych czynników środowiskowych (np. żwir kontra piasek jako podłoże, rośliny z tworzyw sztucznych kontra żywe rośliny, niski przepływ kontra wysoki przepływ wody) u różnych gatunków wodnych lub do stosowania z gatunkami lądowymi. Statystyczną ocenę preferencji przeprowadza się za pomocą wskaźnika preferencji Jacoba, który klasyfikuje siedliska od -1 (unikanie) do +1 (najbardziej preferowane). Dzięki tym informacjom można określić, czego chce zwierzę z punktu widzenia dobrostanu, w tym preferowaną lokalizację.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przepisy regulujące, jak zwierzęta laboratoryjne powinny być trzymane w niewoli, są wyraźne i dobrze zdefiniowane. Międzynarodowe Stowarzyszenie Oceny i Akredytacji Opieki nad Zwierzętami Laboratoryjnymi (AAALAC) nadzoruje i zarządza wszystkimi organizacjami i instytucjami, które pracują ze zwierzętami badawczymi i ma szczegółowe wytyczne dotyczące hodowli i trzymania odpowiednich dla gatunku. Na przykład Wytyczne AAALAC dotyczące trzymania i opieki nad danio pręgowanym, Danio Rerio1 "zdecydowanie zachęcają" do stosowania wzbogacania (dodawania obiektów fizycznych lub współplemieńców w środowisku inwentarskim) podczas trzymania danio pręgowanego w niewoli. W dalszej części przewodnika czytamy: "Zapewnienie sztucznych roślin lub struktur imitujących siedlisko danio pręgowanego daje zwierzętom wybór w ich środowisku".

Dowody sugerują, że wzbogacenie może stymulować wzrost nowych neuronów (neurogenezę) w obszarach mózgu zaangażowanych w przetwarzanie informacji przestrzennych2, i uważa się, że te zmiany neuronalne są związane ze zwiększoną zdolnością uczenia się3. Wpływ wzbogacenia na neurogenezę i uczenie się był szeroko badany w różnych taksonach, w tym fish4,5, birds6, reptiles7 i mammals8. Chociaż tego typu badania są ważne dla zrozumienia wpływu wzbogacania na mózg i zachowanie, nie biorą one pod uwagę konkretnych wyborów lub preferencji zwierząt w określonym środowisku w stosunku do innego.

Podstawowym pytaniem, które należy zadać przy ocenie dobrostanu zwierząt trzymanych w niewoli, jest to, czy zwierzęta mają to, czego chcą, czy nie9. Sposobem na zbadanie tego pytania, który dostarcza namacalnych dowodów, jest zapewnienie zwierzętom wyborów, które pozwolą nam zrozumieć ich subiektywne preferencje. Na przykład w dwóch badaniach sprawdzono, czy danio pręgowany preferuje dostęp do wzbogaconego czy zwykłego środowiska, przy czym oba badania wskazują na preferencję obszarów, które zawierają wzbogacenie10,11. Jednak zasugerowano również, że danio pręgowany wydaje się być obojętny na wzbogacanie środowiska12, więc odpowiedź na to pytanie nie jest oczywiście jednoznaczna. Inne zastosowanie testów preferencji związanych z dobrostanem zwierząt obejmuje próbę zrozumienia, w jaki sposób różne aspekty wzbogaconego środowiska odgrywają rolę w wyborach dokonywanych przez poszczególne zwierzęta. U samych ryb różne rodzaje wzbogacania mają różny wpływ na mózg i zachowanie, a związek ten jest dodatkowo komplikowany przez indywidualne różnice w cechach osobowości13. Co więcej, testowanie preferencji może być przydatne w badaniach porównawczych wzbogacania środowiska. Wykazano, że nawet w przypadku różnych gatunków ryb wzbogacenie ma wpływ na wiele różnych typów zachowań, w tym agresję14, boldness15, locomotion16 i podejmowanie ryzyka17.

Indeks preferencji Jacoba jest testem statystycznym, który jest często używany do ilościowego określania preferencji mieszkaniowych18. Indeks preferencji Jacoba przypisuje wartość każdemu innemu siedlisku na podstawie liczby zwierząt obecnych w każdym typie siedliska w różnych punktach czasowych, gdzie preferencja waha się od -1 (unikanie) do +1 (najbardziej preferowane). W tym miejscu opisujemy metodę wykorzystania wskaźnika preferencji Jacoba do badania preferencji mieszkaniowych ryb i posługujemy się przykładem oceny dwóch ważnych cech środowiska wodnego: 1) obecności lub braku wzbogacenia; oraz 2) przepływ wody19. Protokół można jednak łatwo zaadaptować tak, aby uwzględniał różne czynniki środowiskowe (np. żwir kontra piasek jako podłoże, rośliny z tworzyw sztucznych kontra żywe rośliny, niski i wysoki przepływ wody) w odniesieniu do różnych gatunków i krajobrazów (np. wodnych i lądowych).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obecne badanie zostało zatwierdzone i spełnia wszystkie wymagania protokołów opieki nad zwierzętami i ich użytkowania Uniwersytetu Stanowego Pensylwanii; Nr IACUC 46466.

1. Ustawienie aparatu preferencji

  1. Uzyskać zgodę Komitetu ds. Opieki nad Zwierzętami instytutu (lub równoważnej organizacji) na wszystkie procedury eksperymentalne i hodowlane z udziałem żywych zwierząt przed rozpoczęciem eksperymentu.
  2. Użyj eksperymentalnego zbiornika wykonanego z nieprzezroczystego białego plastiku. Ściany między strefami wykonane są z szarego akrylu, który jest mocowany za pomocą uszczelniacza silikonowego.
    UWAGA: Wielkość zbiornika doświadczalnego zależy od wielkości gatunku będącego przedmiotem zainteresowania i liczby wykorzystanych osobników (np. dla 8 dorosłych ryb danio pręgowanego zaleca się zbiornik o wymiarach 76 cm dł. x 76 cm szer. x 30 cm wys.).
  3. Podziel zbiornik doświadczalny na cztery strefy, które różnią się w zależności od określonych parametrów siedliska, które mają być badane. Przykłady różnych rodzajów wzbogacania, które należy zbadać, obejmują piaszczyste i skaliste podłoże, sztuczne rośliny kontra schronienia lub przepływ wody kontra obecność sztucznych roślin (Rysunek 1).
    1. Jeśli jako parametr zainteresowania używasz przepływu wody, użyj małych pomp do dostarczania strumieni wody (patrz Tabela materiałów). Ustaw pompy na wybraną prędkość tak, aby zapewniały stały i ukierunkowany przepływ wody. Wybierz żądaną prędkość w oparciu o ekologię i historię życia interesującego gatunku (np. 14 cm/s w przypadku danio pręgowanego).
  4. W środku eksperymentalnego zbiornika znajduje się centralna arena, na której dostarczane jest jedzenie (Rysunek 1). Dostęp do centralnej areny z każdej strefy odbywa się przez mały otwór w ścianach oddzielających. Otwór jest wystarczająco duży, aby interesujące go gatunki mogły bez przeszkód przemieszczać się między strefami, ale wystarczająco mały, aby zmniejszyć wszelkie wizualne sygnały, których ryby mogą doświadczyć z innych stref.
  5. Umieścić biofiltr i grzałkę w każdym rogu zbiornika, ale poza obszarem doświadczalnym, aby nie zakłócać przepływu wody i zapewnić stałą temperaturę wody we wszystkich strefach.
  6. Ustaw dodatkowe eksperymentalne zbiorniki, zgodnie z warunkami przestrzennymi. Obracaj różne strefy w każdym zbiorniku eksperymentalnym, aby ograniczyć odchylenia sekwencyjne. Upewnij się, że wszystkie zbiorniki replikowane mają jednolite warunki (ten sam poziom światła, temperatura wody itp.)
  7. Umieść kamery (patrz Tabela Materiałów) na statywach bezpośrednio nad każdym zbiornikiem eksperymentalnym, tak aby wszystkie strefy były widoczne. Unikaj obiektywów szerokokątnych i upewnij się, że na kartach pamięci jest wystarczająco dużo miejsca do nagrywania.
  8. Ustaw stopniowy (np. 1/2 h) cykl 12 L: 12 D, aby symulować wschód i zachód słońca. Utrzymywać temperaturę wody na poziomie 25 ± 1 °C.

2. Schwytanie, aklimatyzacja i procedura

  1. Trzymaj ryby w domowych zbiornikach, gdy nie są testowane. Złap wszystkie ryby testowe z ich domowych zbiorników i umieść je na środkowej arenie zbiornika eksperymentalnego (Dzień 1). Zminimalizuj czas rejestrowania, aby zmniejszyć stres (np. mniej niż 30 s).
    UWAGA: Alternatywną procedurą przenoszenia ryb z ich zbiornika macierzystego do zbiornika eksperymentalnego, która może zminimalizować stres, jest transport ryb w zlewce z wodą w zbiorniku.
  2. Utrzymuj liczbę i płeć ryb w każdym zbiorniku doświadczalnym na stałym poziomie we wszystkich powtórzonych zbiornikach i wybieraj na podstawie wielkości gatunku i ekologii.
  3. W dniach 1-4 ryby spędzają czas na aklimatyzacji i eksploracji różnych stref. W tych dniach nie zbieraj danych.
    UWAGA: Wydłuż lub zmniejsz liczbę dni na aklimatyzację w zależności od konkretnego protokołu eksperymentalnego. Okres aklimatyzacji powinien być jednak wystarczający, aby zminimalizować skutki obchodzenia się z rybami, a także przyzwyczaić je do żerowania w aparacie.
  4. W okresie aklimatyzacji należy ściśle monitorować jakość wody, przeprowadzając regularne testy jakości wody (np. poziom pH, azotanów lub azotynów) i wymieniać wodę w przypadku wykrycia jakichkolwiek problemów (patrz Tabela materiałów).
  5. Nakarm ryby w postaci płatków pokarmowych (patrz Tabela materiałów) na arenie centralnej za pomocą pływającego pierścienia pokarmowego (patrz Tabela materiałów) przymocowanego do ściany areny centralnej na powierzchni wody. Pierścień pokarmowy zapewnia, że cząsteczki jedzenia pozostają w centralnej arenie i nie wykazują odchyleń do stref z powodu dryfowania żywności.
  6. Daj rybie 5 godzin na karmienie ad libitum przed usunięciem resztek pokarmu ze zbiornika doświadczalnego za pomocą siatki zanurzeniowej. Karm ryby raz rano i raz po południu.
  7. Oceń zachowania w dniach 5–7. Włącz kamery i rejestruj zachowania ryb przez 2 godziny po każdym zaplanowanym porannym i popołudniowym karmieniu. W dniu 8 usuń wszystkie ryby z eksperymentalnych zbiorników za pomocą siatki zanurzeniowej i umieść je z powrotem w ich domowych zbiornikach.
  8. W zależności od tego, ile wody w zbiorniku ściekowym jest dostępne, zastąp co najmniej 1/3 wody w zbiorniku doświadczalnym świeżą wodą ze studzienki, aby zmniejszyć wpływ hormonów stresu na ryby w kolejnych powtórzeniach.
  9. Ustaw zbiorniki eksperymentalne zgodnie z harmonogramem rotacji stref na ten tydzień. Obracanie stref zmniejsza prawdopodobieństwo wystąpienia jakichkolwiek uprzedzeń behawioralnych w wyniku umieszczenia dowolnej strefy względem siebie. Następnie ponownie rozpocznij proces testowania z nową partią ryb.

3. Pomiary i analiza danych

  1. Pobierz filmy na komputer pod koniec każdego dnia nagrywania. Dzięki temu na karcie pamięci jest miejsce przed każdym użyciem.
  2. Użyj oprogramowania wideo (patrz tabela materiałów), aby określić ilościowo preferencje strefowe. Ręcznie policz liczbę ryb w każdej strefie w odstępach 5-minutowych w każdym 2-godzinnym okresie rejestracji (w tych liczeniach uwzględnij arenę centralną). Określ płeć ryby podczas analizy, jeśli na podstawie materiału wideo możliwe jest rozróżnienie między samcami i samicami.
  3. Aby przeanalizować preferencje siedliskowe, oblicz średnią liczbę ryb w strefie dla każdego zbiornika repliki (tj. uśrednij wszystkie dane z 3 dni). Aby uzyskać wynik preferencji dla użycia struktury, oblicz indeks preferencji Jacobsa15 as

    J = (rx − p)/[(rx + p) – 2*rx*p]

    gdzie x jest strefą zainteresowania, rx jest stosunkiem ryb w strefie x do całkowitej liczby ryb we wszystkich strefach, a p jest dostępną proporcją wszystkich stref w zbiorniku doświadczalnym. Indeks mieści się w zakresie od +1 dla maksymalnej preferencji i -1 dla maksymalnego unikania.
  4. W celu określenia, czy zaszły jakiekolwiek zmiany w szybkości, z jaką ryby przełączają się między strefami w okresie obserwacji, należy obliczyć szybkość przełączania, rsr, w ciągu pierwszych i ostatnich 5 minut każdego okresu obserwacji, gdzie rsr jest liczbą wejść ryb do każdej strefy z areny centralnej, podzieloną przez całkowitą liczbę ryb.
  5. Załóżmy, że ryba weszła do strefy, gdy całe ciało ryby przechodzi przez otwór oddzielający te strefy. Obliczyć początkową i końcową średnią szybkość przełączania dla każdego zbiornika repliki. Przeprowadź wszystkie obserwacje behawioralne przez tego samego eksperymentatora, aby zmniejszyć wszelkie błędy obserwacyjne eksperymentatora.
  6. Korzystając z oprogramowania statystycznego (patrz tabela materiałów), należy przeprowadzić odpowiednie analizy statystyczne. Sugerowane analizy obejmują jednoczynnikową ANOVA, z indeksem preferencji jako zmienną zależną i strefą jako zmienną predyktora, oraz sparowany test t na początkowym i końcowym średnim tempie przełączania dla każdego zbiornika.
  7. Zastosuj test post hoc wielokrotnego porównania Tukeya, aby dokładniej zbadać porównania stref, w których każda strefa jest porównywana ze sobą. Bardziej złożona analiza statystyczna obejmuje modele mieszane, które oceniają efekty czasowe, efekty areny, efekty seksualne, a nawet indywidualne różnice w zachowaniu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Użyliśmy testu preferencji, aby zbadać preferencje mieszkaniowe u danio pręgowanego, mając do wyboru różne urozmaicenie, w tym 1) rośliny z tworzywa sztucznego i piaszczyste podłoże; oraz 2) przepływ wody. Były one podzielone na cztery strefy: (i) Tylko Wzbogacone; (ii) Tylko przepływ; (iii) Wzbogacone i Przepływowe; (iv) Równina; oraz centralna arena, do której dostarczano jedzenie19. Danio pręgowany wykazywał najwyższą preferencję dla strefy wzbogaconej i przepływowej, która znacznie różniła się...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj przedstawiamy projekt eksperymentalny, który pozwala nam zbadać preferencje ryb dla różnych typów siedlisk. Niektóre krytyczne kroki, które są ważne w testowaniu preferencji, obejmują: 1) zapewnienie utrzymania jednolitych warunków w różnych powtórzeniach (np. zewnętrzne odgłosy lub ruch, eksperymentator, skład chemiczny wody, poziomy światła); 2) zapewnienie, że strefy są rotowane między powtórzeniami i znaczna ilość wody jest zastępowana słodką wodą z miski olejowej między badaniami w celu zmniejszenia odchyleń; ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez Research Collaboration Fellowship i Huck Institute na Uniwersytecie Stanowym Pensylwanii, a także USDA AES 4558. Badania były zgodne ze wszystkimi wymogami protokołów opieki nad zwierzętami i użytkowania Uniwersytetu Stanowego Pensylwanii; Nr IACUC 46466.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Sztuczne rośliny akwarioweSmarlinB07PDZQ5M5
Sztuczne wodorosty Rośliny wodne do akwariumMyLifeUNITPT16L212
Zbiorniki eksperymentalneUnited State Plastic Corporation6106
Pływający pierścień spożywczySunGrowB07M6VWH9V
PrzepływomierzYSIBA1100
Grzałka termostatu akwariowego JagerEhiem3619090
Master Zestaw do badania jakości wodyAPI34
SPSS Statystyki dla MacintoshIBMWersja 25.0
Pompa zatapialna, SL-SonglongSL-381
TetraMin Płatki tropikalneTetra16106
Narożny filtr biologiczny z potrójnym przepływemLee's13405
Kamera wideoColemanTrekHD CVW16HD
Windows Media Player (oprogramowanie wideo)MicrosoftWindows Media Player 12

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Reed, B., Jennings, M. Guidance on the housing and care of zebrafish, Danio rerio. AAALAC International. , 36(2010).
  2. van Praag, H., Kempermann, G., Gage, F. H. Neural consequences of environmental enrichment. Nature Reviews Neuroscience. 1, 191-198 (2000).
  3. Oomen, C. A., Berkinschtein, P., Kent, B. A., Sakisda, L. M., Bussey, T. J. Adult hippocampal neurogenesis and its role in cognition. Wiley Interdisciplinary Reviews - Cognitive Science. 5 (5), 573-587 (2014).
  4. DePasquale, C., Neuberger, T., Hirrlinger, A. M., Braithwaite, V. A. The influence of complex and threatening environments in early life on brain size and behaviour. Proceeedings of the Royal Society B: Biological Sciences. 283 (1823), 1-8 (2016).
  5. Salvanes, A. G. V., et al. Environmental enrichment promotes neural plasticity and cognitive ability in fish. Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences. 280, 1-7 (2013).
  6. Barnea, A., Pravosudov, V. V. Birds as a model to study adult neurogenesis: bridging evolutionary, comparative and neuroethological approaches. European Journal of Neuroscience. 34 (6), 884-907 (2011).
  7. LaDage, L. D., et al. Interaction between territoriality, spatial environment, and hippocampal neurogenesis in male side-blotched lizards. Behavioral Neuroscience. 127 (4), 555-565 (2013).
  8. Kempermann, G. Why New Neurons? Possible Functions for Adult Hippocampal Neurogenesis. Journal of Neuroscience. 22 (3), 635-638 (2002).
  9. Dawkins, M. S. Using behaviour to assess animal welfare. Animal Welfare. 13, 3-7 (2004).
  10. Kistler, C., Hegglin, D., Würbel, H., König, B. Preference for structured environment in zebrafish (Danio rerio) and checker barbs (Puntius oligolepis). Applied Animal Behaviour Science. 135, 318-327 (2011).
  11. Schroeder, P., Jones, S., Young, I. S., Sneddon, L. U. What do zebrafish want? Impact of social grouping, dominance and gender on preference for enrichment. Laboratory Animals. 48 (4), 328-337 (2014).
  12. Matthews, M., Trevarrow, B., Matthews, J. A virtual guide for zebrafish users. Lab Animal. 31 (3), 34-40 (2002).
  13. Näslund, J., Johnsson, J. I. Environmental enrichment for fish in captive environments: Effects of physical structures and substrates. Fish and Fisheries. 17 (1), 1-30 (2016).
  14. Oliveira, K. V., Barreto, R. E. Environmental enrichment reduces aggression of pearl cichlid, Geophagus brasiliensis, during resident-intruder interactions. Neotropical Ichthyology. 8 (2), 329-332 (2010).
  15. Brydges, N. M., Braithwaite, V. A. Does environmental enrichment affect the behaviour of fish commonly used in laboratory work. Animal Behaviour Science. 118, 137-143 (2009).
  16. Ahlbeck Bergendahl, I., Miller, S., Depasquale, C., Giralico, L., Braithwaite, V. A. Becoming a better swimmer: structural complexity enhances agility in a captive-reared fish. Journal of Fish Biology. 90 (3), 1112-1117 (2017).
  17. Roberts, L. J., Taylor, J., de Leaniz, C. G. Environmental enrichment reduces maladaptive risk-taking behavior in salmon reared for conservation. Biological Conservation. 144 (7), 1972-1979 (2011).
  18. Jacobs, J. Quantitative measurement of food selection. Oecologia. 14, 413-417 (1974).
  19. DePasquale, C., Fettrow, S., Sturgill, J., Braithwaite, V. A. The impact of flow and physical enrichment on preferences in zebrafish. Applied Animal Behaviour Science. 215, 77-81 (2019).
  20. Bekoff, M. Encyclopedia of Animal Rights and Animal Welfare, 2nd edition. , Greenwood Press. Santa Barbara, CA. 53(2009).
  21. Fraser, D., Nicol, C. J. Preference and motivation research. Animal Welfare. , 183-199 (2011).
  22. Franks, B. What do animals want. Animal Welfare. 28, 1-10 (2019).
  23. Blaser, R. E., Rosemberg, D. B. Measures of anxiety in zebrafish (Danio rerio): dissociation of black/white preference and novel tank test. PLoS One. 7 (5), 1-8 (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Fish Welfare AssessmentHabitat Preference TestingJacobs Preference IndexPreference Apparatus SetupEnvironmental Enrichment StudyVideo Behavior AnalysisWater Flow TestingZone Switch RateStatistical Analysis ANOVAExperimental Tank Design

Powiązane artykuły