Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Standaryzowany model migotania komór i zaawansowanych zabiegów resuscytacji serca u świń

7.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/60707

⸱

30 stycznia 2020

 ,  ,  ,  , 
1Department of Anesthesiology, University Medical Center of the Johannes Gutenberg-University

W tym artykule

Podsumowanie

Resuscytacja krążeniowo-oddechowa i defibrylacja są jedynymi skutecznymi opcjami terapeutycznymi podczas zatrzymania krążenia spowodowanego migotaniem komór. Model ten przedstawia ustandaryzowany schemat wywoływania, oceny i leczenia tego stanu fizjologicznego w modelu świniowym, zapewniając w ten sposób podejście kliniczne z różnymi możliwościami gromadzenia i analizy danych.

Streszczenie

Resuscytacja krążeniowo-oddechowa po zatrzymaniu krążenia, niezależnie od jej pochodzenia, jest regularnie spotykanym przypadkiem medycznym w szpitalach, jak również w warunkach przedklinicznych. Prospektywne badania z randomizacją na ludziach są trudne do zaprojektowania i etycznie niejednoznaczne, co skutkuje brakiem terapii opartych na dowodach. Model przedstawiony w niniejszym raporcie reprezentuje jedną z najczęstszych przyczyn zatrzymania krążenia, migotanie komór, w znormalizowanym otoczeniu w dużym modelu zwierzęcym. Pozwala to na powtarzalne obserwacje i różne interwencje terapeutyczne w klinicznie dokładnych warunkach, ułatwiając w ten sposób generowanie lepszych dowodów i ostatecznie potencjał lepszego leczenia.

Wprowadzenie

Zatrzymanie krążenia i resuscytacja krążeniowo-oddechowa (CPR) są regularnie spotykane w nagłych przypadkach medycznych na oddziałach szpitalnych, jak również w scenariuszach przedklinicznych nagłych wypadków1,2. Chociaż podjęto szeroko zakrojone wysiłki w celu scharakteryzowania optymalnego leczenia w tej sytuacji3,4,5,6, międzynarodowe wytyczne i zalecenia ekspertów (np. ERC i ILCOR) zwykle opierają się na dowodach niskiej jakości ze względu na brak prospektywnych badań randomizowanych3,4,5,7,8,9. Wynika to po części z oczywistych zastrzeżeń etycznych dotyczących randomizowanych protokołów resuscytacji w badaniach klinicznych na ludziach10. Może to jednak również wskazywać na brak ścisłego przestrzegania protokołu w obliczu sytuacji zagrażającej życiu i stresującej11,12. Protokół przedstawiony w tym raporcie ma na celu zapewnienie ustandaryzowanego modelu resuscytacji w realistycznych warunkach klinicznych, który generuje cenne, prospektywne dane, a jednocześnie jest tak ważny i dokładny, jak to tylko możliwe, bez konieczności angażowania ludzi. Jest zgodny z powszechnymi wytycznymi dotyczącymi resuscytacji, może być łatwo stosowany i umożliwia badaczom badanie i charakteryzowanie różnych aspektów i interwencji w krytycznym, ale kontrolowanym otoczeniu. Doprowadzi to do 1) lepszego zrozumienia mechanizmów patologicznych leżących u podstaw zatrzymania krążenia i migotania komór oraz 2) wyższej jakości danych naukowych w celu optymalizacji opcji leczenia i zwiększenia wskaźników przeżycia.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Eksperymenty w tym protokole zostały zatwierdzone przez Państwowy i Instytucjonalny Komitet Opieki nad Zwierzętami (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz, Koblencja, Niemcy; Przewodnicząca: dr Silvia Eisch-Wolf; nr homologacji G16-1-042). Eksperymenty zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi ARRIVE. W protokole uwzględniono siedem znieczulonych samców świń (sus scrofa domestica) o średniej wadze 30 ± 2 kg i wieku 12-16 tygodni.

1. Anestezjologia, intubacja i wentylacja mechaniczna13,14

  1. Utrzymuj zwierzęta w ich normalnym środowisku tak długo, jak to możliwe, aby zminimalizować stres. Wstrzymaj się z jedzeniem na 6 godzin przed planowanym eksperymentem, aby zmniejszyć ryzyko zachłyśnięcia, ale nie odmawiaj dostępu do wody.
  2. Spokojne świnie z połączonym wstrzyknięciem ketaminy (4 mg/kg) i azaperonu (8 mg/kg) w szyję lub mięsień pośladkowy za pomocą igły (20 G) do wstrzykiwań domięśniowych. Pozostaw zwierzęta w spokoju w ich stajniach do czasu ustąpienia (15-20 min).
    UWAGA: Rękawiczki są absolutnie niezbędne podczas pracy ze zwierzętami.
  3. Przetransportować zwierzęta z poddanymi sedacji do laboratorium. Czas transportu nie powinien przekraczać efektywnego czasu sedacji (tutaj 30-60 min).
  4. Monitoruj obwodowe nasycenie tlenem (SpO2) za pomocą czujnika przypiętego do ogona lub ucha.
  5. Zdezynfekować skórę alkoholowym środkiem dezynfekującym przed wprowadzeniem cewnika do żył obwodowych (20 G) do żyły usznej. Spryskaj obszar, wytrzyj 1x, spryskaj ponownie i pozostaw środek dezynfekujący do wyschnięcia.
  6. Środek przeciwbólowy należy podawać w postaci dożylnego wstrzyknięcia fentanylu (4 μg/kg). Wywołać znieczulenie za pomocą dożylnego wstrzyknięcia propofolu (3 mg/kg)
  7. Ułóż świnię w pozycji leżącej na noszach z materacem próżniowym i przymocuj ją bandażami. Zastosować środek zwiotczający mięśnie poprzez dożylne wstrzyknięcie atrakurium (0,5 mg/kg)
  8. Wentylację nieinwazyjną należy rozpocząć bezpośrednio za pomocą maski wentylacyjnej dla psa (rozmiar 2). Parametry wentylacji są następujące: FiO2 (wdechowa frakcja tlenu) = 100%, częstość oddechów = 18-20 oddechów/min, szczytowe ciśnienie wdechowe = <20 cmH20, PEEP (dodatnie ciśnienie końcowo-wydechowe) = 5 cmH20.
  9. Utrzymuj znieczulenie poprzez ciągły wlew fentanylu (0,1-0,2 mg kg-1 h-1) i propofolu (8-12 mg kg-1 h-1). Rozpocząć ciągły wlew zbilansowanego roztworu elektrolitów (5 ml kg-1 h-1).
  10. Zabezpiecz drogi oddechowe poprzez intubację za pomocą wspólnej rurki dotchawiczej (ID 6-7) i wprowadzacza. Użyj zwykłego laryngoskopu z ostrzem Macintosh (rozmiar 4). Do tego kroku potrzebne są dwie osoby.
    1. Upewnij się, że jedna osoba przymocuje język na zewnątrz kawałkiem chusteczki i otworzy pysk drugą ręką.
      1. Upewnij się, że druga osoba wykonuje laryngoskopię krtani świni. Kiedy nagłośnia pojawi się w polu widzenia, przesuń laryngoskop brzusznie. Nagłośnia powinna zostać podniesiona do góry, a struny głosowe będą widoczne.
        UWAGA: Jeśli nagłośnia nie porusza się brzusznie, przyklei się do miękkiego podniebienia i może zostać zmobilizowana przez końcówkę rurki.
  11. Ostrożnie przesuń rurkę przez struny głosowe.
    UWAGA: Najwęższy punkt tchawicy nie znajduje się na poziomie strun głosowych, ale jest podgłośniowy. Jeśli włożenie rurki nie jest możliwe, spróbuj obrócić rurkę zgodnie z ruchem wskazówek zegara lub użyj mniejszej rurki.
  12. Wyciągnij wprowadzacz z tuby. Użyj strzykawki o pojemności 10 ml, aby zatkać mankiet 10 ml powietrza. Kontroluj ciśnienie mankietu za pomocą menedżera mankietu (30 cmH2O).
  13. Wentylację mechaniczną należy rozpocząć po połączeniu rurki z wentylatorem (PEEP = 5 cmH2O, objętość oddechowa = 8 ml / kg, FiO2 = 0,4, I:E [stosunek wdechu do wydechu] = 1:2, częstość oddechów = zmienna, aby osiągnąć końcowy oddech CO2 wynoszący <6 kPa, zwykle 20-30/min). Upewnij się, że pozycja rurki jest prawidłowa poprzez regularne i okresowe wydychanie dwutlenku węgla za pomocą kapnografii.
  14. Sprawdź dwustronną wentylację przez osłuchiwanie.
    UWAGA: W przypadku nieprawidłowego umieszczenia rurki, wypełniony powietrzem żołądek szybko tworzy wyraźnie widoczne wybrzuszenie przez ścianę brzucha. W takim przypadku konieczna jest natychmiastowa wymiana rurki i wprowadzenie sondy żołądkowej. Jeśli intubacja się nie powiedzie, przełącz się z powrotem na wentylację maski i spróbuj użyć mniejszej rurki lub lepszego ułożenia pyska.
  15. Umieść sondę żołądkową w żołądku, aby uniknąć refluksu i wymiotów u dwóch osób.
    1. Przymocuj język na zewnątrz kawałkiem chusteczki i otwórz pysk drugą ręką.
      1. Upewnij się, że druga osoba wykonuje laryngoskopię krtani świni, a następnie uwidacznia przełyk. Wepchnij rurkę żołądkową do przełyku za pomocą kleszczy Magilla, aż płyn żołądkowy zostanie spuszczony.
        UWAGA: Wizualizacja może być trudna. W takim przypadku podnieś rurkę z laryngoskopem brzusznie, aby otworzyć przełyk.

2. Oprzyrządowanie

  1. Użyj bandaży, aby odciągnąć tylne nogi, aby wygładzić fałdy w okolicy kości udowej w celu cewnikowania naczyń.
  2. Przygotuj następujące materiały: strzykawki (5 ml, 10 ml i 50 ml), igła Seldingera, osłonki wprowadzające (6 Fr, 8 Fr, 8 Fr), prowadniki do osłonek, cewnik do żyły centralnej z trzema portami (7 Fr, 30 cm) z prowadnikiem, monitor rzutu serca (tabela materiałów) i cewnik (5 Fr, 20 cm).
  3. Zdezynfekować okolicę pachwinową (patrz krok 1.6). Powtórz ten proces 2x.
  4. Napełnij wszystkie cewniki roztworem soli fizjologicznej. Nałóż żel ultradźwiękowy na sondę ultradźwiękową. Przykryj okolicę pachwinową sterylną zasłoną z okienkami.
  5. Zeskanuj prawe naczynia udowe za pomocą ultradźwięków i użyj techniki dopplerowskiej, aby zidentyfikować tętnicę i żyłę15. Wizualizuj osiowo prawą tętnicę udową. Przełącz się na widok wzdłużny tętnicy, obracając sondę o 90°.
  6. Nakłuć prawą tętnicę udową pod wizualizacją USG igłą Seldinger w stałym zasysaniu za pomocą strzykawki 5 ml.
    UWAGA: Naszym zdaniem technika Seldingera pod kontrolą USG wiąże się ze znacznie mniejszą utratą krwi i urazem tkanek niż inne metody dostępu naczyniowego.
  7. Potwierdź żądaną pozycję igły, obserwując jaskrawoczerwoną pulsującą krew. Odłączyć strzykawkę i szybko wprowadzić prowadnik do prawej tętnicy udowej.
  8. Wizualizuj oś podłużną prawej żyły udowej. Wprowadzić igłę Seldinger pod stałą aspiracją za pomocą strzykawki o pojemności 5 ml. Odessać ciemnoczerwoną, niepulsującą krew żylną.
    UWAGA: Jeśli nie można wizualnie potwierdzić prawidłowego położenia igły w różnych naczyniach, należy pobrać próbki krwi i przeanalizować zawartość gazometrii krwi. Wysoki poziom tlenu jest dobrym znakiem dla krwi tętniczej, podczas gdy niskie wysycenie tlenem wskazuje na pozycję dożylną.
  9. Wprowadzić prowadnik cewnika do żyły centralnej do prawej żyły udowej po odłączeniu strzykawki. Wycofać igłę Seldingera.
  10. Wizualizuj oba prawe naczynia za pomocą ultradźwięków, aby kontrolować prawidłowe położenie drutu. Wsuń osłonę wprowadzającą tętnicę (6 Fr) przez prowadnik do prawej tętnicy i zabezpiecz pozycję za pomocą aspiracji krwi.
    UWAGA: Umieszczenie osłonki przez skórę może być trudne. Pomocne może być wykonanie małego nacięcia wzdłuż drutu, aby ułatwić lepsze umieszczenie.
  11. Użyj techniki Seldingera, aby umieścić centralną linię żylną w prawej żyle udowej. Zassać wszystkie porty i przepłukać je roztworem soli fizjologicznej.
  12. Wykonaj tę samą procedurę po lewej stronie pachwinowej, aby wprowadzić inne osłonki wprowadzające w technice Seldingera do lewej tętnicy udowej (8 Fr) i żyły udowej (8 Fr).
  13. Połączyć prawą osłonkę wprowadzającą tętnicę i cewnik do żyły centralnej za pomocą dwóch systemów przetworników do pomiaru hemodynamiki inwazyjnej. Umieść oba przetworniki na poziomie serca.
  14. Przełącz kurki odcinające obu przetworników na atmosferę, aby skalibrować system do zera.
    UWAGA: Konieczne jest unikanie pęcherzyków powietrza i plam krwi w systemie, aby wygenerować wiarygodne wartości.
  15. Zamień wszystkie napary w celu utrzymania znieczulenia z żyły obwodowej na centralną linię żylną. Należy przyjąć wartości wyjściowe (hemodynamika, spirometria i inne dane wyjściowe z monitora pracy serca; patrz punkt 3) po 15 minutach rekonwalescencji.
  16. Zainicjować migotanie komór (patrz punkt 4).

3. Kontur tętna rzutu serca

  1. Wprowadzić przezpłucny cewnik termorozcieńczalny do prawej osłonki wprowadzającej tętnicę.
    UWAGA: W medycynie klinicznej cewniki termorozcieńczalne są umieszczane bezpośrednio za pomocą techniki Seldingera. Możliwe jest jednak również umieszczenie za pomocą osłony wprowadzającej. W proponowanym protokole osłonki są umieszczane jako standaryzowany dostęp naczyniowy w celu uzyskania maksymalnej elastyczności oprzyrządowania podczas różnych eksperymentów.
  2. Połącz cewnik z przewodem tętniczym systemu monitorowania pracy serca. Przełączyć głowicę tętniczą bezpośrednio z portem monitora pracy serca i ponownie skalibrować zgodnie z opisem w kroku 2.14. Połączyć żylną jednostkę pomiarową systemu monitorowania pracy serca z osłonką wprowadzającą do lewej żyły.
    UWAGA: Konieczne jest połączenie sond żylnych i tętniczych tak daleko od siebie, jak to możliwe; W przeciwnym razie pomiar zostanie zakłócony, ponieważ podanie zimnej wody do układu żylnego wpłynie na pomiar tętniczy. Więcej szczegółów na temat PiCCO2 podano wcześniej16.
  3. Włącz system monitorowania pracy serca. Upewnij się, że mierzony jest nowy pacjent. Wprowadź rozmiar i wagę.
  4. Zmień kategorię na osoby dorosłe. Wprowadź nazwę i identyfikator protokołu. Kliknij Wyjdź.
  5. Ustawić objętość wstrzyknięcia na 10 ml.
    UWAGA: Objętość wybranego roztworu do wstrzykiwań można zmienić w oprogramowaniu. Większa objętość sprawia, że zmierzone wartości są bardziej miarodajne. Do tego eksperymentu wybrano małą objętość, aby uniknąć jakichkolwiek efektów hemodilucji.
  6. Wejdź do centralnego ciśnienia żylnego.
  7. Otwórz trójdrogowy kran odcinający do atmosfery.
  8. Kliknij Zero, aby skalibrować system. Kliknij Wyjdź.
  9. Skalibruj ciągły pomiar rzutu serca.
    1. Kliknij TD (termorozcieńczenie). Przygotować roztwór soli fizjologicznej o temperaturze 4 °C w strzykawce o pojemności 10 ml. Kliknij Start.
    2. Szybko i stabilnie wstrzyknąć 10 ml zimnego roztworu soli fizjologicznej do żylnego urządzenia pomiarowego. Poczekaj, aż pomiar zostanie zakończony, a system poprosi o powtórzenie.
    3. Powtarzaj poprzedni krok, aż zostaną zakończone trzy pomiary. System obliczy średnią wszystkich parametrów. Kliknij Exit.
      UWAGA: Pomiary rozpoczną się natychmiast po zakończeniu kalibracji. Chociaż pomiary rzutu serca podczas resuscytacji krążeniowo-oddechowej nie są wykonywane regularnie, wiarygodne wyniki udało się potwierdzić po odpowiedniej kalibracji17,18.

4. Migotanie komór i resuscytacja mechaniczna

  1. Umieść elektrody plastra defibrylatora w pozycji przednio-tylnej na tułowiu. Elektroda tylna powinna być umieszczona na środku lewego półprzewodnika.
    UWAGA: Użyj maszynki do golenia, aby usunąć nadmiar włosów i brudu, aby ułatwić optymalne przewodzenie.
  2. Podłącz elektrody do defibrylatora i wykonaj pomiar EKG.
  3. Unieruchom świnię w materacu próżniowym. Opróżnij materac, aby zapobiec niepożądanym ruchom podczas resuscytacji krążeniowo-oddechowej. Kontroluj unieruchomienie kończyn.
  4. Umieść urządzenie uciskowe do klatki piersiowej (tutaj LUCAS-2) wokół klatki piersiowej i pod materacem próżniowym zgodnie z zaleceniami producenta. Wyreguluj podkładkę dociskową do dolnej jednej trzeciej mostka w pozycji środkowej.
  5. Włącz urządzenie uciskowe do klatki piersiowej (przycisk "zasilanie") i opuść podkładkę uciskową do poziomu skóry. Ustaw częstotliwość kompresji na 100/min, jeśli nie określono inaczej w protokole. Naciśnij przycisk Pauza, aby przygotować urządzenie uciskowe do uciskania klatki piersiowej.
  6. Wprowadzić cewnik do migotania/stymulacji do lewej żyły udowej przez osłonkę dożylną.
  7. Napompuj mankiet cewnika 1-2 ml powietrza. Powoli popchnij napompowany mankiet dalej, aż znajdzie się obok prawego przedsionka (zwykle w odległości około 50 cm).
  8. Podłącz elektrody cewnika do odpowiedniego oscyloskopu/generatora funkcyjnego. Dostosuj parametry migotania do żądanych wartości (w tym przypadku prąd 13,8 V o częstotliwościach w zakresie 50-200 Hz).
  9. Włącz generator i monitoruj zmiany EKG. Powoli przesuwaj cewnik do przodu, aż będzie można wykryć arytmie w EKG.
    UWAGA: Nie dopuścić do tego, aby oddzielne elektrody na końcu cewnika stykały się z ludzką skórą lub ze sobą nawzajem, aby zapobiec zwarciom i sytuacjom potencjalnie zagrażającym życiu.
  10. Ostrożnie zmieniaj położenie cewnika, aż do wykrycia migotania komór.
    UWAGA: Natychmiastowe wywołanie migotania może być trudne. Jeśli zostanie osiągnięta pozycja, w której można zobaczyć efekty EKG, czasami pomocna może być zmiana częstotliwości lub wielokrotne włączanie i wyłączanie generatora.
  11. Po potwierdzeniu migotania komór wyłącz generator, opróżnij balon i wyjmij cewnik do migotania. Utrzymuj migotanie z wentylacją lub bez niej tak długo, jak jest to wymagane.
  12. Rozpocznij mechaniczne uciśnięcia klatki piersiowej, naciskając przycisk Play na urządzeniu uciskowym. Aby przerwać uciskanie klatki piersiowej, naciśnij przycisk Pauza na urządzeniu uciskowym.
  13. Analizuj wzorce EKG. Jeśli migotanie komór utrzymuje się, przygotuj defibrylację.
    1. Wejdź w tryb ręczny w menu defibrylatora. Dostosuj energię do 200 J dwufazowej.
    2. Naciśnij przycisk Załaduj. Poczekaj, aż włączy się sygnał dźwiękowy, aby wskazać przygotowaną wartość wstrząsu. Zainicjuj porażenie prądem.
      UWAGA: Tylko doświadczeni użytkownicy powinni obsługiwać defibrylatory i cewniki do migotania. Nie należy inicjować wstrząsów, jeśli istnieją jakiekolwiek przesłanki wskazujące na wadliwe lub zużyte materiały. Rozpoczęcie porażenia prądem elektrycznym musi być zawsze wyraźnie słyszalne dla każdej osoby w pomieszczeniu, a osoba uruchamiająca defibrylację jest odpowiedzialna za upewnienie się, że nikt nie dotyka zwierzęcia lub noszy przed uwolnieniem wstrząsu.
      UWAGA: W tym przypadku zastosowano protokół resuscytacji oparty na wytycznych (tj. 2 minuty uciskania klatki piersiowej, ocena EKG, wstrząs, 2 minuty uciśnięcia klatki piersiowej, podawanie adrenaliny itp.). Aby uzyskać więcej informacji, zapoznaj się z wytycznymi4.
  14. W przypadku powrotu krążenia spontanicznego (ROSC) należy przerwać uciskanie klatki piersiowej, kontynuować wentylację i stosować monitorowanie tak szeroko i tak długo, jak jest to konieczne.
    UWAGA: Podanie leku znieczulającego może, ale nie musi, zostać przerwane podczas resuscytacji krążeniowo-oddechowej, w zależności od protokołu. W przypadku przerwania sedacji, infuzję należy wznowić po potwierdzeniu ROSC.
  15. Zaleca się podejście ukierunkowane na cel w zakresie podawania płynów i katecholam, a także standaryzowane ustawienia oddychania i wentylacji, aby zapobiec pogorszeniu układu krążeniowo-oddechowego w fazie ROSC, prowadzącym do niepowodzenia eksperymentu.

5. Zakończenie eksperymentu i eutanazja (w przypadku ROSC)

  1. Wstrzyknąć 0,5 mg fentanylu do centralnej linii żylnej. Odczekaj 5 min. Wstrzyknąć 200 mg propofolu do centralnej linii żylnej.
  2. Poddaj zwierzę eutanazji za pomocą zastrzyku chlorku potasu o wielkości 40 mmol.
  3. W razie potrzeby należy przeprowadzić usunięcie/utrwalenie narządu lub analizę.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

U siedmiu świń wywołano zatrzymanie krążenia. Powrót spontanicznego krążenia po RKO osiągnięto u czterech świń (57%) przy średnio 3 ± 1 dwufazowych defibrylacjach. Zdrowe i odpowiednio znieczulone świnie powinny pozostawać w pozycji na plecach, bez dreszczy i oznak pobudzenia przez cały czas trwania eksperymentu. Średnie ciśnienie tętnicze nie powinno spaść poniżej 50 mmHg przed rozpoczęciem migotania18. Dla uzyskania optymalnych wyników można przeprowadzić analizę...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Niektóre główne problemy techniczne dotyczące znieczulenia w modelu świńskim zostały już wcześniej opisane przez naszą grupę13,14. Należą do nich ścisłe unikanie stresu i niepotrzebnego bólu u zwierząt, możliwe problemy anatomiczne podczas udrażniania dróg oddechowych oraz szczególne wymagania dotyczące personelu19.

Ponadto korzyści płynące z cewnikowania pod kontrolą ultradźwięków zostały podkreślone wcześniej ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Urządzenie LUCAS-2 zostało bezwarunkowo dostarczone przez firmę Stryker/Physio-Control, Redmond, WA, USA do celów badań eksperymentalnych. Żaden z autorów nie zgłasza konfliktu interesów.

Podziękowania

Autorzy pragną podziękować Dagmar Dirvonskis za doskonałe wsparcie techniczne.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
1 M-Chlorek Kalium-Lö śpiewane 7,46% 20mlFresenius, Kabi Deutschland GmbHchlorek potasu
Arterenol 1mg/ml 25 mlSanofi- Aventis, Seutschland GmbHnoradrenalina
Atracurium Hikma 50mg/5mlHikma Pharma GmbH, Martinsriedatracurium
BD Discardit II Spritze 2,5,10,20 mlBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Hiszpaniastrzykawka
BD Luer ConnectaBecton Dickinson Terapia infuzyjna AB Helsingborg, Szwecja3-drogowy kran
BD Microlance 3 20 GBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Hiszpaniacanula
CorPatch Easy ElektrodyCorPuls, Kaufering, NiemcyElektrody defibrylatora
Corpuls 3Corpuls, Kaufering, NiemcyDefibrylator
Datex Ohmeda S5GE Healthcare Finland Oy, Helsinki, Finlandiahemodynamiczny
m CarestationGE Heathcare, Madison USArespirator
Fentanyl-Janssen 0,05mg/mlJanssen-Cilag GmbH, Neussfentanyl
Fü hrungsstab, Durchmesser 4.3Rü schrurka dotchawicza wprowadzacz
Incetomat-line 150 cmFresenius, Kabi Deutschland GmbHperfusorline
Ketamin-Hameln 50mg/mlHameln Pharmaceuticals GmbH
laryngoskopRü schlaryngoskop
logicath 7 Fr 3-lumeny 30cm langSmith- Medical Deutschland GmbHcewnik do żył centralnych
LUCAS-2Physio-Control/Stryker, Redmond, WA, USAurządzenie do ucisku klatki piersiowej
Masimo Radical 7Masimo Corporation Irvine, Ca 92618 USAobwodowe nasycenie tlenem
Neofox Czujnik tlenu 300 mikronów włóknoOcean optyka Largo, FL USAultraszybkie pomiary pO2
Ö lsä P NF C18H34O2 M0282,47g/mol Dichte 0,9Applichem GmbH Darmstadt, Deutschlandkwas oleinowy
Oryginalna strzykawka Perfusor 50ml Luer LockB.Braun Melsungen AG, Niemcyperfusorsyringe
Osypka pace, 110 cmOsypka Medical GmbH, Rheinfelden-Herten, NiemcyCewnik do stymulacji/migotania
PA-Katheter Swan Ganz 7,5 Fr 110cmEdwards Lifesciences LLC, Irvine CA, USAPAC
Zestaw wprowadzający osłonki przezskórnej 8,5 i 9 Fr, 10 cm ze zintegrowanym zaworem hemmostazy/bocznymportem Arrow international inc. Reading, PA, USAosłona wprowadzająca
Perfusor FM BraunB.Braun Melsungen AG, Niemcypompa strzykawkowa
Propofol 2% 20mg/ml (kolby 50ml)Fresenius, Kabi Deutschland GmbHpropofol
Radifocus Introducer II, 5-8 FrTerumo Corporation Tokio, Japoniapochwa wprowadzająca
Rü schelit Super Safety Clear >ID 6/ 6,5 /7,0 mmTeleflex Medical Sdn. Bhd, Malezjarurka dotchawicza
Seldinger Nadel mit Fixierflü żelSmith- Medical Deutschland GmbHseldinger canula
Sonosite Micromaxx UltrasoundsystemSonosite Bothell, WA, USAultrasonograf
ze stali nierdzewnej Macintosh Grö ß e 4Welsch Allyn69604ostrze do laryngoskopu
Stresnil 40mg/mlLilly Deutschland GmbH, Abteilung Elanco Animal Healthazaperone
Vasofix Safety 22G-16GB.Braun Melsungen AG, Niemcycewnik żylny
Voltcraft Model 8202Voltcraft, Hirschau, Niemcyoscyloskop/generator funkcyjny
monitor ketaminowy

Bibliografia

  1. Grasner, J. T., et al. EuReCa ONE-27 Nations, ONE Europe, ONE Registry: A prospective one month analysis of out-of-hospital cardiac arrest outcomes in 27 countries in Europe. Resuscitation. 105, 188-195 (2016).
  2. Raffee, L. A., et al. Incidence, Characteristics, and Survival Trend of Cardiopulmonary Resuscitation Following In-hospital Compared to Out-of-hospital Cardiac Arrest in Northern Jordan. Indian Journal of Critical Care Medicine. 21 (7), 436-441 (2017).
  3. Brooks, S. C., et al. Part 6: Alternative Techniques and Ancillary Devices for Cardiopulmonary Resuscitation: 2015 American Heart Association Guidelines Update for Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care. Circulation. 132 (18 Suppl 2), S436-S443 (2015).
  4. Callaway, C. W., et al. Part 4: Advanced Life Support: 2015 International Consensus on Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care Science With Treatment Recommendations. Circulation. 132 (16 Suppl 1), S84-S145 (2015).
  5. Sandroni, C., Nolan, J. ERC 2010 guidelines for adult and pediatric resuscitation: summary of major changes. Minerva Anestesiology. 77 (2), 220-226 (2011).
  6. Tanaka, H., et al. Modifiable Factors Associated With Survival After Out-of-Hospital Cardiac Arrest in the Pan-Asian Resuscitation Outcomes Study. Annals of Emergency Medicine. , (2017).
  7. Kleinman, M. E., et al. Part 5: Adult Basic Life Support and Cardiopulmonary Resuscitation Quality: 2015 American Heart Association Guidelines Update for Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care. Circulation. 132 (18 Suppl 2), S414-S435 (2015).
  8. Link, M. S., et al. Part 7: Adult Advanced Cardiovascular Life Support: 2015 American Heart Association Guidelines Update for Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care. Circulation. 132 (18 Suppl 2), S444-S464 (2015).
  9. Olasveengen, T. M., et al. 2017 International Consensus on Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care Science With Treatment Recommendations Summary. Circulation. 136 (23), e424-e440 (2017).
  10. Rubulotta, F., Rubulotta, G. Cardiopulmonary resuscitation and ethics. Revista Brasileira de Terapia Intensiva. 25 (4), 265-269 (2013).
  11. McInnes, A. D., et al. The first quantitative report of ventilation rate during in-hospital resuscitation of older children and adolescents. Resuscitation. 82 (8), 1025-1029 (2011).
  12. Maertens, V. L., et al. Patients with cardiac arrest are ventilated two times faster than guidelines recommend: an observational prehospital study using tracheal pressure measurement. Resuscitation. 84 (7), 921-926 (2013).
  13. Ziebart, A., et al. Standardized Hemorrhagic Shock Induction Guided by Cerebral Oximetry and Extended Hemodynamic Monitoring in Pigs. Journal of Visualized Experiments. (147), (2019).
  14. Kamuf, J., et al. Oleic Acid-Injection in Pigs As a Model for Acute Respiratory Distress Syndrome. Journal of Visualized Experiments. (140), (2018).
  15. Weiner, M. M., Geldard, P., Mittnacht, A. J. Ultrasound-guided vascular access: a comprehensive review. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesiology. 27 (2), 345-360 (2013).
  16. Mayer, J., Suttner, S. Cardiac output derived from arterial pressure waveform. Current Opinions in Anaesthesiology. 22 (6), 804-808 (2009).
  17. Hartmann, E. K., et al. Ventilation/perfusion ratios measured by multiple inert gas elimination during experimental cardiopulmonary resuscitation. Acta Anaesthesiologica Scandanivica. 58 (8), 1032-1039 (2014).
  18. Ruemmler, R., et al. Ultra-low tidal volume ventilation-A novel and effective ventilation strategy during experimental cardiopulmonary resuscitation. Resuscitation. 132, 56-62 (2018).
  19. Wani, T. M., et al. Upper airway in infants-a computed tomography-based analysis. Paediatric Anaesthesia. 27 (5), 501-505 (2017).
  20. Tuna Katircibasi, M., et al. Comparison of Ultrasound Guidance and Conventional Method for Common Femoral Artery Cannulation: A Prospective Study of 939 Patients. Acta Cardiol Sin. 34 (5), 394-398 (2018).
  21. Hartmann, E. K., et al. Correlation of thermodilution-derived extravascular lung water and ventilation/perfusion-compartments in a porcine model. Intensive Care Medicine. 39 (7), 1313-1317 (2013).
  22. Hartmann, E. K., et al. An inhaled tumor necrosis factor-alpha-derived TIP peptide improves the pulmonary function in experimental lung injury. Acta Anaesthesiol Scand. 57 (3), 334-341 (2013).
  23. Ziebart, A., et al. Low tidal volume pressure support versus controlled ventilation in early experimental sepsis in pigs. Respiratory Research. 15, 101(2014).
  24. Tan, D., et al. Duration of cardiac arrest requires different ventilation volumes during cardiopulmonary resuscitation in a pig model. Journal of Clinical Monitoring and Computing. , (2019).
  25. Kill, C., et al. Mechanical ventilation during cardiopulmonary resuscitation with intermittent positive-pressure ventilation, bilevel ventilation, or chest compression synchronized ventilation in a pig model. Critical Care Medicine. 42 (2), e89-e95 (2014).
  26. Speer, T., et al. Mechanical Ventilation During Resuscitation: How Manual Chest Compressions Affect a Ventilator's Function. Advances in Therapy. 34 (10), 2333-2344 (2017).
  27. Kill, C., et al. Chest Compression Synchronized Ventilation versus Intermitted Positive Pressure Ventilation during Cardiopulmonary Resuscitation in a Pig Model. PLoS ONE. 10 (5), e0127759(2015).
  28. Newell, C., Grier, S., Soar, J. Airway and ventilation management during cardiopulmonary resuscitation and after successful resuscitation. Critical Care. 22 (1), 190(2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Zatrzymanie kr eniamodel wi skiurz dzenie do kompresji klatki piersiowejelektrody defibrylacyjnetransp uczna termodylucjacewnik do stymulacji i defibrylacjimechaniczne kompresje klatki piersiowejpowr t spontanicznego kr eniaresuscytacja kr eniowo oddechowa
Standaryzowany model migotania komór i zaawansowanych zabiegów resuscytacji serca u świń
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.