Method Article

Miękki robot inspirowany biologicznie z wbudowanymi mikroelektrodami

DOI:

10.3791/60717

⸱

February 28th, 2020

 ,  ,  , 
1Division of Engineering in Medicine, Department of Medicine, Brigham and Women's Hospital, Harvard Medical School, 2School of Medicine, Jiangsu University, 3Tech4Health and Neuroscience Institutes, NYU Langone Health, 4Department of Electronics and Telecommunication, Politecnico di Torino

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rusztowanie inspirowane biologią jest wytwarzane techniką miękkiej fotolitografii przy użyciu mechanicznie wytrzymałych i elektrycznie przewodzących hydrożeli. Hydrożele z mikrowzorem zapewniają kierunkowe wyrównanie komórek kardiomiocytów, co skutkuje dostosowanym kierunkiem uruchamiania. Elastyczne mikroelektrody są również zintegrowane z rusztowaniem, aby zapewnić kontrolę elektryczną dla samoczynnie działającej tkanki serca.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bioinspirowane miękkie systemy robotyczne, które naśladują żywe organizmy za pomocą zmodyfikowanej tkanki mięśniowej i biomateriałów, rewolucjonizują obecny paradygmat biorobotyki, zwłaszcza w badaniach biomedycznych. Odtworzenie dynamiki aktywacji przypominającej sztuczne, realistyczne ma kluczowe znaczenie dla systemu miękkiego robota. Jednak precyzyjna kontrola i dostrojenie zachowania aktywacji nadal stanowi jedno z głównych wyzwań nowoczesnych miękkich systemów robotycznych. Metoda ta opisuje tanią, wysoce skalowalną i łatwą w użyciu procedurę wytwarzania elektrycznie sterowanego miękkiego robota o realistycznych ruchach, który jest aktywowany i kontrolowany przez skurcz tkanki mięśnia sercowego na mikrowzorzystym rusztowaniu hydrożelowym przypominającym promieniowanie. Zastosowanie metod miękkiej fotolitografii umożliwia pomyślną integrację wielu komponentów w systemie miękkiego robota, w tym rusztowań na bazie hydrożelu z mikrowzorami z nanorurkami węglowymi (CNT), zatopioną żelatyną, metakryloylem (CNT-GelMA), diakrylanem poli(glikolu etylenowego) (PEGDA), elastycznymi mikroelektrodami złota (Au) oraz tkanką mięśnia sercowego. W szczególności wyrównanie hydrożeli i mikrowzór mają na celu naśladowanie struktury mięśni i chrząstek płaszczki. Przewodzący prąd elektryczny hydrożel CNT-GelMA działa jak rusztowanie komórkowe, które poprawia dojrzewanie i kurczenie się kardiomiocytów, podczas gdy mechanicznie wytrzymały hydrożel PEGDA zapewnia strukturalne wsparcie przypominające chrząstkę całemu miękkiemu robotowi. Aby przezwyciężyć twardą i kruchą naturę mikroelektrod na bazie metalu, zaprojektowaliśmy serpentynowy wzór, który ma wysoką elastyczność i może uniknąć hamowania dynamiki bicia kardiomiocytów. Wbudowane elastyczne mikroelektrody Au zapewniają stymulację elektryczną w całym miękkim robocie, ułatwiając kontrolowanie skurczu tkanki sercowej.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nowoczesne, najnowocześniejsze miękkie roboty mogą naśladować struktury hierarchiczne i dynamikę mięśni wielu żywych organizmów, takich jak meduzy1,2, sting ray2, octopus3, bacteria4 i sperma5. Naśladowanie dynamiki i architektury naturalnych systemów zapewnia wyższą wydajność zarówno pod względem efektywności energetycznej, jak i strukturalnej6. Jest to nierozerwalnie związane z miękką naturą naturalnej tkanki (np. skóry lub tkanki mięśniowej o module Younga między 104−109 Pa), co pozwala na wyższe stopnie swobody oraz lepsze odkształcenia i zdolności adaptacyjne w porównaniu ze standardowymi siłownikami inżynieryjnymi (np. moduł Younga zwykle między 109−1012 Pa)6. Zwłaszcza miękkie siłowniki oparte na mięśniu sercowym wykazują wyższą efektywność energetyczną ze względu na ich samoczynność, a także potencjał do autonaprawy i regeneracji w porównaniu z mechanicznym systemem robotycznym7. Jednak produkcja miękkich robotów jest trudna ze względu na konieczność integracji różnych komponentów o różnych właściwościach fizycznych, biologicznych i mechanicznych w jednym systemie. Na przykład zaprojektowane systemy syntetyczne muszą być zintegrowane z żywymi systemami biologicznymi, nie tylko zapewniając im wsparcie strukturalne, ale także wpływając i modulując ich zachowanie podczas uruchamiania. Ponadto wiele metod mikrowytwarzania wymaga ostrych/cytotoksycznych procesów i chemikaliów, które zmniejszają żywotność i funkcję wszelkich żywych składników. W związku z tym konieczne są nowe podejścia w celu zwiększenia funkcjonalności miękkich robotów oraz kontrolowania i modulowania ich zachowania.

Aby skutecznie zintegrować żywe komponenty o dobrej żywotności, rusztowanie na bazie hydrożelu jest doskonałym materiałem do stworzenia ciała miękkiego robota. Właściwości fizyczne i mechaniczne hydrożelu można łatwo dostosować, aby stworzyć mikrośrodowiska dla żywych komponentów, takich jak tkanki mięśniowe8,9. Ponadto może z łatwością przyjąć różne techniki mikrowytwarzania, co skutkuje tworzeniem hierarchicznych struktur o wysokiej wierności1,2,10. Elastyczne urządzenia elektroniczne można włączyć do miękkiego robota, aby kontrolować jego zachowanie za pomocą stymulacji elektrycznej. Na przykład, techniki optogenetyczne do inżynierii komórek elektrogenicznych (np. kardiomiocytów), które wykazują zależną od światła aktywację elektrofizjologiczną, zostały wykorzystane do opracowania miękkiej robotycznej płaszczki żądła opartej na polidimetylosiloksanie (PDMS) kierowanej światłem, która była w stanie odtworzyć ruch falowania ryby in vitro2. Chociaż techniki optogenetyczne wykazały doskonałą sterowność, w prezentowanej pracy wykorzystano stymulację elektryczną, konwencjonalną i tradycyjną metodę symulacji. Dzieje się tak dlatego, że stymulacja elektryczna za pomocą elastycznych mikroelektrod jest łatwa i prosta w porównaniu z technikami optogenetycznymi, które wymagają rozległych procesów rozwojowych11. Zastosowanie elastycznych urządzeń elektronicznych może pozwolić na długotrwałą stymulację i standardowe/proste procesy produkcyjne, a także na dostrajalną biokompatybilność oraz właściwości fizyczne i mechaniczne12,13.

Tutaj prezentujemy innowacyjną metodę wytwarzania inspirowanego biologicznie miękkiego robota, uruchamianego przez bicie zmodyfikowanej tkanki mięśnia sercowego i kontrolowanego przez stymulację elektryczną za pomocą wbudowanych elastycznych mikroelektrod Au. Miękki robot został zaprojektowany tak, aby naśladować strukturę mięśni i chrząstek płaszczki. Płaszczka jest organizmem o stosunkowo łatwej do naśladowania budowie i ruchu w porównaniu z innymi gatunkami pływającymi. Mięśnie są odtwarzane in vitro poprzez wysiewanie kardiomiocytów na przewodzącym elektrycznie mikrowzorze hydrożelowym. Jak wcześniej informowaliśmy, włączenie przewodzących prąd elektryczny nanocząstek, takich jak CNT, do hydrożelu GelMA nie tylko poprawia sprzężenie elektryczne tkanki serca, ale także indukuje doskonałą architekturę i układ tkanek in vitro8,9. Stawy chrzęstne są następnie naśladowane za pomocą mechanicznie wytrzymałego wzoru hydrożelu PEGDA, który działa jako mechanicznie wytrzymałe podłoże całego systemu. Elastyczne mikroelektrody Au o serpentynowym wzorze są osadzone we wzorze PEGDA, aby miejscowo i elektrycznie stymulować tkankę serca.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie zostało przeprowadzone w ścisłej zgodności z zaleceniami zawartymi w Przewodniku dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych National Institutes of Health. Protokół został zatwierdzony przez instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Zwierząt (IACUC) w Brigham and Women's Hospital.

1. Synteza GelMA

  1. Rozpuścić 10 g żelatyny w 100 ml roztworu soli fizjologicznej buforowanej fosforanem (DPBS) firmy Dulbecco za pomocą mieszadła magnetycznego w temperaturze 50 °C.
  2. Powoli dodawać 8 ml bezwodnika metakrylowego, mieszając roztwór prepolimeru żelatyny w temperaturze 50 °C przez 2 godziny. Rozcieńczyć przereagowany roztwór żelatyny podgrzanym DPBS w temperaturze 50 °C.
  3. Rozcieńczony roztwór przenieść do membran dializacyjnych (odcięcie masy cząsteczkowej = 12–14 kDa) i umieścić je w wodzie dejonizowanej (DI). Dializę w temperaturze 40 °C należy wykonywać przez około 1 tydzień.
  4. Przefiltrować dializowany roztwór prepolimeru GelMA za pomocą sterylnego filtra (wielkość porów = 0,22 μm) i przenieść 25 lub 30 ml roztworu do probówek o pojemności 50 ml i przechowywać w temperaturze -80 °C przez 2 dni.
  5. Liofilizować zamrożony roztwór prepolimeru GelMA za pomocą liofilizatora przez 5 dni.

2. Przygotowanie roztworu prepolimeru poli(glikolu etylenowego) diakrylanu (PEGDA)

  1. Rozpuścić 200 mg (20% roztworu całkowitego) PEGDA (MW = 1 000) w 5 mg (0,5% roztworu całkowitego) 2-hydroksy-4-(2-hydroksyetoksy)-2-metylopropiofenonu (fotoinicjatora, PI) w 1 ml DPBS.
  2. Inkubować roztwór prepolimeru w temperaturze 80 °C przez 5 minut.

3. Przygotowanie zdyspergowanego roztworu podstawowego CNT pokrytego GelMA

  1. Rozpuścić 80 mg GelMA (stosowanego jako biosurfaktant) w 4 ml DPBS, a następnie dodać 20 mg wielościennych nanorurek węglowych (MWCNT) funkcjonalizowanych COOH do roztworu prepolimeru GelMA.
  2. Sonikuj roztwór prepolimeru GelMA z MWCNT przez 1 godzinę (0,66 Hz, 100 Watt).
    UWAGA: Podczas procesu sonikacji roztwór musi być zanurzony w łaźni wodnej o temperaturze ~15 °C, aby zapobiec parowaniu rozpuszczalnika z powodu wzrostu temperatury.

4. Przygotowanie 1 mg/ml CNT zawierającego 5% roztwór prepolimeru GelMA

  1. Rozpuścić 50 mg GelMA i 5 mg (0,5% całkowitego roztworu) PI w 0,8 ml DPBS w temperaturze 80 °C przez 10 min.
  2. Dodać 0,2 ml przygotowanego roztworu podstawowego CNT (krok 3). Wirować i inkubować roztwór w temperaturze 80 °C przez 10 minut.

5. Przygotowanie szkiełka pokrytego 3-(trimetoksysililo)metakrylanem propylu (TMSPMA)

  1. Umyj szkiełka podstawowe (grubość = 1 mm, rozmiar = 5,08 cm x 7,62 cm) czystym etanolem.
  2. Ułóż oczyszczone szkiełka pionowo w zlewce o pojemności 250 ml i rozprowadź na nich 3 ml TMSPMA za pomocą strzykawki. Przykryj zlewkę folią aluminiową, aby zapobiec parowaniu TMSPMA.
  3. Inkubować szkiełka w piekarniku o temperaturze 80 °C przez 1 dzień.
  4. Umyj szkiełka z powlekanego szkła, zanurzając je w czystym etanolu, a następnie wysusz.
  5. Szkiełka ze szkła powlekanego należy przechowywać zawinięte w folię aluminiową w temperaturze pokojowej (RT).
    UWAGA: Staraj się zminimalizować dotykanie powierzchni szkiełek szklanych z powłoką TMSPMA.

6. Produkcja elastycznych mikroelektrod Au

  1. Zaprojektuj maskę cienia za pomocą projektowania wspomaganego komputerowo (plik uzupełniający 3).
  2. Wyprodukuj i kup maskę cienia.
  3. Umyj szkiełko (grubość = 1 mm, rozmiar = 3 cm x 4 cm) acetonem i osusz pistoletem na sprężone powietrze.
  4. Przymocuj maskę cienia do szklanych podłoży za pomocą taśmy dwustronnej, a następnie umieść je w parowniku E-beam i poczekaj, aż ciśnienie w komorze osiągnie co najmniej 10-6 Torr.
    UWAGA: Dwa kawałki taśmy zostały umieszczone ręcznie na wsporniku w odległości wystarczająco krótkiej, aby pomieścić szkło i wystarczająco dużej, aby zmieścić cały wzór. Ten krok trwa około 45–60 minut.
  5. Umieść warstwę Au o grubości 200 nm za pomocą parownika E-beam (np. z Denton EE-4, próżnia = 10-6 Torr, moc = 2,6%, szybkość = 2 TΥ/s) i pokrój wytworzone mikroelektrody za pomocą piły do krojenia w kostkę (rozmiar elektrod = 7,38 mm x 8,9 mm x 200 nm).

7. Wykonanie zintegrowanego z mikroelektrodą Au wielowarstwowego rusztowania hydrożelowego z mikroelektrodą

UWAGA: Wynikiem tej procedury jest membrana, w której hydrożel PEGDA z mikrowzorem znajduje się w dolnej warstwie, hydrożel CNT-GelMA z mikrowzorem znajduje się na górze, a mikroelektrody Au znajdują się pomiędzy dwiema warstwami. Taka konfiguracja zapewnia lepszą elastyczność elektrody i ogranicza ryzyko pęknięcia.

  1. Zaprojektuj i wyprodukuj dwie fotomaski, aby stworzyć warstwy PEGDA (1. fotomaska) z mikrowzorzystymi wzorami i hydrożelowymi warstwami CNT-GelMA (2. fotomaska). Patrz plik uzupełniający 2–3. Projekt można wykonać za pomocą oprogramowania CAD.
    UWAGA: Zobacz Rysunek 2B, E.
  2. Umieść przekładki 50 μm wykonane przez ułożenie jednej warstwy komercyjnej niewidocznej taśmy (grubość: 50 μm) na szkle pokrytym TMSPMA. Wlej 15 μl 20% roztworu prepolimeru PEGDA na wierzch szkła pokrytego TMSPMA, a następnie przykryj złotą mikroelektrodą. Umieść 1. fotomaskę do szkiełka (mikrowzorzysty PEGDA) na wierzchu złotej mikroelektrody i wystaw całą konstrukcję na działanie światła UV (lampa rtęciowa o krótkim łuku o mocy 200 W z filtrem 320–390 nm) o natężeniu 800 mW i odległości 8 cm przez 110 s.
    UWAGA: Zobacz Rysunek 1A.
  3. Dodaj DPBS, aby otoczyć szkiełko i ostrożnie odłącz hydrożel PEGDA z mikrowzorami wraz z mikroelektrodami Au od niepowlekanego podłoża szklanego po 5–10 minutach, aby uzyskać szkiełko z mikrowzorem hydrożelu PEGDA z mikroelektrodami Au.
    UWAGA: Zobacz Rysunek 1B. Dzięki powłoce TMSPMA konstrukcja jest przenoszona z niepowlekanego podłoża szklanego na podłoże pokryte TMSPMA. Odłącz ostrożnie, ponieważ mikroelektrody Au mogą łatwo pęknąć na tym etapie (Rysunek 3).
  4. Umieść przekładki 100 μm wykonane przez ułożenie dwóch warstw dostępnej w handlu przezroczystej taśmy (grubość = 50 μm) na dnie szalki Petriego. Umieść kroplę 20 μl roztworu prepolimeru CNT-GelMA między przekładkami, a następnie odwróć szklane szkiełko otrzymane w 7.3 i przymocuj je do naczynia za pomocą taśmy klejącej.
  5. Obróć urządzenie do góry nogami i umieść 2. fotomaskę na szklanym szkiełku. Naświetlać w świetle UV o natężeniu 800 mW i odległości 8 cm przez 200 s.
    UWAGA: Zobacz Rysunek 1C. Wyrównanie 2. maski jest ważne.
  6. Otrzymane rusztowanie przemyć DPBS i pożywką do hodowli komórkowych, która zawiera 10% płodowej surowicy bydlęcej (FBS).
  7. Pozostaw je na noc w inkubatorze w temperaturze 37 °C przed wysiewem komórek.

8. Izolacja i hodowla kardiomiocytów noworodków szczurów

  1. Odizoluj serca od 2-dniowych szczurów Sprague-Dawley zgodnie z protokołami zatwierdzonymi przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami Instytutu8.
  2. Połóż kawałki serca na shakerze na noc (około 16 godzin) w 0,05% trypsyny bez EDTA w HBSS w chłodnym pomieszczeniu.
  3. Zbierz kawałki serca za pomocą pistoletu do pipet i zminimalizuj ilość trypsyny, a następnie umieść je w probówce o pojemności 50 ml z 10 ml ciepłej pożywki nasercowej (10% FBS, 1% P/S, 1% L-glutaminy).
  4. Obracać powoli (~60 obr./min) w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C przez 7 minut. Ostrożnie wyjmij pożywkę z probówki za pomocą pipety o pojemności 10 ml i pozostaw kawałki serca w probówce.
  5. Dodać 7 ml 0,1% kolagenazy typu 2 w HBSS i mieszać w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C przez 10 minut.
  6. Delikatnie wymieszaj pipetą o pojemności 10 ml 10 razy, aby rozbić kawałki serca. Wyjmij pożywkę z probówki za pomocą pipety o pojemności 1 ml.
  7. Dodaj 10 ml 0,1% kolagenazy typu 2 w HBSS i szybko mieszaj (~120–180 obr./min) w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C przez 10 minut, a następnie sprawdź, czy kawałki serca się rozpuszczają.
  8. Wymieszaj z pipetą o pojemności 10 ml, a następnie powtórz z pipetą o pojemności 1 ml, aby rozbić ostatnie kawałki serca.
  9. Gdy roztwór będzie wyglądał na jednorodny, umieść sitko o pojemności 70 μm na nowej probówce o pojemności 50 ml i pipetuj roztwór po 1 ml na sitku.
  10. Odwirować roztwór komórek serca o sile 180 x g przez 5 minut w temperaturze 37 °C.
    UWAGA: Jeśli nadal znajdują się kawałki serca lub śluz, które się nie rozpuściły, powtórz kroki 8.7–8.9 ponownie.
  11. Ostrożnie usunąć cały płyn znajdujący się powyżej osadu komórkowego i ponownie zawiesić komórki w 2 ml pożywki nasercowej.
  12. Ostrożnie dodaj 2 ml pożywki sercowej ze ścianki probówki, aby ponownie zawiesić komórki i uniknąć ich pęknięcia.
  13. Dodaj zawieszone komórki do kolby T175 z ciepłym podłożem sercowym kropla po kropli. Umieścić kolbę w inkubatorze o temperaturze 37 °C na 1 godzinę, aby umożliwić fibroblastom serca przyczepienie się do dna.
    UWAGA: Na tym etapie wstępnego powlekania fibroblasty serca przyłączą się do kolby, podczas gdy kardiomiocyty pozostaną w podłożu zawiesinowym.
  14. Zebrać pożywkę z kolby zawierającej kardiomiocyty i umieścić ją w probówce o pojemności 50 ml.
  15. Policzyć komórki, a następnie odwirować przy 260 x g przez 5 minut w temperaturze 37 °C.
  16. Ponownie zawieś i zasiej komórki na wierzchu wyprodukowanego miękkiego robota w kroku 7. Wlać określoną objętość pożywki kardiologicznej z kardiomiocytami w stężeniu 1,95 × 106 komórek/ml kropla po kropli na całą powierzchnię urządzenia.
  17. Inkubować próbki w temperaturze 37 °C i zmieniać pożywkę na 5 ml pożywki do hodowli komórkowych z 2% FBS i 1% L-glutaminą w pierwszym i drugim dniu po wysiewie. Zmieniaj nośnik za każdym razem, gdy zmienia się kolor nośnika.

9. Barwienie komórek do analizy dopasowania

  1. Wyjmij media i myj DPBS przez 5 minut w temperaturze pokojowej.
  2. Utrwal komórki za pomocą 4% paraformaldehydu (PFA) przez 20 minut w temperaturze pokojowej. Następnie myć DPBS przez 5 minut w temperaturze pokojowej.
  3. Inkubować komórki z 0,1% trytonem w DPBS w temperaturze pokojowej przez 1 godzinę. Przemywać 3x PBS przez 5 minut w temperaturze pokojowej.
  4. Inkubować komórki z 10% surowicą kozią w DPBS w temperaturze pokojowej przez 1 godzinę.
  5. Inkubować komórki z pierwszorzędowym przeciwciałem (sarkomeryczne α-aktynina i koneksyna-43) w 10% surowicy koziej w DPBS w temperaturze 4 °C przez ~14–16 godzin.
  6. Przemyć 3x DPBS przez 5 min w RT. Inkubować komórki z przeciwciałem drugorzędowym w 10% surowicy koziej w DPBS w RT przez 1 godzinę.
  7. Przemyć 3x DPBS przez 5 min w RT, a następnie przeciwbarwić komórki 4',6-diamidino-2-fenyloindolem (DAPI) w wodzie DI (1:1,000) przez 10 min w RT. Myć 3x DPBS przez 5 min w RT.
  8. Wykonaj obrazy fluorescencyjne za pomocą odwróconego laserowego skaningowego mikroskopu konfokalnego.

10. Testowanie i ocena zachowania siłownika

  1. Spontaniczne bicie kardiomiocytów na miękkim robocie
    1. Inkubować inspirowane biologicznie siłowniki w temperaturze 37 °C przez 5 dni i odświeżać pożywkę w 1. i 2. dniu oraz w razie potrzeby (tj. gdy pożywka zmieni kolor na żółty). Używaj odwróconego mikroskopu optycznego do codziennego robienia zdjęć (5x i/lub 10x). Rejestruj ruchy komórek za pomocą oprogramowania do przechwytywania wideo w oknie na żywo mikroskopu przez 30 s przy 20 klatkach na sekundę (5x i/lub 10x), gdy rozpoczyna się aktywność skurczu (zwykle około 3 dnia).
    2. W 5 dniu odłącz membrany, delikatnie podnosząc je od krawędzi za pomocą szkiełka zakrywającego.
      UWAGA: Jeśli komórki wykazują silne bicie, błony same się odczepią z powodu mechanicznego działania skurczów.
  2. Masowa stymulacja sygnału elektrycznego
    1. Używając PDMS w odstępach 3 cm jako uchwytu, przymocuj dwie elektrody prętowe z włókna węglowego drutem platynowym (Pt) na 6-centymetrowej szalce Petriego wypełnionej pożywką sercową. Następnie ostrożnie przenieś miękkiego robota na szalkę Petriego.
    2. Zastosuj przebieg prostokątny o szerokości impulsu 50 ms, wartości przesunięcia DC 0 V i amplitudzie napięcia szczytowego od 0,5 do 6 V. Częstotliwość waha się od 0,5, 1,0 do 2,0 Hz z cyklem pracy odpowiednio między 2,5%, 5% i 10%. Rejestruj skurcze w skali makro za pomocą dostępnej na rynku kamery.
  3. Stymulacja elektryczna za pomocą mikroelektrod Au
    1. Po wyprodukowaniu wielowarstwowego rusztowania hydrożelowego zintegrowanego z mikroelektrodą Au, przymocuj dwa druty miedziane do elektrod Au przez zewnętrzny kwadratowy port za pomocą pasty srebrnej.
    2. Przykryj srebrną pastę cienką warstwą PDMS utwardzonego w temperaturze 80 °C przez 5 minut. Następnie umieść próbki na płycie grzejnej w temperaturze 45 °C na 5 godzin, aby w pełni usieciować PDMS.
    3. Po wysianiu kardiomiocytów zastosuj bodziec elektryczny fali prostokątnej na drutach miedzianych o wartości przesunięcia DC 1 V, amplitudzie napięcia szczytowego między 1,5 a 5 V i częstotliwościach odpowiednio 0,5, 1,0 i 2,0 Hz.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Diagram etapów rozwoju miękkiego robota inspirowanego mikroelektrodą Au
Celem projektu miękkiego robota było zbudowanie membrany zdolnej do aktywowania ruchu pływania przy minimalnej złożoności. Struktura musi być w stanie wytrzymać silne zgięcia wielokrotnie w czasie (około 1 Hz) i być w stanie zachować swój kształt przy jednoczesnym osiągnięciu silnego uderzenia. Poprzez selektywne sieciowanie foto polimeru za pomocą fotomasek, wytworzyliśmy rusztowanie o strukturze hierarchicznej składające się z ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Korzystając z tej metody, udało nam się z powodzeniem wyprodukować przypominającego batoida, przypominającego rybę, inspirowanego biologicznie, miękkiego robota ze zintegrowaną, samoczynnie działającą tkanką serca na wielowarstwowym rusztowaniu strukturalnym, które jest kontrolowane przez wbudowane mikroelektrody Au. Dzięki dwóm odrębnym warstwom hydrożelu z mikrowzorzyskami wykonanymi z hydrożeli PEGDA i CNT–GelMA, rusztowanie inspirowane biologicznie wykazało się dobrą stabilnością mechaniczną oraz idealnym ułożeniem i...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten artykuł został sfinansowany przez National Institutes of Health (R01AR074234, R21EB026824, R01 AR073822-01), Brigham Research Institute Stepping Strong Innovator Award oraz AHA Innovative Project Award (19IPLOI34660079).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
250 ml ZlewkaPYREX1000-250CNEa
2-hydroksy-4'-(2-hydroksyetoksy)-2-metylopropiofenonSigma-Aldrich410896
3-(trimetoksysililo)propylu metakrylanMiliporeM6514
37° Łaźnia wodnaVWRW6M
4',6-diamidino-2-fenyloindol (DAPI)Sigma-AldrichD9542
50mL stożkowe probówki wirówkoweFalcon14-959-49A
70 µ m Sitko do komórekFalcon352350
80° inkubatorVWR1370GM
Alexa Fluor 488 kozia anty-mysia IgG (H+L)InvitrogenA11029
Alexa Fluor 594 kozia anty-królicza IgG (H+L)InvitrogenA11037
Alexa Fluor 488 PhalloidinInvitrogenA12379
Antybiotyk/Przeciwgrzybicze rozwiązanieThermoFisher Scientific15240062
Przeciwciało anty-Connexin 43/GJAIAbcamab11370Królik poliklonalny
anty-sarkomeryczny &alfa;-aktyninaAbcamab9465Mysze monoklonalne
liofilizatory stołoweLabconco77500-00 K
Szafa bezpieczeństwa biologicznegoSterilgardA/B3
Elektrody prętowewęglowe SGL Wirówka 6971105
Eppendorf5804
Inkubator CO2Forma Scientific3110
Kolagenaza, typ II, proszekGibco17-101-015
Mikroskop konfokalnyZeissLSM 880
COOH Funkcjonalizowane nanorurki węgloweNanoLabPD30L5-20-COOH
Piła do krojenia w kostkęGiorgio TechnologyDAD-321
DMEM, wysoka glukozaGibco11-965-118
DPBS bez wapnia i magnezuGibco14-190-144
Parownik wiązki elektronicznejCHA57367
Surowica bydlęcapłodu Gibco10-437-028
ŻelatynaSigma-AldrichG9391Typ B, 300 nalot ze skóry świni
Szkiełkoszklane VWR48382-180
HBSS bez wapnia, magnezu i fenolu CzerwonyGibco14-175-079
Odwrócony mikroskop optycznyOlympusCK40
Magnetyczna płyta grzejnaCorningPC-420
bezwodnik metakrylowySigma-Aldrich276695Zawiera 2,000 ppm topanolu A jako inhibitor
Nunc EasYFlask 175cm2ThermoFisher Scientific159910
OlicscopeSiglentSDS1052DL+
Paraformaldehyd roztwór wodny -16%Mikroskopia elektronowa Sciences15710
PDMS SYLGARD 184Sigma-Aldrich761036
FotomaskaMini mikroszablon inc
Drut platynowyAlfa AesarAA43014BU
Dimetrylan glikolu polietylenowegoPolysciences Inc.15178-100
Rurki do dializy z regenerowanej celulozyFisherbrand21-152-14
Srebrny klej epoksydowyMG Chemicals8330S
Stericup Quick Release-GP Sterylny system filtracji próżniowejMilliporeS2GPU02RE
Ultra sonikatorQsonicaQ500
System utwardzania UVOmniCureS2000
Mieszalnik wirowyPrzemysł naukowySI-0246A
Generator przebiegówAgilent33500B
Wrap Foliaaluminiowa ReynoldsN/A
z grupą węglową

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Nawroth, J. C., et al. A tissue-engineered jellyfish with biomimetic propulsion. Nature Biotechnology. 30 (8), 792-797 (2012).
  2. Park, S. J., et al. Phototactic guidance of a tissue-engineered soft-robotic ray. Science. 353 (6295), 158-162 (2016).
  3. Laschi, C., et al. Soft Robot Arm Inspired by the Octopus. Advanced Robotics. 26 (7), 709-727 (2012).
  4. Alapan, Y., et al. Soft erythocyte-based bacterial microswimmers for cargo delivery. Science Robotics. 3 (17), 4423(2018).
  5. Magdanz, V., Sanchez, S., Schmidt, O. G. Development of a Sperm-Flagella Driven Micro-Bio-Robot. Advanced Materials. 25 (45), 6581-6588 (2013).
  6. Rus, D., Tolley, M. T. Design, fabrication and control of soft robots. Nature. 521 (7553), 467-475 (2015).
  7. Holley, M. T., Nagarajan, N., Danielson, C., Zorlutuna, P., Park, K. Development and characterization of muscle-based actuators for self-stabilizing swimming biorobots. Lab Chip. 16 (18), 3473-3484 (2016).
  8. Shin, S. R., et al. Aligned Carbon Nanotube–Based Flexible Gel Substrates for Engineering Biohybrid Tissue Actuators. Advanced Functional Materials. 25 (28), 4486-4495 (2015).
  9. Shin, S. R., et al. Carbon-nanotube-embedded hydrogel sheets for engineering cardiac constructs and bioactuators. ACS Nano. 7 (3), 2369-2380 (2013).
  10. Shin, S. R., et al. Electrically Driven Microengineered Bioinspired Soft Robots. Advanced Materials. 30 (10), 1704189(2018).
  11. Tye, K. M., Deisseroth, K. Optogenetic investigation of neural circuits underlying brain disease in animal models. Nature Reviews Neuroscience. 13 (4), 251-266 (2012).
  12. Feinberg, A. W., et al. Muscular thin films for building actuators and powering devices. Science. 317 (5843), 1366-1370 (2007).
  13. Jia, Z., et al. Stimulating cardiac muscle by light: cardiac optogenetics by cell delivery. Circulation: Arrhythmia and Electrophysiology. 4 (5), 753-760 (2011).
  14. Shin, S. R. Carbon Nanotube Reinforced Hybrid Microgels as Scaffold Materials for Cell Encapsulation. ACS Nano. , (2013).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Bioinspired Soft RobotCardiac Muscle TissueMicropatterned HydrogelFlexible Gold MicroelectrodesCarbon Nanotube GelMAElectrical StimulationPhotolithography MethodsCardiomyocyte ContractionSting Ray MimicrySerpentine Electrode Design

Related Articles