Artykuł metodologiczny

Rękawowa resekcja żołądka u myszy przy użyciu klipsów chirurgicznych

DOI:

10.3791/60719

⸱

14 listopada 2020

 ,  ,  ,  , 
1Cardiovascular Division, Internal Medicine Department, Min-Sheng General Hospital, 2Department of Nutrition and Health Sciences, School of Healthcare Management, Kai-Nan University, 3Institute of Clinical Medicine, National Yang-Ming University, 4Food Science and Biotechnology, College of Biotechnology and Bioresources, University of Da-Yeh, 5Department of Surgery, Min-Sheng General Hospital, 6Department of Critical Care Medicine, Taipei Veterans General Hospital, 7Division of Cardiology, Department of Internal Medicine, Taipei Veterans General Hospital, 8Division of Cardiology, Heart Center, Cheng-Hsin General Hospital, 9Taipei Medical University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Częstość występowania cukrzycy i otyłości stale rośnie na całym świecie. Mechanizmy między cukrzycą, otyłością i związaną z nimi śmiertelnością i chorobami współistniejącymi wymagają dalszych badań. W niniejszej pracy przedstawiono protokół rękawowej resekcji żołądka (SG) u zwierząt jako nieskomplikowany model przedkliniczny chirurgii bariatrycznej.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Liczba osób z nadwagą i otyłością stale rośnie, zarówno w populacji dorosłych, jak i młodzieży. Zbiega się to ze wzrostem powszechnego zjawiska cukrzycy typu 2 (T2D) i innych problemów metabolicznych. Chirurgia bariatryczna, taka jak SG, jest obecnie jedną z najskuteczniejszych i najpowszechniej stosowanych długoterminowych metod leczenia otyłości i cukrzycy typu 2, ale związek między nimi nie jest jeszcze w pełni zbadany. Mechanizmy leżące u podstaw wyników obserwowanych po operacji bariatrycznej u ludzi można zbadać na podstawie przedklinicznych badań na zwierzętach. SG zmniejsza masę ciała, poziom glukozy i wiele parametrów metabolicznych, a także jest łatwy do wykonania przy niskiej częstości występowania powikłań. Celem tej pracy jest dostarczenie naukowcom prostej metody i nieskomplikowanego modelu przedklinicznego chirurgii bariatrycznej u zwierząt.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Częstość występowania otyłości wzrosła prawie trzykrotnie na całym świecie od 1975 roku. W 2016 roku ponad 1,9 miliarda dorosłych w wieku powyżej 18 lat miało nadwagę, a ponad 650 milionów dorosłych było otyłych. Częstość występowania cukrzycy typu 2 w populacji dorosłych również się podwoiła z 4,7% do 8,5%, przy czym liczba ta wzrosła ze 108 milionów do 422 milionów dorosłych w latach 1980-2014 na całym świecie1. Większość operacji bariatrycznych skutkuje znaczną utratą wagi, redukcją tkanki tłuszczowej oraz poprawą tolerancji glukozy, insulinooporności i kontroli cukrzycy2. Oprócz utraty masy ciała i remisji cukrzycy typu 2, chirurgia bariatryczna przynosi dodatkowe korzyści zdrowotne, takie jak kontrola nadciśnienia tętniczego i mniejsza częstość występowania niektórych rodzajów rozwoju i progresji raka związanego z otyłością3. Chirurgia bariatryczna indukuje również trwałą, całkowitą, częściową remisję cukrzycy typu 2 i zmniejsza ryzyko dziesięcioletniej poważnej choroby niedokrwiennej serca (CHD) i pewien stopień ryzyka naczyń mózgowych. Jednak mechanizmy leżące u podstaw tego zjawiska nie są w pełni zrozumiałe4.

Istnieje kilka procedur chirurgii bariatrycznej/metabolicznej. Zarówno restrykcyjne, jak i pomostowe operacje pomostowania przewodu pokarmowego mają pozytywny wpływ na metabolizm5. Spośród bariatrycznych modeli chirurgicznych, SG i zmodyfikowane obejście żołądka Roux-en-Y mają wyższy sukces i niższe wskaźniki śmiertelności oraz wykazują wiarygodne modele operacji pomostowania restrykcyjnego i żołądkowo-jelitowego u myszy6. Chociaż operacja pomostowania przewodu pokarmowego zapewnia większą utratę masy ciała i znaczną poprawę tolerancji glukozy i stłuszczenia wątroby niż procedura restrykcyjna w dłuższej perspektywie, SG nadal zapewnia dobrą kontrolę masy ciała i poziomu glukozy oraz jest łatwa do wykonania przy niskiej częstości występowania powikłań6. W latach 2008-2014 odsetek SG wzrósł z 30% do 54%, a operacja pomostowania żołądka metodą Roux-en-Y zmniejszyła się z 52% do 32%7. Obecnie laparoskopowa SG jest najczęściej wykonywanym zabiegiem bariatrycznym na poziomie krajowym w ośrodkach akademickich w Stanach Zjednoczonych8. Chociaż opublikowano wiele doniesień dotyczących procesów patofizjologicznych między chirurgią bariatryczną, cukrzycą i otyłością, potrzebujemy więcej eksperymentów na zwierzętach, aby dalej badać nieznane mechanizmy.

Ten protokół ma na celu stworzenie metody zwierzęcej do badania mechanizmów leżących u podstaw wyników obserwowanych po operacji bariatrycznej u ludzi. Obecne badanie translacyjne może dostarczyć informacji na temat mechanizmu otyłości i leczenia cukrzycy typu 2 z SG.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury dotyczące wykorzystania zwierząt zostały zatwierdzone przez Narodowy Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Yang-Ming i były zgodne z "Przewodnikiem po opiece i użytkowaniu zwierząt laboratoryjnych.8 edycja, 2011". Zabieg znieczulenia został przeprowadzony zgodnie z wytycznymi dotyczącymi kontroli bólu, znieczulenia, opieki przedoperacyjnej i pooperacyjnej dla zwierząt doświadczalnych z National Yang Ming University, ICAUC-016, 2015, 1 edycja.

1. Przygotowanie zwierząt

  1. Zdobądź 20 8-tygodniowych samców myszy C57BL/6 typu dzikiego z National Laboratory Animal Center (NLAC), które ważą około 16-18 gramów. Losowo przypisz te myszy do SG lub pozorowanej grupy operacyjnej z 10 myszami każda.
  2. Rozpocznij u myszy karmienie lub dietę wysokotłuszczową (patrz Plik uzupełniający) przed operacjami bariatrycznymi lub pozorowanymi9. Wyprodukuj otyłość wywołaną dietą z co najmniej 2 tygodniami przedoperacyjnymi HFD.
  3. Trzymaj myszy w Narodowym Centrum Zwierząt Laboratoryjnych Uniwersytetu Yang-Ming w cyklu jasno-ciemnym o godzinie 12:12 z początkiem światła o godzinie 07:00 i pozwól na swobodne karmienie standardową karmą dla gryzoni i wodą.
  4. Ogranicz wszystkim zwierzętom dostęp do jedzenia, ale zapewnij swobodny dostęp do wody w noc przed zabiegiem.

2. Ogólne przygotowanie przedoperacyjne

  1. Pościć myszy przez co najmniej 6 godzin przed zabiegiem. Wywołaj znieczulenie w komorze indukcyjnej z 5% izofluranem i tlenem (oba 3-4 l/min).
    1. Sprawdź głębokość znieczulenia, upewniając się, że stymulacja szczypania (, zakrzywione, ząbkowane, gładkie mikrokleszcze) tylnej łapy, przedniej łapy i ucha nie wywołuje żadnego odruchu motorycznego. Przed operacją należy podać antybiotyki (25 mg/kg cefazoliny) we wstrzyknięciach podskórnych.
  2. Przypisz konkretną strefę roboczą do zabiegów chirurgicznych. Przed operacją oczyść obszar operacyjny i spryskaj stół operacyjny 75% roztworem alkoholu.
  3. Umieść mysz w stożku nosowym i utrzymuj znieczulenie 2% izofluranem (2 l/min) i tlenem (4 l/min).
  4. W przypadku rękawowej resekcji żołądka i operacji pozorowanej, po potwierdzeniu odpowiedniej głębokości znieczulenia poprzez stymulację palców u stóp, nałóż 0,2% żel pod oczy Carbomer na oczy myszy, aby zapobiec suchości oczu.
  5. Użyj elektrycznej maszynki do golenia, aby zgolić włosy od brzucha do mostka. Usuń i oczyść pozostałe włosy kremem do depilacji. Umieść i zamocuj mysz na stole operacyjnym w pozycji leżącej.
  6. Zdezynfekuj ścianę brzucha myszy roztworami powidonu i jodu na przemian z 75% alkoholem przez 3 aplikacje.

3. Rękawowa resekcja żołądka i zabiegi pozorowane

  1. Laparotomia medianowa
    1. Użyj mikronożyczek, aby wykonać nacięcie linii środkowej o długości 1-1,5 cm w górnej części brzucha.
  2. Eksternalizacja żołądka i jelit
    1. Procedurę SG należy wykonać za pomocą powiększającego mikroskopu preparacyjnego lub lupy, w zależności od potrzeb, aby zapobiec nieprzewidywalnemu krwawieniu i wstrząsowi hipowolemicznemu.
    2. Użyj dwóch zakrzywionych, gładkich, ząbkowanych mikrokleszczyków, aby delikatnie przesunąć żołądek i całkowicie go uzewnętrznić.
    3. Ostrożnie podziel więzadło żołądkowo-śledzionowe łączące lewy żołądek ze śledzioną za pomocą sondy z bawełnianą końcówką i elektrokoagulacji w razie potrzeby, wycinając w ten sposób dno żołądka z otaczającej śledziony i innych narządów wewnętrznych.

4. Izolacja żołądka i klips

UWAGA: SG dla myszy zostało przeprowadzone przy użyciu nowej techniki aplikacji klipsów, jak wcześniej opublikowano10.

  1. Rozciągnij dno i odźwiernik żołądka delikatnie i bocznie za pomocą kleszczy, zidentyfikuj linię środkową (Rysunek 1 i Rysunek 2) i ostrożnie przyłóż klipsy chirurgiczne do połowy przyśrodkowej strony linii środkowej żołądka od połączenia żołądkowo-przełykowego niżej i dolnego bieguna wyżej. Zacisnąć i wykluczyć około 75-80% żołądka, tworząc w ten sposób cały boczny rękaw żołądka (Rysunek 1 i Rysunek 2).
  2. Przenieś jelito do gołej skóry z boku i przykryj je gazą zwilżoną ciepłą solą fizjologiczną i w razie potrzeby wykonaj nawodnienie dootrzewnowe, aby zapobiec odwodnieniu i hipotermii.
  3. Wyciąć boczny przycięty żołądek, usunąć wykluczony rękaw żołądka za pomocą mikronożyczek, a następnie wysterylizować odciętą krawędź żołądka roztworem powidonu i jodu.
  4. Przeszyj żyłkę klipsa niewchłanialnym szwem z monofilamentu 5-0, aby zapewnić brak wycieków. Zapnij końce szwu i zakotwicz się w zaciskach na obu końcach.
  5. Przywróć żołądek i jelito do właściwej pozycji w jamie brzusznej i zamknij jamę brzuszną za pomocą biegnącego 5-0 monofilamentowego, niewchłanialnego, ciągłego i nieciągłego szwu do powięzi i ściany brzucha.
  6. Po całym zabiegu należy podawać dootrzewnowo leki przeciwbólowe z ketoprofenem (2-5 mg/kg) i antybiotyki z cefazoliną (25 mg/kg).

5. Fałszywa procedura SG

  1. Wykonaj podobną procedurę, jak opisano wcześniej, z laparotomią w linii środkowej i uzewnętrzniaj jelito i żołądek za pomocą mokrej, ciepłej gazy solnej o temperaturze 37 °C przez 5 minut.
  2. Przywróć żołądek i jelito do odpowiednich miejsc tych narządów wewnętrznych.
  3. Dokładnie zamknij ścianę brzucha, jak opisano wcześniej, za pomocą 2 warstw ciągłego i nieciągłego zamykania do powięzi i skóry za pomocą powolnych lub niewchłanialnych szwów monofilamentowych. Po całym zabiegu należy podawać dootrzewnowo leki przeciwbólowe z ketoprofenem (2-5 mg/kg) i antybiotyki z cefazoliną (25 mg/kg).

6. Ogólna opieka pooperacyjna

  1. Odstaw izofluran i kontynuuj przepływ powietrza w pomieszczeniu o natężeniu 3-5 l/min, aż mysz całkowicie się obudzi.
  2. Obserwuj mysz, która odzyskuje mobilność i zaczyna chodzić po klatce.
  3. Umieść mysz w niezależnym inkubatorze o temperaturze 30 °C na 5 dni. Upewnij się, że w klatce jest tylko jedna mysz, aby myszy nie zraniły się nawzajem.
  4. Zwróć bezpłatny dostęp do diety żelowej (dieta żelowa o wysokiej zawartości tłuszczu: 10% smalcu, 10% cukru płynnego, 57% wody) przez 3 dni po zabiegu i ponownie wprowadź poprzednio przypisaną dietę 3 dni po zabiegu.
  5. Podskórnie lub dootrzewnowo wstrzykiwać ketoprofen (2-5 mg/kg) i cefazolinę (25 mg/kg) przez 1 dzień po operacji.
  6. Oceniaj masę ciała myszy co tydzień przez cały okres badania. Podawać ketoprofen (2-5 mg/kg) we wstrzyknięciu dootrzewnowym w celu kontroli bólu raz na dobę, w razie potrzeby, jeśli zwierzę jest w niebezpieczeństwie po operacji.
    UWAGA: W tym przypadku wskaźnik przeżycia SG wynosił 90% po okresie uczenia się.

7. Ocena parametrów metabolicznych

  1. Poszcz myszy przez 6 godzin i pobierz wyjściowe próbki krwi (0 min). Zdobądź wszystkie próbki krwi z czubka żyły ogonowej swobodnie poruszających się myszy11,12.
  2. Dostarczyć 1 mg/g 50% dekstrozy we wstrzyknięciu dootrzewnowym w celu wykonania testu tolerancji glukozy.
  3. Zmierz poziom glukozy we krwi z końcówek żył ogonowych swobodnie poruszających się myszy po 0, 5, 15, 30, 60 i 120 minutach po podaniu glukozy na zduplikowanych próbkach za pomocą glukometrów i pasków testowych.
  4. Próbkę krwi pełnej (n = 10 dla każdej grupy) należy przechowywać w temperaturze pokojowej z krzepnięciem przez 30 minut.
  5. Odwirować próbkę krwi o stężeniu 3 000 x g przez 10 minut w temperaturze 4 °C.
  6. Przenieść osocze do oddzielnych probówek bez naruszania zakrzepów krwi i przechowywać w temperaturze -80 °C.
  7. Zbadaj próbki osocza pod koniec badania przy użyciu komercyjnych zestawów ELISA dla myszy pod kątem poziomu hemoglobiny A1c (HBA1c), glukozy, cholesterolu i insuliny zgodnie z wytycznymi producenta.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wyniki operacji są pokazane w Rysunek 3 i Rysunek 4. Wskaźnik przeżycia w badaniu wynosił 90%. Jedna mysz zmarła w grupie pozorowanej z powodu osłabienia, a druga mysz zmarła w grupie SG trzeciego dnia po operacji z nieznanych przyczyn. Wyniki uzyskane w zakresie utraty masy ciała (Ryc. 3A) po operacji (w 3 tygodniu) na myszach karmionych HFD były dość podobne do tych obserwowanych u ludzi, z końcową utratą masy ciała o około 15-20%

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Większość prospektywnych badań kohortowych potwierdziła, że zwiększenie wskaźnika masy ciała wiąże się ze wzrostem śmiertelności. Otyłość wiąże się z wyższym ryzykiem cukrzycy, chorób sercowo-naczyniowych (CVD) i zgonu u obu płci. Specyficzne procesy patologiczne ustaliły związek między cukrzycą, otyłością i śmiertelnością14. Przeglądy systematyczne wskazują na korzyści płynące z chirurgii bariatrycznej w zmniejszaniu czynników ryzyka chorób sercowo-naczyniowych, z dowodami na regresję przerostu k...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękujemy Pani Isabelle Lu za angielską narrację.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,9% soli fizjologicznejChiny Chemical & Pharmaceutical Co., Sp. z o.o.
Szew monofilamentowy 5-0Shineteh Inc. TajwanEthicon
AlmShineteh Inc. TajwanST-A072PKUNIK
Technologia kroku znieczulenia zwierząt0712VAP11076Kleszcze Matrx
Barraqer-TroutmanShineteh Inc. TajwanST-N309(H-4410)UNIK
cefazolinTajwańska firma farmaceutyczna weteranów
Dieta chowDiety
Paski glukozy i glukometrBeneCheckBKM13-1Zestaw BeneCheck
HbA1c
FujiFUJI DRI-CHEM 4000iEuropa
Dieta wysokotłuszczowaDiety badawcze1810724LabDiet
Kleszcze do tęczówkiShineteh Inc. TajwanST-1210UNIK
Nożyczki do irysaShineteh Inc. TajwanST-S011UNIK
IsofluranePanion & BF biotech INC8547Panion & BF
KetoprofenSigma22071154Sigma-Aldrich
Mikroskop stereoskopowyMicroTechSZ-5TMicroTech
Klips chirurgiczny (M)Echicon Inc., Somerville, NJRozmiar M, 5mm
Żel VidisicDr. Gerhard Mann Chem.-pharm. Fabrik GmbH
badawcze System hematologiczny poziomu OKEH00661

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. WHO. Obesity and overweight. WHO. , (2018).
  2. Buchwald, H., et al. Bariatric surgery: a systematic review and meta-analysis. Journal of the American Medical Association. 292 (14), 1724-1737 (2004).
  3. Schauer, D. P., et al. Bariatric Surgery and the Risk of Cancer in a Large Multisite Cohort. Annals of Surgery. 269 (1), 95-101 (2019).
  4. Wei, J. H., et al. Metabolic surgery ameliorates cardiovascular risk in obese diabetic patients: Influence of different surgical procedures. Surgery for Obesity and Related Diseases. 14 (12), 1832-1840 (2018).
  5. Lee, W. J., Aung, L. Metabolic Surgery for Type 2 Diabetes Mellitus: Experience from Asia. Diabetes & Metabolism. 40 (6), 433-443 (2016).
  6. Yin, D. P., et al. Assessment of different bariatric surgeries in the treatment of obesity and insulin resistance in mice. Annals of Surgery. 254 (1), 73-82 (2011).
  7. Abraham, A., et al. Trends in Bariatric Surgery: Procedure Selection, Revisional Surgeries, and Readmissions. Obesity Surgery. 26 (7), 1371-1377 (2016).
  8. Varela, J. E., Nguyen, N. T. Laparoscopic sleeve gastrectomy leads the U.S. utilization of bariatric surgery at academic medical centers. Surgery for Obesity and Related Diseases. 11 (5), 987-990 (2015).
  9. Surwit, R. S., Kuhn, C. M., Cochrane, C., McCubbin, J. A., Feinglos, M. N. Diet-induced type II diabetes in C57BL/6J mice. Diabetes. 37 (9), 1163-1167 (1988).
  10. Schlager, A., et al. A mouse model for sleeve gastrectomy: applications for diabetes research. Microsurgery. 31 (1), 66-71 (2011).
  11. Pressler, J. W., et al. Vertical sleeve gastrectomy restores glucose homeostasis in apolipoprotein A-IV KO mice. Diabetes. 64 (2), 498-507 (2015).
  12. Williams, L. M., et al. The development of diet-induced obesity and glucose intolerance in C57BL/6 mice on a high-fat diet consists of distinct phases. PLoS One. 9 (8), 106159(2014).
  13. Huang, R., Ding, X., Fu, H., Cai, Q. Potential mechanisms of sleeve gastrectomy for reducing weight and improving metabolism in patients with obesity. Surgery for Obesity and Related Diseases. 15 (10), 1861-1871 (2019).
  14. Bender, R., Zeeb, H., Schwarz, M., Jockel, K. H., Berger, M. Causes of death in obesity: relevant increase in cardiovascular but not in all-cancer mortality. Journal of Clinical Epidemiology. 59 (10), 1064-1071 (2006).
  15. Vest, A. R., Heneghan, H. M., Agarwal, S., Schauer, P. R., Young, J. B. Bariatric surgery and cardiovascular outcomes: a systematic review. Heart. 98 (24), 1763-1777 (2012).
  16. Ionut, V., Burch, M., Youdim, A., Bergman, R. N. Gastrointestinal hormones and bariatric surgery-induced weight loss. Obesity (Silver Spring). 21 (6), 1093-1103 (2013).
  17. Arble, D. M., Sandoval, D. A., Seeley, R. J. Mechanisms underlying weight loss and metabolic improvements in rodent models of bariatric surgery. Diabetologia. 58 (2), 211-220 (2015).
  18. Schneck, A. S., et al. Effects of sleeve gastrectomy in high fat diet-induced obese mice: respective role of reduced caloric intake, white adipose tissue inflammation and changes in adipose tissue and ectopic fat depots. Surgical Endoscopy. 28 (2), 592-602 (2014).
  19. Rubino, F., R'Bibo, S. L., del Genio, F., Mazumdar, M., McGraw, T. E. Metabolic surgery: the role of the gastrointestinal tract in diabetes mellitus. Nature Reviews Endocrinology. 6 (2), 102-109 (2010).
  20. Wilson-Perez, H. E., et al. Vertical sleeve gastrectomy is effective in two genetic mouse models of glucagon-like Peptide 1 receptor deficiency. Diabetes. 62 (7), 2380-2385 (2013).
  21. Lopez, P. P., Nicholson, S. E., Burkhardt, G. E., Johnson, R. A., Johnson, F. K. Development of a sleeve gastrectomy weight loss model in obese Zucker rats. Journal of Surgical Research. 157 (2), 243-250 (2009).
  22. Koch, T. R., Shope, T. R. Laparoscopic Vertical Sleeve Gastrectomy as a Treatment Option for Adults with Diabetes Mellitus. Advances in Experimental Medicine and Biology. , (2020).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Model mysichirurgia bariatrycznabadania nad oty o cicukrzyca typu 2efekty metaboliczneinsulinoopornooperacja pozorowanadieta wysokot uszczowa

Powiązane artykuły