Powtarzalny test schodkowy w celu uzyskania dostępu do allelopatycznego potencjału chwastów ryżu (Oryza sativa ssp.)

Podsumowanie

Allelopatia okazała się obiecująca jako użyteczna uzupełniająca strategia zwalczania chwastów w systemach upraw. Aby określić potencjał allelopatyczny pożądanego okazu rośliny, stosuje się metodę przesiewową schodkową.

Streszczenie

Konkurencja chwastów znacząco przyczynia się do strat plonów w systemach upraw na całym świecie. Ewolucja odporności wielu gatunków chwastów na herbicydy stosowane w sposób ciągły spowodowała potrzebę opracowania dodatkowych metod zarządzania. Allelopatia to proces fizjologiczny, który posiadają niektóre gatunki roślin, który zapewnia roślinie przewagę nad sąsiadami. Allelopatyczne odmiany roślin uprawnych byłyby wyposażone w zdolność do hamowania wzrostu otaczających konkurentów, zmniejszając w ten sposób potencjalne straty plonów spowodowane ingerencją chwastów. Niniejsza praca koncentruje się na budowie i działaniu testu schodkowego stosowanego do badania przesiewowego potencjału allelopatycznego gatunku dawcy (Oryza sativa) przeciwko gatunkowi chwastów odbiorczych (Echinochloa crus-galli) w warunkach szklarniowych. Struktura opisana w tym artykule służy jako podstawa dla próbek roślin i zawiera system nawadniania w określonym czasie do akumulacji i dystrybucji allelochemikaliów. Allelochemikalia wytwarzane przez korzenie roślin mogą spływać w dół przez szereg czterech doniczek oddzielnie do zbiornika zbiorczego i są zawracane z powrotem do górnej rośliny za pomocą pomp elektrycznych. Ta metoda badań przesiewowych umożliwia allelochemikalia z rośliny dawcy dotarcie do roślin biorczych bez konkurencji o zasoby, umożliwiając w ten sposób ilościowy pomiar potencjału allelopatycznego wybranej rośliny dawcy. Potencjał allelopatyczny jest mierzalny poprzez redukcję wysokości roślin odbiorczych. Wstępne dane przesiewowe dotyczące skuteczności tej metody wykazały zmniejszenie wysokości u gatunku odbiorcy, wiechliny (E. crus-galli), a tym samym obecność pozostałości allelopatycznych z rośliny dawcy, ryżu zachwaszczonego (Oryza sativa).

Wprowadzenie

Allelopatia jest naturalnym i złożonym zjawiskiem, które było przedmiotem zainteresowania wielu naukowców zajmujących się roślinami w ciągu ostatnich kilku dekad. Mechanizmy związane z allelopatią w uprawach były przedmiotem wielu badań od lat 30. XX wieku, kiedy Molisch zaobserwował, że roślina ma bezpośredni lub pośredni wpływ na sąsiednią roślinę poprzez produkcję i wydzielanie związków chemicznych do środowiska¹. Allelopatia to wytwarzanie metabolitów wtórnych, które działają hamująco na wzrost i kiełkowanie niektórych gatunków roślin. Uwolnione alopatyczne związki chemiczne pomagają zapewnić roślinom-dawcom przewagę konkurencyjną poprzez dodawanie fitotoksyn do otaczającego je środowiska². Na aktywność allelopatyczną składa się wiele czynników. Jest selektywny pod względem skuteczności i różni się w zależności od odmiany, warunków środowiskowych, fazy wzrostu, stresu, środowiska i dostępności składników odżywczych³.

W ostatnich latach, allelopatia została podkreślona w badaniach jako możliwe uzupełnienie stałego i narastającego kryzysu zwalczania chwastów. Wraz z rosnącą populacją na świecie wzrosło zapotrzebowanie na zrównoważoną produkcję żywności i włókien⁴. Zwalczanie chwastów jest jednym z największych zagrożeń dla produkcji, z jakimi borykają się agronomowie^5,6. Tradycyjne metody zwalczania chwastów koncentrują się na praktykach mechanicznych, chemicznych i kulturowych. Ciągłe stosowanie herbicydów, choć skuteczne, użyteczne i wydajne, przyczyniło się do ewolucji odpornych populacji chwastów w alarmująco szybkim tempie⁷. Inżynieria genetyczna i praktyki hodowlane zostały skutecznie wykorzystane do zapewnienia uprawom przewagi konkurencyjnej nad chwastami, projektując je tak, aby wytrzymywały zastosowania chemiczne, których ich sąsiedzi nie są w stanie przetrwać^7,8. Chociaż technologie te są skuteczne, nie zawsze są zrównoważone i czasami stwarzają problemy związane z krzyżowaniem się⁹. Jeśli cel zwiększenia produkcji żywności ma zostać osiągnięty, należy wprowadzić uzupełniające praktyki zwalczania chwastów¹⁰. Allelopatia jest bardzo obiecująca jako nowe narzędzie obronne dla upraw, aby poprawić ich jakość i przetrwać swoich konkurentów^1,7.

Allelochemikalia są często produktami wtórnymi, a ponieważ na ich produkcję duży wpływ mają czynniki środowiskowe, trudno jest zidentyfikować konkretne związki związane z tłumieniem roślin³. Czynniki produkcji obejmują genetykę i wspólne działanie metabolitów wtórnych, które mogą działać synergistycznie^11,12. Oddzielenie aktywności allelopatycznej od konkurencji, która naturalnie istnieje w interakcjach między roślinami uprawnymi i chwastami, jest wyzwaniem, dlatego podczas badań przesiewowych w kierunku allelopatii musi istnieć standardowy zestaw wyników, które kwalifikują test jako ważny i powtarzalny. Poniżej znajduje się zestaw kryteriów, które kwalifikują wyniki allelopatii zgodnie z opisem Olofsdotter et al.^{12 1)} Jedna roślina musi wykazywać tłumienie innej rośliny we wzorze; 2) Substancje chemiczne, które są uwalniane do środowiska w ilościach bioaktywnych, muszą być produkowane przez roślinę dawcę; 3) Wyprodukowane chemikalia muszą nadawać się do transportu do zakładu odbiorczego; 4) W instalacji odbiorczej musi być obecny pewien mechanizm absorpcji; 6) Zaobserwowany wzorzec hamowania nie może mieć innego wyłącznego wyjaśnienia (np. konkurencji o zasoby)¹².

W celu pokonania bariery między brakiem wiedzy na temat mechanizmów wspierających allelopatię a rozwojem odmiany, cechy fenotypowe związane z odmianami allelopatycznym mogą być identyfikowane i wybierane do dalszych badań i zastosowań. Niektóre rośliny, o których wiadomo, że mają cechy allelopatyczne, to żyto, sorgo, ryż, słonecznik, rzepak i pszenica¹³. Podczas wczesnych obserwacji allelopatii w uprawach, ze względu na wyraźne granice wzrostu chwastów w doświadczeniach polowych, zaproponowano, że w grę wchodziły substancje chemiczne, a nie rywalizacja o zasoby¹⁴. Jednak większość badań była eksperymentami terenowymi, które uniemożliwiły wyeliminowanie konkurencji jako czynnika¹⁴. Wysiłki zmierzające do eliminacji konkurencji ustąpiły miejsca eksperymentom laboratoryjnym i szklarniowym w celu udowodnienia i ilościowego określenia aktywności allelopatycznej w ryżu i innych uprawach. Metody polowe i szklarniowe do badania roślin pod kątem allelopatii pokazują, że tendencje allelopatyczne są obecne w obu warunkach wzrostu^11,15. Niektórzy krytycy uważają, że badania laboratoryjne mogą mieć ograniczoną wartość ze względu na brak warunków naturalnych, które mogą mieć wpływ na wyniki¹⁵.

Proponowana metoda badania potencjału allelopatycznego u roślin zapewnia odpowiednie zasoby i przestrzeń oraz eliminuje konkurencję o zasoby za pomocą struktury schodkowej^11,17. Metoda została zaadaptowana i zmodyfikowana w stosunku do poprzednich eksperymentów badających allelopatię w trawach darniowych i jęczmieniu^17,18. Badania te wykazały, że podobny system był w stanie uzyskać dokładne wyniki dotyczące potencjału allelopatycznego rośliny docelowej, jednocześnie usuwając wszelkie wątpliwości, że obserwacje można przypisać naturalnej konkurencji. Metoda schodkowa tworzy układ krążenia, w którym pożywka ze zbiornika może przepływać przez każdą roślinę do tacki inkubacyjnej w kilku krokach. Następnie pompa elektryczna zawraca roztwór wraz z wyprodukowanymi allelochemikaliami¹⁸. Metoda taka jak ta jest efektywna zarówno pod względem czasu, przestrzeni, jak i zasobów. Zapewnia również roślinom podobne warunki polowe i eliminuje wszelką konkurencję o zasoby. Metodami i narzędziami stosowanymi do badań przesiewowych można łatwo manipulować, aby dopasować je do pożądanych celów badania, warunków i konkretnych gatunków. Celem pracy jest potwierdzenie zachwaszczonej allelopatii ryżowej poprzez pomiary zahamowania wysokości na wiechlinie ogrodowej z zastosowaniem metody schodkowej.

Protokół

1. Budowa stelaża

UWAGA: Wymiary drewna podano jako grubość (cm) x szerokość (cm) x długość (m).

1. Przyciąć drewno na odpowiednie wymiary i w odpowiedniej ilości w następujący sposób: pięć drewnianych elementów o wymiarach 10,16 cm x 5,08 cm x 0,91 m, trzy drewniane elementy o wymiarach 10,16 cm x 5,08 cm x 0,76 m, trzy drewniane elementy o wymiarach 10,16 cm x 5,08 cm x 0,61 m, pięć drewnianych elementów o wymiarach 10,16 cm x 5,08 cm x 0,46 m, trzy drewniane elementy o wymiarach 10,16 cm x 5,08 cm x 0,3 m oraz trzy drewniane elementy o wymiarach 10,16 cm x 5,08 cm x 0,15 m.
2. W przypadku najwyższego poziomu, ustawić jedną deskę o długości 2,4 m na dwóch elementach o długości 0,91 m umieszczonych na brzegach każdego z końców i wkręcić dwa wkręty pionowo w każdy z elementów 0,91 m. W celu wzmocnienia przykręcić kolejny element 0,91 m w odległości 1,22 m od każdego końca, a następnie umieścić deskę 2,4 m z tyłu podpór 0,91 m i przykręcić ją dla stabilizacji.
   UWAGA: Osiem desek o wymiarach 3,175 cm x 15,24 cm x 2,4 m pozostawia się w niezmienionej formie, bez docinania, aby służyły jako blaty dla każdego poziomu stelaża.
3. Powtórzyć krok 1.2 dla kolejnego poziomu stelaża, używając elementów o długości 0,76 m.
4. Powtórzyć krok 1.2 dla kolejnych poziomów, używając elementów 0,61 m, aż do szóstego poziomu o wysokości 0,15 m.
   UWAGA: Dla poziomów 3–6 nie jest wymagana wspierająca deska 2,4 m. Końcowy stelaż posiada sześć poziomów z trzema wspornikami pionowymi dla każdego z nich: jednym na każdym końcu i jednym w środku.
5. Ustawić poziomy w kolejności malejącej wysokości, tak aby wystający brzeg był skierowany do tyłu i dotykał poziomu powyżej, pozostawiając przerwę między poziomami.
6. Przykręcić deskę 0,91 cm do każdej z dolnych krawędzi poziomów wzdłuż podłoża i przymocować poziomy wkrętami.
7. Przykręcić poziomo deskę o długości 0,46 m dla stabilizacji trzech najwyższych poziomów po każdej stronie konstrukcji, 0,61 m nad ziemią.
8. Przykręcić trzy kątowniki do końców frontowych oraz do środka najwyższego poziomu.
9. Przykręcić drewniany element o wymiarach 2,54 cm x 5,08 cm x 20,32 cm poprzecznie do kątowników, 2,54 cm od podstawy poziomu.
   UWAGA: Wykonać jedną konstrukcję o wymiarach 0,91 m x 0,91 m x 2,4 m. Końcowy produkt bazowy przedstawiono na Rysunku 1. Wymiary mogą ulegać zmianie w zależności od potrzeb eksperymentalnych. Opisana konstrukcja została zaprojektowana dla doniczek o średnicy 15,24 cm. Odległości między poziomami zostały dostosowane do doniczek i materiału roślinnego użytego w tym eksperymencie, aby zapewnić stały przepływ allelokemikaliów i roztworu z jednej doniczki do drugiej w dół stelaża pod wpływem grawitacji.

Rysunek 1: Widok z przodu drewnianej podstawy. Drewniana podstawa służy jako stojak dla próbek roślin. Materiały do systemu należy złożyć i dodać w zależności od liczby próbek wymaganych do eksperymentu. W niniejszym badaniu dwa stojaki posłużyły jako podstawa dla 31 próbek. Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej figury.

2. Montaż systemu

1. Zdejmij zakrętkę z butelki po napoju o pojemności 1 L i pomaluj butelkę czarną farbą w sprayu.
   UWAGA: Butelki po napojach będą służyć jako zbiorniki u góry systemu dla jednej kolumny. Farba stanowi blokadę dla światła, ograniczając lub zapobiegając wzrostowi glonów.
2. W dnie każdej butelki wywierć mały otwór, na tyle duży, aby można było osadzić plastikową rurkę PVC o średnicy wewnętrznej (ID) 0,35 cm, średnicy zewnętrznej (OD) 0,64 cm i długości 5,08 cm.
3. Po włożeniu rurki nałóż wokół krawędzi otworu warstwę wodoodpornego uszczelniacza silikonowego, aby zapobiec wyciekom. Pozostaw do całkowitego wyschnięcia.
4. Powtórz kroki 2.2 i 2.3 dla każdego z plastikowych naczyń używanych do trzymania doniczek.
   UWAGA: Do jednej kolumny potrzebne będą cztery naczynia.
5. Zdejmij pokrywkę i pomaluj czarną farbą w sprayu zewnętrzną stronę plastikowych kanistrów o pojemności 2,27 L. Kanistry te będą służyć jako zbiorniki kolektory u podstawy każdej kolumny.
6. Wywierć mały otwór w górnej tylnej części kanistra.
   UWAGA: Materiały wymienione w krokach 2.1–2.6 pozwalają na stworzenie jednej kolumny. Liczba kolumn zależy od liczby próbek wymaganych dla planowanego eksperymentu. Do jednej próbki potrzebne są dwie kolumny. Wszystkie wymiary mogą ulec zmianie w zależności od potrzeb eksperymentalnych.
7. Po przygotowaniu i wysuszeniu materiałów ustaw butelkę na najwyższym blacie tak, aby rurka PVC zwisała nad krawędzią w stronę schodów.
8. Bezpośrednio pod butelką, na następnym blacie, ustaw jedno plastikowe naczynie z rurką zwisającą nad krawędzią blatu.
9. Powtórz krok 2.8 dla dwóch kolejnych blatów.
10. Ustaw kanister na najniższym blacie otworem skierowanym do tyłu.
11. Połącz kanister z naczyniem znajdującym się powyżej, przeciągając rurkę z naczynia przez otwór w tylnej części kanistra.
12. Nałóż wodoodporny uszczelniacz wokół krawędzi kanistra w miejscu, przez które przechodzi rurka, aby zapobiec wyciekom.
13. Umieść zanurzalną pompę elektryczną 21 W o wydajności 1 0 L/h w dolnym kanistrze.
14. Do dyszy pompy elektrycznej podłącz rurkę PVC o długości 1,07 m, średnicy wewnętrznej (ID) 1,27 cm i średnicy zewnętrznej (OD) 1,59 cm.
15. Przeciągnij rurkę przez szczelinę między blatami i nad tyłem butelki znajdującej się na szczycie systemu.
16. Podłącz pompę do cyfrowego programatora czasowego i ustaw go zgodnie z potrzebami.
    UWAGA: Programator został ustawiony na pracę przez 1 min co 3 h przez cały czas trwania eksperymentu. Wybrany czas pozwolił na cyrkulację maksymalnej ilości cieczy w zbiorniku kolektora oraz zapewnił około 10 min przepływu przy każdym uruchomieniu pompy, zapobiegając jednocześnie zalewaniu i przelewaniu.

3. Sadzenie

1. Sterylizujemy wszystkie potrzebne nasiona ryżu, płucząc je w 70% etanolu przez 30 s, mocząc w 5% wybielaczu przez 20 min i płucząc 6 razy wodą destylowaną.
2. Wykiełkowujemy wysterylizowane nasiona ryżu w szalkach Petriego wyłożonych papierem filtracyjnym i wypełnionych 5 mL wody destylowanej, w komorze wzrostowej ustawionej na 25 °C.
3. Po wykiełkowaniu nasion wyściełamy dno każdej doniczki dwoma dużymi filtrami do kawy, umieszczając je w doniczkach w ich naturalnym, wklęsłym kształcie.
4. Wypełniamy każdą doniczkę do górnej krawędzi filtra (około 75% objętości doniczki) autoklawowanym, przemywanym i przesianym, specjalistycznym piaskiem kwarcowym. Nawilżamy piasek wodą destylowaną, wlewając ją od góry lub umieszczając doniczki w tackach do sadzenia wypełnionych niewielką ilością wody destylowanej, aby doniczki mogły wchłonąć wodę i pozostać wilgotne. Przesadzamy sześć wykiełkowanych siewek roślin dawców do piasku, rozmieszczając je równomiernie.
5. Przykrywamy siewki piaskiem.
6. Pozostawiamy siewki do ukorzenienia się na 3 tygodnie.
   UWAGA: Piasek bardzo szybko wysycha. Dlatego umieszczanie doniczek w tackach jest efektywną techniką podlewania. Częsta wymiana wody pomoże zapobiec powstawaniu pleśni.
7. Wykiełkowujemy siewki roślin biorców (E. crus-galli) w szalkach Petriట్లో 3 tygodnie po zasadzeniu roślin dawców, wyściełając dno szalki papierem filtracyjnym i dodając 5 mL wody destylowanej. Umieszczamy szalki w komorze wzrostowej w temperaturze 25 °C na 3–5 dni.
8. Przygotowujemy doniczki zgodnie z opisem w krokach 3.1–3.2.
9. Po wykiełkowaniu siewek przesadzamy trzy siewki do przygotowanych doniczek i przykrywamy piaskiem.
   UWAGA: Eksperyment rozpoczyna się jeden dzień po traktowaniu (DAT), czyli w dniu, w którym siewki roślin biorców wykiełkują, zostaną przesadzone i umieszczone w systemie.

4. Umieszczanie próbek

1. Umieść cztery doniczki jednego akcesji roślin dawców w czterech naczyniach w kolumnie 1, po jednej doniczce na rząd. Kolumna 1 składa się wyłącznie z roślin dawców.
2. Umieść dwie doniczki tej samej akcesji roślin dawców w naczyniach w kolumnie 2, w pierwszym i trzecim rzędzie kolumny.
3. Umieść dwie doniczki roślin odbiorców w naczyniach w kolumnie 2, w drugim i czwartym rzędzie kolumny.
4. W przypadku każdej powtórki upewnij się, że dodano tylko jeden rząd roślin odbiorców. Dwie kolumny – pierwsza składająca się wyłącznie z roślin dawców, a druga z naprzemiennie rozmieszczonych dawców i odbiorców – stanowią jedną próbę (Rysunek 2).

Rycina 2: Mapa rozmieszczenia. Schemat przedstawiający rozmieszczenie roślin dawców (WR/R) i odbiorców (BYG) na odpowiednich pozycjach w systemie schodkowym. Jedna jednostka eksperymentalna obejmuje dwie kolumny systemu schodkowego z rozmieszczonymi roślinami. Pojedyncza kolumna roślin odbiorców służyła jako kontrola dla jednej powtórki (skrajna prawa), pojedyncza kolumna roślin dawców jako kontrola dla każdego ekotypu (środek), a kolumna eksperymentalna składała się z naprzemiennie ułożonych roślin dawców i odbiorców (skrajna lewa). Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

5. Powtórz kroki 4.1–4.4 dla każdego wariantu traktowania lub linii rośliny donora (Rycina 3).
   UWAGA: Każda replikacja wymaga jednej kolumny próbek roślin biorców, która będzie służyć jako kontrola dla danej replikacji. Traktowania powtórzono 3-krotnie w zrandomizowanym pełnym układzie blokowym.

Rysunek 3: Końcowa struktura schodkowa. System schodkowy z zamontowanymi roślinami. System zawierał cztery rzędy próbek roślin oraz zbiornik w dolnej części, umożliwiający cyrkulację roztworu z najniższego poziomu do górnej butelki, skąd spływał on grawitacyjnie przez kolejne doniczki. Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

5. Obsługa

1. W dniu DAT 1 napełnić zbiornik kolektorski u podstawy każdej kolumny około 1 50 mL połówkowym roztworem Hoaglanda¹⁷ w wodzie destylowanej.
2. Ustawić programatory czasowe zgodnie z oczekiwaniami w trybie automatycznego wyłączania (auto off).
3. Przykryć zbiorniki kolektorskie czarną folią plastikową, aby ograniczyć ekspozycję na światło oraz parowanie.
4. Dopełniać zbiorniki co 2 dni 50 mL roztworem Hoaglanda, aby zapewnić ciągły przepływ w systemie.
5. Utrzymywać temperaturę w szklarni na poziomie 28 °C w dzień i 24 °C w nocy przy cyklu 16/8 h oraz wilgotności 53%.

6. Gromadzenie danych

1. Zmierz i zapisz wysokość każdej rośliny w systemie schodkowym w DAT 1 oraz raz w tygodniu aż do DAT 21, przykładając linijkę do podstawy każdej rośliny i odczytując wysokość najwyższego liścia.
2. Zmierz i zapisz poziom chlorofilu w każdej roślinie w DAT 7 i 14, używając miernika zawartości chlorofilu.
3. W ostatnim dniu eksperymentu (tj. DAT 21) opisz papierową torebkę dla każdej doniczki.
4. Otnij próbki roślin u podstawy i umieść je w osobnych torebkach.
5. Umieść wszystkie próbki w suszarce ustawionej na 60 °C na 48 h¹⁶.
6. Wyjmij wysuszone próbki, wysyp zawartość każdej z nich na wagę i zapisz masę w gramach.

7. Analiza danych

1. Oblicz potencjał allelopatyczny roślin donora na podstawie procentowego zahamowania wzrostu rośliny biorcy, korzystając z poniższego równania:
   redukcja wysokości (%) = [wysokość kontrolna (cm) – wysokość rośliny traktowanej (cm)] × 10
2. Oblicz redukcję wysokości rośliny donora w celu sprawdzenia ewentualnego odwrotnego efektu, jaki roślina biorcy może wywierać na rośliny docelowe.
3. Analizuj akcesje jako efekt stały, podczas gdy powtórzenia i serie analiz traktuj jako efekty losowe¹⁸.
4. Przeanalizuj dane za pomocą ogólnego modelu liniowego, rozdzielając wartości średnie przy użyciu testu najmniejszej istotnej różnicy Fishera (LSD) na poziomie istotności p ≤ 0,05 w oprogramowaniu statystycznym (np. JMP 14).
5. Wizualizuj korelację między oryginalnymi zmiennymi, stosując analizę głównych składowych po przesłaniu danych.
   1. W pasku narzędzi wybierz zakładkę Analyze, a następnie opcję Fit Y by X. W kolumnach zaznacz odpowiedź (tzn. procentową redukcję wysokości), a następnie kliknij Y, response, aby określić czynnik obserwowany dla Y (tzn. procentowa redukcja wysokości). W przypadku czynnika X zaznacz akcesję i kliknij X, factor, a następnie wybierz OK.
   2. W pasku Oneway Analysis wybierz czerwoną strzałkę w dół i zaznacz Means/ANOVA. Ponownie wybierz strzałkę w dół w pasku Oneway Analysis, zaznacz compare means, a następnie wybierz each pair, student's T.

Wyniki

Przeprowadzono dwa wstępne przesiewy z wykorzystaniem tej metody na dziewięciu accessionach ryżu dzikiego (B2, S3, B83, S97, S94, B81, B8, B34, B14) oraz pięciu liniach ryżu uprawnego (PI338046, Rex, Rondo, PI3127, CL163). Accessiony ryżu dzikiego i linie ryżu wybrano na podstawie ich wyników w poprzednich przesiewach allelopatycznych przeprowadzonych przez Shresthę (2018)¹⁸. Nasiona ryżu dzikiego zebrano z całego stanu Arkansas. Wybrane linie ryżu to powszechnie uprawiane w USA linie, z których n...

Dyskusja

Wykorzystanie allelopatii może potencjalnie służyć jako biologiczna kontrola chwastów, które są trudne do zwalczania ^1,7,13. Allelopatia wykazała ogromny potencjał jako możliwe rozwiązanie kryzysu związanego z chwastami w ryżu i służy jako alternatywa lub uzupełnienie chemikaliów i ręcznych praktyk zwalczania chwastów ^5,13,19. Identyfik...

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
1,25 cala na 6 cali na 8 stóp standardowa deska drewniana do trudnych warunków pogodowych	Lowe's, Mooresville, NC	489248	Nie dotyczy
cale na 4 cale na 8 stóp biały drewniany kołek	Lowe's, Mooresville, NC	6005	Przycięte na odpowiednie rozmiary
Szelki narożne 63 mm (2,5 cala)	Lowe's, Mooresville, NC	809449	Nie dotyczy
Asporto 16 uncji okrągłe czarne plastikowe pudełko na wynos - z przezroczystą pokrywką, nadające się do kuchenki mikrofalowej – 6,25 cala na 6,25 cala na 1,75 cala - 100 sztuk pudełka	Restaurantware.com, Chicago, IL	RWP0191B
plastikowa rurka spożywcza ATP z winylu i flexu, przezroczysta, 0,125 cala id na 0,25 cala OD, 100 stóp	Amazon, Seattle WA	B00E6BCV0G	N / A
Miernik zawartości chlorofilu Ccm-300	Opti-Sciences, Inc. Hudson, NH	ccm / 300	N/A
Wspólna deska sosnowa Lowe's 1 cal na 2 cale na 8 stóp	, Mooresville, NC	1408	Nie dotyczy Wykonawcy
wybór wykonawcy 24-pak 42-galonowy zewnętrzny plastikowy worek na śmieci	Lowe's, Mooresville, NC	224272	Przycięte do przykrycia zbiorniki zbiorcze
EURO POTS	Szklarnia Megastore, Danville, IL	CN-EU	15 cm krótki 6 o średnicy 4,25 wysokości 1,37 kwarty objętość
Szalka Petriego marki Fisher z przezroczystą pokrywką	Fisher Scientific, Waltham, MA	FB0857513	Nie dotyczy
Aexit Ac 220 V-240 V sprzęt elektryczny Wtyczka amerykańska 21 W 1,000 l / h uniwersalna pompa głębinowa	Amazon, Seattle WA	B07MBMYQNT	Rozmiar dyszy powinien pasować do rur i można go odbudować
Woods 50015 WD outdoor 7-dniowy wytrzymały cyfrowy wyłącznik	Walmart, Bentonville, AR	565179767	20 ustawień
Silikon GE 2 + 10,1 uncji silikonowej uszczelki	migdałowejLowe's, Mooresville, NC	48394	Uszczelniacz do krawędzi dowolnych dołączonych rurek
Woda destylowana o doskonałej wartości	Walmart, Bentonville, AR	565209428	Nie dotyczy
Filtry do kawy w doskonałej cenie White Basket 200 sztuk	Walmart, Bentonville, AR	562723371	Rozmiar może się różnić
Grip-rite primgaurd plus #9-3 w pollimerdex	Lowe's, Mooresville, NC	323974	Nie dotyczy
Hoagland" s nr 2 podstawowa mieszanina soli	Caisson Laboratories, INC. Smithfield, UT	HOP01/50LT	½ współczynnik wytrzymałości
JMP (14)	SAS Institute Inc. Uniwersytet Stanowy Karoliny Północnej, Karolina Północna Nr		A
Źródło projektu płaska farba w sprayu	Lowe's, Mooresville, Karolina Północna	282254	Nie dotyczy
Źródło projektu Narzędzie 1,88 cala na 165 stóp szara taśma klejąca	Lowe's, Mooresville, NC	488070	Nie dotyczy
Rubbermaid 2 qt kwadratowy kanister do przechowywania żywności przezroczysty	Walmart, Bentonville, AR	555115144	Pojemnik na odpady
Szczelna, niewzmocniona przezroczysta rurka winylowa z PVC, klasa spożywcza .5 cala id na .625 in OD, 100 ft	Amazon, Seattle WA	B07D9CLGV3	Łączy się z pompą
Short Mountain Silica 50 lb Play sand	Lowe's, Mooresville, NC	10392	Piasek należy oczyścić
Butelki sodowe 1 l Steve'a Spanglera - 6 sztuk - do eksperymentu naukowego Użyj	Amazon, Seattle WA	UPC 192407667341	Górny stopień pokrywy do wyrzucania zbiornika

2 czasowy .