Powtarzalny test schodkowy w celu uzyskania dostępu do allelopatycznego potencjału chwastów ryżu (Oryza sativa ssp.)

Summary

Allelopatia okazała się obiecująca jako użyteczna uzupełniająca strategia zwalczania chwastów w systemach upraw. Aby określić potencjał allelopatyczny pożądanego okazu rośliny, stosuje się metodę przesiewową schodkową.

Abstract

Konkurencja chwastów znacząco przyczynia się do strat plonów w systemach upraw na całym świecie. Ewolucja odporności wielu gatunków chwastów na herbicydy stosowane w sposób ciągły spowodowała potrzebę opracowania dodatkowych metod zarządzania. Allelopatia to proces fizjologiczny, który posiadają niektóre gatunki roślin, który zapewnia roślinie przewagę nad sąsiadami. Allelopatyczne odmiany roślin uprawnych byłyby wyposażone w zdolność do hamowania wzrostu otaczających konkurentów, zmniejszając w ten sposób potencjalne straty plonów spowodowane ingerencją chwastów. Niniejsza praca koncentruje się na budowie i działaniu testu schodkowego stosowanego do badania przesiewowego potencjału allelopatycznego gatunku dawcy (Oryza sativa) przeciwko gatunkowi chwastów odbiorczych (Echinochloa crus-galli) w warunkach szklarniowych. Struktura opisana w tym artykule służy jako podstawa dla próbek roślin i zawiera system nawadniania w określonym czasie do akumulacji i dystrybucji allelochemikaliów. Allelochemikalia wytwarzane przez korzenie roślin mogą spływać w dół przez szereg czterech doniczek oddzielnie do zbiornika zbiorczego i są zawracane z powrotem do górnej rośliny za pomocą pomp elektrycznych. Ta metoda badań przesiewowych umożliwia allelochemikalia z rośliny dawcy dotarcie do roślin biorczych bez konkurencji o zasoby, umożliwiając w ten sposób ilościowy pomiar potencjału allelopatycznego wybranej rośliny dawcy. Potencjał allelopatyczny jest mierzalny poprzez redukcję wysokości roślin odbiorczych. Wstępne dane przesiewowe dotyczące skuteczności tej metody wykazały zmniejszenie wysokości u gatunku odbiorcy, wiechliny (E. crus-galli), a tym samym obecność pozostałości allelopatycznych z rośliny dawcy, ryżu zachwaszczonego (Oryza sativa).

Introduction

Allelopatia jest naturalnym i złożonym zjawiskiem, które było przedmiotem zainteresowania wielu naukowców zajmujących się roślinami w ciągu ostatnich kilku dekad. Mechanizmy związane z allelopatią w uprawach były przedmiotem wielu badań od lat 30. XX wieku, kiedy Molisch zaobserwował, że roślina ma bezpośredni lub pośredni wpływ na sąsiednią roślinę poprzez produkcję i wydzielanie związków chemicznych do środowiska¹. Allelopatia to wytwarzanie metabolitów wtórnych, które działają hamująco na wzrost i kiełkowanie niektórych gatunków roślin. Uwolnione alopatyczne związki chemiczne pomagają zapewnić roślinom-dawcom przewagę konkurencyjną poprzez dodawanie fitotoksyn do otaczającego je środowiska². Na aktywność allelopatyczną składa się wiele czynników. Jest selektywny pod względem skuteczności i różni się w zależności od odmiany, warunków środowiskowych, fazy wzrostu, stresu, środowiska i dostępności składników odżywczych³.

W ostatnich latach, allelopatia została podkreślona w badaniach jako możliwe uzupełnienie stałego i narastającego kryzysu zwalczania chwastów. Wraz z rosnącą populacją na świecie wzrosło zapotrzebowanie na zrównoważoną produkcję żywności i włókien⁴. Zwalczanie chwastów jest jednym z największych zagrożeń dla produkcji, z jakimi borykają się agronomowie^5,6. Tradycyjne metody zwalczania chwastów koncentrują się na praktykach mechanicznych, chemicznych i kulturowych. Ciągłe stosowanie herbicydów, choć skuteczne, użyteczne i wydajne, przyczyniło się do ewolucji odpornych populacji chwastów w alarmująco szybkim tempie⁷. Inżynieria genetyczna i praktyki hodowlane zostały skutecznie wykorzystane do zapewnienia uprawom przewagi konkurencyjnej nad chwastami, projektując je tak, aby wytrzymywały zastosowania chemiczne, których ich sąsiedzi nie są w stanie przetrwać^7,8. Chociaż technologie te są skuteczne, nie zawsze są zrównoważone i czasami stwarzają problemy związane z krzyżowaniem się⁹. Jeśli cel zwiększenia produkcji żywności ma zostać osiągnięty, należy wprowadzić uzupełniające praktyki zwalczania chwastów¹⁰. Allelopatia jest bardzo obiecująca jako nowe narzędzie obronne dla upraw, aby poprawić ich jakość i przetrwać swoich konkurentów^1,7.

Allelochemikalia są często produktami wtórnymi, a ponieważ na ich produkcję duży wpływ mają czynniki środowiskowe, trudno jest zidentyfikować konkretne związki związane z tłumieniem roślin³. Czynniki produkcji obejmują genetykę i wspólne działanie metabolitów wtórnych, które mogą działać synergistycznie^11,12. Oddzielenie aktywności allelopatycznej od konkurencji, która naturalnie istnieje w interakcjach między roślinami uprawnymi i chwastami, jest wyzwaniem, dlatego podczas badań przesiewowych w kierunku allelopatii musi istnieć standardowy zestaw wyników, które kwalifikują test jako ważny i powtarzalny. Poniżej znajduje się zestaw kryteriów, które kwalifikują wyniki allelopatii zgodnie z opisem Olofsdotter et al.^{12 1)} Jedna roślina musi wykazywać tłumienie innej rośliny we wzorze; 2) Substancje chemiczne, które są uwalniane do środowiska w ilościach bioaktywnych, muszą być produkowane przez roślinę dawcę; 3) Wyprodukowane chemikalia muszą nadawać się do transportu do zakładu odbiorczego; 4) W instalacji odbiorczej musi być obecny pewien mechanizm absorpcji; 6) Zaobserwowany wzorzec hamowania nie może mieć innego wyłącznego wyjaśnienia (np. konkurencji o zasoby)¹².

W celu pokonania bariery między brakiem wiedzy na temat mechanizmów wspierających allelopatię a rozwojem odmiany, cechy fenotypowe związane z odmianami allelopatycznym mogą być identyfikowane i wybierane do dalszych badań i zastosowań. Niektóre rośliny, o których wiadomo, że mają cechy allelopatyczne, to żyto, sorgo, ryż, słonecznik, rzepak i pszenica¹³. Podczas wczesnych obserwacji allelopatii w uprawach, ze względu na wyraźne granice wzrostu chwastów w doświadczeniach polowych, zaproponowano, że w grę wchodziły substancje chemiczne, a nie rywalizacja o zasoby¹⁴. Jednak większość badań była eksperymentami terenowymi, które uniemożliwiły wyeliminowanie konkurencji jako czynnika¹⁴. Wysiłki zmierzające do eliminacji konkurencji ustąpiły miejsca eksperymentom laboratoryjnym i szklarniowym w celu udowodnienia i ilościowego określenia aktywności allelopatycznej w ryżu i innych uprawach. Metody polowe i szklarniowe do badania roślin pod kątem allelopatii pokazują, że tendencje allelopatyczne są obecne w obu warunkach wzrostu^11,15. Niektórzy krytycy uważają, że badania laboratoryjne mogą mieć ograniczoną wartość ze względu na brak warunków naturalnych, które mogą mieć wpływ na wyniki¹⁵.

Proponowana metoda badania potencjału allelopatycznego u roślin zapewnia odpowiednie zasoby i przestrzeń oraz eliminuje konkurencję o zasoby za pomocą struktury schodkowej^11,17. Metoda została zaadaptowana i zmodyfikowana w stosunku do poprzednich eksperymentów badających allelopatię w trawach darniowych i jęczmieniu^17,18. Badania te wykazały, że podobny system był w stanie uzyskać dokładne wyniki dotyczące potencjału allelopatycznego rośliny docelowej, jednocześnie usuwając wszelkie wątpliwości, że obserwacje można przypisać naturalnej konkurencji. Metoda schodkowa tworzy układ krążenia, w którym pożywka ze zbiornika może przepływać przez każdą roślinę do tacki inkubacyjnej w kilku krokach. Następnie pompa elektryczna zawraca roztwór wraz z wyprodukowanymi allelochemikaliami¹⁸. Metoda taka jak ta jest efektywna zarówno pod względem czasu, przestrzeni, jak i zasobów. Zapewnia również roślinom podobne warunki polowe i eliminuje wszelką konkurencję o zasoby. Metodami i narzędziami stosowanymi do badań przesiewowych można łatwo manipulować, aby dopasować je do pożądanych celów badania, warunków i konkretnych gatunków. Celem pracy jest potwierdzenie zachwaszczonej allelopatii ryżowej poprzez pomiary zahamowania wysokości na wiechlinie ogrodowej z zastosowaniem metody schodkowej.

Protocol

1. Budowa stoiska

UWAGA: Wymiary drewna są podane jako grubość (cm) x szerokość (cm) x długość (m).

1. Pokrój drewno na odpowiednie rozmiary i ilości w następujący sposób: pięć kawałków drewna o wymiarach 10,16 cm x 5,08 cm x 0,91 m, trzy kawałki drewna o wymiarach 10,16 cm x 5,08 cm x 0,76 m, trzy kawałki drewna o wymiarach 10,16 cm x 5,08 cm x 0,61 m, pięć kawałków drewna o wymiarach 10,16 cm x 5,08 cm x 0,46 m, trzy kawałki drewna o wymiarach 10,16 cm x 5,08 cm x 0,3 m, oraz trzy kawałki drewna o wymiarach 10,16 cm x 5,08 cm x 0,15 m.
2. Aby uzyskać najwyższy poziom, postaw jedną deskę o długości 2,44 m na dwóch elementach o długości 0,91 m na każdym końcu na krawędzi i wykręć pionowo dwie w każdym z 0,91 elementu. Przykręć jeszcze jeden kawałek o długości 0,91 m w odległości 1,22 m od każdego końca, aby uzyskać podparcie, a następnie umieść deskę o długości 2,44 m z tyłu stojaków o długości 0,91 m i przykręć w celu podparcia.
   UWAGA: Osiem stołów o wymiarach 3,175 cm x 15,24 cm x 2,44 m pozostaje nieprzyciętych i służy jako blat dla każdego poziomu ławki.
3. Powtórz krok 1.2 dla następnego poziomu ławki z elementami o długości 0,76 m.
4. Powtórz krok 1.2 dla następnej ławki z elementami o długości 0,61 m w dół do szóstej ławki na głębokości 0,15 m.
   UWAGA: W przypadku ławek 3–6 nie jest potrzebna deska nośna o długości 2,44 m. Ostatnia trybuna składa się z sześciu ławek z trzema pionowymi podporami każda, po jednej na każdym końcu i jedną pośrodku.
5. Ławki ustawione w kolejności malejącej wysokości, z wystającą krawędzią skierowaną do tyłu, stykającą się z ławką nad nią, co pozwala na zachowanie przerwy między poziomami.
6. Ułóż deskę o długości 0,91 cm na każdej z dolnych krawędzi ławek wzdłuż ziemi i przykręć ławki na miejscu.
7. Przykręć deskę o długości 0,46 m poziomo, aby podeprzeć ją na trzech najwyższych ławkach po każdej stronie konstrukcji 0,61 m od ziemi.
8. Przykręć trzy narożne wsporniki do przednich końców i środka najwyższej ławki.
9. Przykręć jeden drewniany element o wymiarach 2,54 cm x 5,08 cm x 20,32 cm w poprzek szelek w odległości 2,54 cm od podstawy ławki.
   UWAGA: Wykonaj jedną konstrukcję o wymiarach 0,91 m na 0,91 m na 2,44 m. Zapoznaj się z Rysunek 1 dla końcowego produktu bazowego. Wymiary mogą ulec zmianie w zależności od potrzeb eksperymentalnych. Opisana konstrukcja została zaprojektowana tak, aby pasowała do doniczek o średnicy 15,24 cm. Wysokości między ławkami zostały zaprojektowane tak, aby pasowały do doniczek i materiału roślinnego użytego w tym eksperymencie, aby utrzymać stały przepływ allelochemikaliów i roztworu z jednej doniczki do drugiej w dół ławek za pomocą grawitacji.

Rysunek 1: Widok z przodu drewnianej podstawy. Drewniana podstawa służy jako podstawka dla próbek roślin. Materiały do systemu mają być łączone i dodawane w zależności od liczby próbek potrzebnych do eksperymentu. W tym badaniu dwa stanowiska posłużyły jako baza dla 31 próbek. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

2. Montaż systemu

1. Zdejmij nakrętkę z butelki po napoju gazowanym o pojemności 1 l i spryskaj farbę czarną farbą.
   UWAGA: Butelki po napojach gazowanych będą służyć jako zbiornik w górnej części systemu dla jednej kolumny. Farba zapewnia blok dla światła, zmniejszając lub zapobiegając rozwojowi glonów.
2. Na dnie każdej butelki po napoju wywierć mały otwór, wystarczająco duży, aby osadzić plastikową rurkę PVC o średnicy wewnętrznej 0,35 cm (ID), średnicy zewnętrznej 0,64 cm (OD), długości 5,08 cm.
3. Po włożeniu posmaruj warstwę silikonowego wodoodpornego uszczelniacza wokół krawędzi otworu, aby zapobiec wyciekom. Pozostaw do całkowitego wyschnięcia.
4. Powtórz kroki 2.2 i 2.3 na każdym z plastikowych naczyń używanych do trzymania garnków.
   UWAGA: Do jednej kolumny potrzebne będą cztery talerze.
5. Zdejmij pokrywkę i pomaluj czarną powłokę plastikowych kanistrów o pojemności 2,27 l na czarno. Kanistry te będą służyć jako zbiorniki zbiorcze u podstawy każdej kolumny.
6. Wywierć mały otwór w górnej tylnej części kanistra.
   UWAGA: Materiały eksploatacyjne wymienione w krokach 2.1–2.6 tworzą jedną kolumnę. Liczba kolumn zależy od liczby próbek potrzebnych do pożądanego eksperymentu. Do jednej próbki potrzebne są dwie kolumny. Wszystkie wymiary mogą ulec zmianie w zależności od potrzeb eksperymentalnych.
7. Po przygotowaniu i wysuszeniu zapasów umieść butelkę po napoju na najwyższej ławce, tak aby rurka PCV zwisała z krawędzi skierowanej w stronę schodów.
8. Tuż pod butelką po napoju gazowanym na sąsiedniej ławce umieść jedno plastikowe naczynie z rurką zwisającą z krawędzi ławki.
9. Powtórz krok 2.8 dla następnych dwóch ławek.
10. Umieść kanister na dolnej ławce z otworem skierowanym do tyłu.
11. Połącz kanister z naczyniem znajdującym się nad nim, przeciągając rurkę z naczynia przez otwór w tylnej części kanistra.
12. Rozsmaruj wodoodporne uszczelniacze wokół krawędzi kanistra, przez którą przechodzi rurka, aby zapobiec wyciekom.
13. Umieść zatapialną pompę elektryczną o mocy 21 W 1,000 l/h w dolnym kanistrze.
14. Podłącz rurkę PVC o długości 1.07 m, średnicy wewnętrznej 1.27 cm i średnicy zewnętrznej 1.59 cm do dyszy pompy elektrycznej.
15. Przeciągnij rurkę przez szczelinę między ławkami i nad tylną częścią butelki z napojem gazowanym w górnej części systemu.
16. Podłącz pompę do zegara cyfrowego i ustaw ustawienie timera zgodnie z potrzebami.
    UWAGA: Zegar został ustawiony tak, aby działał przez 1 minutę co 3 godziny przez cały czas trwania eksperymentu. Wybrany czas pozwalał na cykliczne obracanie maksymalnej ilości cieczy w zbiorniku zbiorczym i pozwalał na około 10 minut przepływu za każdym razem, gdy pompa była włączana, unikając przy tym zalania i rozlania.

3. Sadzenie

1. Wysterylizuj wszystkie potrzebne nasiona ryżu, płucząc w 70% etanolu przez 30 s, mocząc w 5% wybielaczu przez 20 minut i spłukując 6x wodą destylowaną.
2. Wysterylizowane nasiona ryżu należy wstępnie wykiełkować na szalkach Petriego wyłożonych bibułą filtracyjną wypełnioną 5 ml wody destylowanej w komorze wzrostowej o temperaturze 25 °C.
3. Po wykiełkowaniu nasion wyłóż dno każdego garnka dwoma dużymi filtrami do kawy, umieszczając je w doniczkach w ich naturalnej formie miseczki.
4. Napełnij każdy garnek do górnej części filtra (około 75% garnka) autoklawowanym, umytym i przesianym specjalnie sortowanym piaskiem kwarcowym. Zwilż piasek wodą destylowaną, wylewając wodę na wierzch piasku lub umieszczając doniczki w tacach do sadzenia wypełnionych tylko nieznacznie wodą destylowaną, aby doniczki wchłonęły wodę i pozostały wilgotne. Przeszczep sześć wstępnie wykiełkowanych sadzonek roślin dawcy do piasku, w równych odstępach.
5. Przykryj sadzonki piaskiem.
6. Pozwól sadzonkom zastygnąć przez 3 tygodnie.
   UWAGA: Piasek bardzo szybko schnie. Dlatego umieszczanie doniczek na tacach jest skuteczną techniką podlewania. Ciągła wymiana wody pomoże zapobiec pleśni.
7. Sadzonki roślin odbiorczych (E. crus-galli) należy wstępnie wykiełkować na szalkach Petriego 3 tygodnie po posadzeniu roślin dawcy, wykładając dno naczynia bibułą filtracyjną i wraz z 5 ml wody destylowanej. Umieść naczynia w komorze wzrostowej w temperaturze 25 °C na 3–5 dni.
8. Przygotuj doniczki zgodnie z opisem w krokach 3.1–3.2.
9. Po wykiełkowaniu sadzonek przesadź trzy sadzonki do przygotowanych doniczek i przykryj piaskiem.
   UWAGA: Eksperyment rozpoczyna się dzień po zabiegu (DAT) lub w dniu, w którym pojawiają się siewki roślin odbiorczych, które są przesadzane i umieszczane w systemie.

4. Rozmieszczenie próbki

1. Umieść cztery doniczki z jednym akcesorium roślin dawcy w czterech szalkach w kolumnie 1, po jednej doniczce w rzędzie. Kolumna 1 składa się wyłącznie z roślin dawców.
2. Umieścić dwie doniczki z tym samym akcesorium roślin dawcy w szalkach kolumny 2 w pierwszym i trzecim rzędzie kolumny.
3. Umieść dwie doniczki z roślinami odbiorczymi w naczyniach kolumny 2 w drugim i czwartym rzędzie kolumny.
4. Dla każdej replikacji należy upewnić się, że dodano tylko jeden rząd roślin odbiorczych. Dwie kolumny, pierwsza składająca się tylko z roślin dawczych, a druga z naprzemiennymi dawcami i biorcami, tworzą jeden zabieg (Rysunek 2).

Rysunek 2: Mapa rozmieszczenia. Schemat przedstawiający rozmieszczenie roślin dawczych (WR/R) i biorczych (BYG) w odpowiednich pozycjach w systemie schodowym. Dwie kolumny systemu schodów z zainstalowanymi roślinami składają się na jeden zabieg. Pojedyncza kolumna roślin biorczych służyła jako kontrola dla jednej replikacji (skrajnie po prawej), pojedyncza kolumna roślin dawców jako kontrola dla każdej akcesji (środek), a kolumna leczenia składała się z naprzemiennych roślin dawców i biorców (skrajnie po lewej). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

5. Powtórz kroki 4.1–4.4 dla każdego zabiegu lub akcesji rośliny dawcy (Rysunek 3).
   UWAGA: Każda replikacja wymaga, aby jedna kolumna próbek z rośliny odbiorczej służyła jako kontrola dla jednej replikacji. Zabiegi powtórzono 3 razy w randomizowanym, kompletnym projekcie blokowym.

Rysunek 3: Ostateczna konstrukcja schodów. System schodów zmontowany z roślinami na miejscu. System zawierał cztery rzędy próbek roślin i zbiornik zbiorczy na dole, w którym roztwór przepływał do górnej butelki i grawitacyjnie w dół przez każdą odpowiednią doniczkę. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

5. Operacja

1. Na DAT 1 napełnij zbiornik zbiorczy na dnie każdej kolumny roztworem Hoagland o połowie mocy¹⁷ w wodzie destylowanej, około 1,500 ml.
2. Ustaw timery tak, aby działały zgodnie z potrzebami w ustawieniu automatycznego wyłączania.
3. Przykryj zbiorniki zbiorcze czarnym plastikiem, aby ograniczyć ekspozycję na światło i parowanie.
4. Napełniaj zbiorniki co 2 dni 500 ml roztworu Hoaglanda, aby utrzymać stały przepływ systemu.
5. Utrzymuj temperaturę szklarni na poziomie odpowiednio 28 °C w dzień i 24 °C w nocy, z podziałem 16/8 godzin i wilgotnością na poziomie 53%.

6. Gromadzenie danych

1. Zmierz i zapisz wysokość każdej rośliny w systemie schodów na DAT 1 i raz w tygodniu do DAT 21, umieszczając linijkę u podstawy każdej rośliny i obserwując najwyższy drzewostan liściowy.
2. Zmierz i zapisz poziomy chlorofilu w każdej roślinie na DAT 7 i 14 za pomocą miernika zawartości chlorofilu.
3. W ostatnim dniu eksperymentu (tj. DAT 21) oznacz jedną papierową torbę na każdą doniczkę.
4. Wytnij próbki roślin u podstawy i umieść w osobnych workach.
5. Umieść wszystkie próbki w suszarce piekarnika ustawionej na 60 °C przez 48 h¹⁶.
6. Wyjmować wysuszone próbki i pustą zawartość pojedynczo na wagę i zapisywać masę w gramach.

7. Analiza danych

1. Oblicz potencjał allelopatyczny roślin dawczych na podstawie procentowego zahamowania rośliny odbiorczej za pomocą tego równania:
   Redukcja wysokości (%) = [Wysokość kontroli (cm) – Wysokość leczonej (cm)] × 100
2. Obliczyć zmniejszenie wysokości rośliny dawcy w celu sprawdzenia ewentualnego odwrotnego wpływu, jaki roślina odbierająca może wywierać na rośliny docelowe.
3. Analizuj akcesje jako efekt stały, podczas gdy replikacje i przebiegi są efektami losowymi¹⁸.
4. Analizuj dane przy użyciu ogólnego modelu liniowego ze średnimi wartościami oddzielonymi za pomocą chronionej przez Fishera najmniej istotnej różnicy na poziomie prawdopodobieństwa 0,05 lub niższym w oprogramowaniu statystycznym (np. JMP 14).
5. Wizualizuj korelację między oryginalnymi zmiennymi za pomocą analizy składowych głównych poprzez przesyłanie danych.
   1. Wybierz kartę Analiza na pasku narzędzi, wybierz opcję Dopasuj Y do X. W kolumnach Zaznacz odpowiedź (tj. procentowe zmniejszenie wysokości), a następnie kliknij Y, odpowiedź, aby określić współczynnik obserwowany dla Y (tj. procentowe zmniejszenie wysokości). W polu Współczynnik X wybierz opcję Podświetl akcesję i kliknij pozycję X, współczynnik, a następnie wybierz przycisk OK.
   2. Wybierz czerwoną strzałkę w dół na pasku Analiza jednokierunkowa, wybierz opcję Średnie/ANOVA. Ponownie wybierz strzałkę w dół na pasku Analiza jednokierunkowa i zaznacz pozycję Porównaj średnie, a następnie wybierz każdą parę, T ucznia.

Results

Dwa wstępne badania przesiewowe przy użyciu tej metody przeprowadzono na dziewięciu zachwaszczonych odmianach ryżu (B2, S33, B83, S97, S94, B81, B8, B34, B14) i pięciu liniach uprawy ryżu (PI338046, Rex, Rondo, PI312777, CL163). Zachwaszczone akcesje ryżu i linie ryżowe zostały wybrane na podstawie ich wyników w poprzednich badaniach allelopatycznych przeprowadzonych przez Shrestha (2018)¹⁸. Zachwaszczone nasiona ryżu zostały zebrane z całego stanu Arkansas. Wybrane linie ryżu są powszechnie upraw...

Discussion

Wykorzystanie allelopatii może potencjalnie służyć jako biologiczna kontrola chwastów, które są trudne do zwalczania ^1,7,13. Allelopatia wykazała ogromny potencjał jako możliwe rozwiązanie kryzysu związanego z chwastami w ryżu i służy jako alternatywa lub uzupełnienie chemikaliów i ręcznych praktyk zwalczania chwastów ^5,13,19. Identyfik...

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
1,25 cala na 6 cali na 8 stóp standardowa deska drewniana do trudnych warunków pogodowych	Lowe's, Mooresville, NC	489248	Nie dotyczy
cale na 4 cale na 8 stóp biały drewniany kołek	Lowe's, Mooresville, NC	6005	Przycięte na odpowiednie rozmiary
Szelki narożne 63 mm (2,5 cala)	Lowe's, Mooresville, NC	809449	Nie dotyczy
Asporto 16 uncji okrągłe czarne plastikowe pudełko na wynos - z przezroczystą pokrywką, nadające się do kuchenki mikrofalowej – 6,25 cala na 6,25 cala na 1,75 cala - 100 sztuk pudełka	Restaurantware.com, Chicago, IL	RWP0191B
plastikowa rurka spożywcza ATP z winylu i flexu, przezroczysta, 0,125 cala id na 0,25 cala OD, 100 stóp	Amazon, Seattle WA	B00E6BCV0G	N / A
Miernik zawartości chlorofilu Ccm-300	Opti-Sciences, Inc. Hudson, NH	ccm / 300	N/A
Wspólna deska sosnowa Lowe's 1 cal na 2 cale na 8 stóp	, Mooresville, NC	1408	Nie dotyczy Wykonawcy
wybór wykonawcy 24-pak 42-galonowy zewnętrzny plastikowy worek na śmieci	Lowe's, Mooresville, NC	224272	Przycięte do przykrycia zbiorniki zbiorcze
EURO POTS	Szklarnia Megastore, Danville, IL	CN-EU	15 cm krótki 6 o średnicy 4,25 wysokości 1,37 kwarty objętość
Szalka Petriego marki Fisher z przezroczystą pokrywką	Fisher Scientific, Waltham, MA	FB0857513	Nie dotyczy
Aexit Ac 220 V-240 V sprzęt elektryczny Wtyczka amerykańska 21 W 1,000 l / h uniwersalna pompa głębinowa	Amazon, Seattle WA	B07MBMYQNT	Rozmiar dyszy powinien pasować do rur i można go odbudować
Woods 50015 WD outdoor 7-dniowy wytrzymały cyfrowy wyłącznik	Walmart, Bentonville, AR	565179767	20 ustawień
Silikon GE 2 + 10,1 uncji silikonowej uszczelki	migdałowejLowe's, Mooresville, NC	48394	Uszczelniacz do krawędzi dowolnych dołączonych rurek
Woda destylowana o doskonałej wartości	Walmart, Bentonville, AR	565209428	Nie dotyczy
Filtry do kawy w doskonałej cenie White Basket 200 sztuk	Walmart, Bentonville, AR	562723371	Rozmiar może się różnić
Grip-rite primgaurd plus #9-3 w pollimerdex	Lowe's, Mooresville, NC	323974	Nie dotyczy
Hoagland" s nr 2 podstawowa mieszanina soli	Caisson Laboratories, INC. Smithfield, UT	HOP01/50LT	½ współczynnik wytrzymałości
JMP (14)	SAS Institute Inc. Uniwersytet Stanowy Karoliny Północnej, Karolina Północna Nr		A
Źródło projektu płaska farba w sprayu	Lowe's, Mooresville, Karolina Północna	282254	Nie dotyczy
Źródło projektu Narzędzie 1,88 cala na 165 stóp szara taśma klejąca	Lowe's, Mooresville, NC	488070	Nie dotyczy
Rubbermaid 2 qt kwadratowy kanister do przechowywania żywności przezroczysty	Walmart, Bentonville, AR	555115144	Pojemnik na odpady
Szczelna, niewzmocniona przezroczysta rurka winylowa z PVC, klasa spożywcza .5 cala id na .625 in OD, 100 ft	Amazon, Seattle WA	B07D9CLGV3	Łączy się z pompą
Short Mountain Silica 50 lb Play sand	Lowe's, Mooresville, NC	10392	Piasek należy oczyścić
Butelki sodowe 1 l Steve'a Spanglera - 6 sztuk - do eksperymentu naukowego Użyj	Amazon, Seattle WA	UPC 192407667341	Górny stopień pokrywy do wyrzucania zbiornika