Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Przeszczep mikrobioty kałowej i wykrywanie występowania bakterii IgA w jelitach

3.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/60772

⸱

23 lipca 2020

 ,  , 
1Department of Rheumatology and Immunology, West China Hospital, Sichuan University, 2Department of Biomedical Engineering, College of Engineering and Applied Sciences, Nanjing University

W tym artykule

Podsumowanie

Ustaliliśmy skuteczny sposób na zubożenie bakterii jelitowych w ciągu trzech dni, a następnie przeszczepienie mikrobioty kałowej poprzez zgłębnik płynu kałowego przygotowanego ze świeżej lub zamrożonej zawartości jelit u myszy. Przedstawiamy również zoptymalizowaną metodę wykrywania częstości występowania bakterii pokrytych IgA w jelitach.

Streszczenie

Mikrobiota jelitowa odgrywa plejotropową rolę w ludzkim zdrowiu i chorobie. Przeszczep mikrobioty kałowej (FMT) jest skuteczną metodą badania funkcji biologicznych bakterii jelitowych jako całości lub na poziomie gatunku. Opublikowano kilka różnych metod FMT. W tym artykule przedstawiamy protokół FMT, który skutecznie zubaża mikrobiotę jelitową w ciągu kilku dni, a następnie przeszczepia mikrobiotę kałową ze świeżej lub mrożonej treści jelitowej dawcy konwencjonalnym myszom. Do zbadania skuteczności zubożenia bakterii stosuje się Real Time-PCR. Następnie stosuje się sekwencjonowanie rybosomalnego RNA 16S (rRNA) w celu zbadania względnej liczebności i tożsamości mikrobioty jelitowej u myszy biorców. Przedstawiamy również metodę wykrywania bakterii pokrytych immunoglobuliną A (IgA) w jelitach opartą na cytometrii przepływowej.

Wprowadzenie

Różnorodna mikrobiota jelitowa odgrywa główną rolę w utrzymaniu homeostazy gospodarza. Ten mikrobiom pomaga w różnych procesach fizjologicznych, począwszy od trawienia i wchłaniania składników odżywczych z pożywienia, obrony przed infekcją patogenami, regulacji rozwoju układu odpornościowego i homeostazy immunologicznej1. Zaburzenia w składzie mikrobiologicznym jelit są powiązane z wieloma chorobami, w tym z rakiem2, chorobami autoimmunologicznymi3, nieswoiste zapalenie jelit4, choroby neurologiczne5, oraz choroby metaboliczne6,7. Myszy wolne od zarazków (GF) są potężnymi narzędziami w modelach przeszczepiania mikrobioty kałowej do badania biologicznych skutków mikrobioty8. Jednak środowisko utrzymania GF jest bardzo rygorystyczne, a przeszczep mikrobioty kałowej (FMT) u tych myszy jest kosztowny. Co więcej, myszy GF mają różne właściwości barierowe i śluzówkowe, które regulują penetrację bakterii, w porównaniu z konwencjonalnymi myszami9. Czynniki te ograniczają szerokie zastosowanie myszy GF w badaniach. Alternatywą dla stosowania myszy GF jest zubożenie mikrobioty u konwencjonalnych myszy za pomocą koktajlu antybiotykowego, a następnie FMT. Wcześniej opisywane metody FMT nie są dobrze opisane i niespójne; dlatego konieczne jest ustanowienie wykonalnego, wydajnego i powtarzalnego protokołu do wykonywania FMT przy użyciu konwencjonalnych myszy.

Kilka kroków jest kluczowych dla udanego FMT. Pierwszym ważnym krokiem jest skuteczność zmniejszania mikrobioty. W przypadku wyczerpania bakterii zgłoszono stosowanie pojedynczego antybiotyku o szerokim spektrum działania (np. streptomycin10) lub koktajlu antybiotykowego (potrójne lub poczwórne leczenie antybiotykami)11,12. Poczwórna antybiotykoterapia, w tym ampicylina, metronidazol, neomycyna i wankomycyna, została uznana za najskuteczniejszy schemat leczenia i była stosowana w kilku badaniach13,14,15. Oprócz rodzaju zastosowanego antybiotyku, na skuteczność wyczerpania bakteryjnego wpływa droga podania, dawkowanie i czas trwania antybiotykoterapii. Niektórzy badacze stosują antybiotyki w wodzie pitnej, aby wyeliminować bakterie w przewodzie pokarmowym15. Trudno jednak kontrolować dawkę antybiotyków, które w ten sposób otrzymuje każda mysz. Dlatego w kolejnych badaniach naukowcy leczyli myszy antybiotykami przez zgłębnik doustny przez 1-2 tygodnie12, aby osiągnąć zadowalające zubożenie. Jednak długotrwałe stosowanie antybiotyków może być problematyczne, ponieważ same antybiotyki mogą wpływać na niektóre choroby u gryzoni modeli16. W związku z tym uzasadnione są szybsze i skuteczniejsze metody zmniejszania zużycia mikrobioty.

Przygotowanie płynu kałowego to kolejny kluczowy krok do zapewnienia udanego FMT. W przewodzie pokarmowym pH waha się od 1 w żołądku do 7 w bliższym i dalszym jelicie 9. Mikrobiota w żołądku jest ograniczona ze względu na wysoką kwasowość i obejmuje Helicobacter pylori17. Jelito proksymalne wytwarza kwas żółciowy dla krążenia wątrobowo-jelitowego i zawiera mikrobiotę związaną z trawieniem tłuszczów, białek i glukozy. Dystalny przewód pokarmowy zawiera liczne bakterie beztlenowe i wykazuje dużą różnorodność mikrobiologiczną18. Biorąc pod uwagę przestrzenną heterogeniczność mikrobioty jelitowej, konieczne jest wyizolowanie treści jelitowej z różnych regionów przewodu pokarmowego w celu przygotowania płynu kałowego. Ponadto inne czynniki, w tym rodzaj próbki od dawcy (np. próbka świeża lub mrożona), częstotliwość i czas trwania przeszczepu, mają kluczowe znaczenie podczas wykonywania FMT. Zamrożony stolec jest najczęściej używany do kolonizacji konwencjonalnych myszy z ludzką mikrobiotą jelitową19. Natomiast FMT wykorzystujące świeży kał od dawców zwierzęcych jest bardziej odpowiedni i powszechnie stosowany w modelach zwierzęcych20,21. Częstotliwość i czas trwania FMT różnią się w zależności od projektu eksperymentu i modeli. W poprzednich badaniach FMT wykonywano codziennie lub co drugi dzień. Czas trwania przeszczepu wynosił od 3 dni22 do 5 tygodni23. Oprócz powyższych czynników, utrzymanie aseptycznego środowiska chirurgicznego i stosowanie wysterylizowanych narzędzi chirurgicznych ma kluczowe znaczenie dla uniknięcia nieoczekiwanego skażenia bakteryjnego środowiska.

Mikrobiota jelitowa ma potencjał do regulowania akumulacji komórek wyrażających immunoglobulinę A (IgA). IgA, dominujący izotyp przeciwciała, ma kluczowe znaczenie w ochronie gospodarza przed infekcją poprzez neutralizację i wykluczenie. IgA o wysokim powinowactwie jest transcytozowana do światła jelita i może wiązać i pokrywać szkodliwe patogeny. W przeciwieństwie do tego, powlekanie IgA może zapewnić przewagę kolonizacyjną dla bakterii24. W przeciwieństwie do IgA indukowanej przez patogen, rodzima IgA indukowana komensalnie ma niższe powinowactwo i swoistość25. Stwierdzono, że odsetek bakterii jelitowych pokrytych IgA jest znacznie zwiększony w niektórych chorobach25,26. Bakterie pokryte IgA mogą zainicjować pętlę dodatniego sprzężenia zwrotnego produkcji IgA27. Dlatego względny poziom bakterii pokrytych IgA może przewidywać wielkość odpowiedzi zapalnej w jelitach. W rzeczywistości tę kombinację można wykryć za pomocą cytometrii przepływowej28. Korzystając z sortowania opartego na IgA, Floris i wsp.27, Palm et al.25 oraz Andrew et al.29 pozyskali bakterie kałowe IgA+ i IgA- od myszy i scharakteryzowali specyficzną dla taksonu mikrobiotę jelitową powleczoną za pomocą sekwencjonowania 16S rRNA.

W tym badaniu opisujemy zoptymalizowaną metodę skutecznego niszczenia dominujących bakterii jelitowych i kolonizacji konwencjonalnych myszy za pomocą świeżej lub mrożonej mikroflory kałowej wyizolowanej z zawartości jelita krętego i okrężnicy. Demonstrujemy również metodę opartą na cytometrii przepływowej do wykrywania bakterii wiążących IgA w jelitach.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Eksperymenty na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z obowiązującymi przepisami etycznymi dotyczącymi opieki nad zwierzętami i ich użytkowania w Chinach.

UWAGA: Zwierzęta były trzymane w specyficznym środowisku wolnym od patogenów (SPF), w kontrolowanym 12-godzinnym cyklu światła i ciemności w temperaturze 25 °C. Pokarm był napromieniowywany przed podaniem myszom. Woda pitna i klatki były sterylizowane w autoklawie przed użyciem. Ośmiotygodniowe samce myszy C57BL/6J wykorzystano w badaniu po 1 tygodniu aklimatyzacji. Zostali oni podzieleni na kilka grup w oparciu o projekt eksperymentu. Każda grupa składała się z co najmniej trzech myszy.

1. Zubożenie mikrobioty jelitowej

  1. Przygotowanie koktajlu antybiotykowego
    1. Przygotować roztwór antybiotyku w sterylnym roztworze soli fizjologicznej buforowanym fosforanami (PBS) z 0,5 mg/ml chlorowodorku wankomycyny, 1 mg/ml metronidazolu, 1 mg/ml soli sodowej ampicyliny i 1 mg/ml siarczanu neomycyny.
      UWAGA: Antybiotyki należy przechowywać w temperaturze 2–8°C i unikać bezpośredniego światła. Przygotuj świeży roztwór koktajlu antybiotykowego i natychmiast zużyj.
  2. Schemat leczenia
    1. Przez 3 dni podawaj doustnie 200 μL przygotowanego koktajlu antybiotykowego za pomocą igły #10 do myszy. Trzymaj mysz pionowo w jednej ręce, a drugą ręką reguluj kąt igły, aby uniknąć dotarcia do brzucha.
      UWAGA: Z myszą należy obchodzić się delikatnie, aby uniknąć walki, ponieważ uszkodzenie powierzchni przełyku i żołądka może spowodować stan zapalny lub śmierć.
    2. Dodać antybiotyki do wody pitnej w tych samych stężeniach, jak wskazano w kroku 1.1.1.
    3. Trzy dni później poświęć mysz przez uduszenie CO2 .
    4. Wypreparuj jamę brzuszną w aseptyki za pomocą sterylnych narzędzi. W odległości 2 cm od kątnicy odetnij 2 cm odcinek jelita krętego. Używając sterylnej pęsety do zaciśnięcia jednego końca przewodu, wyciśnij świeżą zawartość z przewodu do wstępnie zważonych probówek.
    5. Aby zebrać zawartość jelita ślepego, przetnij je na pół nożyczkami chirurgicznymi. Wyciśnij zawartość każdej połowy jelita ślepego do wstępnie zważonych probówek.
  3. Oceń skuteczność zmniejszania mikrobioty jelitowej.
    1. Zważyć zawartość jelita wyizolowaną z jelita krętego lub jelita ślepego od myszy nieleczonych wcześniej i myszy leczonych koktajlem antybiotykowym, a następnie wyekstrahować DNA mikrobioty kału za pomocą zestawu zgodnie z instrukcjami producenta. Określ stężenie DNA według wzoru:

      stężeniepróbki (μg/ml) = OD260 x 50
       
    2. Skonstruuj krzywą standardową.
      1. Amplifikacja genów E. Coli za pomocą reakcji łańcuchowej polimerazy (PCR) przy użyciu starterów specyficznych dla V3-V4. Predenaturacja w temperaturze 95 °C przez 1 minutę, amplifikacja przez 40 cykli w temperaturze 95 °C przez 10 s, 60 °C przez 30 s, 72 °C przez 30 s.
      2. Skonstruuj plazmid, łącząc amplifikowany produkt z wektorem TA. Sklonuj kulturę za pomocą zestawu wektorów TA zgodnie z instrukcjami producenta.
      3. Zmierzyć stężenie plazmidu (ng/μL) w oparciu o wartość OD260, jak opisano w kroku 1.3.1.
        UWAGA: Jednostka stężenia plazmidu różni się od jednostki stężenia DNA.
      4. Oblicz liczbę kopii, korzystając z następującego wzoru, gdzie MW oznacza masę cząsteczkową:

        kopie w 1 μL = stężenie (ng / μL) x 10-9 x 6,02 x 1023 / (plazmid MW x 660)
         
      5. Rozpuść plazmid w wodzie podwójnie destylowanej do końcowego stężenia 40 μg/μL. Przygotować serię 10-krotnego gradientowego rozcieńczania z ośmioma etapami. Skonstruuj krzywą standardową, wykreślając wartośćCT (oś Y) w stosunku do logarytmu (kopiujeplazmid) (oś X) po amplifikacji PCR, gdzie CT oznacza cykl progowy dla amplifikacji celu. Wyodrębnij równanie z wykresu (w tym przypadku było to y = -3,07x + 45,07, R2 = 0,994).
    3. Amplifikować 1 μl próbek DNA uzyskanych w kroku 1.3.1 wyekstrahowanych z jelita krętego lub jelita ślepego od wcześniej leczonej grupy kontrolnej i grupy leczonej koktajlem antybiotykowym metodą PCR w czasie rzeczywistym, jak opisano w kroku 1.3.2.1. Obliczyć liczbę kopii w 1 μl próbek DNA na podstawie krzywej wzorcowej w kroku 1.3.2.5, a następnie obliczyć całkowitą liczbę kopii, korzystając z następującego wzoru:
      Całkowita liczba kopii (na mg) w próbkach ważonych = liczba kopii × całkowita objętość DNA/masa początkowa próbki
  4. Analizuj DNA mikrobioty poprzez sekwencjonowanie regionów 16S rRNA V3 i V4.

2. Przeszczep mikrobioty kałowej

  1. Przygotowanie płynu kałowego zarówno do świeżych, jak i mrożonych próbek kału
    UWAGA: Wszystkie instrumenty są moczone w 75% alkoholu przed użyciem, aby uniknąć istniejącego wcześniej zanieczyszczenia bakteryjnego. Bardzo ważne jest, aby uniknąć zanieczyszczenia podczas pobierania zawartości jelita krętego i okrężnicy.
    1. Uśmierc 3-5 myszy dawców przez uduszenie CO2 .
    2. Zebrać zawartość jelita krętego zgodnie z opisem w kroku 1.2.4.
    3. Aby zebrać zawartość w okrężnicy, wykonaj pierwsze nacięcie w pobliżu odbytu i przetnij górny odcinek 2 cm. Wyodrębnij zawartość, jak wyjaśniono w kroku 1.2.4. Próbki należy pobrać w ciągu 1 minuty, aby zmniejszyć narażenie na działanie powietrza.
    4. W przypadku zamrożonego płynu kałowego należy zebrać zawartość jelita krętego lub okrężnicy zgodnie z opisem w krokach 2.1.2 i 2.1.3 i błyskawicznie zamrozić zawartość w ciekłym azocie.
    5. Próbki należy przechowywać w zamrażarce w temperaturze -80 °C do czasu, aż będą gotowe do użycia.
  2. Zbierz i zważ zawartość, dodaj świeże sterylne probówki z koralikami. W przypadku próbek mrożonych przed ważeniem rozmrozić granulki kału na lodzie.
  3. Dodać sterylny PBS do probówki i ponownie zawiesić granulki kału w PBS (1 ml PBS/0,2 g kału) za pomocą igły strzykawkowej o pojemności 5 ml. Całkowicie homogenizuj granulki kału za pomocą kulek i wiruj 3x przez 1 minutę każdy.
  4. Wirować przy 800 x g przez 3 minuty, a następnie przefiltrować supernatanty, przepuszczając przez sitko o wielkości 70 μm. Zbierz przefiltrowany płyn kałowy do sterylnej probówki i natychmiast użyj do FMT.

3. Procedura przeszczepu mikrobioty kałowej

  1. Podawaj 200 μl przygotowanego płynu kałowego myszom zubożonym w mikrobiotę przez zgłębnik doustny co drugi dzień przez 7 dni. Myszy kontrolujące zgłębnik z 200 μl sterylnego PBS.
  2. Złożyć myszy w ofierze przez uduszenie CO2 i zebrać zawartość z jelita krętego i okrężnicy zgodnie z krokami 2.1.2 i 2.1.3. Próbki należy przechowywać w temperaturze -80 °C do czasu dalszego przetwarzania.
  3. Wyodrębnić DNA mikrobioty z jelita krętego i jelita grubego zgodnie z opisem w kroku 1.3.1. Sprawdź skład mikrobioty w jelitach przeszczepionych myszy za pomocą sekwencjonowania 16S rRNA.

4. Pomiar bakterii pokrytych IgA

  1. Przygotowanie próbki
    1. Zebrać 50 mg osadów kałowych od myszy dawców, jak opisano w krokach 2.1.2 i 2.1.3, i inkubować w 1 ml sterylnego PBS w temperaturze 4 °C przez 1 godzinę. Homogenizować granulki za pomocą ubijaka do kulek przez 5 s.
    2. Odwirować roztwór o stężeniu 300 x g przez 10 minut w temperaturze 4 °C. Zebrać supernatant po przefiltrowaniu przez sitko o średnicy 70 μm.
      UWAGA: Unikaj wirowania z dużą prędkością.
    3. Dodać 5 μl supernatantu do 1 ml 1% albuminy surowicy bydlęcej (BSA) w PBS (bufor FACS). Osad o sile 8 000 x g przez 5 minut w temperaturze 4 °C i odrzucić supernatant.
    4. Zawiesić osad w 1 ml buforu FACS, odwirować przy 8 000 x g przez 5 minut w temperaturze 4 °C i odrzucić supernatant.
      UWAGA: Używany tutaj wolumin może wymagać optymalizacji. Zbyt duża ilość supernatantu na tym etapie może maskować pozytywny sygnał bakterii pokrytych IgA.
    5. Zawiesić osad w 100 μl PBS zawierającego 10% surowicy koziej i inkubować na lodzie lub w temperaturze 4 °C przez 30 minut. Dodać 1 ml buforu FACS do probówki i odwirować przy 8 000 x g przez 5 minut w temperaturze 4 °C do osadu.
  2. Cytometria przepływowa
    1. Zawiesić osad otrzymany w kroku 4.1.5 z 200 μl buforu FACS zawierającego mysie przeciwciało IgA przeciwko biotynie (1:100) i przeciwciało antybiotynowe sprzężone z APC (1:100) i inkubować przez 30 minut w temperaturze 4 °C.
    2. Dodać 1 ml buforu FACS do probówki i odwirować przy 8 000 x g przez 5 minut w temperaturze 4 °C. Odrzucić supernatant.
    3. Wybarwić osad z etapu 4.2.2 przez dodanie 200 μl buforu FACS zawierającego zielone fluorescencyjne barwienie kwasem nukleinowym (1:200) i inkubować w temperaturze 4 °C przez 5 minut.
    4. Dodać 1 ml buforu FACS i odwirować przy 8 000 x g przez 5 minut w temperaturze 4 °C do osadu.
    5. Przed pomiarem zawiesić osad w 250 μl buforu FACS.
    6. Pozyskaj dane za pomocą cytometru przepływowego i przeanalizuj je za pomocą oprogramowania FlowJo.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Harmonogram FMT użyty w tym badaniu jest opisany w Rysunek 1. Po leczeniu koktajlem antybiotykowym analizowano skuteczność zubożenia mikrobioty jelitowej poprzez sekwencjonowanie regionu 16S rRNA. Wykryliśmy 196 gatunków w jelicie krętym naiwnych myszy, podczas gdy 3-dniowa antybiotykoterapia szybko zredukowała gatunki bakterii do 35 (Rysunek 2A). Osiem gatunków wykryto wyłącznie u myszy, które poddano leczeniu koktajlem antybiotykowym (Ryc. 2A). Anali...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Antybiotyki stosowane w procedurze wyczerpania mają różne właściwości przeciwbakteryjne. Wankomycyna jest specyficzna dla bakterii Gram-dodatnich30. Doustna doksycyklina może wywoływać znaczące zmiany w składzie mikrobioty jelitowej u samic myszy C57BL/6NCrl31. Neomycyna jest antybiotykiem o szerokim spektrum działania, który działa na większość bakterii rezydujących w jelitach32. Nie zapobiega jednak stanom zapalnym jelit. Koktajle antybiotykowe o s...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca została wykonana dzięki sponsorowi Wybitnego interdyscyplinarnego projektu Szpitala Zachodniochińskiego, Uniwersytetu Syczuańskiego (Grant Nr: ZYJC18024) oraz Narodowej Fundacji Nauk Przyrodniczych Chin (Grant: 81770101 i 81973540).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Igła do strzykawki 5 mlSheng guang biotech5 ml
70 & mikro; m sitko komórkoweBD biosciences352350
Sól sodowa ampicylinyAMERESCO0339
APC StreptawidynaBD biosciences554067
Biotyna przeciwciało anty-mysie IgABiolegend407003
Surowica bydlęca albium (BSA)SigmaB2064-50G
C57BL/6J myszyChengdu Dashuo
CO2Xiyuan biotech
E.Coil genom DNATsingKe
Probówki EppendorfaAxygenMCT150-C
Szybki stolec DNA mini PodręcznikQIAGEN51604
MetronidazolShyuanyeS17079-5g
Siarczan neomycynySIGMAN-1876
Igła do gaźnika doustnegoYuke biotech10#
pClone007 Wszechstronny prosty zestaw wektorów TATsingKe007VS
Bufor fosforanowy Saline (PBS)HyclonSH30256
Zestaw do lizy Precellys PrecellysKT03961-1-001.2
RT PCR SYBR MIXVazymeQ411-01
SYTO BC zielony Fluorescencyjny barwnik kwasów nukleinowychThermo fisher scientificS34855
V338 F primerTsingKeACTCCTACGGGGCAGCAG
V806 R primerTsingKeGGACTACHVGGGTWTCTAAT
Chlorowodorek wankomycynySigmaV2002
Equipments
BD FACSCalibur flow cytometrBD biosciences
Ubijak do koralików vortxScilogex
BIORAD CFX ConnectBIORAD
WirówkaEppendorf
Illumina MiSeqIllumina Maszyna do pomiaru kwasów
nukleinowychNanodrop Thermo fisher scientific
Instrumenty chirurgiczneYuke biotech
Software
Adobe Illustrator CC 2015Wersja 2015
OPROGRAMOWANIE BIORAD CFX qPCR Oprogramowanie
FlowJo
Pryzmat Graphpad 7
Database
Silva (SSU132) 16S baza
danych rRNA

Bibliografia

  1. Honda, K., Littman, D. R. The microbiota in adaptive immune homeostasis and disease. Nature. 535 (7610), 75-84 (2016).
  2. Weng, M. T., et al. Microbiota and gastrointestinal cancer. Journal of the Formosan Medical Association. 118 (1), 32-41 (2019).
  3. Lee, Y. K., Menezes, J. S., Umesaki, Y., Mazmanian, S. K. Proinflammatory T-cell responses to gut microbiota promote experimental autoimmune encephalomyelitis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108, Suppl 1 4615-4622 (2011).
  4. Lankelma, J. M., Nieuwdorp, M., de Vos, W. M., Wiersinga, W. J. The gut microbiota in internal medicine: implications for health and disease. Netherlands Journal of Medicine. 73 (2), 61-68 (2015).
  5. Soto, M., et al. Gut microbiota modulate neurobehavior through changes in brain insulin sensitivity and metabolism. Molecular Psychiatry. 23, 2287-2301 (2018).
  6. Turnbaugh, P. J., et al. An obesity-associated gut microbiome with increased capacity for energy harvest. Nature. 444 (7122), 1027-1031 (2006).
  7. Le Roy, T., et al. Intestinal microbiota determines development of non-alcoholic fatty liver disease in mice. Gut. 62 (12), 1787-1794 (2013).
  8. Anhe, F. F., et al. Treatment with camu camu (Myrciaria dubia) prevents obesity by altering the gut microbiota and increasing energy expenditure in diet-induced obese mice. Gut. 68 (3), 453-464 (2019).
  9. Reikvam, D. H., et al. Depletion of murine intestinal microbiota: effects on gut mucosa and epithelial gene expression. PLoS ONE. 6 (3), 17996(2011).
  10. Bao, H. D., et al. Alterations in the diversity and composition of mice gut microbiota by lytic or temperate gut phage treatment. Applied Microbiology and Biotechnology. 102 (23), 10219-10230 (2018).
  11. Ishikawa, D., et al. The Microbial Composition of Bacteroidetes Species in Ulcerative Colitis Is Effectively Improved by Combination Therapy With Fecal Microbiota Transplantation and Antibiotics. Inflammatory Bowel Diseases. 24 (12), 2590-2598 (2018).
  12. Samuelson, D. R., et al. Alcohol-associated intestinal dysbiosis impairs pulmonary host defense against Klebsiella pneumoniae. PLoS Pathogens. 13 (6), 1006426(2017).
  13. Cho, Y., et al. The Microbiome Regulates Pulmonary Responses to Ozone in Mice. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 59 (3), 346-354 (2018).
  14. Kang, C., et al. Gut Microbiota Mediates the Protective Effects of Dietary Capsaicin against Chronic Low-Grade Inflammation and Associated Obesity Induced by High-Fat Diet. MBio. 8 (3), (2017).
  15. Kaliannan, K., Wang, B., Li, X. Y., Kim, K. J., Kang, J. X. A host-microbiome interaction mediates the opposing effects of omega-6 and omega-3 fatty acids on metabolic endotoxemia. Scientific Reports. 5, 11276(2015).
  16. Dapito, D. H., et al. Promotion of hepatocellular carcinoma by the intestinal microbiota and TLR4. Cancer Cell. 21 (4), 504-516 (2012).
  17. Hold, G. L., Hansen, R. Impact of the Gastrointestinal Microbiome in Health and Disease: Co-evolution with the Host Immune System. Current Topics in Microbiology and Immunology. 421, 303-318 (2019).
  18. Suzuki, T. A., Nachman, M. W. Spatial Heterogeneity of Gut Microbial Composition along the Gastrointestinal Tract in Natural Populations of House Mice. PLoS ONE. 11 (9), 0163720 (2016).
  19. McDonald, J. A. K., et al. Inhibiting Growth of Clostridioides difficile by Restoring Valerate, Produced by the Intestinal Microbiota. Gastroenterology. 155 (5), 1495-1507 (2018).
  20. Ramai, D., Zakhia, K., Ofosu, A., Ofori, E., Reddy, M. Fecal microbiota transplantation: donor relation, fresh or frozen, delivery methods, cost-effectiveness. Annals of Gastroenterology. 32 (1), 30-38 (2019).
  21. Hu, J., et al. Standardized Preparation for Fecal Microbiota Transplantation in Pigs. Frontiers in Microbiology. 9, 1328(2018).
  22. Tian, H. L., et al. Treatment of Slow Transit Constipation With Fecal Microbiota Transplantation: A Pilot Study. Journal of Clinical Gastroenterology. 50 (10), 865-870 (2016).
  23. Wong, S. H., et al. Gavage of Fecal Samples From Patients with Colorectal Cancer Promotes Intestinal Carcinogenesis in Germ-free and Conventional Mice. Gastroenterology. 153 (6), 1621-1633 (2017).
  24. Macpherson, A. J., Yilmaz, B., Limenitakis, J. P., Ganal-Vonarburg, S. C. IgA Function in Relation to the Intestinal Microbiota. Annual Review of Immunology. 26 (36), 359-381 (2018).
  25. Palm, N. W., et al. Immunoglobulin a coating identifies colitogenic bacteria in inflammatory bowel disease. Cell. 158 (5), 1000-1010 (2014).
  26. Asquith, M., et al. Perturbed mucosal immunity and dysbiosis accompany clinical disease in a rat model of spondyloarthritis. Arthritis Rheumatology. 68 (9), 2151-2162 (2016).
  27. Fransen, F., et al. BALB/c and C57BL/6 Mice Differ in Polyreactive IgA Abundance, which Impacts the Generation of Antigen-Specific IgA and Microbiota Diversity. Immunity. 43 (3), 527-540 (2015).
  28. Bunker, J. J., et al. Innate and Adaptive Humoral Responses Coat Distinct Commensal Bacteria with Immunoglobulin A. Immunity. 43 (3), 541-553 (2015).
  29. Kau, A. L., et al. Functional characterization of IgA-targeted bacterial taxa from undernourished Malawian children that produce diet-dependent enteropathy. Science Translational Medicine. 7 (276), 224(2015).
  30. Serri, A., Mahboubi, A., Zarghi, A., Moghimi, H. R. PAMAM-dendrimer Enhanced Antibacterial Effect of Vancomycin Hydrochloride Against Gram-Negative Bacteria. Journal of Pharmaceutical Sciences. 22 (1), 10-21 (2018).
  31. Boynton, F. D. D., Ericsson, A. C., Uchihashi, M., Dunbar, M. L., Wilkinson, J. E. Doxycycline induces dysbiosis in female C57BL/6NCrl mice. BMC Research Notes. 10 (1), 644(2017).
  32. Le Bastard, Q., et al. Fecal microbiota transplantation reverses antibiotic and chemotherapy-induced gut dysbiosis in mice. Scientific Reports. 8 (1), 6219(2018).
  33. Harris, V. C., et al. Effect of Antibiotic-Mediated Microbiome Modulation on Rotavirus Vaccine Immunogenicity: A Human, Randomized-Control Proof-of-Concept Trial. Cell Host Microbe. 24 (2), 197-207 (2018).
  34. Nakamura, S., et al. Antimicrobial susceptibility of Clostridium difficile from different sources. Microbiology and Immunology. 26 (1), 25-30 (1982).
  35. Robertson, S. J., et al. Comparison of Co-housing and Littermate Methods for Microbiota Standardization in Mouse Models. Cell Reports. 27 (6), 1910-1919 (2019).
  36. Chagwedera, D. N., et al. Nutrient Sensing in CD11c Cells Alters the Gut Microbiota to Regulate Food Intake and Body Mass. Cell Metabolism. 30 (2), 364-373 (2019).
  37. Truax, A. D., et al. The Inhibitory Innate Immune Sensor NLRP12 Maintains a Threshold against Obesity by Regulating Gut Microbiota Homeostasis. Cell Host Microbe. 24 (3), 364-378 (2018).
  38. Li, Y., et al. Gut microbiota dependent anti-tumor immunity restricts melanoma growth in Rnf5(-/-) mice. Nature Communications. 10, 16(2019).
  39. Tian, Z., et al. Beneficial Effects of Fecal Microbiota Transplantation on Ulcerative Colitis in Mice. Digestive Diseases and Sciences. 61 (8), 2262-2271 (2016).
  40. Tang, G., Yin, W., Liu, W. Is frozen fecal microbiota transplantation as effective as fresh fecal microbiota transplantation in patients with recurrent or refractory Clostridium difficile infection: A meta-analysis. Diagnostic Microbiology and Infectious Disease. 88 (4), 322-329 (2017).
  41. Satokari, R., Mattila, E., Kainulainen, V., Arkkila, P. E. Simple faecal preparation and efficacy of frozen inoculum in faecal microbiota transplantation for recurrent Clostridium difficile infection--an observational cohort study. Alimentary Pharmacology and Therapeutics. 41 (1), 46-53 (2015).
  42. Takahashi, M., et al. Faecal freezing preservation period influences colonization ability for faecal microbiota transplantation. Journal of Applied Microbiology. 126 (3), 973-984 (2019).
  43. Wos-Oxley, M. L., et al. Comparative evaluation of establishing a human gut microbial community within rodent models. Gut Microbes. 3 (3), 234-249 (2012).
  44. Le Roy, T., et al. Comparative Evaluation of Microbiota Engraftment Following Fecal Microbiota Transfer in Mice Models: Age, Kinetic and Microbial Status Matter. Frontiers in Microbiology. 9, 3289(2018).
  45. Wrzosek, L., et al. Transplantation of human microbiota into conventional mice durably reshapes the gut microbiota. Scientific Reports. 8 (1), 6854(2018).
  46. Staley, C., et al. Stable engraftment of human microbiota into mice with a single oral gavage following antibiotic conditioning. Microbiome. 5 (1), 87(2017).
  47. Cao, H., et al. Dysbiosis contributes to chronic constipation development via regulation of serotonin transporter in the intestine. Scientific Reports. 7 (1), 10322(2017).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Mikrobiota jelitowadeplekcja bakteryjnacytometria przep ywowasekwencjonowanie 16S rRNAPCR w czasie rzeczywistymbakterie jelitoweprotok transplantacji mikrobiotymodel mysi
Film wkrótce dostępny
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.