Artykuł metodologiczny

Ustalenie ostrego zawału mostu u szczurów za pomocą stymulacji elektrycznej

5.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/60783

⸱

27 sierpnia 2020

 ,  ,  ,  , 
1The Second Affiliated Hospital of Guangzhou Medical University, 2Department of Neurology, The First Affiliated Hospital of Soochow University

W tym artykule

Podsumowanie

Prezentowany tutaj jest protokół do ustalenia ostrego zawału mostu w modelu szczurzym za pomocą stymulacji elektrycznej za pomocą pojedynczego impulsu.

Streszczenie

Zawał Mostu jest najczęstszym podtypem udaru w krążeniu tylnym, podczas gdy brakuje modelu gryzonia naśladującego zawał Pontine. Poniżej znajduje się protokół pomyślnego ustalenia szczurzego modelu ostrego zawału mostu. Wykorzystuje się szczury o wadze około 250 g, a sondę z izolowaną osłoną wstrzykuje się do mostu za pomocą aparatu stereotaktycznego. Zmiana chorobowa jest wytwarzana przez stymulację elektryczną pojedynczym impulsem. Do oceny deficytów neurologicznych stosuje się wynik Longa, wynik Bertersona i test równowagi belki. Dodatkowo test somatosensoryczny usuwania kleju służy do określenia funkcji sensomotorycznych, a test ułożenia kończyn służy do oceny propriocepcji. Skany MRI są następnie wykorzystywane do oceny zawału in vivo, a barwienie TTC służy do potwierdzenia zawału in vitro. Tutaj identyfikuje się udany zawał, który znajduje się w przednio-bocznej podstawie mostu rostralnego. Podsumowując, opisano nową metodę mającą na celu ustalenie modelu szczura z ostrym zawałem mostu.

Wprowadzenie

Od 1980 roku, model niedrożności tętnicy środkowej mózgu (MCAO) indukowany przez włókna silikonowe jest szeroko stosowany w podstawowych badaniach nad udarem1. Zastosowano również inne metody (tj. zszycie jednej gałęzi klasy MCA2 i fotochemicznie indukowany zawał ogniskowy). Modele te zostały nazwane modelami udaru opartymi na MCA i w znacznym stopniu przyczyniły się do badań nad mechanizmami patofizjologicznymi leżącymi u podstaw udaru i potencjalnymi terapiami. Chociaż istnieją ograniczenia tych eksperymentalnych modeli3,4, metody te były używane wiele labs5,6. Modele udaru oparte na MCA reprezentują udar w krążeniu przednim; Jednak w niewielu raportach zbadano modele naśladujące udar w krążeniu tylnym7.

Istnieją znaczące różnice między etiologią, mechanizmami, objawami klinicznymi i rokowaniem między udarami krążenia przedniego i tylnego8. W związku z tym wyniki uzyskane z modeli udaru krążenia przedniego nie mogą być stosowane do udaru krążenia tylnego. Na przykład okno czasowe reperfuzji dla krążenia przedniego zostało wydłużone do 6 godzin, przy czym niewielka część badań została wydłużona do 24 godzin na podstawie wyników obrazowania9. Jednak okno czasowe dla krążenia tylnego może być dłuższe niż 24 godziny, zgodnie z wcześniejszymi raportami10 i naszymi własnymi doświadczeniami klinicznymi. To wydłużone okno czasowe reperfuzji musi być dalej badane i potwierdzone w modelach eksperymentalnych.

Jeśli chodzi o udary krążenia tylnego, najczęstszym podtypem jest zawał mostu, stanowiący 7% wszystkich przypadków udaru niedokrwiennego11,12. Zgodnie z topografią zawału, zawały mostu dzielą się na izolowane i nieizolowane zawały mostu13. Izolowane zawały mostu dzielą się na trzy typy w oparciu o podstawowe mechanizmy: choroba dużej tętnicy (LAD), choroba gałęzi tętnicy podstawnej (BABD) i choroba tętnicy małej (SAD). Wiedza na temat mechanizmów, objawów i rokowania zawału mostu została uzyskana z badań klinicznych przypadków14. Jednak model gryzonia naśladujący zawał mostu został mniej zbadany.

W poprzednich badaniach badano rozlane uszkodzenie nakrywki pnia mózgu obejmujące most7. Jedna grupa próbowała stworzyć model zawału mostu poprzez podwiązanie tętnicy podstawnej (BA)15. Inna grupa użyła nylonowego szwu monofilamentowego 10-0 do selektywnego podwiązywania czterech punktów bliższego BA selektywnie16. Model ten naśladuje LAD, ale większość zawałów mostu wynika z BABD i SAD. Ponadto selektywne podwiązanie BA jest skomplikowaną operacją i ma wysoką śmiertelność.

Dostępny jest tutaj szczegółowy protokół łatwego do wykonania, łatwego do odtworzenia i udanego szczurzego modelu ostrego zawału mostu za pomocą stymulacji elektrycznej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Protokół został sprawdzony i zatwierdzony przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Zwierząt Drugiego Szpitala Stowarzyszonego Uniwersytetu Medycznego w Kantonie, instytucji akredytowanej przez AAALACi. Szczury zostały dostarczone przez Centrum Zwierząt Południowego Uniwersytetu Medycznego.

1. Zwierzę

  1. Użyć dorosłych samców szczurów Sprague-Dawley o wadze 250 ± 10 g.
  2. Podczas transportu szczury należy trzymać w pomieszczeniach przez co najmniej 1 tydzień przed zabiegiem w kontrolowanych warunkach środowiskowych o temperaturze otoczenia 25 °C, wilgotności względnej 65% i cyklu 12 godzin/12 godzin światła/ciemności.
  3. Zapewnij jedzenie i wodę ad libitum.

2. Ustalenie zawału w moście

  1. Zważ szczury przed zabiegiem chirurgicznym i oceń sprawność neurologiczną zgodnie z testami behawioralnymi opisanymi poniżej (sekcja 3).
  2. Rozgrzej poduszkę grzewczą bezpośrednio przed znieczuleniem.
  3. Przymocuj wiertło do czaszki do uchwytu na ramie stereotaktycznej.
  4. Wstrzyknąć szczurom dootrzewnowo 50 mg/kg ketaminy i 5 mg/kg ksylazyny. Sprawdź, czy nie ma reakcji na szczypanie palców.
  5. Zamontuj szczura na ramie stereotaktycznej w pozycji leżącej. Umieść listwy uszne nad kanałem słuchowym, aby zabezpieczyć głowę. Upewnić się, że czaszka jest utrzymywana w pozycji poziomej, aby uniknąć przekrzywienia wstrzyknięcia.
  6. Utrzymuj znieczulenie za pomocą izofluranu (100% tlenu, 2,5% izofluranu) za pomocą stereotaktycznego stożka nosowego dla szczurów z portami wlotowymi i wylotowymi. Utrzymuj temperaturę na poziomie 37 °C za pomocą poduszki grzewczej i monitoruj temperaturę przez cały czas trwania zabiegu.
  7. Użyj maści do oczu, aby zapobiec wysuszeniu rogówki. Użyj kleszczy, aby lekko uszczypnąć łapy, aby upewnić się, że nie ma reakcji bólowej.
  8. Ogol włosy na czaszce za pomocą mikrogolarki. Nakładaj peeling chirurgiczny z chlorheksydyną w okrężny sposób, zaczynając od miejsca nacięcia chirurgicznego i obracając na zewnątrz.
  9. Wykonaj 3 cm nacięcie skalpelem w linii środkowej od linii obustronnej bocznej kantu do 0,5 cm za tylnym ciemiączkiem, które należy zaznaczyć markerem chirurgicznym
    10. .
  10. Użyj bawełnianego wacika, aby usunąć krew.
  11. Umieść kawałek taśmy chirurgicznej umieszczony po obu stronach płata skóry, aby odsłonić skórę głowy (Rysunek 1).
  12. Delikatnie usuń tkankę łączną z kości czaszki za pomocą bawełnianego wacika zamoczonego w 0,9% NaCl. Jeśli nie zostaną usunięte, tkanki łączne zostaną uwięzione w wierte.
  13. Zidentyfikuj bregmę. Wybierz centralny punkt bregmy jako punkt początkowy i zaznacz go czarnym markerem chirurgicznym z cienką końcówką.
  14. Umieść wiertło na 6.0 mm AP, 2.0 mm ML (zakres od 0.5 do 3.0 mm, Rysunek 2A).
  15. Wykonaj kraniotomię (średnica 1 mm) za pomocą wiertarki automatycznej. Postępuj ostrożnie, ponieważ ten punkt znajduje się blisko zatoki żylnej.
  16. Wyjmij wiertło z ramy stereotaktycznej.
  17. Umieść sondę 22 G z izolowaną osłoną w ramie stereotaktycznej (Rysunek 3A). Końcówka sondy powinna być umieszczona 2 mm powyżej bliższego końca osłony (Rysunek 3A,B; Rysunek 2B).
  18. Upewnij się, że osłonka wchodzi do mózgu 7 mm (7 mm DV, Rysunek 2B; Rysunek 1C).
  19. Przesuwaj sondę wzdłuż osłony (Rysunek 1D) aż końcówka sondy znajdzie się 9 mm poniżej powierzchni mózgu (Rysunek 2D).
  20. Podłącz elektrody do stymulatora elektrycznego (Rysunek 3C). Podłącz anodę do sondy, jak pokazano na Rysunek 1D. Podłącz katodę do szczurów (zwykle do ucha szczurów).
  21. Włącz stymulator elektryczny i ustaw następujące parametry: szerokość pojedynczego impulsu = 4 050 ms; napięcie = 50 V; i prąd = 4 mA (Rysunek 3C). Podczas stymulacji elektrycznej szczur będzie wykazywał drżenie. W tym badaniu urządzenie nie było włączane u szczurów z grupy kontrolnej używanych do testów behawioralnych, MRI i TTC.
  22. Pozostaw sondę w tej pozycji na 5 minut po stymulacji.
  23. Wyjmij sondę z mózgu (Rysunek 1F).
  24. Użyj cementu kostnego, aby pokryć kraniotomię. Poczekaj, aż cement wyschnie przed zszyciem rany.
  25. Zszyj ranę włóknami poliamidowymi 4-0. Po trzech lub czterech szwach zawiąż standardowe węzły chirurgiczne 2-1-1.
  26. Wstrzyknąć szczurom penicylinę (0,25 ml, 80 j.m. rozcieńczoną w 4 ml soli fizjologicznej) dootrzewnowo, aby zapobiec infekcji.
  27. Szczurom należy wstrzyknąć podskórnie meloksykam w dawce 2 mg/kg, a następnie powtarzać tę czynność co 24 godziny.
  28. Monitoruj szczury co 15 minut, aż do całkowitego wybudzenia i włóż je z powrotem do klatki za pomocą poduszki grzewczej. Zapewnij swobodny dostęp do jedzenia i wody aż do złożenia ofiary.
    UWAGA: Wszystkie zabiegi powinny być zgodne z zasadami chirurgii aseptycznej. Przed zabiegiem należy założyć top do szorowania, maskę chirurgiczną i sterylne rękawiczki po chirurgicznym peelingu rąk. Utrzymuj sterylny materiał szwowy w sterylnym polu przez cały czas.

3. Testy behawioralne

  1. Longa score17
    1. Umieść szczury na powierzchni stołu.
    2. Zapisz wyniki w następujący sposób: 0 = brak deficytu neurologicznego; 1 = brak pełnego wyprostowania przeciwległej przedniej łapy, łagodny ogniskowy deficyt neurologiczny; 2 = krążenie w lewo, umiarkowany ogniskowy deficyt neurologiczny; 3 = upadek w lewo, poważny deficyt ogniskowy; 4 = brak spontanicznego chodzenia i obniżony poziom świadomości.
  2. Berderson score18
    1. Chwyć szczura za ogon i pozwól przednim kończynom sięgnąć po stół. Zapisz wyniki w następujący sposób: 0 = obie kończyny dosięgły stołu; 1 = tylko jedna kończyna sięga stołu.
    2. Umieść zwierzę na szorstkiej powierzchni. Zapisz wyniki w następujący sposób: 0 = silny chwyt szorstkiej powierzchni z dobrym oporem przy pchnięciu; 1 = lekki opór widoczny tylko w jednej łapie; 2 = brak oporu przy popchnięciu w jednym kierunku.
    3. Umieść szczura w zamkniętym pomieszczeniu (18 cali × 36 cali) i pozwól mu swobodnie wędrować. Zapisz wyniki w następujący sposób: 0 = przejść całą długość pomieszczenia bez zataczania kręgów; 1 = przejść całą długość pomieszczenia z okrążeniem; 2 = nie może przejść wzdłuż obudowy, ale może krążyć; 3 = nie może się zbytnio poruszać. Użyj sumy punktów oceny z każdego zadania jako końcowego wyniku oceny.
  3. Test równoważni19
    1. Upewnij się, że urządzenie składa się z belki o szerokości 3 cm i długości 70 cm i znajduje się 20 cm nad podłogą. Umieść zaciemnione pudełko na drugim końcu belki z wąskim wejściem.
    2. Umieść generator białego szumu i jasne źródło światła na początku wiązki. Hałas i światło zostały wykorzystane, aby zmotywować szczura do przejścia przez belkę i wejścia do pola bramkowego.
    3. Zakończ bodźce, gdy zwierzęta wejdą do zaciemnionego pudełka. Zapisz opóźnienie do dotarcia do pola bramki (w sekundach) i wydajność tylnych kończyn szczura podczas przechodzenia przez wiązkę.
    4. Zapisz wyniki każdego występu w następujący sposób: 0 = balansuje w stabilnej pozycji; 1 = chwyta bok belki; 2 = przytula belkę, a 1 kończyna spada z belki; 3 = przytula belkę i dwie kończyny spadają z belki lub obracają się na belce po >60 s; 4 = próbuje utrzymać równowagę na belce, ale odpada po >40 s; 5 = próbuje utrzymać równowagę na belce, ale odpada po >20 s; i 6 = upadki wyłączony, bez próby utrzymania równowagi lub zawieszenia na belce po <20 s.
  4. Test somatosensoryczny usuwania kleju20
    1. Umieść szczury w przezroczystym pudełku z pleksi i pozwól im odkrywać nowe środowisko przez 2 lub 3 minuty.
    2. Umieść zieloną etykietę samoprzylepną o średnicy 10 mm na wewnętrznej powierzchni każdej kończyny przedniej nad kciukiem i na nadgarstku.
    3. Zwróć szczury do pudełka z pleksiglasu.
    4. Zapisz czas, w którym szczur usunął odpowiednio pierwszą etykietę i wszystkie inne etykiety. Odczekaj maksymalnie 3 minuty. Test powinien być przeprowadzony 2x na treningu.
  5. Test ułożenia kończyn
    1. Trzymaj szczury w pozycji poziomej i zapobiegaj ruchom.
    2. Gdy szczur straci kontakt z powierzchnią stołu (bierny ruch kończyny), przyłóż bodźce dotykowe i proprioceptywne do łapy za pomocą krawędzi stołu.
    3. Oceń położenie łapy (powodzenie lub niepowodzenie) na krawędzi stołu.
    4. Zapisz wyniki w następujący sposób: 0 = brak umieszczenia; 0,5 = nieukończone i/lub opóźnione rozmieszczenie; 1 = natychmiastowe i całkowite umieszczenie.

4. Potwierdzenie zawału za pomocą rezonansu magnetycznego

  1. Rezonans magnetyczny należy wykonać 24 godziny po zabiegu.
  2. Znieczulić szczura izofluranem (5% do indukcji, 1%-1,5% do podtrzymania).
  3. Zabezpiecz głowę szczura w cewce matrycy mózgu szczura i połącz ją z cewką objętościową tylko do transmisji.
  4. Umieść cewkę i szczura w skanerze MRI. Zabezpiecz szczura w kołysce za pomocą zębów i nauszników.
  5. Utrzymuj temperaturę ciała na poziomie 37 °C ± 0,5 °C podczas procedury badania MRI za pomocą kurtki termicznej o zamkniętym obiegu.
  6. Użyj sekwencji pilotającej, aby zapewnić prawidłową geometrię.
  7. Zbierz skany T2-ważone za pomocą sekwencji echa o szybkim wirowaniu: czas echa (TE) = 33 ms; czas powtarzania (TR) = 8 000 ms; pole widzenia = 30 mm x 30 mm; matryca akwizycji = 512 × 512; 50 warstw; grubość 0,4 mm.
  8. Zbierz czterostrzałowe skany DWI obrazowania planarnego z echem spinowym: czas echa = 30,5 ms; czas powtarzania = 8000 ms; matryca = 96 × 96; pole widzenia = 25 mm x 25 mm; trzy kierunki = x, y, z; Wartości B = 0 1 000 s/mm2 i 1 000 s/mm2; 50 przylegających do siebie warstw osiowych; Grubość 0,4 mm.
  9. Wróć szczury do klatki.

5. Potwierdzenie zawału przez barwienie TTC

  1. Poświęć szczury w punkcie czasowym zgodnie z eksperymentalnym projektem. W tym eksperymencie poświęciliśmy szczury 24 godziny po operacji.
  2. Przygotuj 2% roztwór TTC przed złożeniem ofiary. Dodać 0,2 g proszku TTC do 10 ml 0,01 M PBS (pH 7,4). Przenieść rozcieńczenie do 10 cm naczynia pokrytego srebrnym papierem i wstępnie podgrzanego do 37 °C w łaźni wodnej.
  3. Wystawić szczura na działanie 5% izofluranu aż do utraty przytomności. Następnie wystaw szczura na działanie CO2 (20%-30% objętości klatki na minutę) do momentu zatrzymania oddychania, a następnie utrzymuj 2 minuty ekspozycji na CO2 .
  4. Użyj następujących znaków, aby potwierdzić śmierć: brak unoszenia się i opadania klatki piersiowej, brak wyczuwalnego bicia serca, słaby kolor błon śluzowych, brak reakcji na szczypanie palca, zmiana koloru lub zmętnienie oczu.
  5. Wykonaj zwichnięcie szyjki macicy.
  6. Zabezpiecz zwierzęta, przyklejając łapy taśmą do sterylnej platformy. Utwórz nacięcie w linii środkowej od obojczyka do podbrzusza i boczne nacięcie od mieczyka mieczykowatego po lewej stronie wzdłuż klatki piersiowej. Wykonaj nacięcie w przeponie również wzdłuż klatki piersiowej i nacięcie linii środkowej klatki piersiowej, aby odsłonić serce.
  7. Podłączyć końcówkę igły (27 G) do pompy perfuzyjnej zawierającej 0,01 M PBS w temperaturze 4 °C w lewej komorze.
    UWAGA: Przesuń końcówkę wzdłuż lewej krawędzi komory, aby uniknąć wejścia do przedsionka. Włącz pompę perfuzyjną, aby upewnić się, że końcówka znajduje się w lewej komorze i przeciąć prawy przedsionek. Jeśli płyn spływa z nozdrza, końcówka znajduje się w przedsionku i należy ją wyregulować lub ponownie włożyć.
  8. Użyć około 100 ml 0,01 M PBS, utrzymywanego w temperaturze 4 °C do perfuzji. Wyłącz pompę perfuzyjną, aż wątroba zmieni kolor na biały.
  9. Odetnij głowy szczurom i przeprowadź sekcję całych mózgów za pomocą nożyczek i kleszczy. Usuń wodę z powierzchni mózgu za pomocą bibuły.
  10. Przechowywać cały mózg w temperaturze -80 °C przez 1 minutę (po zamrożeniu łatwiej jest ciąć skrawki mózgu).
    UWAGA: Ten krok można pominąć, jeśli sekcje mózgu można dobrze przeciąć bez zamrażania.
  11. Umieść mózg w macierzy grzbietową stroną do góry.
  12. Zidentyfikuj otwór w powierzchni mózgu, jak pokazano w Rysunek 1G i włóż ostrze ze stali nierdzewnej o grubości 0,21 mm. Zwykle największy obszar zawału znajduje się w płaszczyźnie sondy; Dlatego w tym obszarze należy włożyć jedno ostrze.
  13. Włóż pozostałe ostrza w odstępie 2 mm.
  14. Jednocześnie wyjmij ostrza, wszystkie naraz, z matrycy i umieść cały mózg wraz z ostrzami w roztworze TTC w naczyniu. Ostrożnie wyjmij ostrza.
    UWAGA: W tym przypadku skrawki mózgu nie były łatwe do usunięcia z płynu, ponieważ niektóre resztki pia mater w podstawowej czaszce przeszkadzały w sekcji. Jeśli w matrycy pozostaną jakieś sekcje, użyj małej szpatułki, aby przenieść je do naczynia.
  15. Umieścić naczynie z roztworem TTC i skrawkami mózgu w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C.
  16. Sprawdzaj naczynie co 5 minut i upewnij się, że sekcje nie zachodzą na siebie.
  17. Dodaj 10 ml 4% roztworu paraformaldehydu do naczynia, aby zakończyć reakcję TTC.
  18. Zorientuj sekcje od rostralnego do ogonowego i rób zdjęcia.

6. Statystyki

  1. Użyj oprogramowania do analizy statystycznej (np. GraphPad Prism), aby wykonać test t-Studenta.
    /> UWAGA: Wszystkie dane są wyrażone jako średnia ± SE. Różnice między grupami określa się za pomocą dwustronnych testów t-Studenta (p < 0,05 zdefiniowane jako istotność statystyczna).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Sześć zwierząt zostało poddanych opisanemu powyżej protokołowi chirurgicznemu. Grupa kontrolna, jak pokazano na Rysunek 4, składała się z sześciu szczurów. Wycinki mózgu pokazane w Rysunek 4 pochodziły od jednego szczura z każdej grupy.

Rezonans magnetyczny wykazał, że zawał znajdował się w podstawie mostu (Rysunek 4A). Ponieważ sonda została wstrzyknięta 2 mm na lewo od linii środkowej, zawał był zlokalizowany z bo...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W niniejszym badaniu przedstawiono protokół generowania modelu szczura z ostrym zawałem mostu. Model ten może być wykorzystany do badań nad rokowaniem i rehabilitacją (w tym przewlekłym bólem poudarowym) u pacjentów z udarem mostu.

Istnieje kilka mocnych stron tej metody. Po pierwsze, dostarcza szczurzego modelu ostrego zawału mostu do przyszłych badań. Jak wspomniano powyżej, zawał mostu jest częstym podtypem udaru, któremu poświęca się mniej uwagi. Poważnym mankamentem badań nad udarem mózgu...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Brak konfliktu interesów.

Podziękowania

To badanie było wspierane finansowo przez Narodową Fundację Nauki Chin (81471181 i 81870933) dla Y. Jiang oraz Chińską Narodową Fundację Naukową (nr 81601011), Fundację Nauk Przyrodniczych Prowincji Jiangsu (No. BK20160345) J. Zhu oraz w ramach Programu Naukowego Miejskiej Komisji Zdrowia w Kantonie (20191A011083) do Z. Qiu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
4-0 ssanieSzanghaj JinzhongInstrumenty chirurgiczne
Taśma klejącaSzanghaj JinzhongInstrumenty chirurgiczne
System znieczulenia zwierzątRWDNosić maskę podczas korzystania z systemu
Cement kostnySzanghaj JinzhongInstrument chirurgiczny
Utwardzony zaciskShanghai JinzhongSurgical instrument
Ogólne nożyczki do tkanekSzanghaj JinzhongInstrument chirurgiczny
IndoPhorsGuoyao z ChinSterylizacja
IsofluraneRWD217181101
Urządzenie do tworzenia zmianSzanghaj YuyanTworzenie zmian
System MRIBruker BiospinPotwierdzenie zawału in vivo
Uchwyt igłyShanghai JinzhongInstrument chirurgiczny
PenicilinGuoyao z ChinSonda zapobiegająca infekcjom
AnkePotrzebujesz modyfikacji
Q-tipsShanghai JinzhongInstrument chirurgiczny
Nożyczki do strzyżeniaShanghai JinzhongInstrument
chirurgicznyAparat stereotaktycznyIgła do szwów RWD
Shanghai JinzhongInstrument chirurgiczny
Przechowywanie tkanek ForceptsShanghai JinzhongInstrument chirurgiczny
TTCSigma-AldrichBCBW5177Do potwierdzenia zawału in vitro

Bibliografia

  1. Zhu, J., et al. Suppression of local inflammation contributes to the neuroprotective effect of ginsenoside Rb1 in rats with cerebral ischemia. Neuroscience. 202, 342-351 (2012).
  2. Xu, X., et al. MicroRNA-1906, a Novel Regulator of Toll-Like Receptor 4, Ameliorates Ischemic Injury after Experimental Stroke in Mice. Journal of Neuroscience. 37, 10498-10515 (2017).
  3. McBride, D. W., Zhang, J. H. Precision Stroke Animal Models: the Permanent MCAO Model Should Be the Primary Model, Not Transient MCAO. Translational Stroke Research. , (2017).
  4. Liu, F., McCullough, L. D. Middle cerebral artery occlusion model in rodents: methods and potential pitfalls. Journal of Biomedicine & Biotechnology. 2011, 464701(2011).
  5. Jiang, Y., et al. A new approach with less damage: intranasal delivery of tetracycline-inducible replication-defective herpes simplex virus type-1 vector to brain. Neuroscience. 201, 96-104 (2012).
  6. Lopez, M. S., Vemuganti, R. Modeling Transient Focal Ischemic Stroke in Rodents by Intraluminal Filament Method of Middle Cerebral Artery Occlusion. Methods in Molecular Biology. 1717, 101-113 (2018).
  7. Pais-Roldan, P., et al. Multimodal assessment of recovery from coma in a rat model of diffuse brainstem tegmentum injury. NeuroImage. 189, 615-630 (2019).
  8. Merwick, A., Werring, D. Posterior circulation ischaemic stroke. The British Medical Journal. 348, 3175(2014).
  9. Nogueira, R. G., et al. Thrombectomy 6 to 24 Hours after Stroke with a Mismatch between Deficit and Infarct. The New England Journal of Medicine. 378, 11-21 (2018).
  10. Wilkinson, D. A., et al. Late recanalization of basilar artery occlusion in a previously healthy 17-month-old child. Journal of Neurointerventional Surgery. 10, 17(2018).
  11. Huang, R., et al. Stroke Subtypes and Topographic Locations Associated with Neurological Deterioration in Acute Isolated Pontine Infarction. Journal of Stroke and Cerebrovascular Diseases: The Official Journal of National Stroke Association. 25, 206-213 (2016).
  12. Jiang, Y., et al. In-stent restenosis after vertebral artery stenting. International Journal of Cardiology. 187, 430-433 (2015).
  13. Huang, J., et al. Topographic location of unisolated pontine infarction. BMC Neurology. 19, 186(2019).
  14. Banerjee, G., Stone, S. P., Werring, D. J. Posterior circulation ischaemic stroke. The British Medical Journal. 361, 1185(2018).
  15. Wojak, J. C., DeCrescito, V., Young, W. Basilar artery occlusion in rats. Stroke: A Journal of Cerebral Circulation. 22, 247-252 (1991).
  16. Namioka, A., et al. Intravenous infusion of mesenchymal stem cells for protection against brainstem infarction in a persistent basilar artery occlusion model in the adult rat. Journal of Neurosurgery. , 1-9 (2018).
  17. Jiang, Y., et al. Intranasal brain-derived neurotrophic factor protects brain from ischemic insult via modulating local inflammation in rats. Neuroscience. 172, 398-405 (2011).
  18. Schaar, K. L., Brenneman, M. M., Savitz, S. I. Functional assessments in the rodent stroke model. Experiments in Translational and Stroke. 2, 13(2010).
  19. Wu, L., et al. Keep warm and get success: The role of postischemic temperature in the mouse middle cerebral artery occlusion model. Brain Research Bulletin. 101, 12-17 (2014).
  20. Wen, Z., et al. Optimization of behavioural tests for the prediction of outcomes in mouse models of focal middle cerebral artery occlusion. Brain Research. 1665, 88-94 (2017).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Model szczuraaparat stereotaksycznyskanowanie MRIbarwienie TTCdeficyty neurologicznetesty behawioralneuszkodzenie m zguprzednioboczna cz mostu

Powiązane artykuły