Kwantyfikacja funkcji i morfologii dwukomorowej za pomocą obrazowania rezonansu magnetycznego serca u myszy z pasmem tętnicy płucnej

Anne-Marie C. Koop; Quint  A.J. Hagdorn; Kees (C.) W.A. van de Kolk; Annemieke van Oosten; Michel Weij; Herman  H.W. Silljé; Tineke P. Willems; Rolf M.F. Berger

doi:10.3791/60837

Method Article

Kwantyfikacja funkcji i morfologii dwukomorowej za pomocą obrazowania rezonansu magnetycznego serca u myszy z pasmem tętnicy płucnej

DOI:

10.3791/60837

⸱

May 13th, 2020

Anne-Marie C. Koop*¹ , Quint A.J. Hagdorn*¹ , Kees (C.) W.A. van de Kolk²^,³ , Annemieke van Oosten² , Michel Weij² , Herman H.W. Silljé⁴ , Tineke P. Willems⁵ , Rolf M.F. Berger¹

¹Center for Congenital Heart Diseases, Department of Pediatric Cardiology, University Medical Center Groningen, University of Groningen, ²The Central Animal Facility, University Medical Center Groningen, University of Groningen, ³Gronsai (Groningen Small Animal Imaging Facility), University Medical Center Groningen, University of Groningen, ⁴Department of Cardiology, University Medical Center Groningen, University of Groningen, ⁵Department of Radiology, University Medical Center Groningen, University of Groningen

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aby zrozumieć patofizjologię adaptacji prawej komory (RV) do nieprawidłowego obciążenia, kluczowe są modele eksperymentalne. Jednak ocena wymiarów i funkcji RV jest złożona i trudna. Protokół ten zapewnia metodę wykonywania obrazowania metodą rezonansu magnetycznego serca (CMR) jako nieinwazyjną procedurę wzorcową u myszy poddanych obciążeniu ciśnieniowemu RV.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Funkcja i niewydolność prawej komory (RV) są głównymi determinantami wyników w nabytych i wrodzonych chorobach serca, w tym nadciśnieniu płucnym. Ocena funkcji i morfologii RV jest złożona, częściowo ze względu na złożony kształt RV. Obecnie obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego serca (CMR) jest złotym standardem w nieinwazyjnej ocenie funkcji i morfologii RV. Obecny protokół opisuje obrazowanie CMR w mysim modelu obciążenia ciśnieniowego RV indukowanego przez pasmo tętnicy płucnej (PAB). PAB wykonuje się poprzez założenie szwu 6-0 wokół tętnicy płucnej za pomocą igły 23 G. Gradient PAB określa się za pomocą echokardiografii po 2 i 6 tygodniach. Po 6 tygodniach morfologię i funkcję prawej i lewej komory ocenia się, mierząc zarówno końcowoskurczową, jak i końcoworozkurczową objętość i masę przez dziesięć do jedenastu plastrów cine o grubości 1 mm za pomocą skanera rezonansu magnetycznego 9,4 T wyposażonego w gradient 1,500 mT/m. Reprezentatywne wyniki pokazują, że PAB indukuje znaczny wzrost obciążenia ciśnieniem RV, co ma znaczący wpływ na morfologię dwukomorową i funkcję RV. Wykazano również, że po 6 tygodniach obciążenia ciśnieniem RV pojemność minutowa serca jest utrzymywana. Przedstawiono tutaj powtarzalny protokół kwantyfikacji morfologii i funkcji dwukomorowej w mysim modelu obciążenia ciśnieniem RV i może służyć jako metoda do eksperymentów badających determinanty przebudowy i dysfunkcji RV.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pacjenci z nabytymi i wrodzonymi chorobami sercowo-naczyniowymi, w tym nadciśnieniem płucnym (PH), są narażeni na dysfunkcję i niewydolność prawej komory (RV)¹. Adaptacja RV w wyniku zwiększonego obciążenia ciśnieniowego charakteryzuje się koncentrycznym przerostem we wczesnych stadiach i postępującym poszerzeniem w końcowym stadium choroby. Ponadto wiąże się z zaburzeniami metabolizmu i macierzy zewnątrzkomórkowej, procesami zapalnymi i ostatecznie niewydolnością RV²^,³^,⁴^,⁵^,⁶. Opracowano modele zwierzęce w celu zbadania procesów leżących u podstaw postępu w kierunku awarii RV. Jednak optymalizacja modeli i odpowiednia ocena funkcji i wymiarów RV była wyzwaniem. Do nieinwazyjnej oceny funkcji i wymiarów RV złotym standardem jest obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego serca (CMR). Technika ta tworzy obrazy bijącego serca za pomocą silnego pola magnetycznego i fal o częstotliwości radiowej. CMR jest dostępny dla ludzi i zwierząt, takich jak gryzonie laboratoryjne. Ponieważ te ostatnie wymagają wyższej rozdzielczości przestrzennej ze względu na mniejszy rozmiar serca, pole magnetyczne wymagane do zapewnienia odpowiednich obrazów musi być wyższe w porównaniu z ludźmi.

Dostępnych jest wiele modeli naśladujących przeciążenie ciśnienia w RV, w tym modele PH⁷^,⁸^,9^,¹⁰^,¹¹^,¹²^,¹³^,¹⁴^,¹⁵^,¹⁶^,¹⁷ i modele proksymalnego obciążenia ciśnieniowego RV²^,3^,¹⁰^,¹⁸^,¹⁹^,²⁰^,²¹^,²²^,²³. Wybór modelu PH lub modelu proksymalnego obciążenia ciśnieniem RV zależy od pytania badawczego: wpływu interwencji na układ naczyniowy płuc, a tym samym ewentualnie modulacji obciążenia następczego RV (tj. modele PH), lub bezpośredniego wpływu na RV (tj. modele obciążenia ciśnieniem proksymalnego RV). Dostępnych jest kilka metod eksperymentalnej indukcji PH, w tym użycie monokrotaliny (MCT)^12,¹³^,¹⁴^,¹⁶^,²²^,²⁴^,²⁵^,²⁶, MCT w połączeniu z bocznikiem aortalno-caval⁹, przewlekły hipoksja⁷^,^27,²⁸^,²⁹, oraz połączenie antagonisty receptora czynnika wzrostu śródbłonka naczyniowego, Sugen 5416, z przewlekłym niedotlenieniem⁸^,¹⁰^,³⁰^,³¹. Takie modele reprezentują progresywne modele płucne proksymalnego obciążenia ciśnieniowego RV i nie są ukierunkowane na układ naczyniowy płuc, ale indukują stałe obciążenie następcze poprzez zwężenie tętnicy płucnej, z towarzyszącym wzrostem 2^,³. Można to wykonać za pomocą opaski szwowej (opaska tętnicy płucnej, PAB) lub klips naczyniowy wokół tętnicy płucnej. PAB został wykonany u kilku gatunków zwierząt, a wymiary i funkcje serca były badane na różne sposoby, takie jak histologia, echokardiografia przezklatkowa (w tym śledzenie plamek) i cewnikowanie serca²^,³²^,³³^,³⁴^,³⁵^,³⁶^,³⁷^,³⁸^,³⁹^,⁴⁰. PAB u małych gryzoni, takich jak myszy, jest trudne. Dzieje się tak, ponieważ subtelne różnice między szczelnością zwężenia tętnicy mają wyraźne wyniki w zakresie stopnia obciążenia ciśnieniowego RV oraz późniejszego stanu funkcjonalnego i przeżycia. Gdy zwężenie jest bardzo ciasne, zwierzę umrze podczas operacji lub wkrótce po niej, podczas gdy pożądany fenotyp nie zostanie osiągnięty, gdy zwężenie nie jest wystarczająco ciasne. Jednak wykorzystanie myszy ma zalety w porównaniu z innymi zwierzętami, ze względu na doskonałe możliwości modyfikacji genetycznej (tj. modele transgeniczne lub knockout) i szybką hodowlę. Ma to wartość dodaną w badaniach nad chorobami oraz w badaniu wpływu czynników molekularnych i (epi)genetycznych.

Projekty badań na zwierzętach przesuwają się w kierunku badania zmian czasowych podczas choroby²^,³^,⁸^,¹³^,²¹. W przypadku takich badań konieczne są metody nieinwazyjne, ponieważ można przeprowadzać oceny seryjne. Alternatywą dla CMR w ocenie przebudowy serca może być (1) charakterystyka tkanek za pomocą histopatologii, z wieloma zwierzętami uśmierconymi w różnych punktach czasowych, (2) inwazyjna ocena funkcjonalna za pomocą analizy ciśnienia i objętości lub (3) echokardiografia, która pozwala badaczowi na nieinwazyjną identyfikację przerostu lub poszerzenia serca u tego samego zwierzęcia seryjnie. CMR ma dwie główne zalety w ocenie RV: (1) CMR jest metodą nieinwazyjną, umożliwiającą seryjne pomiary u jednego zwierzęcia, przyczyniając się tym samym do zmniejszenia liczby zwierząt potrzebnych do badań, oraz (2) CMR nie opiera się na określonym kształcie geometrycznym i wizualizuje trójwymiarowo. Wykazano, że pomiary objętości i funkcji RV pochodzące z CMR są dokładne i są uważane za nieinwazyjny złoty standard w różnych jednostkach sercowych u ludzi⁴²^,⁴³^,⁴⁴^,⁴⁵, ale nie zostały jeszcze przetłumaczone na protokół CMR dla myszy z przeciążeniem ciśnienia RV.

Wiele modeli PAB jest opisanych w literaturze, ale z dużą różnorodnością metod oceny efektów hemodynamicznych oraz funkcji RV i adaptacji. Protokół ten przedstawia procedurę PAB u myszy z walidacją modelu poprzez pomiar gradientu PAB za pomocą echokardiografii i ocenę wymiarów i funkcji serca za pomocą CMR. Podczas gdy protokół CMR u zwierząt poddanych PAB został opublikowany dla szczurów, ta kombinacja nie została do tej pory opisana dla myszy. Podczas gdy szczury są najczęściej używane w modelach PH⁸^,¹²^,¹³^,¹⁴^,¹⁵^,¹⁶^,²²^,²⁴^,²⁵^,²⁶^,²⁷^,²⁸^,²⁹^,³⁰^,³¹^,⁴⁶, myszy są najczęściej wykorzystywane do badań transgenicznych lub knock-out, przyczyniając się tym samym do zrozumienia mechanizmów awarii pojazdów kempingowych pod obciążeniem ciśnieniem. Protokół ten może stanowić podstawę dla przyszłych badań mających na celu rozwikłanie szlaków sygnałowych zaangażowanych w przejście w kierunku awarii RV.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie eksperymenty i opieka nad zwierzętami są prowadzone zgodnie z Holenderską Ustawą o Zwierzętach Doświadczalnych i są zgodne z Przewodnikiem Opieki i Użytkowania Zwierząt Laboratoryjnych opublikowanym przez amerykańskie Narodowe Instytuty Zdrowia. Komitet ds. Doświadczeń na Zwierzętach Uniwersytetu w Groningen w Holandii zatwierdził obecny protokół eksperymentalny (numer zezwolenia: 2014-041/3005).

1. Zakwaterowanie i aklimatyzacja

Użyj 20–30 g dzikich myszy C57 black 6 (C57BL/6) (instytucjonalna linia hodowlana opisana wcześniej⁴⁷), samce i samice, wszystkie w wieku powyżej 8 tygodni. Trzymaj myszy w grupach, maksymalnie po pięć w klatce. Aby przyzwyczaić się do obchodzenia się z ludźmi, pozwól myszom zaaklimatyzować się przez co najmniej 7 dni. W tym okresie nie wykonuj żadnych zabiegów.

2. Operacja zespolenia tętnicy płucnej

preparat
1. Umieść mysz w komorze indukcyjnej wypełnionej 5% izofluranem/100% tlenem. Sprawdź, czy nie ma odruchów, podając bodziec bólowy (np. uszczypnięcie palca u nogi).
2. Ogol lewą półkulkę myszy za pomocą golarki elektrycznej.
3. Delikatnie wyciągnij język i przytrzymaj z lekkim napięciem.
4. Oświetl wewnętrzne gardło, umieszczając źródło światła na zewnętrznej części gardła na poziomie głośni.
5. Zaintubuj mysz dotchawiczo za pomocą elastycznej kaniuli 20 G.
6. Ułóż zwierzę na prawym boku na macie grzewczej (ustaw temperaturę na 37 °C).
7. Podłącz kaniulę do minirespiratora i rozpocznij wentylację od 1,5% do 2,5% izofluranu/tlenu (180 oddechów/min, oddechowo 250 μl).
8. Wstrzyknąć podskórnie 0,1 mg/kg buprenorfiny w celu znieczulenia pooperacyjnego.
9. Zapobiegaj odwodnieniu oka za pomocą maści do oczu.
Operacja prążkowania tętnicy płucnej przez torakotomię boczną lewą
1. Umieść mysz na prawym boku, umieszczając prawą przednią nogę w neutralnej pozycji, prawą tylną nogę wyprostowaną, a lewą przednią nogę zgiętą do tyłu.
2. Zdezynfekuj skórę na klatce piersiowej chlorkiem-heksydyną, wacik 2x.
3. Używaj sterylnych narzędzi do operacji. Otwórz skórę małymi nożyczkami (okrągła rękojeść, ostrza 12 mm) od lewej pachy równolegle do drugiego i trzeciego żebra.
4. Zidentyfikuj m. pectoralis superficialis (skośny, powierzchowny mięsień) i m. pectoralis profundus (skośny, leżący poniżej mięsień).
5. Za pomocą pętli do szwów pociągnij m. pectoralis superficialis w kierunku strony brzusznej i m. pectoralis profundus w kierunku grzbietowej strony myszy.
6. Otwórz drugą przestrzeń międzyżebrową i rozłóż żebra za pomocą dostosowanych spinaczy do papieru, dzięki czemu uwidocznienie lewego ucha sercowego, lewego płuca i tętnicy płucnej stanie się widoczne.
7. Oddziel tętnicę płucną od aorty. Umieść pętlę szwów wokół tętnicy płucnej za pomocą igły 25 G, która zawiera szew 6-0 i umieść luźną ligaturę 2-1-1 wokół tętnicy płucnej.
8. Umieść igłę 23 G równolegle do tętnicy płucnej w obrębie szwu 6-0 i najpierw zamocuj najbardziej proksymalny węzeł szwu, a następnie dystalny węzeł szwu 2-1-1. Wyjąć igłę 23 G. Upewnij się, że węzeł jest odpowiedni.
9. Zamknij klatkę piersiową dwoma lub trzema oddzielnymi szwami za pomocą monofilamentowego szwu polipropylenowego 5-0. Uwolnić m. pectoralis superficalis i m. pectoralis profundus.
10. Zszyj skórę czystym kwasem poliglikolowym 5-0 szwem. Użyj techniki ciągłego szwu, aby zminimalizować powstawanie blizn w tkance; Tkanka bliznowata będzie miała wpływ na jakość obrazu echokardiografii.
11. Wyłącz izofluran, kontynuując wentylację tlenem podczas rekonwalescencji po znieczuleniu, aż mysz odzyska własne, spontaniczne oddychanie, co można zaobserwować na podstawie ruchu brzucha.
12. Odłącz rurkę dotchawiczą od respiratora. Sprawdź, czy nie ma spontanicznego oddychania, ekstubuj tylko wtedy, gdy widoczna jest spontaniczna czynność oddechowa. Gdy spontaniczne oddychanie nie jest widoczne, ponownie podłącz rurkę do respiratora i wróć do kroku 2.2.12.
13. Obserwuj mysz, aż odzyska przytomność.
Chirurgia pozorowana
1. Wykonaj powyższą procedurę z wyjątkiem banderolowania (kroki 2.2.2–2.2.6).
Okres pooperacyjny
1. Mysz należy przechowywać pojedynczo w inkubatorze (37 °C) przez 24 godziny.
2. Obserwuj mysz codziennie przez pierwsze 3 dni po operacji. W przypadku wystąpienia jakichkolwiek objawów dyskomfortu należy wstrzyknąć podskórnie 0,1 mg/kg buprenorfiny 2 razy dziennie w celu znieczulenia pooperacyjnego.

3. Echokardiografia

preparat
1. Wykonać analizę gradientu PAB za pomocą echokardiografii 14 dni po operacji PAB.
2. Uruchomić urządzenie do echokardiografii. Wybierz pakiet kardiologiczny i głowicę 14,0 MHz.
znieczulenie
1. Umieść mysz w komorze indukcyjnej wypełnionej mieszaniną 5% izofluranu i 100% tlenu.
2. Ogol klatkę piersiową myszy.
3. Połóż mysz na plecach na macie grzewczej (temperatura 37 °C) i umieść pysk w masce wentylacyjnej.
4. Wentylować mieszaniną 1,5%–2,5% izofluranu i 100% tlenu (0,15 l/min) oraz powietrzem w pomieszczeniu (0,3 l/min).
5. Sprawdź głębokość znieczulenia, wykonując uszczypnięcie palca u nogi i odpowiednio dostosuj znieczulenie.
6. Zapobiegaj odwodnieniu oka za pomocą maści do oczu.
Oznaczanie gradientu PAB za pomocą echokardiografii
1. Umieść pediatryczne naklejki elektrokardiogramowe na każdej przedniej nodze i jedną na obu tylnych nogach. Użyj naklejek, aby przytrzymać zwierzę.
2. Nałóż żel ultradźwiękowy na ogoloną część klatki piersiowej myszy.
3. Aby uzyskać obrazy tętnicy płucnej, można użyć dwóch widoków: widoku przymostkowej długiej osi (PLAX) lub przymostkowej krótkiej osi (PSAX). Uzyskaj oba te elementy i użyj widoku, który zapewnia najlepszą jakość pomiarów i najwyższe prędkości do analizy.
4. Uzyskiwanie widoków PLAX i PSAX.
5. Naciśnij przycisk color-Doppler, aby wyświetlić przepływ krwi.
6. Umieść sondę ultradźwiękową pod kątem 30° do linii przymostkowej, aby uzyskać PLAX (szczegółowy opis patrz Cheng, et al.⁴⁸), wizualizując aortę wstępującą.
7. Przesuń sondę minimalnie w lewo, tak aby aorta wstępująca zniknęła za tętnicą płucną. Odpowiedni PLAX jest identyfikowany po uwidocznieniu tętnicy płucnej, z krwią płynącą pionowo.
8. Umieść kursor w jednej linii z tętnicą płucną. Naciśnij przycisk Dopplera fali ciągłej (CW), aby uzyskać pomiary całki czasowej prędkości podczas trzech cykli pracy serca. Naciśnij Zapisz.
9. Obróć sondę o 90° zgodnie z ruchem wskazówek zegara od PLAX, aby uzyskać PSAX, a następnie lekko przechyl sondę w kierunku czaszkowym/brzusznym, aby uzyskać PSAX na poziomie aorty. Odpowiedni widok PSAX jest identyfikowany, jeśli droga odpływowa RV znajduje się między aortą a sondą. Trwa to w tętnicy płucnej, a krew przepływa pionowo. Szczegółowy opis znajduje się w Cheng et al.⁴⁸
10. Umieść kursor w jednej linii z tętnicą płucną. Naciśnij przycisk Dopplera fali ciągłej (CW), aby uzyskać pomiary całki czasowej prędkości podczas trzech cykli pracy serca. Naciśnij Zapisz.
11. Zmierz trzy maksymalne prędkości najlepszego widoku (PSAX lub PLAX) i oblicz średnią. Użyj uproszczonej zasady Bernoulliego, aby wyprowadzić gradient PAB w milimetrach słupa rtęci (mmHg).

4. Rezonans magnetyczny serca

preparat
1. Analizę CMR należy wykonać 6 tygodni (tj. 42 dni) po operacji PAB.
  UWAGA: Dodatkowo, wcześniejsze punkty czasowe po operacji PAB mogą być wybrane, gdy ma być uwzględnionych wiele punktów czasowych, w zależności od pytania badawczego. Można by wziąć pod uwagę późniejsze punkty czasowe; jednak coraz częściej może dojść do awarii kampera i śmierci.
2. Użyj wystarczająco silnego magnesu (zazwyczaj >7 T jest używane do skanowania CMR gryzoni). W obecnym protokole stosowany jest system pionowy o masie 9,4 T, z ustawionym gradientem 1 500 mT/m i rozmiarem otworu 89 mm.
3. Zainstaluj oprogramowanie do postprocessingu CMR do analizy objętości i mas w obrazach pochodnych. Oprogramowanie uznaje się za odpowiednie, jeśli umożliwia ręczną segmentację w celu określenia objętości końcoworozkurczowej (ED) i końcowoskurczowej (ES) (odpowiednio EDV i ESV) oraz masy komorowej (mierzonej zarówno ED, jak i ES).
Znieczulenie i stabilizacja
1. Umieść mysz w komorze indukcyjnej wypełnionej mieszaniną 5% izofluranu i 100% tlenu. Sprawdź efekt znieczulenia, podając bodziec bólowy poprzez uszczypnięcie palca u nogi.
2. Nałóż maść na oczy myszy, aby były wilgotne podczas skanowania.
3. Umieść mysz w łóżku skanera dla zwierząt ze zintegrowanym dopływem powietrza, podgrzaną (37 °C) mieszaniną 1,5–2,5% izofluranu, 100% tlenu (0,15 l/min) i powietrzem w pomieszczeniu (0,3 l/min) oraz podkładką dociskową, która umożliwia obserwację tętna (celuj w 400–500 uderzeń na minutę) i częstości oddechów (staraj się o ~35 oddechów na minutę) podczas skanowania. Reguluj znieczulenie w oparciu o te dwa parametry. Upewnij się, że łóżko jest wykonane z tworzywa sztucznego, bez materiału magnetycznego.
4. Umieść legowisko dla zwierząt z myszą w skanerze.
Wykonywanie rezonansu magnetycznego serca
1. Dokonaj korekt przed akwizycją, dostrajając cewkę klatki dla ptaków o częstotliwości radiowej (RF) na 1 częstotliwość rezonansową wodoru (1 H).
2. Następnie ustaw pole magnetyczne tak jednorodne, jak to możliwe, korzystając z procedury automatycznego podkładkowania.
  UWAGA: Skomputeryzowane podkładkowanie odbywa się za pomocą tak zwanej metody Tuning, która wykorzystuje obszar pod 1 H FID jako parametr jakościowy. W tej procedurze strojenia zdefiniowana przez użytkownika grupa podkładek regulacyjnych (Z, Z2, X, Y, XZ i YZ) jest badana w cyklu iteracyjnym. Każda podkładka po kolei jest dostosowywana indywidualnie, aby zmaksymalizować obszar pod FID. Jest to zasadniczo procedura liniowa, która działa dobrze szybko.
3. Zoptymalizuj impuls RF, maksymalizując jednowymiarowy profil obrazu z regulacją mocy impulsu RF.
4. Przypisz dokładną pozycję serca w skanerze, wykonując skany zwiadowcze za pomocą sekwencji tripilotowej. Użyj szybkiej sekwencji echa gradientowego, aby uzyskać obrazy zwiadowcze przez klatkę piersiową: przekrój poprzeczny, czołowy i strzałkowy. (Rysunek 1A,B,C)
5. Dostosuj osie do rzeczywistych osi widoku osiowego, dwukomorowego i czterokomorowego (Rysunek 1D,E).
6. Następnie umieść plastry cine prostopadle do wyimaginowanej osi między drogą odpływową RV a najbardziej wysuniętą wierzchołkową częścią RV.
7. Wyprowadź od dziesięciu do jedenastu wycinków filmu o grubości 1 mm bez przerwy między warstwami, aby pokryć całe obrazowanie od góry do podstawy RV (Rysunek 1F) za pomocą metody Self-gated IntraGate-fast low-angle shot (FLASH), która eliminuje potrzebę elektrokardiogramu (EKG) i bramkowania oddechowego. Parametry akwizycji przedstawiono w tabeli 1. Zapisz obrazy w formacie DICOM.
Wykonywanie analiz na pozyskanych obrazach
1. Kliknij dwukrotnie oprogramowanie, aby otworzyć program.
2. Otwórz obrazy w oprogramowaniu do postprocessingu CMR za pomocą przycisku importu.
3. Zidentyfikuj fazę końcowoskurczową (zdefiniowaną jako faza z wizualnie najmniejszą jamą RV) i fazę końcoworozkurczową (zdefiniowaną jako faza z wizualnie największą jamą RV).
4. Zgodnie z wytycznymi Society for Cardiovascular Magnetic Resonance⁴⁹, narysuj kontury nasierdzia ręcznie w końcówce rozkurczu i końcówce skurczu od wierzchołka do podstawy, zaznaczając kilka punktów na granicy nasierdzia każdego obrazu. W ostatnim punkcie kliknij dwukrotnie, aby zakończyć kontur nasierdzia.
5. Zrób to samo dla konturów wsierdzia. (Rysunek 2). Lewa i prawa komora EDV, ESV, ED masa i ES są teraz automatycznie obliczane przez oprogramowanie.
  UWAGA: Masę definiuje się jako objętość mięśnia sercowego razy gęstość mięśnia sercowego (tj. 1,05).
6. W zależności od pytania badawczego i badanej populacji, indeksuj te zmienne dla wielkości podmiotu za pomocą długości kości piszczelowej lub masy ciała, zgodnie z wcześniej opublikowanymi wzorami⁵⁰.
7. Obliczyć wskaźnik mimośrodowości (EI) zarówno w skurczu końcowym, jak i skurczu końcowym, dzieląc średnicę jamy lewej komory równolegle do przegrody śródkomorowej (IVS) przez średnicę jamy lewej komory prostopadłej do IVS, wyprowadzoną z krótkiej osi na poziomie środkowym brodawkowatego.
8. Oprogramowanie oblicza objętość wyrzutową (SV) w ml jako , a frakcję wyrzutową (EF, %) jako .
9. Oblicz rzut serca (CO) w ml/min jako . Tętno jest mierzone ręcznie za pomocą podkładki uciskowej wbudowanej w legowisko dla zwierząt, jak opisano powyżej, ponieważ skaner nie jest w stanie odpowiednio zarejestrować częstego tętna.
10. W zależności od pytania badawczego i badanej populacji, indeksuj CO i SV dla wielkości badanego za pomocą długości kości piszczelowej lub masy ciała, zgodnie z wcześniej opublikowanymi wzorami⁵⁰.

5. Analizy statystyczne

Otwórz oprogramowanie służące do wizualizacji danych i analiz statystycznych.
Sortuj dane według grup (PAB i pozorowane) z każdą grupą w osobnej kolumnie.
Użyj testu Manna-Whitneya, aby porównać PAB i pozorowany dla każdej zmiennej.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Śmiertelność zabiegu chirurgicznego PAB wynosi około 10%. Przedstawione wyniki pokazują charakterystykę myszy w grupie pozorowanej (n = 5) i PAB (n = 8). Jak pokazano na Rysunek 3, wartości gradientu PAB znacznie wzrosły w porównaniu ze zwierzętami pozorowanymi po 2 i 6 tygodniach od PAB. Ten wzrost obciążenia spowodował dylatację RV wyrażoną jako wzrost RV, EDV i RV ESV (Rysunek 4A,B). Dysfunkcja RV występowała, gdy RV EF zmniejszało się (

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół ten zapewnia powtarzalną metodę PAB u myszy oraz późniejszą ocenę przebudowy serca i adaptacji funkcjonalnej za pomocą CMR.

PAB różni się od innych modeli zwiększonego obciążenia ciśnieniem RV tym, że polega na bezwzględnym i statycznym wzroście obciążenia następczego bez obecności innych wyzwalaczy. Obciążenie ciśnieniem RV w modelach niedotlenienia, monokrotaliny, zastawki lub kombinacji tych induktorów opiera się na przebudowie układu naczyniowego płuc. Ta przebudowa jest napędzana...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Uniwersyteckie Centrum Medyczne w Groningen zawarło umowę z Actelion i Lilly na działalność doradczą R.M.F. Bergera wykraczającą poza treść niniejszego manuskryptu. Pozostali autorzy deklarują, że nie mają sprzecznych interesów.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chcielibyśmy podziękować P. Da Costa-Martins za jej wsparcie w eksperymentach na zwierzętach w tym badaniu.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
Name	Company	Catalog Number	Comments
Przetwornik echokardiograficzny 14,0 MHz i13L	GE Healthcare, Waukesha, WI, USA
Kaniula 20G Igła
			23G
Skaner rezonansu magnetycznego 9,4T z zestawem gradientu 1,500 mT/m	Bruker BioSpin, Ellingen, Niemcy
Komora
Blunt 25G
Buprenorfina
Chlorek i heksydyna
Oprogramowanie do post-processingu CMR	Medis Medical Imaging Systems, Lejda, Holandia		Qmass wersja 7.6
Oprogramowanie do wizualizacji danych i statystyki	GraphPad Prism Inc, La Jolla, CA, USA		wersja oprogramowania 7.02
Aparat do echokardiografii	GE Healthcare, Waukesha, WI, USA		Vivid Dimension 7
Maść
Mata grzewcza
Inkubator (37° C)
Isofluran
Parownik
Miniwentylator dla gryzoni	Hugo Sachs	model 687
monofilament polipropylen 5-0 szwy
monofilamentowe polipropylenowe 6-0 Igła
i strzykawka do podskórnego zastrzyki
Naklejki z elektrokardiogramem u dzieci Czysty
kwas poliglikolowy 5-0 Szwy
Sterylne narzędzia
Maska wentylacyjna

indukcyjna anestezjologicznaIgłado oczuizofluranuchirurgiczne

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Norozi, K., et al. Incidence and Risk Distribution of Heart Failure in Adolescents and Adults With Congenital Heart Disease After Cardiac Surgery. The American Journal of Cardiology. 97 (8), 1238-1243 (2006).
Borgdorff, M. A. J., et al. Clinical symptoms of right ventricular failure in experimental chronic pressure load are associated with progressive diastolic dysfunction. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 79, 244-253 (2015).
Koop, A. M. C., et al. Right ventricular pressure overload alters cardiac lipid composition. International Journal of Cardiology. , (2019).
Faber, M. J., et al. Right and left ventricular function after chronic pulmonary artery banding in rats assessed with biventricular pressure-volume loops. American Journal of Physiology and Heart Circirculation Physiology. 291 (4), 1580-1586 (2006).
Bogaard, H. J., et al. Chronic pulmonary artery pressure elevation is insufficient to explain right heart failure. Circulation. 120 (20), 1951-1960 (2009).
Samson, N., Paulin, R. Epigenetics, inflammation and metabolism in right heart failure associated with pulmonary hypertension. Pulmonary Circulation. 7 (3), 572-587 (2017).
Rumsey, W. L., et al. Adaptation to hypoxia alters energy metabolism in rat heart. American Journal of Physiology Heart and Circulatory Physiology. 276 (1), 71-80 (1999).
Drozd, K., et al. Effects of an endothelin receptor antagonist, Macitentan, on right ventricular substrate utilization and function in a Sugen 5416/hypoxia rat model of severe pulmonary arterial hypertension. Journal of Nuclear Cardiology. 24 (6), 1979-1989 (2017).
Van Der Feen, D. E., et al. Shunt surgery, right heart catheterization, and vascular morphometry in a rat model for flow-induced pulmonary arterial hypertension. Journal of Visualized Experiments. (120), e55065(2017).
Gomez-Arroyo, J., et al. Metabolic gene remodeling and mitochondrial dysfunction in failing right ventricular hypertrophy secondary to pulmonary arterial hypertension. Circulation: Heart Failure. 6 (1), 136-144 (2013).
Bruns, D. R., Dale Brown, R., Stenmark, K. R., Buttrick, P. M., Walker, L. A. Mitochondrial integrity in a neonatal bovine model of right ventricular dysfunction. American Journal of Physiology - Lung Cellular and Molecular Physiology. 308 (2), 158-167 (2015).
Zhang, W. H., et al. Up-regulation of hexokinase1 in the right ventricle of monocrotaline induced pulmonary hypertension. Respiratory Research. 15 (1), 119(2014).
Paulin, R., et al. A miR-208-Mef2 axis drives the decompensation of right ventricular function in pulmonary hypertension. Circulation Research. 116 (1), 56-69 (2015).
Sutendra, G., et al. A metabolic remodeling in right ventricular hypertrophy is associated with decreased angiogenesis and a transition from a compensated to a decompensated state in pulmonary hypertension. Journal of Molecular Medicine. 91 (11), 1315-1327 (2013).
Balestra, G. M., et al. Increased in vivo mitochondrial oxygenation with right ventricular failure induced by pulmonary arterial hypertension: Mitochondrial inhibition as driver of cardiac failure. Respiratory Research. 16, 6(2015).
Piao, L., et al. The inhibition of pyruvate dehydrogenase kinase improves impaired cardiac function and electrical remodeling in two models of right ventricular hypertrophy: Resuscitating the hibernating right ventricle. Journal of Molecular Medicine. 88 (1), 47-60 (2010).
Piao, L., et al. FOXO1-mediated upregulation of pyruvate dehydrogenase kinase-4 (PDK4) decreases glucose oxidation and impairs right ventricular function in pulmonary hypertension: therapeutic benefits of dichloroacetate. Journal of Molecular Medicine. 91, 333-346 (2013).
Sheikh, A. M., et al. Right ventricular hypertrophy with early dysfunction: A proteomics study in a neonatal model. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 137 (5), 1146-1153 (2009).
Olivetti, G., et al. Cellular basis of wall remodeling in long-term pressure overload-induced right ventricular hypertrophy in rats. Circulation Research. 63 (3), 648-657 (1988).
Lauva, I. K., et al. Control of myocardial tissue components and cardiocyte organelles in pressure-overload hypertrophy of the cat right ventricle. The American Journal of Anatomy. 177 (1), 71-80 (1986).
Fang, Y. H., et al. Therapeutic inhibition of fatty acid oxidation in right ventricular hypertrophy: Exploiting Randle's cycle. Journal of Molecular Medicine. 90 (1), 31-43 (2012).
Piao, L., et al. Cardiac glutaminolysis: A maladaptive cancer metabolism pathway in the right ventricle in pulmonary hypertension. Journal of Molecular Medicine. 91 (10), 1185-1197 (2013).
Sack, M. N., Disch, D. L., Rockman, H. A., Kelly, D. P. A role for Sp and nuclear receptor transcription factors in a cardiac hypertrophic growth program. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 94 (12), 6438-6443 (1997).
Broderick, T. L., King, T. M. Upregulation of GLUT-4 in right ventricle of rats with monocrotaline- induced pulmonary hypertension. Medical Science Monitor. 14 (12), 261-264 (2008).
Enache, I., et al. Skeletal muscle mitochondrial dysfunction precedes right ventricular impairment in experimental pulmonary hypertension. Molecular and Cellular Biochemistry. 373 (1-2), 161-170 (2013).
Sun, X. Q., et al. Reversal of right ventricular remodeling by dichloroacetate is related to inhibition of mitochondria-dependent apoptosis. Hypertension Research. 39 (5), 302-311 (2016).
Adrogue, J. V., Sharma, S., Ngumbela, K., Essop, M. F., Taegtmeyer, H. Acclimatization to chronic hypobaric hypoxia is associated with a differential transcriptional profile between the right and left ventricle. Molecular and Cellular Biochemistry. 278 (1-2), 71-78 (2005).
Sharma, S., et al. Dynamic changes of gene expression in hypoxia-induced right ventricular hypertrophy. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 286 (3), 1185-1192 (2004).
Nouette-Gaulain, K., et al. Time course of differential mitochondrial energy metabolism adaptation to chronic hypoxia in right and left ventricles. Cardiovascular Research. 66 (1), 132-140 (2005).
Graham, B. B., et al. Severe pulmonary hypertension is associated with altered right ventricle metabolic substrate uptake. American Journal of Physiology - Lung Cellular and Molecular Physiology. 309 (5), 435-440 (2015).
Liu, A., et al. Estrogen maintains mitochondrial content and function in the right ventricle of rats with pulmonary hypertension. Physiological Reports. 5 (6), 1-12 (2017).
Kobr, J., et al. Right Ventricular Pressure Overload and Pathophysiology of Growing Porcine Biomodel. Pediatric Cardiology. 37 (8), 1498-1506 (2016).
Yerebakan, C., et al. Acute and chronic response of the right ventricle to surgically induced pressure and volume overload - an analysis of pressure-volume relations. Interactive CardioVascular and Thoracic Surgery. 10 (4), 519-525 (2010).
Gufler, H., et al. Right Ventricular Function After Pulmonary Artery Banding: Adaptive Processes Assessed by CMR and Conductance Catheter Measurements in Sheep. Journal of Cardiovascular Translational Research. 12 (5), 459-466 (2019).
Baicu, C. F., et al. Time course of right ventricular pressure-overload induced myocardial fibrosis: relationship to changes in fibroblast postsynthetic procollagen processing. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 303 (9), 1128-1134 (2012).
Manohar, M., et al. Regional myocardial blood flow and coronary vascular reserve in unanesthetized young calves exposed to a simulated altitude of 3500 m for 8-10 weeks. Circulation Research. 50 (5), 714-726 (1982).
Fávaro, G. A. G., et al. Reversible pulmonary trunk banding: VII. Stress echocardiographic assessment of rapid ventricular hypertrophy in young goats. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 145 (5), 1345-1351 (2013).
Nielsen, E. A., et al. Regional septal hinge-point injury contributes to adverse biventricular interactions in pulmonary hypertension. Physiological Reports. 5 (14), 1-13 (2017).
Borgdorff, M. A., et al. Sildenafil enhances systolic adaptation, but does not prevent diastolic dysfunction, in the pressure-loaded right ventricle. European Journal of Heart Failure. 14 (9), 1067-1074 (2012).
Gold, H., Prindle, K., Levey, G., Epstein, S. Effects of experimental heart failure on the capacity of glucagon to augment myocardial contractility and activate adenyl cyclase. The Journal of Clinical Investigation. 49 (5), 999-1006 (1970).
Brittain, E. L., et al. Right ventricular plasticity and functional imaging. Pulmonary Circulation. 2 (3), 309-326 (2012).
Jiang, L., et al. Three-dimensional Echocardiography In Vivo Validation for Right Ventricular Volume and Function. Circulation. 89, 2342-2350 (1994).
Markiewicz, W., Sechtem, U., Higgins, C. B. Evaluation of the right ventricle by magnetic resonance imaging. American Heart Journal. 113 (1), 8-15 (1987).
Pattynama, P. M. T., et al. Reproducibility of MRI-derived measurements of right ventricular volumes and myocardial mass. Magnetic Resonance Imaging. 13 (1), 53-63 (1995).
Wiesmann, F., et al. Comparison of fast spiral, echo planar, and fast low-angle shot MRI for cardiac volumetry at .5T. Journal of Magnetic Resonance Imaging. 8 (5), 1033-1039 (1998).
Van der Feen, D. E., et al. Multicenter Preclinical Validation of BET Inhibition for the Treatment of Pulmonary Arterial Hypertension. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 200 (7), 910-920 (2019).
da Costa Martins, P. A., et al. MicroRNA-199b targets the nuclear kinase Dyrk1a in an auto-amplification loop promoting calcineurin/NFAT signalling. Nature Cell Biology. 12 (12), 1220-1227 (2010).
Cheng, H. W., et al. Assessment of right ventricular structure and function in mouse model of pulmonary artery constriction by transthoracic echocardiography. Journal of Visualized Experiments. (84), e51041(2014).
Schulz-Menger, J., et al. Standardized image interpretation and post processing in cardiovascular magnetic resonance: Society for Cardiovascular Magnetic Resonance (SCMR) Board of Trustees Task Force on Standardized Post Processing. Journal of Cardiovascular Magnetic Resonance. 15 (1), 1-19 (2013).
Hagdorn, Q. A. J., et al. A novel method optimizing the normalization of cardiac parameters in small animal models: The importance of dimensional indexing. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 316 (6), 1552-1557 (2019).
Scherrer-Crosbie, M., et al. Determination of Right Ventricular Structure and Function in Normoxic and Hypoxic Mice. Circulation. 98 (10), 1015-1021 (2012).
Wiesmann, F., et al. Analysis of right ventricular function in healthy mice and a murine model of heart failure by in vivo MRI. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 283 (3), 1065-1071 (2002).
Lu, X., et al. Accuracy and Reproducibility of Real-Time Three-Dimensional Echocardiography for Assessment of Right Ventricular Volumes and Ejection Fraction in Children. Journal of the American Society of Echocardiography. 21 (1), 84-89 (2008).
Soriano, B. D., et al. Matrix-array 3-dimensional echocardiographic assessment of volumes, mass, and ejection fraction in young pediatric patients with a functional single ventricle: A comparison study with cardiac magnetic resonance. Circulation. 117 (14), 1842-1848 (2008).
Damy, T., et al. Prevalence of, associations with, and prognostic value of tricuspid annular plane systolic excursion (TAPSE) among out-patients referred for the evaluation of heart failure. Journal of Cardiac Failure. 18 (3), 216-225 (2012).
Kowalik, E., Kowalski, M., Rózański, J., Kuśmierczyk, M., Hoffman, P. The impact of pulmonary regurgitation on right ventricular regional myocardial function: An echocardiographic study in adults after total repair of tetralogy of fallot. Journal of the American Society of Echocardiography. 24 (11), 1199-1204 (2011).
Koestenberger, M., et al. Systolic right ventricular function in pediatric and adolescent patients with tetralogy of Fallot: Echocardiography versus magnetic resonance imaging. Journal of the American Society of Echocardiography. 24 (1), 45-52 (2011).
Bovens, S. M., et al. Evaluation of infarcted murine heart function: Comparison of prospectively triggered with self-gated MRI. NMR in Biomedicine. 24 (3), 307-315 (2011).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Kwantyfikacja funkcji i morfologii dwukomorowej za pomocą obrazowania rezonansu magnetycznego serca u myszy z pasmem tętnicy płucnej

In This Article

Summary

Abstract

Introduction

Protocol

Results

Discussion

Disclosures

Acknowledgements

Materials

References

Reprints and Permissions

Tags

Related Articles