Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Ustalanie in situ perfuzji w obiegu zamkniętym dolnych narządów jamy brzusznej i kończyn tylnych u myszy

6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/60847

⸱

13 sierpnia 2020

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Thoracic Surgery, The First Hospital of Jilin University, 2The Skaggs School of Pharmacy and Pharmaceutical Sciences, Department of Pharmaceutical Sciences, University of Colorado Anschutz Medical Campus, 3Key Laboratory of Zoonoses Research, Ministry of Education, Jilin University, 4Department of Cardiology, China-Japan Union Hospital of Jilin University, 5Department of Gastrointestinal, Colorectal and Anal Surgery, China-Japan Union Hospital of Jilin University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Protokół jest opisany dla perfuzji in situ dolnej części ciała myszy, w tym pęcherza, prostaty, narządów płciowych, kości, mięśni i skóry stóp.

Streszczenie

Perfuzja ex vivo jest ważnym fizjologicznym narzędziem do badania funkcji izolowanych narządów (np. wątroby, nerek). Jednocześnie, ze względu na mały rozmiar narządów myszy, perfuzja ex vivo kości, pęcherza moczowego, skóry, prostaty i narządów rozrodczych jest trudna lub niewykonalna. Tutaj po raz pierwszy zgłaszamy obwód perfuzji dolnej części ciała in situ u myszy, który obejmuje powyższe tkanki, ale omija główne narządy klirensu (nerki, wątrobę i śledzionę). Obwód jest ustanawiany przez kaniulację aorty brzusznej i żyły głównej dolnej powyżej tętnicy biodrowej i żyły oraz kauteryzację obwodowych naczyń krwionośnych. Perfuzja odbywa się za pomocą pompy perystaltycznej z przepływem perfuzatu utrzymywanym do 2 godzin. Barwienie in situ fluorescencyjną lektyną i roztworem Hoechsta potwierdziło, że mikrokrążenie zostało skutecznie perfundowane. Ten mysi model może być bardzo przydatnym narzędziem do badania procesów patologicznych, a także mechanizmów dostarczania leków, migracji/przerzutów krążących komórek nowotworowych do/z guza oraz interakcji układu odpornościowego z perfundowanymi narządami i tkankami.

Wprowadzenie

Izolowana perfuzja narządów została pierwotnie opracowana do badania fizjologii narządów do transplantacji1,2,3, i umożliwiła zrozumienie funkcji organów bez ingerencji ze strony innych układów ciała. Na przykład izolowana perfuzja nerek i serca była niezwykle przydatna w zrozumieniu podstawowych zasad hemodynamiki i działania czynników wazoaktywnych, podczas gdy perfuzja wątroby była ważna dla zrozumienia funkcji metabolicznej, w tym metabolizmu leków w zdrowych i chorych tkankach4,5,6,7. Ponadto badania perfuzji miały kluczowe znaczenie dla zrozumienia żywotności i funkcji narządów przeznaczonych do przeszczepów. W Cancer Researchearch, izolowana perfuzja guza została opisana przez kilka grup przy użyciu myszy, szczurów i świeżo wyciętych tkanek ludzkich8,9. W przypadku niektórych izolowanych perfuzji guzów, guz został wszczepiony w poduszeczkę tłuszczową jajnika, aby wymusić wzrost guza zaopatrującego naczynia krwionośne z tętnicy krezkowej10. Grupa dżinistyczna przeprowadziła pionierskie badania z wykorzystaniem izolowanej perfuzji gruczolakoraków jelita grubego, aby zrozumieć hemodynamikę guza i przerzuty8,11,12,13. Inne innowacyjne konfiguracje zaprojektowane ex vivo obejmują 96-dołkowe urządzenie perfuzyjne oparte na płytce do hodowli pierwotnych ludzkich komórek szpiczaka mnogiego14 oraz modułową komorę przepływową do inżynierii architektury i badań nad funkcją szpiku kostnego15.

Oprócz badań nad fizjologią i patologią, perfuzja narządów została wykorzystana do zbadania podstawowych zasad dostarczania leków. Tak więc jedna grupa opisała izolowaną perfuzję kończyn szczura i badała akumulację liposomów w zagnieżdżonych mięsakach16, podczas gdy inna grupa przeprowadziła wypreparowaną perfuzję ludzkiej nerki w celu zbadania ukierunkowania nanocząstek na śródbłonek17. Ternullo i wsp. wykorzystali izolowany perfundowany płat ludzkiej skóry jako model penetracji skóry zbliżony do in vivo przez lek18.

Pomimo tych postępów w perfuzji dużych organów i tkanek, nie było doniesień o modelach perfuzji in situ u myszy, które: a) omijają narządy oczyszczające, takie jak wątroba, śledziona i nerki; b) obejmują narządy miednicy, skórę, mięśnie, narządy rozrodcze (u mężczyzn), pęcherz moczowy, prostatę i szpik kostny. Ze względu na mały rozmiar tych narządów i zaopatrujące je naczynia krwionośne, kaniulacja ex vivo i utworzenie obwodu perfuzyjnego nie było możliwe. Mysz jest najważniejszym modelem zwierzęcym w badaniach nad rakiem i immunologią oraz w dostarczaniu leków. Zdolność do perfuzji małych narządów myszy pozwoliłaby na udzielenie odpowiedzi na interesujące pytania dotyczące dostarczania leków do tych narządów, w tym do nowotworów zagnieżdżonych w miednicy (pęcherz moczowy, prostata, jajnik, szpik kostny), a także badania nad podstawową fizjologią i immunologią chorób tych narządów. Aby rozwiązać ten problem, opracowaliśmy obwód perfuzji in situ u myszy, który może potencjalnie uniknąć uszkodzenia tkanek i znacznie lepiej nadaje się do badań funkcjonalnych niż perfuzja izolowanych narządów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie opisane tutaj metody zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Kolorado (IACUC).

1. Podgrzej system perfuzyjny

  1. Przygotuj system perfuzyjny przed operacją, uruchamiając kąpiel w wodzie obiegowej o temperaturze 37 °C dla wszystkich elementów z płaszczem wodnym (zbiornik perfuzyjny, komora wilgoci i pokrywa), jak pokazano w niestandardowej konfiguracji w Rysunek 1A. Upewnij się, że rurka jest czysta i wymień w razie potrzeby. Aby ograniczyć objętość perfuzatu, użyj pułapki bąbelkowej w wilgotnej komorze jako zbiornika perfuzatu (Rysunek 1B-6).

2. Cewnikowanie naczyniowe

  1. Wywołaj znieczulenie u 8-10-tygodniowej myszy BALB/c za pomocą urządzenia do znieczulenia weterynaryjnego izofluranu z 3-5% izofluranem i natężeniem przepływu tlenu 0,3 l/min. Alternatywnie należy zastosować ketaminę/ksylazynę lub inny rodzaj znieczulenia dootrzewnowego. Oceń głębokość znieczulenia 2 metodami: szczypanie palców u nóg i odruch rogówkowy.
  2. Wstępnie zwilż jedwabny szew 4-0 z igłą w podwójnie destylowanej wodzie.
  3. Umieść znieczuloną mysz w pozycji leżącej na styropianowej desce z głową skierowaną w stronę chirurga i unieruchamij kończyny przednie i tylne taśmą. Przetrzyj brzuch alkoholem izopropylowym i przetnij brzuch wzdłuż linii środkowej w kształcie litery "T" nożyczkami. Zatrzymać krwawienie wokół krawędzi nacięcia przez elektrokoagulację (kauteryzację).
  4. Wypchnij żołądek, jelito czcze i okrężnicę na prawą stronę brzucha, aby odsłonić aortę brzuszną, żyłę główną oraz tętnice i żyły biodrowe i biodrowo-lędźwiowe wspólne.
  5. Pod mikroskopem preparacyjnym znajdź i podwiąż tętnicę/żyłę biodrowo-lędźwiową u mężczyzny oraz tętnicę/żyłę jajnika i tętnicę/żyłę biodrowo-lędźwiową u kobiety za pomocą jedwabnych szwów 4-0 (Rysunek 2 żółte linie).
  6. Pod mikroskopem preparacyjnym zawiąż dwa jedwabne szwy 4-0 pod aortą brzuszną i żyłą główną dolną (około 1 cm powyżej tętnicy biodrowej i żyły biodrowej, w odległości 1 mm od siebie, Ryc. 2) i wykonaj luźny węzeł w szwie najbliżej naczyń biodrowych (Rycina 2, biała przerywana linia). Alternatywnie do tego węzła można użyć jedwabnego szwu 6-0.
  7. Pod mikroskopem preparacyjnym wyrównaj poziomo i rozciągnij zarówno żyłę główną dolną, jak i aortę brzuszną za pomocą porte-aiguille. Użyj cewnika dożylnego 24 G ze skrzydłami, aby nakłuć aortę brzuszną, naciśnij przycisk, aby cofnąć rdzeń igły i wprowadź cewnik na około 5 mm do naczynia.
    1. Powtórz tę samą procedurę z żyłą główną dolną i zawiąż węzły obu szwów wokół cewnikowanych naczyń.
      UWAGA: Igła może łatwo przebić się przez naczynie krwionośne; Dlatego utrzymuj naczynia rozciągnięte i igłę równolegle do naczynia. Wycofać rdzeń igły, gdy tylko igła wbije się na około 1 mm w naczynie. Aorta brzuszna znajduje się pod żyłą główną dolną i jest znacznie cieńsza i bardziej elastyczna, ponieważ jest otoczona tkanką łączną. Dlatego aorta może "trzymać się" cewnika i dlatego powinna być cewnikowana przed żyłą główną, aby zmniejszyć prawdopodobieństwo wysunięcia się cewnika.
  8. Nałóż klej błyskawiczny, aby unieruchomić cewniki do prostownika grzbietu, wymienić narządy jamy brzusznej i zakończyć operację, zachowując znieczulenie.
    UWAGA: Narządy, których nie można całkowicie zastąpić w jamie brzusznej, będą musiały być okresowo nawilżane środkiem perfuzyjnym podczas procesu perfuzji.

3. Konfiguracja systemu perfuzji

  1. Przenieść mysz do wilgotnej komory z płaszczem wodnym, rozgrzanej do temperatury 37 °C na podkładce silikonowej i unieruchomić skrzydełka cewnika do podkładki za pomocą igieł 19 G.
  2. Napełnij koniec (wlot) cewnika tętniczego wstępnie podgrzanym buforem perfuzyjnym (roztwór mleczanu Ringera uzupełniony 5% BSA), a następnie połącz koniec cewnika z rurką perfuzyjną wlotową za pomocą przykręcanego łącznika (Rysunek 1B, czerwona strzałka).
    UWAGA: Przytrzymaj złącze kleszczami hemostatycznymi i unieruchom rurkę taśmą, aby uniknąć przesuwania cewników.
  3. Dostosuj natężenie przepływu perystaltycznego do 0,6 ml / min i utrzymuj odpływ perfuzji ( Rysunek 1B, niebieska strzałka) otwarty przez 5-10 minut, aby wypłukać krew przez cewnik żylny. W cewniku wylotowym pojawią się skrzepy; Wypłukać skrzepy buforem perfuzyjnym przed zamknięciem obwodu perfuzyjnego.
  4. Połącz koniec cewnika żylnego z rurką wylotową za pomocą przykręcanego złącza, aby zamknąć obwód (Rysunek 1B). W tym momencie należy przeprowadzić eutanazję gazem CO2 i zweryfikować przez nakłucie klatki piersiowej lub inną metodę.
  5. Przykryj wilgotną komorę podgrzaną pokrywką. Okresowo sprawdzaj poziom perfuzatu i w razie potrzeby dodawaj więcej. Perfuzję można wykonywać do 2 godzin.
    UWAGA: 5 ml perfuzatu będzie potrzebne do ustawienia zamkniętego systemu perfuzji. Jeśli nie ma wycieku ani obrzęku, objętość perfuzatu zmniejszy się o mniej niż 1 ml i dodatkowy bufor nie będzie potrzebny. Aby uniknąć obrzęku wywołanego przez skrzeplinę krążącą obwodowo, bufor perfuzyjny zawierający 0,002% heparyny można zastosować w ciągu pierwszych 10 minut perfuzji, ale należy go zmienić na bufor bez heparyny, aby uniknąć wycieku na krawędzi nacięć.
  6. W razie potrzeby dodaj wybrany odczynnik do zbiornika perfuzyjnego lub do portu iniekcyjnego w dowolnym momencie (Rysunek 1B-5). Na przykład 10 μl 10 mg/ml Hoechst33342 można dodać do perfuzatu w celu wybarwienia jąder komórkowych na 2 godziny przed końcem perfuzji lub 50 μl 1 mg/ml lektyny DyLight 649 w celu wybarwienia komórek śródbłonka naczyń krwionośnych 30 minut przed końcem perfuzji.
    UWAGA: W przypadku próby barwienia szpiku kostnego roztworem Hoechst, myszy będą musiały zostać wstępnie wstrzyknięte 30 minut przed zabiegiem.
  7. Po perfuzji z odczynnikami fluorescencyjnymi przemyć buforem perfuzyjnym przez kolejne 10 minut, aby zminimalizować fluorescencję tła.

4. Analiza perfuzji narządów

  1. Zbierz narządy, w tym jądra, prostatę, pęcherz moczowy, kość udową, mięśnie i skórę (np. stopy). Wyciąć kawałek narządu na około 1 mm3 i spłaszczyć między dwoma szkiełkami.
    1. Badania pod odwróconym fluorescencyjnym mikroskopem konfokalnym z wykorzystaniem filtrów wzbudzenia i emisji DAPI/Cy5 (lasery wzbudzające: DAPI, 405 nm; Cy5,640 nm). Użyj obiektywu z co najmniej 200-krotnym powiększeniem i aperturą numeryczną 0.45.
    2. Alternatywnie, utrwalić narządy 4% roztworem formaldehydu przez 24 godziny i wykonać barwienie hematoksyliną-eozyną19.
  2. Aby stworzyć okienko kostne do obserwacji nienaruszonego szpiku kostnego, unieruchomij oba końce kości udowej lub piszczelowej i zeskrob kość korową boczną krawędzią igły 19 G, aby odsłonić okostną; należy zachować cienką warstwę resztkowej kości. Umieść kość na szkiełku nakrywkowym z oknem skierowanym w stronę szkła i zobrazuj za pomocą odwróconego fluorescencyjnego mikroskopu konfokalnego przy użyciu kanałów DAPI i Cy5, jak opisano powyżej. Komórki i sieć naczyniową w jamie szpiku kostnego można łatwo zaobserwować.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Ustanowiliśmy zamknięty układ perfuzyjny poprzez kaniulację aorty brzusznej i żyły głównej dolnej u myszy w wieku 8–10 tygodni, utrzymując objętość buforu perfuzyjnego poniżej 10 mL. Rycina 3A przedstawia obrazy konfokalne po perfuzji tkanek roztworem Ringera zawierającym Hoechst 33342 i DyLight 649-lectin. Mięśnie, szpik kostny, jądra, pęcherz moczowy, prostatę oraz skórę stopy wykazano efektywne barwienie jąder komórkowych i naczyń. Rycina 3B przedstawia barwi...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Opisany obwód może być wykorzystany do zgłębienia różnych pytań badawczych, na przykład roli różnych składników surowicy i barier tkankowych w dostarczaniu leków, czy też o transport komórek immunologicznych i macierzystych. Do perfuzatu można dodać różne systemy dostarczania leków (np. liposomy i nanocząstki) w celu zrozumienia roli czynników fizjologicznych i biochemicznych w dostarczaniu. Czas trwania perfuzji może się różnić w zależności od badanej tkanki, celów naukowych i składu perfuzatu. Prezentujemy tutaj wyniki...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Badanie było wspierane przez CA194058 grantu NIH dla DS, Skaggs School of Pharmacy ADR seed grant program (DS); Chińska Narodowa Fundacja Nauk Przyrodniczych (grant nr 31771093), projekt współpracy międzynarodowej prowincji Jilin (nr 201180414085GH), fundusze na badania podstawowe dla uniwersytetów centralnych, program dla innowacyjnego zespołu badawczego JLU Science and Technology (2017TD-27, 2019TD-36).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Sprzęt< / mocny>
mikroskop stereoskopowy 3,5x-90x z zoomem na stojaku na wysięgniku ze światłem LEDAmscopeSKU: SM-3BZ-80S
Dwutlenek węgla, USPAirgas healthcare19087-5283
Mikroskop konfokalnyNIKONECLIPSE Ti2
Jednorazowy sterylny długopis kauteryzacyjny o wysokiej temperaturzeFIABF7244
Pułapka bąbelkowa z wilgotną komorą (część 6 na rysunku 1)Aparatura Harvarda733692Dostosowana jako pojemnik na perfisat; umożliwiła również perfuzję pod stałym ciśnieniem
Pokrywa komory wilgotnej z okienkiem kwarcowym (część 3 na rysunku 1)Aparat Harvarda733524utrzymanie temperatury komory
Wilgotna komora z wymiennikiem ciepła z metalową rurkąAparatura Harvarda732901Komora nawilżana z płaszczem wodnym z pokrywą do utrzymywania temperatury perfuzatu i myszy
Uchwyty igieł Olsen-Hegar z obcinakami do szwówFine Science Tools (FST)125014
Sprężony tlenem, USPAirgashealthcare C2649150AE06
Pompa rolkowa (część 4 na rysunku 1)Aparat Harvarda730113dostarczania perfuzatu do kaniuli w komorze
wilgotnościowejSterowanie serwomechanizmem SCP plugsys F/Perfuzja (część 1 na rysunku 1)Aparatura Harvarda732806kontroli prędkości purfuzji
Podkładka silikonowaAparat
Zestaw silikonowych rurek (strzałki na rysunku 1)Aparat Harvarda (TYGON)733456
Standardowe kleszcze studenckieNarzędzia do nauki precyzyjnej (FST)91100-12
NożyczkichirurgiczneFine Science Tools (FST)14001-14
Stół do komory wilgotnejAparat Harvard 734198
Termocyrkulator (część 2 na rysunku 1)Aparat Harvard724927kąpieli wodnej z cyrkulacją dla wszystkich elementów z płaszczem wodnym
Zawór trójdrogowy (część 5 na rysunku 1)Cole-Palmer30600-02
Aparat do znieczulenia weterynaryjnegoHighlandHME109
Materiały
19-G Igła PrecisionGlideBD305186Do unieruchamiania igły Insyte Autoguard Winged i drapania kości korowej
4-0 nici jedwabneKeebomed-Hopemedical427411
6-0427401Keebomed-Hopemedical
( 0,2 &mikro; m)Filtr ThermoFisher42225-CAdo 5% BSA-RINGER' S
Marker permanentnyStaedtler342-9
Strzykawka (10 ml)Fisher Scientific14-823-2E
(60 mL)Filtr 309653 BDdo 5% BSA-RINGER' S
Odczynniki
1% błękit Evansa (w/v) w soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS, pH 7,5)Sigma314-13-6
10% buforowana formalinavelleyvet36692
BALB/c myszy (8-10 tygodni)Charles River
Baxter Viaflex mleczan roztwór RingeraEMRN Medical Supplies Inc.JB2324
Albumina surowicy bydlęcejThermo Fisher11021-037
Klej cyjanoakrylowyKrazy Glue
DyLight-649-lektynaVector Laboratories, Inc.ZB1214
Etanol (70% (vol/vol))Pharmco111000190
Hoechst33342Life TechnologiesH3570
IsofluranePiramal Enterprises Limited66794-017-25
Sól fizjologiczna buforowana fosforanamiGibco10010023
Harvarda Filtr Strzykawka

Bibliografia

  1. Ghaidan, H., et al. Ten year follow-up of lung transplantations using initially rejected donor lungs after reconditioning using ex vivo lung perfusion. Journal of Cardiothoracic Surgery. 14 (1), 125(2019).
  2. Kabagambe, S. K., et al. Combined Ex vivo Hypothermic and Normothermic Perfusion for Assessment of High-risk Deceased Donor Human Kidneys for Transplantation. Transplantation. 103 (2), 392-400 (2019).
  3. Knaak, J. M., et al. Technique of subnormothermic ex vivo liver perfusion for the storage, assessment, and repair of marginal liver grafts. Journal of Visualized Experiments. (90), e51419(2014).
  4. Hems, R., Ross, B. D., Berry, M. N., Krebs, H. A. Gluconeogenesis in the perfused rat liver. Biochemical Journal. 101 (2), 284-292 (1966).
  5. Nielsen, S., et al. Vasopressin increases water permeability of kidney collecting duct by inducing translocation of aquaporin-CD water channels to plasma membrane. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 92 (4), 1013-1017 (1995).
  6. Sutherland, F. J., Hearse, D. J. The isolated blood and perfusion fluid perfused heart. Pharmacological Research. 41 (6), 613-627 (2000).
  7. Schreiter, T., et al. An ex vivo perfusion system emulating in vivo conditions in noncirrhotic and cirrhotic human liver. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 342 (3), 730-741 (2012).
  8. Sevick, E. M., Jain, R. K. Viscous resistance to blood flow in solid tumors: effect of hematocrit on intratumor blood viscosity. Cancer Research. 49 (13), 3513-3519 (1989).
  9. Duyverman, A. M., et al. An isolated tumor perfusion model in mice. Nature Protocols. 7 (4), 749-755 (2012).
  10. Sears, H. F., et al. Ex vivo perfusion of a tumor-containing colon with monoclonal antibody. J Surg Res. 31 (2), 145-150 (1981).
  11. Duda, D. G., et al. Malignant cells facilitate lung metastasis by bringing their own soil. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (50), 21677-21682 (2010).
  12. Kristjansen, P. E., Boucher, Y., Jain, R. K. Dexamethasone reduces the interstitial fluid pressure in a human colon adenocarcinoma xenograft. Cancer Research. 53 (20), 4764-4766 (1993).
  13. Sevick, E. M., Jain, R. K. Geometric resistance to blood flow in solid tumors perfused ex vivo: effects of tumor size and perfusion pressure. Cancer Research. 49 (13), 3506-3512 (1989).
  14. Zhang, W. T., et al. Ex vivo Maintenance of Primary Human Multiple Myeloma Cells through the Optimization of the Osteoblastic Niche. PLoS One. 10 (5), (2015).
  15. Di Buduo, C. A., et al. Modular flow chamber for engineering bone marrow architecture and function. Biomaterials. 146, 60-71 (2017).
  16. Lokerse, W. J. M., Eggermont, A. M. M., Grull, H., Koning, G. A. Development and evaluation of an isolated limb infusion model for investigation of drug delivery kinetics to solid tumors by thermosensitive liposomes and hyperthermia. Journal of Controlled Release. 270, 282-289 (2018).
  17. Tietjen, G. T., et al. Nanoparticle targeting to the endothelium during normothermic machine perfusion of human kidneys. Science Translational Medicine. 9 (418), (2017).
  18. Ternullo, S., de Weerd, L., Flaten, G. E., Holsaeter, A. M., Skalko-Basnet, N. The isolated perfused human skin flap model: A missing link in skin penetration studies. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 96, 334-341 (2017).
  19. Fischer, A. H., Jacobson, K. A., Rose, J., Zeller, R. Hematoxylin and eosin staining of tissue and cell sections. Cold Spring Harbor Protocols. 2008, 4986(2008).
  20. Hekman, M. C., et al. Targeted Dual-Modality Imaging in Renal Cell Carcinoma: An Ex vivo Kidney Perfusion Study. Clinical Cancer Research. 22 (18), 4634-4642 (2016).
  21. Graham, R. A., Brown, T. R., Meyer, R. A. An ex vivo model for the study of tumor metabolism by nuclear magnetic resonance: characterization of the phosphorus-31 spectrum of the isolated perfused Morris hepatoma 7777. Cancer Research. 51 (3), 841-849 (1991).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Perfuzja in situmodel mysikaniulacja aorty brzusznejkaniulacja y y g wnej dolnejperfuzja pomp perystaltycznfluorescencyjne barwienie lektynbarwienie roztworem Hoechstabadanie dostarczania lek wanaliza interakcji immunologicznychledzenie kr cych kom rek nowotworowych
Ustalanie in situ perfuzji w obiegu zamkniętym dolnych narządów jamy brzusznej i kończyn tylnych u myszy
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.