Artykuł metodologiczny

Reaktywność naczyniowa siatkówki oceniana za pomocą angiografii optycznej koherentnej tomografii

8.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/60948

⸱

26 marca 2020

 ,  , 
1Department of Ophthalmology, USC Roski Eye Institute, 2USC Ginsberg Institute for Biomedical Therapeutics, Keck School of Medicine of the University of Southern California

W tym artykule

Podsumowanie

Ten artykuł opisuje metodę pomiaru reaktywności naczyń krwionośnych siatkówki in vivo u ludzi przy użyciu techniki prowokacji oddechowej gazem w celu dostarczania bodźców wazoaktywnych podczas pozyskiwania obrazów siatkówki.

Streszczenie

Wykazano, że zaopatrzenie naczyń krwionośnych w siatkówkę dynamicznie dostosowuje się poprzez zwężenie i rozszerzenie naczyń krwionośnych, aby dostosować się do metabolicznych potrzeb siatkówki. W procesie tym, określanym jako reaktywność naczyniowa siatkówki (RVR), pośredniczy sprzężenie nerwowo-naczyniowe, które jest upośledzone bardzo wcześnie w chorobach naczyniowych siatkówki, takich jak retinopatia cukrzycowa. W związku z tym klinicznie wykonalna metoda oceny funkcji naczyń krwionośnych może być przedmiotem dużego zainteresowania zarówno w warunkach badawczych, jak i klinicznych. Ostatnio obrazowanie in vivo unaczynienia siatkówki na poziomie naczyń włosowatych stało się możliwe dzięki zatwierdzeniu przez FDA angiografii optycznej koherentnej tomografii (OCTA), nieinwazyjnej, bezbarwnej metody angiografii o minimalnym ryzyku z rozdzielczością na poziomie naczyń włosowatych. Jednocześnie kilku badaczy wykazało fizjologiczne i patologiczne zmiany w RVR. Metoda przedstawiona w tym manuskrypcie jest przeznaczona do badania RVR za pomocą OCTA bez konieczności wprowadzania zmian w procedurach obrazowania klinicznego lub urządzeniu. Demonstruje obrazowanie w czasie rzeczywistym siatkówki i naczyń siatkówki podczas ekspozycji na warunki hiperkapniczne lub hiperoksjalne. Egzamin można łatwo przeprowadzić z udziałem dwóch pracowników w czasie krótszym niż 30 minut, przy minimalnym dyskomforcie lub ryzyku. Metodę tę można dostosować do innych urządzeń do obrazowania okulistycznego, a zastosowania mogą się różnić w zależności od składu mieszaniny gazów i populacji pacjentów. Mocną stroną tej metody jest to, że pozwala ona na badanie funkcji naczyń krwionośnych siatkówki na poziomie naczyń włosowatych u ludzi in vivo. Ograniczenia tej metody są w dużej mierze związane z OCTA i innymi metodami obrazowania siatkówki, w tym artefaktami obrazowania i ograniczonym zakresem dynamiki. Uzyskanymi wynikami metody są obrazy OCT i OCTA siatkówki. Obrazy te można poddać dowolnej analizie, która jest możliwa na dostępnych na rynku urządzeniach OCT lub OCTA. Ogólna metoda może być jednak dostosowana do każdej formy obrazowania okulistycznego.

Wprowadzenie

Zapotrzebowanie metaboliczne siatkówki zależy od odpowiedniego i stałego dostarczania tlenu przez dobrze regulowany system tętniczek, naczyń włosowatych i żyłek1. Kilka badań wykazało, że funkcja naczyń siatkówki ludzkiego większego kalibru może być oceniana in vivo za pomocą różnych metod fizjologicznych2,3,4,5 and pharmacologic6,7 bodziec. Ponadto nieprawidłowa funkcja tego układu naczyniowego jest powszechna w chorobach naczyniowych siatkówki, takich jak retinopatia cukrzycowa, gdzie wykazano, że reaktywność naczyniowa siatkówki (RVR) jest osłabiona nawet w najwcześniejszych stadiach8,9 zarówno poprzez prowokację gazową9 jak i eksperymenty z migotaniem światła5,10,11. Czynniki ryzyka naczyniowego siatkówki, takie jak palenie tytoniu, zostały również skorelowane z upośledzeniem RVR12 i przepływem krwi w siatkówce13. Wyniki te są ważne, ponieważ objawy kliniczne choroby naczyniowej siatkówki występują stosunkowo późno w procesie chorobowym i brakuje udowodnionych wczesnych klinicznych markerów choroby14. W związku z tym ocena RVR może dostarczyć użytecznych miar integralności naczyń krwionośnych do wczesnej oceny nieprawidłowości, które mogą inicjować lub nasilać choroby zwyrodnieniowe siatkówki.

Poprzednie eksperymenty z RVR zazwyczaj opierały się na urządzeniach takich jak laserowy przepływomierz krwi9 lub kamery do badania dna oka wyposażone w specjalne filtry15 do akwizycji obrazu siatkówki. Technologie te są jednak zoptymalizowane pod kątem naczyń o większej średnicy, takich jak arterioles16 i venules15, które nie są miejscami, w których zachodzi wymiana gazów, mikroelementów i molekularnych. Nowsze badanie było w stanie określić ilościowo RVR naczyń włosowatych za pomocą obrazowania optyki adaptatywnej17, ale pomimo lepszej rozdzielczości przestrzennej, obrazy te mają mniejszy rozmiar pola i nie są zatwierdzone przez FDA do użytku klinicznego18.

Niedawne pojawienie się angiografii optycznej koherentnej tomografii (OCTA) dostarczyło zatwierdzonej przez FDA, nieinwazyjnej i bezbarwnikowej metody angiograficznej oceny zmian poziomu naczyń włosowatych u pacjentów i osób in vivo. OCTA jest powszechnie akceptowane w praktyce klinicznej jako skuteczne narzędzie do oceny upośledzenia perfuzji naczyń włosowatych w chorobach naczyniowych siatkówki, takich jak retinopatia cukrzycowa19, niedrożność żył siatkówki20, vasculitis21 i wiele innych22. OCTA stanowi zatem doskonałą okazję do oceny zmian na poziomie naczyń włosowatych, które mogą mieć znaczną niejednorodność przestrzenną i czasową23, a także zmiany patologiczne w warunkach klinicznych. Nasza grupa wykazała niedawno, że OCTA może być wykorzystana do ilościowego określenia reakcji naczyń siatkówki na poziomie naczyń włosowatych2 na fizjologiczne zmiany we wdychanym tlenie, który jest bodźcem zwężającym naczynia krwionośne siatkówki16,24, oraz dwutlenek węgla, który jest bodźcem rozszerzającym naczynia krwionośne siatkówki3,5.

Celem tego artykułu jest opisanie protokołu, który pozwoli czytelnikowi ocenić reaktywność naczyniową siatkówki mniejszych tętniczek i łożyska kapilarnego za pomocą OCTA. Metody te są zaadaptowane z tych przedstawionych w Lu et al.25, którzy opisali pomiar reaktywności naczyń mózgowych za pomocą rezonansu magnetycznego. Chociaż obecne metody zostały opracowane i wykorzystane podczas obrazowania OCTA2, mają one zastosowanie do innych urządzeń do obrazowania siatkówki ze stosunkowo prostymi i oczywistymi modyfikacjami.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Badanie to zostało zatwierdzone przez Instytucjonalną Komisję Rewizyjną Uniwersytetu Południowej Kalifornii i było zgodne z zasadami Deklaracji Helsińskiej.

1. Konfiguracja aparatury do gazowej wymiany bez ponownego wdychania

figure-protocol-1
Rysunek 1: Schemat aparatury do oddychania bez ponownego wdychania. Pełny układ został podzielony na trzy oddzielne moduły zgodnie z ich funkcją i częstotliwością niezależnej obsługi. Obejmują one: moduł kontroli powietrza (Air-Control Unit), moduł oddychania bez ponownego wdychania (Non-rebreathing Unit) oraz moduł obiektu/urządzenia obrazującego (Subject/Imaging Device Unit) Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

  1. Montaż aparatury
    1. Połączyć worek Douglasa (Rysunek 1, #1) z zaworem trójdrożnym (#3) w wybranym porcie wlotowym za pomocą rurki o średnicy wewnętrznej 35 mm (#2; patrz Tabela materiałów) z adapterem (#2*). Zespół ten będzie określany jako „Jednostka Kontroli Powietrza”, jak pokazano na Rysunku 1.
    2. Połączyć dwudrożny zawór nieoddychający (#6) z kolankowym łącznikiem (#7) w porcie wylotowym zaworu nieoddychającego. Połączenie wykonać za pomocą gumowej rurki (#5) wyposażonej w adapter (#4).
    3. Połączyć kolanko z rurką doprowadzającą gaz (#8). Układ ten, obejmujący zawór nieoddychający (#6), rurki laboratoryjne (#5), adaptery (#4), kolanko (#7) i rurkę doprowadzającą gaz (#8), będzie określany jako „Jednostka Nieoddychająca”.
      UWAGA: Należy zminimalizować objętość przestrzeni martwej między ustami badanego a membraną dwudrożnego zaworu nieoddychającego (#6).
    4. Połączyć Jednostkę Kontroli Powietrza w porcie wylotowym zaworu trójdrożnego (#3) z Jednostką Nieoddychającą w porcie wlotowym dwudrożnego zaworu nieoddychającego (#6). Połączenie wykonać za pomocą dodatkowych rurek gumowych (#5) i adapterów (#4), analogicznie do opisanych wcześniej, aby elementy można było w siebie włożyć.
    5. Uszczelnić wszystkie luźne połączenia, owijając złącza taśmą uszczelniającą w celu zapewnienia szczelności hermetycznej.
    6. Połączyć wolny koniec rurki doprowadzającej gaz (#8) z ustnikiem (#9), jak pokazano w sekcji Jednostka Badany/Urządzenie Obrazujące na Rysunku 1.
      UWAGA: Krok ten (1.1.6) można odroczyć do momentu przygotowania badanego do testów (Krok 3.5).
  2. Przygotowanie Jednostki Kontroli Powietrza do pracy w trybie nieoddychającym
    1. Odizolować Jednostkę Kontroli Powietrza, odłączając ją od wszelkich rurek laboratoryjnych (#5) lub adapterów (#4), jeśli nie została jeszcze rozdzielona.
    2. Upewnić się, że worek Douglasa (#1) jest pusty lub opróżnić worek Douglasa (#1) z powietrza, systematycznie zwijając worek od końca dystalnego w stronę portu wlotowego worka, przy ustawieniu zaworu trójdrożnego (#3) w Konfiguracji 1, jak pokazano na Rysunku 1.
    3. Napełnić worek Douglasa (#1) odpowiednią mieszaniną gazową.
      1. Jeśli planowane jest oddychanie wyłącznie powietrzem pokojowym w trybie nieoddychającym, ustawić zawór trójdrożny w Konfiguracji 2 (pokazanej na Rysunku 1) i nie napełniać worka Douglasa (#1). W przeciwnym razie kontynuować kroki zawarte w punkcie 1.2.3.
      2. Połączyć Jednostkę Kontroli Powietrza (pokazaną na Rysunku 1) w porcie wylotowym zaworu trójdrożnego (#3) z butlą gazową (zawierającą pożądaną mieszaninę powietrza) za pomocą odpowiednich adapterów i rurek. Użyć adaptera mankietowego, aby zamontować rurkę do napełniania gazem o średnicy 1/8” do średnicy zewnętrznej zaworu trójdrożnego (#3).
      3. Ustawić zespół zaworu trójdrożnego w Konfiguracji 1 (jak pokazano na Rysunku 1), aby umożliwić przepływ zamierzonego gazu z butli magazynowej do worka Douglasa (#1). Otworzyć butlę gazową.
      4. Po napełnieniu worka Douglasa (#1) do zamierzonej objętości (zazwyczaj do połowy), zamknąć wylot butli gazowej i ustawić zawór trójdrożny w Konfiguracji 2, co izoluje gaz wewnątrz worka Douglasa (#1). Odłączyć Jednostkę Kontroli Powietrza od rurek użytych do napełnienia worka Douglasa (#1).

2. Przygotowanie obiektu do obrazowania

  1. Po wyrażeniu przez badanego zgody na udział w badaniu, posadź go przed urządzeniem do obrazowania OCTA. Wyjaśnij badanemu procedury testowe.
  2. Potwierdź historię medyczną badanego, aby upewnić się, że nie istnieją schorzenia zwiększające ryzyko związane z udziałem w badaniu.
    UWAGA: Wcześniej występujące choroby sercowo-naczyniowe lub płuc są czynnikami ryzyka, z powodu których badani mogą zostać wykluczeni z udziału. Niezbędne jest, aby badany rozumiał, że może przerwać procedurę w dowolnym momencie z dowolnego powodu, np. w przypadku wystąpienia zawrotów głowy lub innego nieoczekiwanego dyskomfortu.
  3. Wyznacz oko do oceny zgodnie z protokołem testowym. W celu ograniczenia czasu badania i zminimalizowania potencjalnego dyskomfortu związanego z brakiem ponownego wdychania gazu, obrazowane może być tylko jedno oko.
  4. Rozważ rozszerzenie źrenic, jeśli rozmiar źrenicy badanego wynosi około 2,5 mm lub mniej. Chociaż rozszerzenie nie jest obowiązkowe, zwiększa ono szanse na uzyskanie obrazów dobrej jakości. Aby rozszerzyć źrenice, zakropl jedną kroplę 0,5% roztworu do oczu chlorowodorku proparakainy, jedną kroplę 1% roztworu do oczu tropikamidu oraz jedną kroplę 2,5% roztworu do oczu chlorowodorku fenylefryny. Pełne rozszerzenie powinno nastąpić w ciągu 10–15 min.

3. Eksperyment z prowokacją gazową i akwizycja obrazów

  1. Utwórz profil pacjenta w urządzeniu OCTA.
  2. Załóż rękawiczki.
  3. Przetrzyj podkładkę pod głowę i podpórkę pod brodę w urządzeniu OCTA gazikiem nasączonym alkoholem, aby zdezynfekować zestaw.
  4. Wyjmij ustnik (#9) z jałowego opakowania.
    UWAGA: Należy w miarę możliwości unikać dotykania ustnika, ponieważ element ten ma bezpośredni kontakt z błoną śluzową jamy ustnej badanego.
  5. Podłącz ustnik (#9) do rurki doprowadzającej gaz (#8).
  6. Załóż pulsoksymetr na palec badanego i rozpocznij monitorowanie poziomu saturacji tlenem oraz tętna.
    UWAGA: Po rozpoczęciu oddychania przez badanego pożądaną mieszanką powietrza, pulsoksymetr powinien być stale monitorowany przez badacza. Jeśli saturacja tlenem u badanego spadnie poniżej 94%, eksperyment należy przerwać w ramach środków ostrożności i obserwować badanego do czasu powrotu do wartości wyjściowych.
  7. Dostosuj wysokość zestawu OCTA tak, aby badany mógł swobodnie oprzeć brodę na podpórce pod brodę (#11) bez nadmiernego wyprostowania lub zgięcia szyi.
  8. Przeciągnij rurkę doprowadzającą gaz (#8) z przymocowanym ustnikiem (#9) przez podkładkę pod głowę i podpórkę pod brodę, kierując ustnik (#9) w stronę pacjenta. Rurkę należy poprowadzić po przeciwnej stronie urządzenia niż oko, które jest obrazowane.
  9. Włóż ustnik do ust pacjenta. Zachęć badanego do ćwiczenia oddychania przez zestaw zapobiegający ponownemu wdychaniu (non-rebreathing setup), aby oswoił się z aparaturą. Upewnij się, że badany bierze głębokie oddechy, aby ułatwić wymianę gazową.
  10. Załóż badanemu klips na nos (#10), aby upewnić się, że oddycha on przez ustnik.
  11. Ustaw zawór trójdrożny na Konfigurację 2 lub zmień go na Konfigurację 1, w zależności od tego, czy obrazy są pozyskiwane podczas ekspozycji na powietrze pokojowe, czy na konkretną mieszankę gazową. Dla celów dokumentacji odnotuj czas rozpoczęcia inhalacji gazu.
  12. Poproś badanego o oparcie brody na prawej lub lewej sekcji podpórki pod brodę (#11), zgodnie z wybranym do obrazowania okiem.
  13. Upewnij się, że badany wysunął głowę do przodu, aż czoło będzie w stabilnym kontakcie z podkładką pod głowę (#11).
  14. Wykonaj skan OCTA zgodnie z protokołem testowym. W niniejszym badaniu, po 1 min oddychania gazem, wykonano trzy obrazy o wymiarach 3 mm x 3 mm wycentrowane na dołku środkowym siatkówki (fovea).
    1. Poproś badanego o utrzymanie głowy w pozycji przedniej i bez ruchu, podczas fiksacji wzroku na celu w centrum pola widzenia.
    2. Wycentruj skan na obrazie na żywo widocznym w widoku tęczówki.
    3. Ustaw ostrość tęczówki, przesuwając podpórkę pod brodę do wewnątrz lub na zewnątrz za pomocą strzałek lewo-prawo.
    4. Upewnij się, że wgłębienie dołka środkowego jest wycentrowane w skanie OCT, co powinno nastąpić domyślnie.
    5. Wykonaj obrazowanie. Skanowanie w urządzeniu OCTA trwa zazwyczaj kilka sekund.
    6. Po zakończeniu skanowania przejrzyj obraz OCTA i upewnij się, że ma on odpowiednią jakość. Siła sygnału powinna wynosić 7 lub więcej w 10-stopniowej skali podanej przez producenta urządzenia OCTA.
    7. Wybierz opcję zapisu lub ponownie zeskanuj oko.
    8. Powtórz kroki 3.14.1–3.14.7 dla tylu skanów, ile jest wymagane.
    9. Pozwól badanemu odsunąć się od urządzenia. Zdejmij klips na nos (#10) i wyjmij ustnik (#9), gdy nie będą już potrzebne kolejne skany oka przy tej mieszance gazowej.
  15. Przewidź 2 min przerwy dla badanych przed rozpoczęciem eksperymentów z prowokacją gazem CO2.
  16. Napełnij worek Douglasa pierwszą pożądaną mieszanką powietrza (składającą się z 5% CO2, 21% tlenu i 74% azotu), jak określono w kroku 1.2. Po tym kroku zawór trójdrożny będzie znajdować się w Konfiguracji 2.
  17. Dokończ konfigurację aparatury do oddychania bez ponownego wdychania, łącząc jednostkę sterowania powietrzem (Air Control Unit) z jednostką non-rebreathing, jak pokazano na Rysunku 1 i opisano w kroku 1.1.4. Upewnij się, że wszystkie połączenia są szczelne, używając taśmy uszczelniającej.
  18. Powtórz kroki 3.9–3.14, ale tym razem ustaw zawór trójdrożny na Konfigurację 1, zgodnie z instrukcją w kroku 3.11.
  19. Zapewnij badanym 10 min przerwy po prowokacji gazem CO2, aby umożliwić powrót do wartości wyjściowych.
  20. Podczas przerwy napełnij worek Douglasa 100% O2 zgodnie z krokiem 1.2.
  21. Powtórz kroki 3.17–3.18, aby przeprowadzić eksperyment w warunkach prowokacji gazem 100% O2.

4. Porządkowanie po eksperymencie

  1. Wyrzuć elementy jednorazowe zestawu: ustnik badanego (#9) oraz klipsy do nosa (#10).
  2. Oczyść podgłówek i podpórkę pod brodę (#11) za pomocą gazika nasączonego alkoholem. Przetrzyj krzesło dla badanego, stół OCTA oraz uchwyty OCTA chusteczką dezynfekującą, aby usunąć wszelkie ślady śliny.
  3. Rozdziel zestaw na jego podstawowe komponenty — jednostkę sterowania powietrzem (Air Control Unit) i jednostkę zapobiegającą ponownemu wdychaniu (Non-rebreathing Unit) — na poziomie zaworu trójdrożnego (#3).
  4. Ponieważ powietrze wydychane przez badanego nie powinno dotrzeć do elementów jednostki sterowania powietrzem, opróżnij worek Douglasa zgodnie z krokiem 1.2.2 i odłóż go w miejsce umożliwiające późniejsze odzyskanie. Jeśli jest to wskazane dla łatwiejszego przechowywania, odłącz rurkę o gładkim przekroju (clean-bor tube) (#2) z adapterem (#2*) oraz zawór trójdrożny (#3) od worka Douglasa. To kończy czyszczenie jednostki sterowania powietrzem.
  5. Zdejmij przewód doprowadzający gaz (#8) z jednostki zapobiegającej ponownemu wdychaniu, odłączając go od kolanka (#7). Odłącz gumowe rurki wewnętrzne (#5) oraz adaptery rurek (#4) od dwudrożnego zaworu zapobiegającego ponownemu wdychaniu (#6). Następnie wykonaj tę samą czynność przy kolanku (#7), usuwając taśmę uszczelniającą i oddzielając części poprzez ich rozerwanie.
    UWAGA: Bardziej gruntowne czyszczenie dwudrożnego zaworu zapobiegającego ponownemu wdychaniu można ułatwić poprzez jego rozmontowanie w celu wyjęcia wewnętrznych membran do dodatkowej konserwacji.
  6. Przygotuj kąpiel dezynfekującą do oczyszczenia komponentów wielorazowych
    1. Napełnij pojemnik wystarczająco duży, aby zanurzyć w nim przewód doprowadzający gaz (#8), odpowiednio rozcieńczonym i dobrze wymieszanym detergentem dezynfekującym. W tym przypadku rozcieńcz detergent wodą w stosunku 1:6425.
  7. Namocz przewód doprowadzający gaz (#8), dwudrożny zawór zapobiegający ponownemu wdychaniu (#6), kolanko (#7), gumowe rurki wewnętrzne (#5) oraz adaptery rurek (#4) w przygotowanej kąpieli dezynfekującej przez co najmniej 10 min.
  8. Po zakończeniu kąpieli wyjmij wszystkie części i dokładnie opłucz je wodą.
  9. Ułóż je na ręczniku papierowym na czystym blacie w celu wysuszenia na powietrzu.
  10. Po całkowitym wyschnięciu wyrzuć ręcznik papierowy i schowaj wszystkie komponenty do miejsca przechowywania.

5. Eksport i analiza danych OCTA

  1. Eksport danych OCTA
    1. Eksportuj dane OCTA, wkładając wybrany zewnętrzny nośnik danych do komputera OCTA. Znajdź interesującego Cię pacjenta i skan.
    2. Wybierz Export, aby utworzyć folder zip zawierający dane wybranego pacjenta w formacie .bmp na zewnętrznym nośniku danych.
  2. Analiza danych OCTA
    1. Zorganizuj dane OCTA na komputerze laboratoryjnym z możliwością przeprowadzania dodatkowej analizy i przetwarzania obrazów.
    2. Użyj niestandardowego skryptu, aby stłumić szumy za pomocą techniki globalnego progowania i przeprowadzić dodatkową ekstrakcję cech. Zbinaryzuj i przeprowadź szkieletyzację obrazów OCTA.
    3. Na obrazach po przetwarzaniu oblicz gęstość szkieletu naczyń (VSD)19,26, będącą bezwymiarową miarą całkowitej długości liniowej naczyń na obrazie, obliczaną zgodnie z poniższym równaniem zastosowanym do zbinaryzowanego i szkieletyzowanego obrazu OCTA:
      figure-protocol-2
      gdzie i i j odnoszą się do współrzędnych piksela (i,j), L(i,j) odnosi się do białych pikseli reprezentujących dekorelację, X(i,j) odnosi się do wszystkich pikseli, a n odnosi się do wymiarów tablicy pikseli, którą można przyjąć jako n x n pikseli19,26. Mianownik tego równania reprezentuje całkowitą liczbę pikseli obliczaną zgodnie z zapisem z obrazu szkieletyzowanego, co można interpretować jako reprezentację fizycznej powierzchni całego obrazu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Wynikiem tego eksperymentu są odczyty manualne z pulsoksymetru, czasy ekspozycji na gaz lub skanowania OCTA oraz surowe dane obrazowe OCTA. Obraz OCTA składa się ze skanów B OCT oraz sygnału dekorrelacji powiązanego z każdym skanem B. Parametry danych są określone przez specyfikację urządzenia. Wykorzystano aparat OCTA z platformą laserową typu swept source o długości fali centralnej 1040–1060 nm. Obrazy zapewniają rozdzielczość poprzeczną 20 µm i optyczną rozdzielczość osiową 6,3 µm. Najczęściej dane OCTA są prezentowan...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Właśnie opisana metodologia jest kompletnym protokołem eksperymentu z prowokacją do oddychania gazem, który pozwala na pomiar RVR osoby badanej w kontrolowanym środowisku w określonych punktach czasowych bez modyfikacji urządzenia do obrazowania OCTA i przy minimalnym dyskomforcie lub ryzyku dla pacjenta. Konfiguracja ta jest opisana w sposób, który pozwala na łatwe modyfikacje w celu dopasowania do potrzeb badacza. Może pomieścić dodatkowe rurki, aby pasowały do różnych pomieszczeń klinicznych, a niektóre elementy, taki...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Firma Carl Zeiss Meditec zapewniła AHK dotacje, sprzęt i wsparcie finansowe związane z tematem tego artykułu.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez NIH K08EY027006, R01EY030564, UH3NS100614, Research Grants from Carl Zeiss Meditec Inc (Dublin, CA) oraz Unrestricted Department Funding from Research to Prevent Blindness (Nowy Jork, NY).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
5% CO2 gazu [5% CO2, 21% O2, 74% N2] (Sprężony)Zależny od instytucji (Praxair)
Detergent dezynfekujący BacdownDecon Labs8001https://deconlabs.com/products/disinfectant-bdd/
Rurki Clean-Bor (średnica wewnętrzna 35 mm)Vacumed1011-108http://www.vacumed.com/zcom/product/Product.do?compid=27&skuid=1197
Adapter mankietu do napełniania worka DouglasVacumed22254http://www.vacumed.com/zcom/product/Product.do?compid=27&prodid=343
Torba Douglas (pojemność 200 L)Aparat Harvard500942
https://www.harvardapparatus.com/douglas-bag.html staw łokciowy (średnica wewnętrzna 19 mm / średnica zewnętrzna 22 mm), Zmodyfikowany w domu
pulsoksymetr palcowy (seria Pro)CMSCMS 500DLhttps://www.walmart.com/ip/Pro-Series-CMS-500DL-Fingertip-Pulse-Oximeter-Blood-Oxygen-Saturation-Monitor-with-silicon-cover-batteries-and-lanyard/479049154
Rurka doprowadzająca gaz (średnica wewnętrzna 22 mm) Zmodyfikowana w domu
Rurka do napełniania gazem (1/8" dla sprężonego gazu)
Środek czyszczący z nadtlenkiem wodoru Chusteczki dezynfekująceClorox Healthcare30824
https://www.cloroxpro.com/products/clorox-healthcare/hydrogen-peroxide-cleaner-disinfectants/?gclid=EAIaIQobChMIk-KG4vi15QIVcRh9Ch0NNwLPEAAYASAAEgJIa_D_BwE&gclsrc=aw.ds Nawilżające krople do oczuRefreshRefresh Plushttps://www.refreshbrand.com/Products/refresh-plus
Ręczne kierunkowe zawory sterujące: Trójdrogowy zawór odcinający w kształcie litery T (średnica wewnętrzna 28,6 mm, średnica zewnętrzna 35 mm)Hans Rudolph2100C Serieswww.rudolphkc.com
Medical O2 (skompresowany)Ustnik zależny od
(silikon, model #9061)Hans Rudolph602076 www.rudolphkc.com
OCTA (PLEX Elite 9000)Carl Zeiss Meditec, Dublin, CA, USAhttps://www.zeiss.com/meditec/int/product-portfolio/optical-coherence-tomography-devices/plex-elite-9000-swept-source-oct.html
Roztwór okulistyczny chlorowodorku fenylefryny, USP 2,5%Paragon Bioteck, IncNDC 42702-102-15https://paragonbioteck.com/products/diagnostics/phenylephrine-hydrochloride-ophthalmic-solution-usp-2-5/
Plastikowy klips na nos sterylny Pianka CS100Sklar Sterylna96-2951https://www.sklarcorp.com/disposables/plastic/plastic-nose-clip-sterile-foam-box-of-100.html
Roztwór okulistyczny chlorowodorku proparakainy, USP .5%Bausch + LombNDC 24208-730-06
Reduktor https://www.bausch.com/ecp/our-products/rx-pharmaceuticals/generics (zależny od zbiornika - 5% CO2: Reduktory butli z gazem wielostopniowym Fisherbrand)Genstar Technologies Company10575150
https://www.fishersci.com/shop/products/fisherbrand-multistage-cylinder-regulators-22/10575150?keyword=true Regulator (zależny od zbiornika - tlen: wielostopniowe regulatory butli gazowych Fisherbrand)Genstar Technologies Company10575145https://www.fishersci.com/shop/products/fisherbrand-multistage-cylinder-regulators-22/10575145?keyword=true
Rurki gumowe (średnica wewnętrzna 19 mm, średnica zewnętrzna 27 mm), taśma uszczelniająca made in house
- Parafilm Wrap (szerokość 2")Cole ParmerPM992https://www.coleparmer.com/i/parafilm-pm992-wrap-2-wide-250-ft-roll/0672050?PubID=VV&persist=True&ip=no&gclid=EAIaIQobChMInY3vqomz5QIVfyCtBh1VSg64EAAYASAAEgJ9n_D_BwE
Sterylne podkładki nasączone alkoholemMedlineMDS090670https://www.medline.com/product/Sterile-Alcohol-Prep-Pads/Swab-Pads/Z05-PF03816
Roztwór okulistyczny tropicamidu, adapter rurki http://www.akorn.com/prod_detail.php?ndc=17478-102-12 USP 1%AkornNDC 17478-102-12
, wyprodukowany w domu
Dwukierunkowy zawór bez ponownego oddychania (seria 2600 - średnica wewnętrzna 28,6 mm, średnica zewnętrzna 35 mm)Rudolph2600 Series, UM-112078www.rudolphkc.com
instytucjiUrządzenie do obrazowania Hans

Bibliografia

  1. Country, M. W. Retinal metabolism: A comparative look at energetics in the retina. Brain Research. 1672, 50-57 (2017).
  2. Ashimatey, B. S., Green, K. M., Chu, Z., Wang, R. K., Kashani, A. H. Impaired Retinal Vascular Reactivity in Diabetic Retinopathy as Assessed by Optical Coherence Tomography Angiography. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 60 (7), 2468(2019).
  3. Hickam, J. B. M. D., Frayser, R. P. D. Studies of the Retinal Circulation in Man: Observations on Vessel Diameter, Arteriovenous Oxygen Difference, and Mean Circulation Time. Circulation. 33 (2), 302-316 (1966).
  4. Dorner, G. T., Garhoefer, G., Zawinka, C., Kiss, B., Schmetterer, L. Response of Retinal Blood Flow to CO2 -Breathing in Humans. European Journal of Ophthalmology. 12 (6), 459-466 (2002).
  5. Linsenmeier, R. A., Zhang, H. F. Retinal oxygen: from animals to humans. Progress in Retinal and Eye Research. 58, 115-151 (2017).
  6. Eliakim, M., Mor, I., Michaelson, I. C. Assessment of pharmacologic effects on the retinal circulation of hypertensive subjects by a quantitative method. Microvascular Research. 4 (4), 374-383 (1972).
  7. Gilmore, E. D., et al. Retinal arteriolar hemodynamic response to an acute hyperglycemic provocation in early and sight-threatening diabetic retinopathy. Microvascular Research. 73 (3), 191-197 (2007).
  8. Hickam, J. B., Sieker, H. O. Retinal Vascular Reactivity in Patients with Diabetes Mellitus and with Atherosclerosis. Circulation. 22 (2), 243-246 (1960).
  9. Gilmore, E. D., et al. Retinal Arteriolar Diameter, Blood Velocity, and Blood Flow Response to an Isocapnic Hyperoxic Provocation in Early Sight-Threatening Diabetic Retinopathy. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 48 (4), 1744(2007).
  10. Garhofer, G. Reduced response of retinal vessel diameters to flicker stimulation in patients with diabetes. British Journal of Ophthalmology. 88 (7), 887-891 (2004).
  11. Felder, A. E., Wanek, J., Blair, N. P., Shahidi, M. Inner Retinal Oxygen Extraction Fraction in Response to Light Flicker Stimulation in Humans. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 56 (11), 6633-6637 (2015).
  12. Rose, K., Flanagan, J. G., Patel, S. R., Cheng, R., Hudson, C. Retinal Blood Flow and Vascular Reactivity in Chronic Smokers. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 55 (7), 4266(2014).
  13. Omae, T., Nagaoka, T., Yoshida, A. Effects of Habitual Cigarette Smoking on Retinal Circulation in Patients With Type 2 Diabetes. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 57 (3), 1345(2016).
  14. Pusparajah, P., Lee, L. H., Abdul Kadir, K. Molecular Markers of Diabetic Retinopathy: Potential Screening Tool of the Future. Frontiers in Physiology. 7, (2016).
  15. Hammer, M., Vilser, W., Riemer, T., Schweitzer, D. Retinal vessel oximetry-calibration, compensation for vessel diameter and fundus pigmentation, and reproducibility. Journal of Biomedical Optics. 13 (5), 054015(2008).
  16. Gilmore, E. D., Hudson, C., Preiss, D., Fisher, J. Retinal arteriolar diameter, blood velocity, and blood flow response to an isocapnic hyperoxic provocation. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 288 (6), 2912-2917 (2005).
  17. Duan, A., Bedggood, P. A., Metha, A. B., Bui, B. V. Reactivity in the human retinal microvasculature measured during acute gas breathing provocations. Scientific Reports. 7 (1), 2113(2017).
  18. Burns, S. A., Elsner, A. E., Sapoznik, K. A., Warner, R. L., Gast, T. J. Adaptive optics imaging of the human retina. Progress in Retinal and Eye Research. 68, 1-30 (2019).
  19. Kim, A. Y., Chu, Z., Shahidzadeh, A., Wang, R. K., Puliafito, C. A., Kashani, A. H. Quantifying Microvascular Density and Morphology in Diabetic Retinopathy Using Spectral-Domain Optical Coherence Tomography Angiography. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 57 (9), (2016).
  20. Koulisis, N., et al. Quantitative microvascular analysis of retinal venous occlusions by spectral domain optical coherence tomography angiography. PLOS ONE. 12 (4), 0176404(2017).
  21. Kim, A. Y., et al. Quantifying Retinal Microvascular Changes in Uveitis Using Spectral-Domain Optical Coherence Tomography Angiography. American Journal of Ophthalmology. 171, 101-112 (2016).
  22. Kashani, A. H., et al. Optical coherence tomography angiography: A comprehensive review of current methods and clinical applications. Progress in Retinal and Eye Research. 60, 66-100 (2017).
  23. Yu, D. Y., et al. Retinal capillary perfusion: Spatial and temporal heterogeneity. Progress in Retinal and Eye Research. 70, 23-54 (2019).
  24. Tayyari, F., et al. The Relationship between Retinal Vascular Reactivity and Arteriolar Diameter in Response to Metabolic Provocation. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 50 (10), 4814(2009).
  25. Lu, H., Liu, P., Yezhuvath, U., Cheng, Y., Marshall, O., Ge, Y. MRI Mapping of Cerebrovascular Reactivity via Gas Inhalation Challenges. Journal of Visualized Experiments. (94), e52306(2014).
  26. Reif, R., Qin, J., An, L., Zhi, Z., Dziennis, S., Wang, R. Quantifying Optical Microangiography Images Obtained from a Spectral Domain Optical Coherence Tomography System. International Journal of Biomedical Imaging. 2012, 1-11 (2012).
  27. Olafsdottir, O. B., Eliasdottir, T. S., Kristjansdottir, J. V., Hardarson, S. H., Stefánsson, E. Retinal Vessel Oxygen Saturation during 100% Oxygen Breathing in Healthy Individuals. PLOS ONE. 10 (6), 0128780(2015).
  28. Kiss, B., et al. Retinal Blood Flow during Hyperoxia in Humans Revisited: Concerted Results Using Different Measurement Techniques. Microvascular Research. 64 (1), 75-85 (2002).
  29. Yezhuvath, U. S., Lewis-Amezcua, K., Varghese, R., Xiao, G., Lu, H. On the assessment of cerebrovascular reactivity using hypercapnia BOLD MRI. NMR in biomedicine. 22 (7), 779-786 (2009).
  30. Hardarson, S. H., et al. Automatic Retinal Oximetry. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 47 (11), 5011(2006).
  31. Sousa, D. C., Leal, I., Moreira, S., Dionísio, P., Abegão Pinto, L., Marques-Neves, C. Hypoxia challenge test and retinal circulation changes - a study using ocular coherence tomography angiography. Acta Ophthalmologica. 96 (3), 315-319 (2018).
  32. Slessarev, M., Somogyi, R., Preiss, D., Vesely, A., Sasano, H., Fisher, J. A. Efficiency of oxygen administration: Sequential gas delivery versus "flow into a cone" methods. Critical Care Medicine. 34 (3), 829-834 (2006).
  33. Gilmore, E. D., Hudson, C., Venkataraman, S. T., Preiss, D., Fisher, J. Comparison of Different Hyperoxic Paradigms to Induce Vasoconstriction: Implications for the Investigation of Retinal Vascular Reactivity. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 45 (9), 3207(2004).
  34. Shahidi, A. M., Patel, S. R., Huang, D., Tan, O., Flanagan, J. G., Hudson, C. Assessment of total retinal blood flow using Doppler Fourier Domain Optical Coherence Tomography during systemic hypercapnia and hypocapnia. Physiological Reports. 2 (7), 12046(2014).
  35. Maleki, N., et al. The Effect of Hypercarbia and Hyperoxia on the Total Blood Flow to the Retina as Assessed by Magnetic Resonance Imaging. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 52 (9), 6867(2011).
  36. Smit, B., Smulders, Y. M., vander Wouden, J. C., Oudemans-van Straaten, H. M., Spoelstra-de Man, A. M. E. Hemodynamic effects of acute hyperoxia: systematic review and meta-analysis. Critical Care. 22 (1), 45(2018).
  37. Piccolino, F. P., Cagini, C., Fruttini, D., Nicolò, M., Eandi, C. M., Tito, S. Retinal Vascular Reactivity in Central Serous Chorioretinopathy. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 59 (11), 4425(2018).
  38. Sousa, D. C., et al. A Protocol to Evaluate Retinal Vascular Response Using Optical Coherence Tomography Angiography. Frontiers in Neuroscience. 13, 566(2019).
  39. Robinson, F., Riva, C. E., Grunwald, J. E., Petrig, B. L., Sinclair, S. H. Retinal Blood Flow Autoregulation in Response to on Acute Increase in Blood Pressure. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 27 (5), 5(1986).
  40. Gherghel, D., Hosking, S. L., Cunliffe, I. A. Abnormal Systemic and Ocular Vascular Response to Temperature Provocation in Primary Open-Angle Glaucoma Patients: A Case for Autonomic Failure. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 45 (10), 3546(2004).
  41. You, Q., et al. Reproducibility of vessel density measurement with Optical Coherence Tomography Angiography in eyes with and without retinopathy. Retina. 37 (8), 1475-1482 (2017).
  42. Lei, J., et al. Repeatability and Reproducibility of Superficial Macular Retinal Vessel Density Measurements Using Optical Coherence Tomography Angiography En Face Images. JAMA Ophthalmology. 135 (10), 1092(2017).
  43. Czakó, C., et al. Intrasession and Between-Visit Variability of Retinal Vessel Density Values Measured with OCT Angiography in Diabetic Patients. Scientific Reports. 8 (1), 10598(2018).
  44. Field, A. S., Laurienti, P. J., Yen, Y. F., Burdette, J. H., Moody, D. M. Dietary Caffeine Consumption and Withdrawal: Confounding Variables in Quantitative Cerebral Perfusion Studies. Radiology. 227 (1), 129-135 (2003).
  45. Baek, S. U., et al. Diurnal change of retinal vessel density and mean ocular perfusion pressure in patients with open-angle glaucoma. PLOS ONE. 14 (4), 0215684(2019).
  46. Müller, V. C., Storp, J. J., Kerschke, L., Nelis, P., Eter, N., Alnawaiseh, M. Diurnal variations in flow density measured using optical coherence tomography angiography and the impact of heart rate, mean arterial pressure and intraocular pressure on flow density in primary open-angle glaucoma patients. Acta Ophthalmologica. 97 (6), (2019).
  47. Sarwar, S., et al. Diurnal variation of choriocapillaris vessel flow density in normal subjects measured using optical coherence tomography angiography. International Journal of Retina and Vitreous. 4 (1), 37(2018).
  48. Liu, P., De Vis, J. B., Lu, H. Cerebrovascular reactivity (CVR) MRI with CO2 challenge: A technical review. NeuroImage. 187, 104-115 (2019).
  49. Ting, D. S. W., et al. Optical Coherence Tomographic Angiography in Type 2 Diabetes and Diabetic Retinopathy. JAMA Ophthalmology. 135 (4), 306(2017).
  50. Spaide, R. F., Fujimoto, J. G., Waheed, N. K., Sadda, S. R., Staurenghi, G. Optical coherence tomography angiography. Progress in retinal and eye research. 64, 1-55 (2018).
  51. An, D., et al. Quantitative comparisons between optical coherence tomography angiography and matched histology in the human eye. Experimental Eye Research. 170, 13-19 (2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Obrazowanie OCTAaparat do podawania gaz wg sto szkieletu naczywarunki hiperkapniczne i hiperoksycznenieinwazyjne obrazowanie siatk wkianaliza na poziomie naczy kapilarnychangiogram OCTAocena naczy krwiono nych siatk wki

Powiązane artykuły